Ten protokół opisuje kwantyfikację przenikania ciepła przez próbkę ptaka o płaskiej skórze za pomocą kamery termowizyjnej i kąpieli z gorącą wodą. Metoda pozwala na uzyskanie ilościowych, porównawczych danych na temat wydajności termicznej okrywy włosowej u różnych gatunków przy użyciu wysuszonych próbek płaskiej skóry.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Używanie kamery termowizyjnej do pomiaru strat ciepła przez sierść z ptasich piór
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pióra są niezbędne do izolacji, a tym samym do kosztu termoregulacji u ptaków. Istnieje obszerna literatura na temat kosztów energetycznych termoregulacji u ptaków w różnych okolicznościach ekologicznych. Jednak niewiele badań charakteryzuje się wkładem samych piór w termoregulację. W kilku wcześniejszych badaniach opracowano metody pomiaru wartości izolacyjnej skór zwierzęcych, ale wymagają one destrukcyjnych metod pobierania próbek, które są problematyczne dla ptaków, których pióra nie są równomiernie rozmieszczone na skórze. Potrzeba więcej informacji na temat: 1) jak wpływ piór na termoregulację różni się zarówno u różnych gatunków, jak i w ich obrębie, oraz 2) jak okrywa piór może się zmieniać w czasie i przestrzeni. Przedstawiono tutaj metodę szybkiego i bezpośredniego pomiaru wydajności termicznej sierści z piór i skóry przy użyciu wysuszonych próbek całej skóry, bez konieczności niszczenia próbki skóry. Metoda ta izoluje i mierzy gradient termiczny na sierści piór w sposób, w jaki nie są w stanie tego zrobić pomiary utraty ciepła i kosztów metabolicznych u żywych ptaków, które wykorzystują strategie behawioralne i fizjologiczne do termoregulacji. Metoda wykorzystuje kamerę termowizyjną, która umożliwia szybkie gromadzenie ilościowych danych termicznych w celu pomiaru strat ciepła ze stabilnego źródła przez skórę. Protokół ten można łatwo zastosować do różnych pytań badawczych, ma zastosowanie do wszystkich taksonów ptaków i nie wymaga niszczenia próbki skóry. Wreszcie, projekt przyczyni się do pogłębienia wiedzy na temat znaczenia biernej termoregulacji u ptaków poprzez uproszczenie i przyspieszenie gromadzenia danych ilościowych.
Wprowadzenie
Pióra są cechą charakterystyczną ptaków i pełnią wiele funkcji, wśród których najważniejszą jest izolacja1. Ptaki mają najwyższą średnią temperaturę rdzenia ze wszystkich grup kręgowców, a pióra izolujące je od zmian temperatury otoczenia są istotną częścią bilansu energetycznego, szczególnie w zimnym otoczeniu2. Pomimo znaczenia piór, większość literatury na temat zmian warunków termicznych u ptaków skupia się na reakcjach metabolicznych na zmiany temperatury, a nie na funkcji piór jako izolacji3,4,5,6,7,8,9,10 (więcej szczegółów znajdziesz w Ward et al.)11,12,13. Jednak same pióra mogą się różnić w zależności od czasu, osobników i gatunków.
Przedstawiona tutaj metoda jest przydatna do ilościowego określenia ogólnej wartości termicznej samego okrywy z piór. Usuwa czynniki zakłócające u żywych ptaków, takie jak termoregulacja behawioralna1 i różne ilości tłuszczu izolacyjnego. Bardziej powszechne pomiary wydajności termicznej sierści pierzastej są konieczne, aby lepiej zrozumieć, w jaki sposób pióra przyczyniają się do izolacji i jak zmienia się to między gatunkami i w ich obrębie w całej historii życia i cyklu rocznym ptaków.
Pióra izolują ptaki, zatrzymując powietrze zarówno między skórą a piórami, jak i wewnątrz piór, i tworzą fizyczną barierę dla utraty ciepła14. Pióra składają się z centralnego trzonu pióra, zwanego osadką, z wypustkami zwanymi kolcami14. Barbule to małe, wtórne występy na kolcach, które zazębiają się ze sobą sąsiednimi kolcami, aby "zapiąć" pióro i nadać mu strukturę. Co więcej, pióra puchowe nie mają centralnej osadki i mają niewiele barbul, tworząc w ten sposób luźną, izolacyjną masę zadziorów na skórze14. Płaszcze z piór różnią się w zależności od gatunku15,16, w obrębie gatunku17,18 i wśród porównywalnych osobników2,19,20,21,22,23,24. Istnieje jednak niewiele informacji ilościowych na temat tego, w jaki sposób różnice w liczbie piór, względna obfitość różnych rodzajów piór u ptaka lub zmiany liczby zadziorów/barbul wpływają na ogólną wydajność termiczną sierści z piór. Wcześniejsze badania koncentrowały się na określeniu pojedynczej średniej wartości izolacji i przewodności cieplnej dla danego gatunku11,12,13.
