Artykuł metodologiczny

Testy preferencji sacharozy i hipofagii wywołanej nowością u szczurów przy użyciu zautomatyzowanego systemu monitorowania spożycia pokarmu

10.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/60953

⸱

8 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Charité Center for Internal Medicine and Dermatology, Department for Psychosomatic Medicine, Charité-Universitätsmedizin, Corporate Member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health, 2Department of Internal Medicine, Helios Clinic, 3Department of Psychosomatic Medicine and Psychotherapy, University Hospital Tübingen, 4Department of Quantitative Health Sciences, University of Massachusetts Medical School

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentowany tutaj jest protokół do badania zachowań podobnych do depresji i anhedonów u szczurów. Łączy dwie dobrze znane metody behawioralne, preferencję sacharozy i testy hipofagii wywołanej nowością, z automatycznym systemem monitorowania spożycia żywności i płynów, aby pośrednio badać zachowanie gryzoni przy użyciu parametrów zastępczych.

Streszczenie

Częstość występowania zaburzeń depresyjnych rośnie na całym świecie, dotykając około 322 milionów osób, podkreślając potrzebę badań behawioralnych na modelach zwierzęcych. W tym protokole, w celu zbadania zachowań podobnych do depresji i anhedonii u szczurów, ustalone testy preferencji sacharozy i hipofagii wywołanej nowością są połączone z automatycznym systemem monitorowania spożycia pokarmu i płynów. Przed badaniem, w paradygmacie preferencji sacharozy, samce szczurów są szkolone przez co najmniej 2 dni, aby spożywać roztwór sacharozy oprócz wody z kranu. Podczas testu szczury są ponownie wystawione na działanie wody i roztworu sacharozy. Zużycie jest rejestrowane co sekundę przez zautomatyzowany system. Stosunek sacharozy do całkowitego spożycia wody (stosunek preferencji sacharozy) jest parametrem zastępczym anhedonii. W teście hipofagii wywołanej nowością samce szczurów przechodzą okres treningowy, w którym są wystawione na smaczną przekąskę. Podczas treningu gryzonie wykazują stabilne podstawowe spożycie przekąsek. W dniu testu zwierzęta są przenoszone z klatek domowych do świeżej, pustej klatki reprezentującej nowe, nieznane środowisko z dostępem do znanej smacznej przekąski. Zautomatyzowany system rejestruje całkowite spożycie i jego podstawową mikrostrukturę (np. opóźnienie w zbliżaniu się do przekąski), zapewniając wgląd w zachowania anhedoniczne i lękowe. Połączenie tych paradygmatów ze zautomatyzowanym systemem pomiarowym zapewnia bardziej szczegółowe informacje, a także większą dokładność dzięki zmniejszeniu błędów pomiarowych. Jednak testy wykorzystują parametry zastępcze i przedstawiają depresję i anhedonię tylko w sposób pośredni.

Wprowadzenie

Średnio, 4,4% światowej populacji cierpi na depresję. Stanowią one 322 miliony ludzi na całym świecie, co stanowi wzrost o 18% w porównaniu z sytuacją sprzed dziesięciu lat1. Według szacunków Światowej Organizacji Zdrowia depresja znajdzie się na drugim miejscu w rankingu lat życia skorygowanych niepełnosprawnością w 2020 roku2. Aby zaradzić rosnącemu rozpowszechnieniu zaburzeń afektywnych i ustanowić nowe strategie interwencyjne, konieczne jest dalsze badanie tego zachowania. Przed badaniem na ludziach i oprócz niego konieczne są badania na zwierzętach.

Stworzono kilka modeli do badania składników zachowania depresyjnego (np. test wymuszonego pływania, test zawieszenia ogona, test preferencji sacharozy i hipofagia wywołana nowością)3,4. Test preferencji sacharozy (SPT) i hipofagia wywołana nowością (NIH) mogą wykryć zachowania podobne do depresji u zwierząt. Testy te same w sobie nie wywołują stanu depresji u gryzoni, ale obrazują ostre zmiany w zachowaniu. Zarówno SPT, jak i NIH oceniają charakterystyczną cechę depresji znaną jako anhedonia, która polega na utracie zainteresowania następującymi: czynnościami nagradzającymi, czynnościami, które kiedyś sprawiały przyjemność jednostce5, oraz jednym aspektem złożonego zjawiska przetwarzania i reagowania na reward6. Oba testy badają reakcję na nagradzający bodziec w postaci smacznego jedzenia. Zakres zużycia służy jako parametr zastępczy dla anhedonia7,8,9.

