Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Protokół obrazowania i charakterystyki terahercowej dla świeżo wyciętych guzów raka piersi

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61007

⸱

5 kwietnia 2020

 ,  ,  , 
1Department of Electrical Engineering, University of Arkansas, 2Oklahoma Animal Disease Diagnostic Laboratory, Oklahoma State University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Świeżo wycięte ludzkie nowotwory raka piersi są charakteryzowane za pomocą terahercowej spektroskopii i obrazowania zgodnie z protokołami postępowania z nowymi tkankami. Pozycjonowanie tkanek jest brane pod uwagę, aby umożliwić skuteczną charakterystykę przy jednoczesnym zapewnieniu analizy w odpowiednim czasie dla przyszłych zastosowań śródoperacyjnych.

Streszczenie

Ten manuskrypt przedstawia protokół postępowania, charakteryzowania i obrazowania świeżo wyciętych ludzkich guzów piersi za pomocą pulsacyjnego obrazowania terahercowego i technik spektroskopii. Protokół obejmuje tryb transmisji terahercowej przy normalnym padaniu i tryb odbicia terahercowego pod kątem 30°. Zebrane dane doświadczalne reprezentują impulsy pola elektrycznego w dziedzinie czasu. Sygnał terahercowego pola elektrycznego przesyłany przez stały punkt na wycinanej tkance jest przetwarzany za pomocą modelu analitycznego w celu wyodrębnienia współczynnika załamania światła i współczynnika absorpcji tkanki. Wykorzystując skaner silnika krokowego, emitowany impuls terahercowy jest odbijany od każdego piksela guza, zapewniając płaski obraz różnych obszarów tkanki. Obraz może być prezentowany w dziedzinie czasu lub częstotliwości. Ponadto wyodrębnione dane dotyczące indeksu załamania światła i współczynnika absorpcji w każdym pikselu są wykorzystywane do zapewnienia tomograficznego terahercowego obrazu guza. Protokół wykazuje wyraźne rozróżnienie między tkankami nowotworowymi i zdrowymi. Z drugiej strony, nieprzestrzeganie protokołu może skutkować zaszumionymi lub niedokładnymi obrazami ze względu na obecność pęcherzyków powietrza i resztek płynu na powierzchni guza. Protokół zawiera metodę oceny marginesów chirurgicznych guzów piersi.

Wprowadzenie

Terahercowe (THz) obrazowanie i spektroskopia były szybko rozwijającym się obszarem badań w ciągu ostatniej dekady. Ciągły rozwój bardziej wydajnych i spójnych emiterów THz w zakresie 0,1–4 THz sprawił, że ich zastosowania znacznie wzrosły1. Jednym z obszarów, w którym THz okazał się obiecujący i znacznie się rozwinął, jest dziedzina biomedyczna2. Wykazano, że promieniowanie THz jest niejonizujące i biologicznie bezpieczne na poziomach mocy powszechnie stosowanych do analizy tkanek utrwalonych3. W rezultacie, obrazowanie i spektroskopia THz zostały wykorzystane do klasyfikacji i różnicowania różnych cech tkanek, takich jak zawartość wody w celu wskazania uszkodzenia oparzenia i gojenia4, marskość wątroby5 i rak w wyciętych tkankach6,7. Ocena nowotworów w szczególności obejmuje szeroki zakres potencjalnych zastosowań klinicznych i chirurgicznych i została zbadana pod kątem nowotworów mózgu8, liver9, ovaries10, gastrointestinal tract11, and breast7,12,13,14,15,16,17,18,19.

THz aplikacje na raka piersi koncentrują się głównie na wspieraniu operacji oszczędzającej pierś, czyli lumpektomii, poprzez ocenę marginesu. Celem lumpektomii jest usunięcie guza i niewielkiej warstwy otaczającej zdrowej tkanki, w przeciwieństwie do pełnej mastektomii, która usuwa całą pierś. Margines chirurgiczny wyciętej tkanki jest następnie oceniany za pomocą patologii po utrwaleniu próbki w formalinie, pocięciu, zatopieniu w parafinie i umieszczeniu w plasterkach 4 μm–5 μm na szkiełkach mikroskopowych. Proces ten może być czasochłonny i wymaga wtórnego zabiegu chirurgicznego w późniejszym czasie, jeśli zaobserwuje się dodatni margines20. Aktualne wytyczne Amerykańskiego Towarzystwa Radioterapii Onkologicznej definiują ten dodatni margines jako kontakt komórek rakowych z marginesem na powierzchni ink21. Obrazowanie THz w przypadku uwodnionych tkanek o wysokiej absorpcji ogranicza się przede wszystkim do obrazowania powierzchni z pewną różną penetracją w zależności od typu tkanki, co jest wystarczające do zaspokojenia potrzeb chirurgicznych w zakresie szybkiej oceny marginesu. Szybka analiza warunków marginesu podczas zabiegu chirurgicznego znacznie obniżyłaby koszty operacji i wskaźnik zabiegów kontrolnych. Do tej pory THz okazał się skuteczny w różnicowaniu między rakiem a zdrową tkanką w tkankach utrwalonych w formalinie, zatopionych w parafinie (FFPE), ale potrzebne są dodatkowe badania, aby zapewnić wiarygodne wykrywanie raka w świeżo wyciętych tkankach7.

