Opisujemy protokół oceny morfologii i funkcji serca u dorosłych ryb pręgowanych za pomocą echokardiografii o wysokiej częstotliwości. Metoda umożliwia wizualizację pracy serca i późniejsze ilościowe określenie parametrów funkcjonalnych, takich jak tętno (HR), pojemność minutowa serca (CO), ułamkowa zmiana obszaru (FAC), frakcja wyrzutowa (EF) oraz prędkości napływu i odpływu krwi.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Echokardiografia ultradźwiękowa wysokiej częstotliwości w celu oceny czynności serca danio pręgowanego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Danio rerio danio pręgowany (Danio rerio) stał się bardzo popularnym organizmem modelowym w badaniach sercowo-naczyniowych, w tym nad chorobami serca u ludzi, głównie ze względu na jego embrionalną przezroczystość, podatność genetyczną i łatwość w szybkich, wysokoprzepustowych badaniach. Jednak utrata przezroczystości ogranicza analizę funkcji serca w wieku dorosłym, co komplikuje modelowanie chorób serca związanych z wiekiem. Aby przezwyciężyć takie ograniczenia, ultrasonografia ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości u danio pręgowanego staje się realną opcją. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół oceny czynności serca u dorosłych danio pręgowanego za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii z wykorzystaniem ultradźwięków o wysokiej częstotliwości. Metoda umożliwia wizualizację i analizę wymiaru serca danio pręgowanego oraz ilościowe określenie ważnych parametrów funkcjonalnych, w tym częstości akcji serca, objętości wyrzutowej, pojemności minutowej serca i frakcji wyrzutowej. W tej metodzie ryby są znieczulane i trzymane pod wodą, a po zabiegu można je odzyskać. Chociaż ultradźwięki o wysokiej częstotliwości są kosztowną technologią, ta sama platforma obrazowania może być stosowana dla różnych gatunków (np. myszy i danio pręgowanego) poprzez dostosowanie różnych przetworników. Echokardiografia danio pręgowanego jest solidną metodą fenotypowania serca, przydatną w walidacji i charakterystyce modeli chorób, szczególnie chorób o późnym początku; badania przesiewowe na obecność narkotyków; oraz badania nad uszkodzeniem serca, rekonwalescencją i zdolnościami regeneracyjnymi.
Wprowadzenie
Danio rerio (Danio rerio) to sprawdzony model kręgowców do badań nad procesami rozwojowymi i chorobami ludzkimi1. Danio pręgowany ma wysokie podobieństwo genetyczne do ludzi (70%), podatność genetyczną, wysoką płodność i przezroczystość optyczną podczas rozwoju embrionalnego, co umożliwia bezpośrednią analizę wzrokową narządów i tkanek, w tym serca. Pomimo posiadania tylko jednego przedsionka i jednej komory, serce danio pręgowanego (ryc. 1) jest fizjologicznie podobne do czterokomorowych serc ssaków. Co ważne, tętno danio pręgowanego, morfologia elektrokardiogramu i kształt potencjału czynnościowego bardziej przypominają ludzkie niż mysie2. Te cechy sprawiły, że danio pręgowany stał się doskonałym modelem do badań sercowo-naczyniowych i dostarczył ważnych informacji na temat rozwoju serca3,4, regeneration5 i stany patologiczne1,3,4, w tym miażdżyca, kardiomiopatie, zaburzenia rytmu serca, wrodzone choroby serca i amyloidowy łańcuch lekki Kardiotoksyczność1,4,6. Ocena czynności serca była możliwa w fazie embrionalnej (1 dzień po zapłodnieniu) dzięki bezpośredniej analizie wideo przy użyciu szybkiej wideomikroskopii7,8. Jednak danio pręgowany traci przezroczystość poza stadium embrionalnym, co ogranicza ocenę funkcjonalną normalnych dojrzałych serc i późnych chorób serca. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, echokardiografia została z powodzeniem zastosowana jako nieinwazyjna alternatywa obrazowania w czasie rzeczywistym o wysokiej rozdzielczości do oceny funkcji serca dorosłego danio pręgowanego9,10,11,12,13,14,15.