Wartość testów badających anhedonię jest silnie zależna od dokładnego określenia konsumpcji wynikającej z precyzyjnego pomiaru wagi substancji. Tradycyjnie pomiar ten jest przeprowadzany ręcznie raz przed i raz po teście. Jest to jednak podatne na błędne pomiary z kilku powodów. Po pierwsze, gryzonie mają tendencję do gromadzenia pożywienia, co oznacza, że usuwają pokarm bez natychmiastowego jego spożycia, a następnie chowają je w bezpiecznym miejscu. W związku z tym ta utrata żywności może być uwzględniona w obliczeniach całkowitego spożycia. Po drugie, szczury rozlewają jedzenie i wodę, co powoduje utratę wagi bez odpowiedniego spożycia. Po trzecie, niezamierzona utrata płynu następuje w wyniku obchodzenia się z butelkami poprzez wkładanie i wyjmowanie ich z klatek.

Aby ograniczyć te źródła błędów, połączyliśmy dwa powszechne testy oceniające anhedonię (SPT3,4 i NIH9) z pomiarem spożycia żywności i wody za pomocą automatycznego systemu monitorowania spożycia żywności i płynów. Procedura ta pozwala na dokładne zbadanie spożycia smacznych substancji, a także dostarcza informacji na temat odczuwania przyjemności u szczurów jako cechy zachowania podobnego do depresji. Wyżej wymienione błędy związane z pomiarem ręcznym są redukowane poprzez zastosowanie różnych podejść, które zostaną zilustrowane bardziej szczegółowo w dalszej części.

Aby dostarczyć informacji o mikrostrukturze, automatyczny system monitorowania spożycia używany w tym protokole10 waży żywność (±0,01 g) co sekundę. Stąd stabilna waga jest dokumentowana jako "nie jedzące", a niestabilna waga jako "jedzenie". "Walka" jest definiowana jako zmiana stabilnej wagi przed i po wydarzeniu. Posiłek składa się z jednego lub więcej ataków, a jego minimalna wielkość u szczurów została określona na 0,01 g. U szczurów posiłek jest oddzielony od innego posiłku o 15 minut (wartość znormalizowana). Tak więc spożycie pokarmu uważa się za jeden posiłek, gdy napady wystąpiły w ciągu 15 minut, a zmiana masy ciała jest równa lub większa niż 0,01 g. Parametry posiłku oceniane w tym protokole obejmują czas trwania posiłku, czas spędzony w posiłkach, wielkość ataku, czas trwania walki, czas spędzony w atakach, opóźnienie do pierwszego ataku i liczbę ataków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Opieka nad zwierzętami i procedury eksperymentalne były zgodne z określonymi wytycznymi etycznymi instytucji i zostały zatwierdzone przez państwowy organ ds. badań na zwierzętach.

1. Działanie automatycznego systemu monitorowania

UWAGA: Podczas korzystania z automatycznego systemu monitorowania, ważne jest, aby dokumentować każdą akcję w polu komentarza zawartym w oprogramowaniu bezpośrednio przed akcją. Opis należy wpisać w pole komentarza, a po naciśnięciu przycisku Zapisz zostanie on zapisany z określonym punktem czasowym. Punkty czasowe są istotne podczas analizy danych, ponieważ system rejestruje w sposób ciągły, a do analizy należy wskazać okres zainteresowania.