Wiadomo, że okrywa z piór różni się w zależności od gatunku. Na przykład większość ptaków ma wyraźne obszary skóry, z których wyrastają lub nie wyrastają pióra, zwane odpowiednio pterylae i apteria14. Rozmieszczenie skrzydłowych (czasami nazywanych "traktami piór") różni się w zależności od gatunku i ma pewną wartość jako cecha taksonomiczna14. Jednak niektóre ptaki (np. ptaki bezgrzebieniowe i pingwiny) utraciły tę skrzydłowość i mają równomierny rozkład piór na całym ciele14. Dodatkowo, różne gatunki, zwłaszcza te zamieszkujące różne środowiska, mają różne proporcje typów piór15. Na przykład ptaki zamieszkujące chłodniejszy klimat mają więcej pierza puchowego15 i konturują pióra z większą częścią pióropuszkową16 niż gatunki zamieszkujące cieplejsze środowiska.
Mikrostruktura niektórych rodzajów piór może również mieć wpływ na izolację między gatunkami25,26. Lei i in. porównali mikrostrukturę piór konturowych wielu chińskich wróbli wróblowych wróblowych i stwierdzili, że gatunki zamieszkujące chłodniejsze środowiska mają wyższy odsetek kolców pióropuszowych w każdym piórze konturowym, dłuższe barbule, większą gęstość węzłów i większe węzły niż gatunki zamieszkujące cieplejsze środowiska25. D'alba i in. porównali mikrostrukturę pierza puchowego edredona (Somateria mollissima) i gęsi gęgawy (Anser anser) i opisali, jak te różnice wpływają zarówno na spoistość piór, jak i na zdolność piór do zatrzymywania powietrza26. Ilościowe dane porównawcze na temat tego, jak te różnice w upierzeniu wpływają na ogólną wydajność termiczną sierści piór u różnych gatunków, są ograniczone (więcej szczegółów można znaleźć w Taylor i Ward i wsp.).11,13.
W obrębie gatunku wydajność termiczna sierści może się różnić. Niektóre gatunki, takie jak papuga mniszka (Myiopsitta monachus)17, zamieszkują bardzo duże i zróżnicowane obszary geograficzne. Różne stresy termiczne stwarzane przez te różne środowiska mogą wpływać na okrywę piórową ptaków w obrębie danego gatunku w danym regionie, ale obecnie nie ma dostępnych danych na ten temat. Dodatkowo Broggi i in. porównali dwie populacje sikory bogatki (Parus major L.) na półkuli północnej. Wykazali, że pióra konturowe populacji bardziej północnej były gęstsze, ale krótsze i mniej proporcjonalnie pióropuszkowe niż u populacji bardziej południowej. Różnice te zniknęły jednak, gdy ptaki z obu populacji były hodowane w tym samym miejscu18.
Ponadto, Broggi i in. wyjaśnili te wyniki jako plastyczną reakcję na różne warunki termiczne, ale nie zmierzyli wartości izolacji tych różnych powłok z piór18. Wyniki sugerują również, że gęstość piór konturowych jest ważniejsza dla izolacji niż proporcja kolców pióropuszowych w piórach konturowych, ale Broggi i in. zasugerowali, że populacje północne mogą nie być w stanie wyprodukować optymalnych piór z powodu braku odpowiednich składników odżywczych18. Ilościowe pomiary ogólnej wydajności termicznej tych pierzastych powłok pogłębiłyby zrozumienie znaczenia różnic w upierzeniu.
Z biegiem czasu, okrycie piór poszczególnych ptaków ulega zmianie. Przynajmniej raz w roku wszystkie ptaki linieją (wymieniają wszystkie pióra)19. W miarę upływu roku pióra stają się zużyte2,20 i mniej liczne18,21,22,23. Niektóre ptaki linieją więcej niż raz w roku, co daje im wiele różnych warstw piór każdego roku19. Middleton wykazał, że szczygły amerykańskie (Spinus tristis), które linieją dwa razy w roku, mają większą liczbę piór i wyższy odsetek puszystych piór w swoim podstawowym upierzeniu w miesiącach zimowych niż w alternatywnym upierzeniu w miesiącach letnich24. Te roczne różnice w okrywie włosowej mogą pozwolić ptakom na pasywne oszczędzanie większej ilości ciepła w chłodniejszych okresach lub pasywne oddawanie większej ilości ciepła w ciepłych porach roku, ale żadne badania nie potwierdziły tego jednoznacznie.