Ten protokół szczegółowo opisuje etapy wykonywania obrazowania i spektroskopii THz na świeżo wyciętych próbkach tkanek ludzkich uzyskanych z biobanku. Aplikacje THz zbudowane na świeżo wyciętych tkankach ludzkiego raka piersi rzadko były używane w opublikowanych badaniach7,18,22,23, zwłaszcza przez grupy badawcze niezintegrowane ze szpitalem. Użycie świeżo wyciętych tkanek jest również rzadkie w przypadku innych zastosowań związanych z rakiem, przy czym większość przykładów raka jelita grubego niezwiązanego z rakiem piersi jest zgłaszana w przypadku raka okrężnicy24,25. Jednym z powodów takiego stanu rzeczy jest to, że bloki tkankowe FFPE są znacznie łatwiej dostępne i łatwiejsze w obsłudze niż świeżo wycięte tkanki, chyba że system THz używany w badaniu jest częścią chirurgicznego przepływu pracy. Podobnie, większość komercyjnych laboratoryjnych systemów THz nie jest przygotowana do pracy ze świeżymi tkankami, a te, które to robią, są nadal na etapie wykorzystania wzrostu linii komórkowych lub dopiero zaczęły przyglądać się tkankom wyciętym z modeli zwierzęcych. Zastosowanie THz w warunkach śródoperacyjnych wymaga wcześniejszego opracowania etapów obrazowania i charakterystyki dla świeżej tkanki, tak aby analiza nie kolidowała ze zdolnością do wykonania standardowej patologii. W przypadku zastosowań, które z natury nie są przeznaczone do zastosowań śródoperacyjnych, charakterystyka świeżej tkanki jest nadal trudnym krokiem, który należy wykonać, aby pracować nad zastosowaniami in vivo i różnicowaniem.

Celem tej pracy jest dostarczenie wytycznych do stosowania THz dla świeżo wyciętych tkanek przy użyciu komercyjnego systemu THz. Protokół został opracowany w systemie obrazowania i spektroskopii THz26 dla mysich guzów raka piersi13,17,19 i został rozszerzony na ludzką tkankę chirurgiczną uzyskaną z biobanks7,18. Chociaż protokół został opracowany dla raka piersi, te same koncepcje można zastosować do podobnych systemów obrazowania THz i innych typów nowotworów litych, które są leczone chirurgicznie, gdzie sukces zależy od oceny marginesu27. Ze względu na stosunkowo niewielką liczbę opublikowanych wyników THz na świeżo wyciętych tkankach, jest to pierwsza praca, o której wiedzą autorzy, która koncentruje się na protokole postępowania ze świeżymi tkankami w celu obrazowania i charakterystyki THz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejszy protokół spełnia wszystkie wymagania określone przez wydział ds. ochrony środowiska, zdrowia i bezpieczeństwa (Environmental Health and Safety) na Uniwersytecie Arkansas.

1. Przygotowanie obszaru do obróbki tkanek

  1. Należy wziąć stalową tacę i wyłożyć ją workiem na odpady biologiczne, zgodnie z przedstawieniem na Rysunku 1. Wszelkie czynności związane z manipulacją tkankami biologicznymi będą wykonywane w obrębie tacy (tj. w obszarze przygotowania tkanek).
  2. Wokół tacy należy przygotować pęsety laboratoryjne, chusteczki do tkanek, ręczniki papierowe, zestaw papieru filtracyjnego, butelki z barwnikiem do tkanek, butelkę z wybielaczem oraz butelkę z etanolem, aby zapewnić do nich łatwy dostęp w razie potrzeby. Użyte tkanki, chusteczki i rękawiczki należy kłaść na powierzchni materiału przeznaczonego na odpady biologiczne, aby zutylizować je po zakończeniu procedury.
  3. Należy napełnić probówkę wirówkową o pojemności 50 mL do 45 mL 10% neutralnego buforowanego formaliny i umieścić ją w tacy do przechowywania probówek w pobliżu tacy do przygotowania tkanek.