  1. Instalacja, użytkowanie i konserwacja automatycznego systemu monitorowania
    UWAGA: W tym protokole wykorzystuje się dorosłe samce szczurów Sprague Dawley o wadze 250–300 g (~10 tygodni). Zaleca się trzymanie szczurów w grupach w okresie aklimatyzacji. Warunki środowiskowe powinny być kontrolowane za pomocą następujących parametrów: 12 h/12 h cykl ciemności/światła przy włączonym świetle o godzinie 6:00, wilgotność 45–65% i temperatura 21–23 °C oraz dostęp ad libitum do wody i standardowej diety gryzoni. Codzienna obsługa pozwala zwierzętom przyzwyczaić się do badaczy.
    1. Oddziel szczury tak, aby każde zwierzę miało indywidualną klatkę. Upewnij się, że każdy szczur pozostaje oddzielony podczas protokołu.
    2. Klatki w pomieszczeniach należy wypełnić zwykłą ściółką warstwą o grubości 1–2 cm. Ta (zmniejszona) ilość zmniejsza możliwość zanieczyszczenia mikrowag i lejów samowyładowczych rozlanym płynem, zmniejszając w ten sposób błędy pomiarowe. Dodaj plastikowe rurki (np. kawałek plastikowej rury odpływowej o długości 20 cm i średnicy 8 cm) i gryzienie drewna jako urozmaicenie, pomijając papierowe chusteczki higieniczne, aby zmniejszyć błędy pomiaru.
    3. Przygotuj klatki do automatycznego pomiaru spożycia pokarmu stałego i płynnego, mocując dwa zamknięte mocowania klatki z mikrowagami do specjalnie wykonanych otworów w przedniej części klatek. Umieść dwa puste zbiorniki na uchwytach klatki, jeden na karmę i jeden na butelkę.
      UWAGA: Mikrowagi są podłączone za pomocą do systemu rejestrującego podłączonego do komputera, a odpowiednie oprogramowanie jest instalowane na komputerze.
    4. Aby rozpocząć nagrywanie, otwórz "Monitor" i naciśnij "Start", a następnie wybierz miejsce, w którym chcesz zapisać dane.
    5. Korzystając z funkcji kalibracji (naciśnij "Kalibruj") automatycznego systemu monitorowania wlotu, skalibruj każdą wagę, wyjmując leje i umieszczając dwa różne wzorce masy na mocowaniach klatek z wagami. Rób to w regularnych odstępach czasu (zalecany jest tydzień).
    6. Napełnij całkowicie jeden zbiornik karmą (~100 g) i usuń kawałki karmy i kruszonki, które są zbyt małe. Wlej wodę do butelki (~100 ml) i umieść ją w drugim zbiorniku.
    7. Udokumentuj położenie jedzenia i wody (np. równowaga 1: zwierzę pokarmowe 1, równowaga 2: zwierzę wodne 1).
    8. Umieść szczura w klatce i otwórz wszystkie bramy uchwytów klatki, aby mógł jeść i pić ad libitum.
      UWAGA: Aby uzyskać dokładny pomiar, konieczna jest codzienna konserwacja wag i zbiorników, delikatnie czyszcząc szczotką z rozlania i usuwając drobne okruchy jedzenia z pojemnika na żywność. To znacznie zmniejszy błędne pomiary. Zamknij wszystkie bramy podczas codziennej konserwacji.
  2. Uzyskiwanie dostępu do danych po zakończeniu eksperymentów
    1. Wyszukaj w polu komentarza początkowe i końcowe punkty czasowe okresu (np. szkolenia, testu), który należy przeanalizować.
    2. Kliknij "Wyświetl dane" w oprogramowaniu, aby otworzyć przeglądarkę danych.
    3. Wstaw punkty czasowe w polach poniżej "Czas rozpoczęcia" i "Czas zakończenia". Naciśnij kwadrat w lewym górnym rogu wskazujący saldo, w którym zarejestrowano informacje.
    4. Kliknij "Sumy PSC", aby uzyskać dostęp do danych mikrostruktury. Naciśnij przycisk "Eksportuj tabelę PSC", aby wyeksportować dane.
      UWAGA: Aby porównać mikrostrukturę poszczególnych zwierząt (np. niezestresowanych i zestresowanych) za pomocą automatycznego monitorowania, poszczególne zwierzęta można wybrać w "Przeglądarce danych", naciskając odpowiedni kwadrat w lewym górnym rogu. Sumy PSC pokazują tylko mikrostrukturę wybranego zwierzęcia. Za pomocą systemu nie można przeprowadzić analizy statystycznej. Dane należy wyodrębnić do arkusza kalkulacyjnego/oprogramowania do analizy.