Chociaż ptaki termoregulują zachowanie1,27 i mogą metabolicznie aklimatyzować się do różnych warunków termicznych3,4,5,6,7,8,9,10,26, pióra odgrywają ważną rolę w termoregulacji, zapewniając stałą warstwę izolacji. Opisana tutaj metoda ma na celu udzielenie odpowiedzi na pytania dotyczące samej sierści piór i jej roli w pasywnej termoregulacji (tj. ile ciepła zatrzymuje żywy ptak bez modyfikowania jego zachowania lub metabolizmu?) poprzez izolację piór. Podczas gdy aktywna i fizjologiczna termoregulacja jest ważna z ekologicznego punktu widzenia, ważne jest również, aby zrozumieć, w jaki sposób same pióra pomagają w izolacji i jak wpływają na potrzebę aktywnej termoregulacji behawioralnej i fizjologicznej.
Poprzednie badania ustaliły metody ilościowego określania przewodności cieplnej i izolacji termicznej skór zwierzęcych11,12,13,28. Przedstawiona tutaj metoda jest rozszerzeniem metody "guarded hot plate" 11,12,13,28. Jednak opisana tutaj metoda mierzy temperaturę na zewnętrznej granicy okrywy włosowej za pomocą kamery termowizyjnej, a nie termopar. Metoda strzeżonej płyty grzejnej daje bardzo precyzyjne oszacowanie przepływu energii przez skórę, ale wymaga budowy wielomateriałowej płyty grzejnej, pewnej znajomości stosowania termopar i termopali oraz destrukcyjnego użycia skóry, którą należy pociąć na małe kawałki. Kawałki te są następnie smarowane w celu wyeliminowania powietrza między próbką a aparatem z płytą grzejną. Z wyjątkiem kilku ptaków, które nie mają apterii (np. pingwiny), wycinanie małych kwadratów ze skór ptaków jest problematyczne dla celów porównawczych, ponieważ lokalizacja cięcia ma duży wpływ na liczbę piór faktycznie przyczepionych do skóry (i pokrywających ją). Problem ten pogłębia zróżnicowanie taksonów w obecności, wielkości i rozmieszczeniu ptyerlae14.
Ponadto, podczas gdy okazy muzealne mogą być potencjalnie bogatym źródłem do oceny różnic w izolacji wśród ptaków, ogólnie rzecz biorąc, pozwolenie na cięcie i smarowanie próbek skóry w kolekcjach naukowych jest nieosiągalne. Ponadto okazy pobrane ze środowiska naturalnego do pomiarów na strzeżonej płycie grzejnej nie mogą być następnie wykorzystywane jako okazy muzealne. Przedstawiona tutaj metoda różni się od metody z osłoniętą płytą grzejną tym, że może być stosowana z całymi wysuszonymi skórami ptaków, bez 1) konieczności niszczenia próbki i 2) smarowania spodniej strony skóry. Wykorzystuje kamery termowizyjne, które są coraz bardziej przystępne cenowo (choć wciąż stosunkowo drogie), precyzyjne i wykorzystywane do pomiarów stosunków termicznych na żywo ptaków.
Ta metoda nie mierzy przepływu energii (a więc i wartości cieplnej lub izolacji) bezpośrednio przez skórę i pióra, tak jak robi to metoda strzeżonej płyty grzejnej. Zamiast tego mierzy temperaturę na zewnętrznej granicy sierści z piór za pomocą kamery termowizyjnej. Uzyskane wartości reprezentują zintegrowaną miarę ciepła traconego pasywnie przez skórę, pióra i powietrze uwięzione między nimi (w porównaniu ze źródłem ciepła pod spodem). Okazy przygotowane jako płaskie skóry i zmierzone opisaną techniką mogą być przechowywane w kolekcjach i w nieskończoność stanowić wartość dla przyszłych badań. Metoda ta zapewnia ustandaryzowany, porównywalny i stosunkowo prosty sposób pomiaru wydajności termicznej sierści piór w dowolnym okazie o płaskiej skórze, co jest szczególnie przydatne w porównaniach między- i wewnątrzgatunkowych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ta praca nie obejmowała żadnej pracy z żywymi zwierzętami i dlatego była zwolniona z kontroli opieki nad zwierzętami.