U danio pręgowanego serce znajduje się brzusznie w jamie piersiowej bezpośrednio za skrzelami, a przedsionek znajduje się grzbietowo do komory. Przedsionek zbiera krew żylną z zatoki żylnej i przenosi ją do komory, gdzie jest dalej pompowana do opuszki tętniczej (ryc. 1). W tym miejscu opisujemy fizjologiczny, podwodny protokół oceny czynności serca u dorosłych danio pręgowanego za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii przy użyciu liniowej sondy ultradźwiękowej o częstotliwości środkowej 50 MHz do obrazowania w trybie B z rozdzielczością 30 μm. Ponieważ fale ultradźwiękowe mogą łatwo przemieszczać się w wodzie, utrzymywanie bliskiej odległości między rybą a sondą skanującą pod wodą zapewnia wystarczającą powierzchnię kontaktu do wykrywania serca bez potrzeby stosowania żelu ultradźwiękowego i jest ogólnie mniej stresujące dla ryb. Chociaż kilku autorów zgłosiło alternatywne systemy echokardiografii danio pręgowanego9,12,13, tutaj przedstawiamy ogólną i najczęściej używaną konfigurację, która ma zastosowanie do ultradźwięków o wysokiej częstotliwości u zwierząt.
Metoda pozwala na obrazowanie serca dorosłego danio pręgowanego w wysokiej rozdzielczości, śledzenie struktur serca i kwantyfikację prędkości szczytowych na podstawie dopplerowskich pomiarów przepływu krwi. Pokazujemy wiarygodną kwantyfikację in vivo ważnych parametrów skurczowych i rozkurczowych, takich jak frakcja wyrzutowa (EF), frakcyjna zmiana obszaru (FAC), komorowy napływ i odpływ krwi, tętno (HR) i rzut serca (CO). Przyczyniamy się do ustalenia wiarygodnego zakresu normalnych, zdrowych, dorosłych dorosłych ryb danio pręgowanych, parametrów czynnościowych i wymiarowych, aby umożliwić bardziej precyzyjną ocenę stanów patologicznych. Ogólnie rzecz biorąc, zapewniamy solidną metodę oceny funkcji serca u danio pręgowanego, która okazała się niezwykle przydatna w tworzeniu i walidacji modeli chorób serca danio pręgowanego6,16, uraz serca i rekonwalescencja10,13 i regeneration11,12, i może być dalej wykorzystywany do oceny potencjalnych leków.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury dotyczące danio pręgowanego zostały zatwierdzone przez nasz Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania i są zgodne z Ustawą USDA o Dobrostanie Zwierząt.
1. Konfiguracja eksperymentalna
- Konfiguracja platformy do pozyskiwania obrazów
- Za pomocą małych nożyczek lub skalpela wykonaj nacięcie na gąbce w pozycji godziny 12, aby przytrzymać rybę podczas skanowania. Umieść gąbkę w szklanym pojemniku (Rysunek 2A).
UWAGA: Położenie nacięcia powinno zapewniać wystarczająco dużo miejsca na przesunięcie przetwornika, a także na utrzymanie ryby poniżej linii wodnej, gdy platforma jest przechylona w celu skanowania (Rysunek 2). Nacięcie może się różnić w zależności od wielkości ryby; Jednak w przypadku standardowego rozmiaru i wagi nacięcie powinno mieć wymiary około 2,5 cm x 0,7 cm x 0,5 cm (odpowiednio długość, szerokość i głębokość). Szklany pojemnik powinien mieć co najmniej 6 cm głębokości, aby uniknąć wycieku wody podczas obrazowania ryby. - Przymocuj szklane pudełko zawierające gąbkę do platformy ultradźwiękowej, na przykład za pomocą taśmy dwustronnej. Upewnij się, że szklane pudełko znajduje się na środku platformy i jest mocno przymocowane (Rysunek 2B).
- Przechyl platformę do przodu o około 30° za pomocą pokrętła po lewej stronie uchwytu platformy (Rysunek 2B). Napełnij szklany kwadrat 200-250 ml wody z systemu rybnego zawierającej 0,2 mg/ml metanosulfonianu trikainy (MS222).
UWAGA: Trikaina może być przygotowana jako roztwór podstawowy o stężeniu 4 mg/ml w Tris 40 mM pH 7 i dalej rozcieńczana do pożądanego stężenia w wodzie z systemem rybnym; Stwierdzono, że 0,2 mg/ml jest najlepszym stężeniem16. Roztwór podstawowy trikainy o stężeniu 4 mg/ml może być przechowywany przez długi czas w temperaturze -20 °C lub w temperaturze 4 °C przez jeden miesiąc. - Włóż przetwornik do uchwytu mikromanipulatora na roboczej stacji kolejowej, obracając wycięcie przetwornika w kierunku operatora. Utrzymuj tablicę równolegle do podłoża, stroną roboczą wzdłużnie w stosunku do stolika (patrz Rysunek 2B). Pozostaw wystarczająco dużo miejsca (10 cm po obu stronach), aby teraz połączony system szyny przetwornika mógł poruszać się wzdłuż osi x i y.