2. Przeprowadzenie testu preferencji sacharozy

  1. Prowadzenie stażu
    UWAGA: Przed badaniem zwierzęta muszą być przyzwyczajone do dostępności dwóch butelek na płyny na lejach samowyładowczych przez bramki, podczas gdy jedzenie powinno być dostarczane z górnej części klatek (ustawienie jest pokazane w Rysunek 1). Ten okres szkolenia powinien trwać co najmniej 2 dni. Wykonywany jest w klatkach domowych w pomieszczeniu, w którym trzymane są zwierzęta.
    1. Zamknij wszystkie bramy. Wyjmij butelkę z wodą i pojemnik na żywność z mikrowag.
    2. Umieść wstępnie zważoną żywność (~50 g) na górze klatki i codziennie dokumentuj jej wagę za pomocą zwykłej wagi, aby ocenić dzienne spożycie żywności. W razie potrzeby uzupełnij.
    3. Wyczyść butelkę czystą wodą i napełnij ją około 100 ml wody. Umieść go z powrotem na zbiorniku.
    4. Napełnij drugą czystą butelkę 100 ml świeżo przygotowanego 1% roztworu sacharozy. Umieść go na zbiorniku.
      UWAGA: Dokładnie oznacz butelki i udokumentuj ich lokalizacje (np. równowaga 1: zwierzę wodne 1, równowaga 2: zwierzę w roztworze sacharozy 1).
    5. Otwórz wszystkie bramy. Udokumentuj rozpoczęcie szkolenia w systemie monitorowania. Pozostaw bramki otwarte na 24 godziny, co spowoduje dostęp ad libitum do obu butelek. Po 24 godzinach zamknij bramki i udokumentuj zakończenie szkolenia. Dane z interwału 24 h mogą być oceniane za pomocą automatycznego systemu monitorowania poprzez wstawienie "czasu rozpoczęcia" i "czasu zakończenia". Procedury są takie same, gdy oceniany jest 1-godzinny odstęp między testami.
    6. Czyść i napełniaj butelki co 24 godziny. Codziennie przygotowuj świeży 1% roztwór sacharozy. Codziennie zmieniaj położenie butelki z wodą i roztworem sacharozy, aby uniknąć efektów przyzwyczajenia.
      UWAGA: Trening u wszystkich zwierząt należy przeprowadzić przez co najmniej 48 godzin, aż proporcje preferencji osiągną ~1. Stosunek preferencji sacharozy jest oceniany bezpośrednio po treningu za pomocą "Przeglądarki danych". Oblicza się go jako stosunek spożycia sacharozy do całkowitego spożycia (woda plus sacharoza).
    7. Na 24 godziny przed badaniem należy wyjąć butelkę z roztworem sacharozy, aby szczur miał dostęp tylko do standardowej karmy i wody.
    8. Przygotuj jedną świeżą butelkę wypełnioną wodą z kranu i jedną wypełnioną 1% roztworem sacharozy, obie o pojemności ~100 ml.
    9. Przed testowaniem zamknij wszystkie bramy.
    10. Wyjmij butelkę wypełnioną wodą z kranu z leja i umieść dwie świeże butelki, jedną wypełnioną wodą z kranu, a drugą wypełnioną 1% roztworem sacharozy, na zbiorniku.
    11. Otwórz wszystkie bramki, udokumentuj rozpoczęcie testu w systemie monitoringu. Pozostaw bramy otwarte na 60 minut. Zamknij bramki po 60 minutach i udokumentuj koniec testu.
    12. Oceń dane (np. stosunek spożycia sacharozy do całkowitego spożycia płynów).
      UWAGA: Test można powtórzyć kilka razy z przerwami treningowymi (co najmniej 2 dni) pomiędzy nimi.