1. Konfiguracja i materiały (Rysunek 1)
- Jeśli płaskie skóry interesującego nas gatunku nie są dostępne, użyj protokołu Spaw29, aby utworzyć skórę ze świeżych lub mrożonych okazów. Wstępnie ustaw pióra w schludnej, naturalnej pozycji i wysusz, aby uzyskać stałą wagę przed przystąpieniem do pomiarów.
- Ustaw łaźnię z gorącą wodą o stałej temperaturze.
UWAGA: Ten zestaw jest dość wysoki, więc najłatwiej jest umieścić wannę z gorącą wodą na podłodze. - Umieścić arkusz przezroczystego szkła akrylowego (tabela materiałów) na powierzchni kąpieli wodnej o stałej temperaturze. Szkło umożliwia przenoszenie ciepła na spód skóry bez zwilżania próbki.
UWAGA: W tym badaniu pilotażowym wykorzystano arkusz szkła akrylowego (o grubości 0,125 cala). Grubość szkła nie będzie miała wpływu na emisyjność30 materiału (zawsze będzie to 0,86), ale będzie miała wpływ na temperaturę bezwzględną na powierzchni szkła (tj. grubsze szkło spowoduje niższą temperaturę). Dlatego wszystkie pomiary należy wykonywać przy użyciu arkusza szkła akrylowego o tej samej grubości. - Umieść kawałek piankowej płyty rdzeniowej (o grubości 1 cala) z okrągłym otworem (o średnicy 0.5) nad szkłem akrylowym.
UWAGA: Wielkość ptaka powinna kierować się wielkością otworu, a tym samym wielkością nieprzerwanego upierzenia odbierającego ciepło ze źródła. W tym przypadku stosuje się otwór o średnicy 0,5 cala, ponieważ ten rozmiar jest wystarczająco duży, aby zapewnić wystarczające przenoszenie ciepła do próbki, a jednocześnie jest wystarczająco mały, aby wyśrodkować ciepło pod przewodami pierś (wszystkich ptaków z wyjątkiem najmniejszych). Niezależnie od wielkości otworu termicznego, aby uzyskać porównywalną i powtarzalną wartość dla każdego ptaka, należy wykonać pomiary z otworami tej samej wielkości. - Przymocuj kamerę termowizyjną do statywu bezpośrednio nad ustawieniem w minimalnej odległości ogniskowania aparatu.
UWAGA: Tutaj używana jest kamera termowizyjna FLIR SC655 (rozdzielczość 680 px x 480 px, ±2 °C lub dokładność odczytu ±2%, minimalna odległość ogniskowania 40 cm). Inne kamery mogą różnić się rozdzielczością w stopniach. - Skalibruj kamerę, wprowadzając następujące informacje do oprogramowania kamery termowizyjnej:
- Znajdź odbitą temperaturę, umieszczając folię aluminiową (błyszczącą stroną do góry) na piance z wartością emisyjności ustawioną na 1.0 w oprogramowaniu do kalibracji kamery. Zrób zdjęcie termowizyjne. Temperatura na powierzchni folii aluminiowej to temperatura odbita, która powinna być zbliżona do temperatury otoczenia w pomieszczeniu.
- Ustaw wartość emisyjności31 na 0.95.
UWAGA: 1) Emisyjność to względna ilość ciepła emitowana przez obiekt32 i mieści się w zakresie od 0 do 1. Obiekt o wysokiej wartości emisyjności emituje dużą ilość ciepła, podczas gdy obiekt o niskiej wartości emisyjności emituje niewiele ciepła32. Wartość ta reprezentuje emisyjność piór. 2) Ta wartość (0,95) jest kwestionowana. Cossins i Bowler twierdzili, że pióra mają wartość emisyjności między 0,90–0,95, ale nie zamieścili żadnych dowodów31. Hammel podał wartość 0,98, ale uzyskał tę wartość z zamrożonego okazu, więc może nie być dokładna33. Pomimo braku dowodów, emisyjność 0,95 jest wartością najczęściej używaną w literaturze dotyczącej kamer termowizyjnych (o czym świadczą Cossins i Bowler31). - Upewnij się, że temperatura i wilgotność otoczenia w pomieszczeniu są stałe. Wartości te powinny być mierzone przed każdym pomiarem i aktualizowane w oprogramowaniu do kalibracji kamery. Temperatura i wilgotność we wszystkich pomieszczeniach wewnętrznych ulegają pewnym wahaniom, więc zapisywanie tych wartości i aktualizowanie ich w oprogramowaniu zmniejsza błąd pomiaru.