- Zaloguj się do oprogramowania sterującego i wybierz Mysz (mała) Naczyniowa. Utwórz nowe badanie, a także nową serię dla każdego zwierzęcia uwzględnionego w badaniu. Znajdź przycisk nowego badania znajdujący się w lewym dolnym rogu ekranu na stronie przeglądarki (widok uruchamia się w trybie B).
- Za pomocą małych nożyczek lub skalpela wykonaj nacięcie na gąbce w pozycji godziny 12, aby przytrzymać rybę podczas skanowania. Umieść gąbkę w szklanym pojemniku (Rysunek 2A).
2. Obchodzenie się z rybami
UWAGA: Danio pręgowany użyty w tym badaniu to dorosłe, 11-miesięczne samce dzikiego szczepu AB/Tuebingen (AB/TU). Danio pręgowany utrzymywano w samodzielnym systemie akwariowym przepływowym w temperaturze 28 °C w stałym cyklu świetlnym ustawionym na 14 godzin światła/10 godzin ciemności. Danio pręgowany karmiono dwa razy dziennie krewetkami solankowymi (Artemia nauplii) i suchymi płatkami pokarmowymi.
- Za pomocą siatki na ryby przenieś rybę do małego zbiornika zawierającego wodę systemową z 0,2 mg/ml trikainy. Poczekaj, aż ryba zostanie w pełni znieczulona (bez ruchu i bez reakcji na dotyk).
- Za pomocą plastikowej łyżeczki delikatnie i szybko przenieś rybę do szklanego pudełka zawierającego gąbkę do wcześniej wykonanego nacięcia brzuszną stroną ryby skierowaną do góry.
UWAGA: Upewnij się, że głowa ryby jest skierowana w stronę operatora (w tym samym kierunku co wycięcie przetwornika) i na nieco wyższym poziomie w porównaniu z resztą ciała, aby uzyskać lepszą wizualizację serca. - Delikatnie opuść przetwornik (zachowując jego pierwotną pozycję) za pomocą uchwytu na systemie szynowym, umieszczając go wzdłużnie i blisko brzusznej strony ryby, z wycięciem przetwornika skierowanym w stronę operatora. Pozostaw 2-3 mm (nie więcej niż 1 cm) odstępu od ryby. Dostosuj platformę względem przetwornika za pomocą mikromanipulatora we wszystkich 3 osiach, aż do wizualizacji serca ryby, a następnie rozpocznij akwizycję obrazu. Kąt przetwornika nie powinien być zmieniany podczas całej akwizycji obrazu (Rysunek 2C).
UWAGA: Dopóki odległość jest wystarczająca (do 1 cm), woda na wierzchu ryby zapewni powierzchnię kontaktu poprzez napięcie powierzchniowe cieczy, które umożliwia przenoszenie fal ultradźwiękowych między sondą a rybą. Dlatego nie ma potrzeby dociskania przetwornika do ryby. Spróbuj wykonać ten krok i zakończyć skanowanie w czasie krótszym niż 3 minuty, aby zapobiec śmierci ryb lub spadkowi tętna podczas akwizycji obrazu. W razie potrzeby użyj timera. Serce znajduje się w górnej części ekranu w kierunku lewej strony oka, co można łatwo zwizualizować, przesuwając oś x maksymalnie w prawo. Jeśli nadal występują trudności ze znalezieniem serca w trybie B, przełącz się na kolorowy tryb Dopplera, który pozwoli śledzić przepływ krwi (kolor czerwony oznacza krew płynącą w kierunku operatora) i zlokalizować serce.
3. Akwizycja obrazu
UWAGA: Zobacz Tabelę materiałów dla systemu obrazowania i oprogramowania do analizy obrazu.
- Widok wzdłużny Tryb B
- Po zlokalizowaniu serca wybierz lub pozostań w trybie B (znajdującym się w lewym dolnym rogu ekranu dotykowego po zainicjowaniu nowej serii) i zmniejsz pole, aby powiększyć i przyjrzeć się bliżej sercu w celu łatwiejszego śledzenia podczas analizy.
- Aby uzyskać bliższy i wyraźniejszy widok serca podczas akwizycji obrazu w trybie B-Mode, zmniejsz pole przez powiększenie. Użyj ekranu dotykowego, aby ręcznie zawęzić pole zarówno na osi x, jak i y.