3. Wdrożenie testu hipofagii wywołanej nowością

  1. Prowadzenie stażu
    UWAGA: Przed testowaniem zalecany jest codzienny 30-minutowy okres treningu trwający 5 dni (konfiguracja jest pokazana w Rysunek 2). Celem jest osiągnięcie stabilnego poziomu wyjściowego spożycia smacznych przekąsek przed eksperymentem. Wykonywany jest w klatkach domowych w pomieszczeniu, w którym trzymane są zwierzęta.
    1. Zamknij wszystkie zasuwy i wyjmij lej zasypowy ze standardowym zbiornikiem.
    2. Napełnij świeży zbiornik smaczną przekąską (~50 g). Ostrożnie włóż krakersy do leja, aby zapobiec kruszeniu się. Umieść lej samowyładowczy na uchwycie klatkowym na górze mikrowagi.
    3. Otwórz bramki na 30 minut, aby szczur miał ad libitum dostęp do przekąski i wody. Udokumentuj rozpoczęcie szkolenia w systemie monitorowania.
      UWAGA: Szczur nie powinien mieć dostępu do standardowej karmy w okresie treningu.
    4. Zamknij bramki po 30 minutach i udokumentuj koniec szkolenia w systemie monitoringu. Zastąp przekąskę standardową karmą.
    5. Powtarzaj to codziennie, aż 1) zostanie osiągnięte stabilne wyjściowe spożycie smacznych przekąsek (np. 1,5–2,0 g/30 min) i 2) spożycie nie różni się statystycznie między dniami treningowymi.
  2. Wykonanie testu hipofagii wywołanej nowością
    1. Przygotuj pustą, świeżo oczyszczoną klatkę bez ściółki lub wzbogacenia podłączoną do automatycznego systemu monitorowania spożycia pokarmu. Umieść lej z butelką wody z kranu i lejem z smaczną przekąską na mocowaniach klatki.
      UWAGA: Nowa klatka powinna być umieszczona w tym samym pomieszczeniu, w którym szczury są przetrzymywane i prowadzone jest szkolenie. Nie zamykaj bram.
    2. Wyjmij szczura z klatki domowej i umieść w nowej klatce.
    3. Otwórz wszystkie bramki na 30 minut. Udokumentuj rozpoczęcie testów w systemie monitorowania.
      UWAGA: W ciągu 30 minut dostępu do przekąski wielkość spożycia przekąski i podstawowe parametry mikrostruktury (np. opóźnienie do pierwszego posiłku) są rejestrowane za pomocą automatycznego systemu monitorowania spożycia pokarmu.
    4. Zamknij bramki po 30 minutach i udokumentuj koniec testów. Umieść szczura z powrotem w klatce domowej.
      UWAGA: Test można powtórzyć kilka razy z przerwami treningowymi (co najmniej 5 dni) pomiędzy nimi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Do sprawdzenia rozkładu danych wykorzystano test Kołmogorowa-Smirnowa. W przypadku rozkładu normalnego danych zastosowano testy t-Studenta, a w przeciwnym razie test U Manna-Whitneya. Do porównywania wielu grup o rozkładzie normalnym zastosowano jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) z następującym po niej testem post-hoc Tukeya. W przypadkach rozkładu nienormalnego zastosowano jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) z następującym po niej testem porównań wielokrotnych Dunna. Różnice między grupami uznano za istotne...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Testy preferencji sacharozy i hipofagii wywołanej nowością to dwie uznane techniki oceny anhedonii u szczurów. Ich połączenie z automatycznym systemem monitorowania spożycia pokarmu pozwala na bardziej szczegółową analizę u niezakłóconych szczurów i zmniejsza liczbę błędnych pomiarów.

Częstość występowania błędów jest zmniejszana dzięki różnym podejściom. Po pierwsze, aby rozwiązać problem błędu powstałego w wyniku rozlania, szczelina między zbiornikiem na żywność a zasuwą umożliwia opadanie o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

A.S. jest konsultantem dla firm A & r Berlin, Boehringer-Ingelheim, Takeda i Schwabe. Nie występuje konflikt interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Niemiecką Fundację Badawczą (STE 1765/3-2) oraz Finansowanie Uniwersytetu Charité (UFF 89/441-176, A.S.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Montaż LH Cage Mount - RAT-FOOD - zawiera Uchwyt na klatkę ze stali nierdzewnej, lej samowyładowczy, blokadę, sprzęgłoResearch Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USABCMPRF01
Montaż LH Cage Mount unplugged - RAT - FOOD zawiera uchwyt na klatkę ze stali nierdzewnej, lej, blokadę, odłączony adapter, sprzęgłoResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nowy Brunszwik, NJ, USABCMUPRF01
klatka z 2 otworami - RAT - klatka modyfikowana kostiumami - zawiera górną część klatki i standardową butelkę na wodęResearch Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USABCR02pojedyncza obudowa
Gromadzenie danych Laptop Windows - skonfigurowany z oprogramowaniem BioDAQResearch Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USAWzbogacenie BLT003
(plastikowe rurki, gryzące drewno)dystrybuowane przez zakład
HoneyMaid Graham Cracker CrumbsNabisco, East Hanover, NJ, USAASIN:smaczna przekąska B01COWTA98 do testu NIH
stojak polimerowy o niskich wibracjachResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nowy Brunszwik, NJ, USABrackr samiec
Sprague Dawley szczuryEnvigo Kodzamówienia: 002
Model #2210 32-portowy kontroler centralny BioDAQ - zawiera i zestawkalibracyjnyResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nowy Brunszwik, NJ, Stany ZjednoczoneBCC32_03
Kontroler czujników peryferyjnych - zawieraResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nowy Brunszwik, NJ, USABPSC01
SigmaStat 3.1Systat Software, San Jose, CA, USAAnaliza statystyczna
Bloker ze stali nierdzewnejResearch Diets, Inc., Jules Lane, Nowy Brunszwik, NJ, USABBLKR
standardowa dieta dla gryzoni z 10 kcal% tłuszczuResearch Diets, Inc., Jules Lane, New Brunswick, NJ, USAD12450B
sacharoza w proszkuRoth4621.1do SPT
dla zwierząt