UWAGA: W tym przypadku używane jest oprogramowanie FLIR ResearchIR Max. To oprogramowanie nie zapisuje danych dla wszystkich obrazów, dlatego ważne jest, aby zapisać wszystkie te wartości dla każdego obrazu.
2. Wykonywanie pomiarów
- Ustaw kąpiel w gorącej wodzie o stałej temperaturze na temperaturę docelową (40 °C to wskaźnik zastępczy dla średniej wewnętrznej temperatury rdzenia większości ptaków wróblowych)34.
UWAGA: W przypadku pracy z gatunkiem, którego temperatura spoczynkowa jest wyższa (np. kolibry34) lub niższe (np. penguins34 lub ratites34,35), właściwe może być odpowiednie dostosowanie kąpieli w gorącej wodzie. Rysunek 3 pokazuje zależność między temperaturą gorącej kąpieli wodnej a temperaturą na powierzchni szkła akrylowego (np. rzeczywistą temperaturą źródła ciepła, na które narażona jest płaska skóra).- Wyniki uzyskane za pomocą tego protokołu (patrz Rysunek 5) sugerują, że uzyskanie pomiarów w zakresie temperatur jest również źródłem informacji o różnicach w wydajności cieplnej. Aby to osiągnąć, postępuj zgodnie z protokołem, stosując przyrost co 5 °C w zakresie 30–55 °C.
- W oprogramowaniu kamery termowizyjnej narysuj okrąg/elipsę nad otworem w piance, przez który ucieka ciepło. Umożliwia to wizualizację tego obszaru podczas umieszczania skóry na piance, aby upewnić się, że mierzony jest właściwy obszar na płaskiej skórze.
- Umieść płaską próbkę skóry na piance tak, aby obszar zainteresowania znajdował się nad otworem.
UWAGA: Tutaj mierzy się obszar brzucha każdego ptaka, ponieważ nie jest on zasłonięty przez inne części ciała, takie jak skrzydło, i jest umieszczony na tyle centralnie, aby nie był narażony na efekty krawędziowe. Umieszczenie skóry nad otworem grzewczym będzie się różnić w zależności od pytania eksperymentalnego. Ogólnie rzecz biorąc, zaleca się umieszczenie bezpośrednio nad traktem piór i jak najdalej od krawędzi skóry. Upewnij się, że nie spłaszczasz ani nie nieładujesz piór podczas układania skóry. W razie potrzeby ustaw je w naturalnej pozycji po umieszczeniu skóry. - Odczekaj 15 minut, aby skóra mogła zaaklimatyzować się do źródła ciepła. Jeśli pomiary zostaną wykonane zbyt wcześnie, wartość temperatury na powierzchni sierści pierza będzie zbyt niska. W tym przypadku przenoszenie temperatury przez skórę i pióra ustabilizowało się po 15 minutach, więc czekanie dłużej niż 15 minut nie przyniesie sztucznie zawyżonego wyniku.
- Wykonanie obrazu termicznego płaskiej skóry.
- Ustaw wartość emisyjności31 na 0.95 przed wykonaniem obrazu termicznego.
- Usuń skórę z pianki i natychmiast wykonaj zdjęcie termiczne konfiguracji bez płaskiej skóry na piance. Określa on ilościowo temperaturę na powierzchni szkła akrylowego i kalibruje obszar źródła ciepła z obszarem pomiaru na płaskiej skórze.
- W tym przypadku emisyjność zastosowanego szkła akrylowego30 wynosi 0,86. Upewnij się, że zapisałeś to w oprogramowaniu kamery termowizyjnej przed zrobieniem zdjęcia bez skóry.
UWAGA: Temperatura wyświetlana przez gorącą kąpiel wodną niekoniecznie jest temperaturą na powierzchni szkła akrylowego (Rysunek 3), ponieważ jego przewodność cieplna nie jest idealna. Wykorzystanie temperatury szkła zmniejsza błędy w oszacowaniu, jak ciepły jest spód skóry, a zatem jest połączonym oszacowaniem, ile ciepła jest tracone przez skórę i pióra.
- W tym przypadku emisyjność zastosowanego szkła akrylowego30 wynosi 0,86. Upewnij się, że zapisałeś to w oprogramowaniu kamery termowizyjnej przed zrobieniem zdjęcia bez skóry.
- Połóż skórę z powrotem na piance w tej samej pozycji. Powtórz kroki 2.5–2.6, aby uzyskać łącznie pięć prób.