- W razie potrzeby popraw jakość/kontrast obrazu, ustawiając zakres dynamiki na 45-50 dB. Przejdź do elementów sterujących trybu B w opcji Więcej elementów sterujących, a następnie zapisz zmianę w ustawieniach wstępnych trybu. Stuknij opcję Ustawienia wstępne trybu, aby wybrać zoptymalizowane ustawienie akwizycji obrazu za każdym razem przed rozpoczęciem obrazowania nowej serii.
- Zrób tyle zdjęć, ile chcesz, w płaszczyźnie osi długiej, wybierając opcję Zapisz obraz.
UWAGA: Bardziej szczegółowe informacje i zasoby szkoleniowe dotyczące pozyskiwania obrazów można znaleźć na stronach https://www.visualsonics.com/product/software/vevo-lab i https://www.visualsonics.com/Learning-hub-online-video-training-our-users
- Widok podłużny Fala pulsu
- Przełącz się na Color Doppler, aby wykrywać przepływ krwi (wybierz przycisk Kolor) i akwizycję (znajduje się w lewym dolnym rogu ekranu dotykowego po zainicjowaniu nowej serii).
- Za pomocą ekranu dotykowego ustaw kwadrant na górze zastawki przedsionkowo-komorowej i zlokalizuj dopływ, który zostanie wyróżniony sygnałem koloru czerwonego (Rysunek 3A). Zmniejsz obszar kwadrantu tak bardzo, jak to możliwe, aby zwiększyć liczbę klatek na sekundę.
UWAGA: Zmniejsz częstotliwość powtarzania impulsów kolorów (Color PRF) (zakres prędkości), aby upewnić się, że żółty kolor jest widoczny w profilu prędkości obrazu Color Doppler. Zwiększy to zakres prędkości, które można zobaczyć i pomoże stworzyć mozaikę kolorów, która pozwoli wyraźniej zobrazować prędkości szczytowe. - Aktywuj falę tętna (wybierz PW) Tryb Dopplera, aby pobrać próbkę prędkości napływu krwi w komorach. Umieść bramkę objętości próbki na środku zastawki przedsionkowo-komorowej (gdzie sygnał koloru czerwonego staje się bardziej żółtawy), aby wykryć maksymalną prędkość przepływu. Dostosuj kąt PW na ekranie palcami, aby wyrównał się z kierunkiem napływu krwi. Naciśnij przycisk start lub aktualizuj, aby rozpocząć pobieranie próbek prędkości krwi wpływającej do komory.
UWAGA: Upewnij się, że linia pod odpowiednim kątem jest równoległa do przepływu krwi, aby zapewnić spójne i powtarzalne wyniki. Umieszczenie linii pod odpowiednim kątem, tak aby pasowała do kierunku przepływu krwi, zapewni dokładne uchwycenie prędkości. - Powtórz krok 3.2.3, aby określić prędkość odpływu, umieszczając kolorowy kwadrant Dopplera na styku między komorą a bańką (zastawką opuszkowo-komorową) i zlokalizuj przepływ, który zostanie odróżniony przez sygnał koloru niebieskiego (Rysunek 3B). Umieść bramkę objętości próbki tuż przed połączeniem komora-opuszka i wyreguluj linię korekcji kąta, aby dopasować ją do kierunku przepływu krwi.
UWAGA: Jak wspomniano wcześniej, aby uzyskać dokładne wartości prędkości, upewnij się, że kąt PW jest wyrównany z przepływem krwi. - Dostosuj linię bazową (pasek), obniżając ją lub podnosząc w panelu prędkości przepływu, aby całkowicie wykryć i prześledzić piki sygnału (Rysunek 3C,D). Zidentyfikuj piki dopływu w górnym/dodatnim kwadrancie (sygnał idący w kierunku sondy) i piki odpływu w dolnym/ujemnym kwadrancie (sygnał oddalający się od sondy).
4. Odzyskiwanie ryb
- Jak tylko akwizycja obrazu zostanie zakończona, za pomocą łyżeczki przenieś rybę do zwykłej napowietrzonej wody wolnej od tricainy i pozwól rybie dojść do siebie (zwykle potrzeba 30 s do 2 minut, aby wznowić ruch skrzeli i pływanie).
- Aby wspomóc regenerację, kilkakrotnie spryskuj skrzela wodą za pomocą pipety transferowej, aby przyspieszyć napowietrzanie wody i transfer tlenu.