Bibliografia

  1. World Health Organization. Depression. , Available from: https://www.who.int/health-topics/depression (2018).
  2. Reddy, M. S. Depression: the disorder and the burden. Indian Journal of Psychological Medicine. 32 (1), 1-2 (2010).
  3. Cryan, J. F., Mombereau, C. In search of a depressed mouse: utility of models for studying depression-related behavior in genetically modified mice. Molecular Psychiatry. 9 (4), 326-357 (2004).
  4. Overstreet, D. H. Modeling depression in animal models. Methods in Molecular Biology. 829, 125-144 (2012).
  5. Moreau, J. -L. Simulating the anhedonia symptom of depression in animals. Dialogues in Clinical Neuroscience. 4 (4), 351-360 (2002).
  6. Scheggi, S., De Montis, M. G., Gambarana, C. Making Sense of Rodent Models of Anhedonia. The International Journal of Neuropsychopharmacology. 21 (11), 1049-1065 (2018).
  7. Liu, M. Y., et al. Sucrose preference test for measurement of stress-induced anhedonia in mice. Nature Protocol. 13 (7), 1686-1698 (2018).
  8. Serchov, T., van Calker, D., Biber, K. Sucrose Preference Test to Measure Anhedonic Behaviour in Mice. Bio-Protocol. 6 (19), 1958(2016).
  9. Dulawa, S. C., Hen, R. Recent advances in animal models of chronic antidepressant effects: the novelty-induced hypophagia test. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (4-5), 771-783 (2005).
  10. Teuffel, P., et al. Treatment with the ghrelin-O-acyltransferase (GOAT) inhibitor GO-CoA-Tat reduces food intake by reducing meal frequency in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 66 (4), 493-503 (2015).
  11. Binder, E. B., Nemeroff, C. B. The CRF system, stress, depression and anxiety-insights from human genetic studies. Molecular Psychiatry. 15 (6), 574-588 (2010).
  12. Marques, M. D., Waterhouse, J. M. Masking and the evolution of circadian rhythmicity. Chronobiology International. 11 (3), 146-155 (1994).
  13. Valentinuzzi, V. S., et al. Locomotor response to an open field during C57BL/6J active and inactive phases: differences dependent on conditions of illumination. Physiology and Behavior. 69 (3), 269-275 (2000).
  14. Madiha, S., Haider, S. Curcumin restores rotenone induced depressive-like symptoms in animal model of neurotoxicity: assessment by social interaction test and sucrose preference test. Metabolic Brain Disorder. 34 (1), 297-308 (2019).
  15. Strouthes, A. Thirst and saccharin preference in rats. Physiology and Behavior. 6 (4), 287-292 (1971).
  16. Inui-Yamamoto, C., et al. Taste preference changes throughout different life stages in male rats. PloS One. 12 (7), 0181650(2017).
  17. Commons, K. G., Cholanians, A. B., Babb, J. A., Ehlinger, D. G. The Rodent Forced Swim Test Measures Stress-Coping Strategy, Not Depression-like Behavior. ACS Chemical Neuroscience. 8 (5), 955-960 (2017).
  18. Slattery, D. A., Cryan, J. F. Using the rat forced swim test to assess antidepressant-like activity in rodents. Nature Protocols. 7 (6), 1009-1014 (2012).
  19. Cryan, J. F., Mombereau, C., Vassout, A. The tail suspension test as a model for assessing antidepressant activity: review of pharmacological and genetic studies in mice. Neuroscience and Biobehavioral Review. 29 (4-5), 571-625 (2005).
  20. Can, A., et al. The tail suspension test. Journal of Visualized Experiments. (59), e3769(2012).
  21. Chadman, K. K., Yang, M., Crawley, J. N. Criteria for validating mouse models of psychiatric diseases. American Journal of Medical Genetics B Neuropsychiatric Genetics. 150 (1), 1-11 (2009).
  22. Powell, T. R., Fernandes, C., Schalkwyk, L. C. Depression-Related Behavioral Tests. Current Protocols in Mouse Biology. 2 (2), 119-127 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Test preferencji sacharozywsp czynnik preferencji sacharozyocena anhedoniispo ycie smacznych przek sekanaliza mikrostruktury spo yciagryzonie modele depresjiprotok test w behawioralnych

Powiązane artykuły