- Aby prawidłowo umieścić skórę próbki, delikatnie dotknij piór w docelowym obszarze pomiarowym jednym opuszkiem palca, a następnie zdejmij palec i view obraz termiczny. Ciepło resztkowe z palca pozostanie przez krótki czas widoczne na obrazie termowizyjnym. Sprawdź, czy obszar pobierania próbek znajduje się w widocznym okręgu narysowanym w oprogramowaniu, który reprezentuje obszar ciepła promieniującego przez skórę z gorącej kąpieli wodnej. Jeśli tak nie jest, przesuń skórę, aż to się stanie. Proces ten jest zilustrowany w Rysunek 2.
UWAGA: Podczas gdy świeże skóry (jeśli są dostępne) mogą bardziej wiernie odzwierciedlać naturalną wydajność termiczną skóry żywego ptaka, użycie suchych skór do tych pomiarów pozwala na porównywalne, powtarzalne wyniki na znacznie większej puli okazów. W związku z tym wszystkie pomiary powinny być wykonywane przy użyciu skórek wysuszonych do stałej wagi lub zarówno na świeżej, jak i wysuszonej skórze próbek.
- Aby prawidłowo umieścić skórę próbki, delikatnie dotknij piór w docelowym obszarze pomiarowym jednym opuszkiem palca, a następnie zdejmij palec i view obraz termiczny. Ciepło resztkowe z palca pozostanie przez krótki czas widoczne na obrazie termowizyjnym. Sprawdź, czy obszar pobierania próbek znajduje się w widocznym okręgu narysowanym w oprogramowaniu, który reprezentuje obszar ciepła promieniującego przez skórę z gorącej kąpieli wodnej. Jeśli tak nie jest, przesuń skórę, aż to się stanie. Proces ten jest zilustrowany w Rysunek 2.
3. Zbieranie danych z obrazów termowizyjnych
- Każdy pomiar składa się z dwóch obrazów termicznych: jednego płaskiej skóry, a drugiego szkła akrylowego. Najpierw otwórz obraz szkła akrylowego. Wyrównaj okrąg narysowany w oprogramowaniu z widocznym na obrazie otworem w piance. Zapisz wartość temperatury w środku koła.
UWAGA: Aby uzyskać więcej informacji na temat wyodrębniania danych z obrazów termowizyjnych, zobacz Senior et al.36.- Upewnij się, że kamera została skalibrowana z odpowiednimi wartościami. Ustaw emissivity30 na 0.86 i ustaw temperaturę i wilgotność otoczenia tak, aby odpowiadały aktualnym warunkom w laboratorium, przed zarejestrowaniem wartości temperatury.
- Otwórz obraz termiczny płaskiej skóry. Nie przesuwając okręgu, zapisz wartość temperatury w środku okręgu.
UWAGA: Ponieważ okrąg nie jest zarejestrowany na obrazie, ważne jest, aby skalibrować położenie okręgu z obrazem szkła akrylowego wykonanym w sekcji 2.6.- Upewnij się, że kamera została skalibrowana z odpowiednimi wartościami. Ustaw emissivity31 na 0,95 i upewnij się, że ustawiłeś temperaturę i wilgotność otoczenia zgodnie z aktualnymi warunkami w laboratorium, zanim zarejestrujesz wartość temperatury.
- Powtórz kroki 3.1–3.2 dla wszystkich pomiarów wszystkich próbek.
4. Obliczanie wydajności cieplnej
- Odejmij temperaturę powierzchni powłoki z piór od temperatury szkła akrylowego. Wartość ta reprezentuje ciepło zatrzymywane przez okrywę włosową pióra.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Reprezentatywne wyniki z serii pomiarów jednego osobnika z każdego z pięciu gatunków, wykonanych w sześciu temperaturach, przedstawiono na Ryc. 4 oraz Ryc. 5. Wykazują one, że niewielkie różnice w rozmieszczeniu skóry mogą prowadzić do rozbieżności w odczytach sięgających 1,7 °C. Rycyna 4 obrazuje, w jaki sposób przeszkolenie badacza zwiększa powtarzalność pomiarów. Przykładowo, ten sam osobnik wróbla domowego (Passer domesticus...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W artykule przedstawiono protokół powtarzalnych, standaryzowanych pomiarów termowizyjnych próbek płaskiej skóry ptaków. Metoda ta umożliwia porównanie wydajności termicznej okrywy włosowej piór między gatunkami, w obrębie gatunku, między porównywalnymi osobnikami i w różnych miejscach na ciałach osobników, a wszystko to bez niszczenia okazu.