5. Analiza obrazu
- Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu.
- Wybierz obraz i kliknij ikonę przetwarzania obrazu (Rysunek 4). Korzystając z dostępnej skali (Rysunek 4), dostosuj jasność i kontrast obrazu, aby umożliwić wyraźną wizualizację ścian komór lub wzorca przepływu krwi.
- Korzystając z obrazu w trybie B, otwórz listę rozwijaną z opcji PSLAX (długa oś przymostkowa) w pakiecie/pomiarach serca (Rysunek 4). Wybierz ślad LV i prześledź wewnętrzną ścianę komory przy skurczu i rozkurczu, aby uzyskać obszar komory (VA) w skurczu (VA) i rozkurczu (VAd), końcową objętość rozkurczową (EDV) i końcową objętość skurczową (ESV) (Rysunek 5A,B).
UWAGA: Wartości objętości są ekstrapolowane na podstawie obrysów obrazu 2D i mogą odbiegać od elementu 3D. W przypadku wszystkich pomiarów należy uśrednić co najmniej 3 reprezentatywne cykle pracy serca na zwierzę. - Zwróć uwagę na objętość skokową i frakcję wyrzutową, które zostaną automatycznie obliczone i wyświetlone przez oprogramowanie.
UWAGA: Objętość wyrzutową i frakcję wyrzutową można również obliczyć ręcznie za pomocą wzorów
SV = EDV-ESV
EF = (EDV-ESV)/EDV
gdzie SV to objętość wyrzutowa, EDV to objętość końcowa rozkurczowa, ESV to końcowa objętość skurczowa, a EF to frakcja wyrzutowa - Oblicz ułamkową zmianę obszaru za pomocą wzoru
FAC = (VAd - VAs)/ VAd
gdzie FAC to ułamkowa zmiana obszaru, VAd to obszar komorowy w rozkurczu, a VAs to obszar komorowy w skurczu. - Oblicz rzut serca za pomocą wzoru
CO = HR x SV
gdzie CO to pojemność minutowa serca, HR to tętno, a SV to objętość wyrzutowa - Korzystając z obrazu w trybie Dopplera fali pulsacyjnej, zmierz prędkość dopływu krwi, wybierając opcję MV Flow pod pakietem kardiologicznym (Rysunek 4). Wybierz E lub A odpowiednio dla wczesnego i późnego rozkurczu i określ prędkości szczytowe na wykresie (Rysunek 3C).
- Zmierz prędkość odpływu krwi, wybierając Przepływ AoV i określ piki na śledzeniu (Rysunek 3D).
- Zmierz tętno przy użyciu 2 różnych metodologii, aby uzyskać bardziej wiarygodną ocenę:
- Gdy serce zostanie zobrazowane na ekranie podczas akwizycji obrazu, policz uderzenia w ciągu 10 sekund i pomnóż je przez 6.
- Korzystając z obrazu Dopplera fali tętna w oprogramowaniu Vevo LAB, wybierz przycisk tętna i śledź odstępy między 3 kolejnymi szczytami przepływu aorty (Rysunek 4 i Rysunek 6).
- Aby wyeksportować dane do arkusza kalkulacyjnego po prześledzeniu LV i szczytów przepływu krwi, kliknij raport | eksport | zapisz jako | excel.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opisany protokół umożliwia pomiar istotnych parametrów wymiarowych i funkcjonalnych serca, analogicznie do techniki stosowanej w echokardiografii u ludzi i zwierząt. Obrazy w trybie B-mode pozwalają na odrysowanie wewnętrznej ściany komory w skurczu i rozkurczu (Rycina 5) oraz uzyskanie danych wymiarowych, takich jak wymiary jam i ścian, oraz danych funkcjonalnych, takich jak częstość akcji serca, objętość wyrzutowa i rzut serca, a także parametrów funkcji sk...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Opisano systematyczną metodę obrazowania echokardiograficznego i oceny funkcji serca u dorosłych ryb danio pręgowanego. Echokardiografia jest jedyną dostępną nieinwazyjną i najbardziej niezawodną metodą obrazowania serca i analizy funkcjonalnej żywych dorosłych ryb, która staje się coraz bardziej popularna w badaniach sercowo-naczyniowych danio pręgowanego. Ilość potrzebnego czasu jest krótka i pozwala na przeprowadzenie badań wysokoprzepustowych i podłużnych. Istnieją jednak znaczne różnice w stosowanej metodologii i an...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy Fredowi Robertsowi za wsparcie techniczne i korektę manuskryptu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Taśma | |||
| Siatka | |||
| Szklany pojemnik - 100-calowy | |||
| częstotliwości | Fujifilm/VisualSonics | MX700 | Szerokość pasma 29-71 MHz, transmisja środkowa 50 MHz, rozdzielczość osiowa 30 i mikro; m |
| Plastikowa łyżeczka | |||
| Skalpel lub nożyczki | |||
| Małe akwaria | |||
| Gąbka (gąbka kuchenna) | |||
| Pipety transferowe (z podziałką 3 ml) | Samco Scientific | 212 | |
| Tricaine (MS-222) | Sigma-Aldrich | A5040 | |
| Vevo 3100 System obrazowania i stacja obrazowania | Fujifilm/VisualSonics | ||
| Vevo LAB sofware v 1.7.1 | Fujifilm/VisualSonics |
Bibliografia
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! Modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).