Ograniczeniem tej metody może być dostępność niezbędnych materiałów i sprzętu. Chociaż kamery termowizyjne szybko stają się coraz bardziej dostępne i przy...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Te badania zostały częściowo sfinansowane przez University of Connecticut Research Advisory Council Faculty Large Grant dla M. Rubega. K. Burgio był wspierany przez National Science Foundation NRT- IGE grant #1545458 dla M. Rubega. Manuskrypt został znacznie ulepszony dzięki wnikliwym opiniom dwóch anonimowych recenzentów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Folia aluminiowa | Reynolds Wrap | 109000831 | 30 stóp kwadratowych; ten konkretny model nie musi być używany. |
| Płyta z rdzeniem | piankowym | Foamular 20WE | 1 cal x 4 stopy x 8 stóp; ten konkretny model nie musi być używany. |
| Kąpiel wodna ogólnego przeznaczenia | PolyScience | WB02 | Ambiet +5 ° C do 100 ° C; ±. 01 &stopnie; C |
| PDF Rejestrator danych | Elitech | RC-51H | Wbudowany czujnik temperatury i wilgotności |
| Pleksiglas | AdirOffice | 1212-3-C | Szkło akrylowe; 12 cali x 12 cali x 1/8 cala; ten dokładny model nie musi być używany. |
| Oprogramowanie do analizy obrazu termowizyjnego | FLIR | ResearchIR Max v4.40.7.26 (64-bit) | Umożliwia zbieranie precyzyjnych, ilościowych danych termowizyjnych |
| Kamera termowizyjna | FLIR | SC655 | o rozdzielczości 680x480 pikseli, ± 2 &stopnie; C lub ± Dokładność 2%, minimalna odległość ogniskowania 40 cm |
| Statyw | Sklep Audubon | Statyw Birder z głowicą szybkiego zwalniania Manfrotto 700RC2 | Maksymalna wysokość 65"; ten konkretny model nie musi być używany. |
Bibliografia
- Morris, D. The Feather Postures of Birds and the Problem of the Origin of Social Signals. Behaviour. 9, 75-111 (1956).
- Wetmore, A. A Study of the Body Temperature of Birds. Smithsonian Miscellaneous Collections. 72 (12), Smithsonian Institution. City of Washington. (1921).
- Hart, J. S. Seasonal Acclimatization in Four Species of Small Wild Birds. Physiological Zoology. 35 (3), 224-236 (1962).
- Veghte, J. H. Thermal and Metabolic Responses of the Gray Jay to Cold Stress. Physiological Zoology. 37 (3), 316-328 (1964).
- Brush, A. H. Energetics, Temperature Regulation and Circulation in Resting, Active and Defeathered California Quail, Lophortyx californicus. Comparative Biochemistry and Physiology. 15, 399-421 (1965).
- Dawson, W. R., Carey, C. Seasonal Acclimatization to Temperature in Cardueline Finches. Journal of Comparative Physiology. 112, 317-333 (1976).
- Cooper, S. J., Swanson, D. L. Seasonal Acclimatization of Thermoregulation in The Black-Capped Chickadee. The Condor. 96, 638-646 (1994).
- Bush, N. G., Brown, M., Downs, C. T. Seasonal Effects on Thermoregulatory Responses of the Rock Kestrel, Falco rupicolis. Journal of Thermal Biology. 33, 404-412 (2008).
- Nzama, S. N., Downs, C. T., Brown, M. Seasonal Variation in the Metabolism-Temperature Relation of House Sparrows (Passer domesticus) in KwaZulu-Natal, South Africa. Journal of Thermal Biology. 35, 100-104 (2010).
- Noakes, M. J., Wolf, B. O., McKechnie, A. E. Seasonal Metabolic Acclimatization Varies in Direction and Magnitude among Populations of an Afrotropical Passerine Bird. Physiological and Biochemical Zoology. 90 (2), 178-189 (2016).
- Taylor, J. R. Thermal insulation of the down and feathers of pygoscelid penguin chicks and the unique properties of penguin feathers. The Auk. 103 (1), 160-168 (1986).
- Ward, J. M., Houston, D. C., Ruxton, G. D., McCafferty, D. J., Cook, P. Thermal resistance of chicken (Gallus domesticus) plumage: a comparison between broiler and free-range birds. British poultry science. 42 (5), 558-563 (2001).
- Ward, J. M., Ruxton, G. D., Houston, D. C., McCafferty, D. J. Thermal consequences of turning white in winter: a comparative study of red grouse Lagopus lagopus scoticus and Scandinavian willow grouse L. l. lagopus. Wildlife Biology. 13 (2), 120-130 (2007).
- Lucas, A. M., Stettenheim, P. R. Avian Anatomy: Integument. , US Government Printing Office. Washington, D.C. (1972).
- Osváth, G., et al. How feathered are birds? Environment predicts both mass and density of body feathers. Functional Ecology. 32, 701-712 (2018).
- Pap, P. L., et al. A phylogenetic comparative analysis reveals correlations between body feather structure and habitat. Functional Ecology. 31 (6), 1241-1251 (2017).
- Caccamise, D. F., Weathers, W. W. Winter Nest Microclimate of Monk Parakeets. The Wilson Bulletin. 89 (2), 346-349 (1977).
- Broggi, J., Gamero, A., Hohtola, E., Orell, M., Nilsson, J. Å Interpopulation variation in contour feather structure is environmentally determined in great tits. PLoS ONE. 6 (9), 24942(2011).
- Howell, S. N. G. Molt in North American Birds. , Houghton Mifflin Harcourt. ISBN 13: 9780547152356 (2010).
- Willoughby, E. J. An Unusual Sequence of Molts and Plumages in Cassin's and Bachman's Sparrows. The Condor. 88 (4), 461-472 (1986).
- Wetmore, A. The Number of Contour Feathers in Passeriform and Related Birds. Auk. 53, 159-169 (1936).
- Staebler, A. E. Number of Contour Feathers in the English Sparrow. The Wilson Bulletin. 53 (2), 126-127 (1941).
- Barnett, L. B. Seasonal Changes in Temperature Acclimatization of the House Sparrow, Passer domesticus. Comparative Biochemistry and Physiology. 33, 559-578 (1970).
- Middleton, A. L. A. Seasonal Changes in Plumage Structure and Body Composition of the American Goldfinch, Carduelis tristis. The Canadian Field-Naturalist. 100 (4), 545-549 (1986).
- Lei, F. M., Qu, Y. H., Gan, Y. L., Gebauer, A., Kaiser, M. The feather microstructure of Passerine sparrows in China. Journal für Ornithologie. 143 (2), 205-213 (2002).
- D'alba, L., Carlsen, T. H., Ásgeirsson, Á, Shawkey, M. D., Jónsson, J. E. Contributions of feather microstructure to eider down insulation properties. Journal of Avian Biology. 48 (8), 1150-1157 (2017).
- Gilbert, C., Robertson, G., Le Maho, Y., Naito, Y., Ancel, A. Huddling behavior in emperor penguins: dynamics of huddling. Physiology & Behavior. 88, 479-488 (2006).
- Kvadsheim, P. H., Folkow, L. P., Blix, A. S. A new device for measurement of the thermal conductivity of fur and blubber. Journal of thermal Biology. 19 (6), 431-435 (1994).
- Spaw, C. Combination Specimens a la Burke Museum. , 21-28 (1989).
- Infrared Emissivity Table. ThermoWorks. , Available from: https://www.thermoworks.com/emissivity_table (2019).
- Cossins, A. R., Bowler, K. Temperature Biology of Animals. , Chapman and Hall. London. (1987).
- Orlove, G. Emissivity and Reflected Temperature. Infrared Training Center. , Available from: http://irinformir.blogspot.com/2012/02/thermographic-measurement-techniques.html (2012).
- Hammel, H. T. Infrared Emissivities of Some Arctic Fauna. Journal of Mammalogy. 37 (3), 375-378 (1956).
- McNab, B. K. An Analysis of the Body Temperatures of Birds. The Condor. 68 (1), 47-55 (1966).
- Crawford, E. C., Lasiewski, R. C. Oxygen Consumption and Respiratory Evaporation of the Emu and Rhea. The Condor. 70, 333-339 (1968).
- Senior, R. A., Hill, J. K., Edwards, D. P. ThermStats: An R Package for Quantifying Surface Thermal Heterogeneity in Assessments of Microclimates. Methods in Ecology and Evolution. 10, 1606-1614 (2019).
- FLIR Systems, Inc. , Available from: https://www.flir.com (2019).
- McCafferty, D. J. Applications of thermal imaging in avian science. Ibis. 155 (1), 4-15 (2013).
- Boonstra, R., Eadie, J. M., Krebs, C. J., Boutin, S. Limitations of Far Infrared Thermal Imaging in Locating Birds. Journal of Field Ornithology. 66 (2), 192-198 (1955).
- Rodbard, S. Weight and Body Temperature. Science. 111 (2887), 465-466 (1950).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