- Verkerk, A. O., Remme, C. A. Zebrafish: a novel research tool for cardiac (patho)electrophysiology and ion channel disorders. Frontiers in Physiology. 3, 255(2012).
- Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovascular research. 91 (2), 279-288 (2011).
- Poon, K. L., Brand, T. The zebrafish model system in cardiovascular research: A tiny fish with mighty prospects. Global Cardiology Science and Practise. 2013 (1), 9-28 (2013).
- Jopling, C., et al. Zebrafish heart regeneration occurs by cardiomyocyte dedifferentiation and proliferation. Nature. 464 (7288), 606-609 (2010).
- Mishra, S., et al. Zebrafish model of amyloid light chain cardiotoxicity: regeneration versus degeneration. American Journal of Physiology Heart Circulatory Physiology. 316 (5), H1158-H1166 (2019).
- Shin, J. T., Pomerantsev, E. V., Mably, J. D., MacRae, C. A. High-resolution cardiovascular function confirms functional orthology of myocardial contractility pathways in zebrafish. Physiologycal Genomics. 42 (2), 300-309 (2010).
- Mishra, S., et al. Human amyloidogenic light chain proteins result in cardiac dysfunction, cell death, and early mortality in zebrafish. American Journal of Physiology Heart Circulatory Physiology. 305 (1), H95-H103 (2013).
- Ernens, I., Lumley, A. I., Devaux, Y., Wagner, D. R. Use of Coronary Ultrasound Imaging to Evaluate Ventricular Function in Adult Zebrafish. Zebrafish. 13 (6), 477-480 (2016).
- González-Rosa, J. M., et al. Use of Echocardiography Reveals Reestablishment of Ventricular Pumping Efficiency and Partial Ventricular Wall Motion Recovery upon Ventricular Cryoinjury in the Zebrafish. PLoS One. 9 (12), (2014).
- Huang, C. C., Su, T. H., Shih, C. C. High-resolution tissue Doppler imaging of the zebrafish heart during its regeneration. Zebrafish. 12 (1), 48-57 (2015).
- Kang, B. J., et al. High-frequency dual mode pulsed wave Doppler imaging for monitoring the functional regeneration of adult zebrafish hearts. Journal of the Royal Society Interface. 12 (103), (2015).
- Lee, J., et al. Hemodynamics and ventricular function in a zebrafish model of injury and repair. Zebrafish. 11 (5), 447-454 (2014).
- Sun, L., Lien, C. L., Xu, X., Shung, K. K. In Vivo Cardiac Imaging of Adult Zebrafish Using High Frequency Ultrasound (45-75 MHz). Ultrasound in Medicine and Biology. 34 (1), 31-39 (2008).
- Wang, L. W., Kesteven, S. H., Huttner, I. G., Feneley, M. P., Fatkin, D. High-Frequency Echocardiography- Transformative Clinical and Research Applications in Humans, Mice, and Zebrafish. Circulation Journal. 82 (3), 620-628 (2018).
- Wang, L. W., et al. Standardized echocardiographic assessment of cardiac function in normal adult zebrafish and heart disease models. Disease Models & Mechanisms. 10 (1), 63(2017).
- Lee, L., et al. Functional Assessment of Cardiac Responses of Adult Zebrafish (Danio rerio) to Acute and Chronic Temperature Change Using High-Resolution Echocardiography. PLOS ONE. 11 (1), e0145163(2016).
- Genge, C. E., et al. Reviews of Physiology, Biochemistry and Pharmacology. Nilius, B., et al. 171, Springer International Publishing. 99-136 (2016).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