Laboratoryjne stanowisko do materiałów biologicznie niebezpiecznych; sprzęt do obchodzenia się z próbkami i sanitacji w środowisku badawczym.
Rysunek 1: Organizacja obszaru do obróbki tkanek. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie świeżego guza raka piersi do spektroskopii transmisyjnej w zakresie THz

OSTRZEŻENIE: Przed kontaktem z jakąkolwiek żywą tkanką należy założyć nitrylowe rękawiczki, okulary ochronne, maseczkę oraz fartuch laboratoryjny. Do manipulacji tkankami należy zawsze używać pęset laboratoryjnych, aby uniknąć bezpośredniego dotykania ich dłońmi. Wszystkie prace z tkanką świeżą poza szczelnym pojemnikiem lub stołem skanującym powinny być wykonywane w obszarze przygotowania tkanek wyznaczonym w kroku 1.1.

UWAGA: Wszystkie tkanki wykorzystane w tej pracy zostały przesłane z biobanku w pożywce DMEM (Dulbecco's Modified Eagle's medium) z dodatkiem roztworu antybiotyków.

  1. Wyjmij guza z roztworu DMEM i umieść go w szalce Petriego w obszarze przygotowania tkanek (patrz Rysunek 2A).
  2. Na podstawie oględzin zidentyfikuj wyraźne regiony guza, z których zostaną wycięte małe fragmenty do charakterystyki transmisyjnej. Wytnij segment guza o grubości 0,5 mm z wyznaczonych punktów, używając niskoprofilowego ostrza ze stali nierdzewnej, jak pokazano na Rysunku 2B. Umieść wycięty fragment pomiędzy dwoma oknami kwarcowymi z przekładką o grubości 0,1 mm w uchwycie do próbek ciekłych, jak pokazano na Rysunku 2C.

Proces przygotowania próbki tkanki, sekwencja zbliżeń, badanie laboratoryjne, przygotowanie do analizy mikroskopowej.
Rysunek 2: Sekcjonowanie guza do pomiarów spektroskopii transmisyjnej THz. (A) Fotografia całego guza. (B) Fotografia małych przekrojów (0,5 mm) wyciętych z całego guza. (C) Przekrój guza umieszczony w uchwycie na próbki ciekłe pomiędzy dwoma oknami kwarcowymi z dystansorem z politetrafluoeroetylenu o grubości 0,1 mm do pomiaru spektroskopowego. Rysunek przedrukowano z T. Bowman et al.18 za zgodą SPIE. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Pomiary spektroskopii transmisyjnej w zakresie THz

  1. Zainstaluj moduł spektroskopii transmisyjnej wewnątrz komory rdzenia THz, dopasowując uchwyty modułu do słupków montażowych w systemie rdzeniowym i przesuwając platformę w dół do systemu. Dokręć dwie śruby montażowe w prawym górnym i lewym dolnym rogu modułu, jak pokazano na Rysunku 3A.
  2. Przez cały czas trwania procedury spektroskopowej przepłukuj system suchym azotem z przepływem 5 L/min (LPM), aby usunąć parę wodną z przestrzeni próbki.
  3. Uruchom oprogramowanie do pomiarów spektroskopii transmisyjnej THz z komputera podłączonego do systemu THz. Otworzy się okno główne.
  4. Kliknij kartę Scan na górze okna. Pojawi się okno Spectra Scan Setup. Z menu rozwijanego karty Measurement Mode w prawym górnym rogu okna wybierz Transmission, aby skonfigurować spektroskopię transmisyjną. Jeśli piki nie są widoczne automatycznie, zaznacz opcję Enable w karcie Manual Peak Search i ręcznie koryguj opóźnienie optyczne, aż piki staną się widoczne.
  5. Po 30 min przepłukiwania zarejestruj sygnał referencyjny powietrza, wykonując poniższe kroki.
    1. W karcie Scan Settings w oknie konfiguracji skanowania widm wprowadź odpowiednią Nazwę dla pliku referencyjnego, ustaw Num Scans na 1 800 oraz Start Delay (s) na 0. Pozostałe ustawienia pozostaw w wartościach domyślnych.
    2. Kliknij Measure Reference w oknie konfiguracji skanowania, aby przeprowadzić pomiar referencyjny powietrza. Następnie kliknij Measure Sample, aby zmierzyć sygnał transmisji przez powietrze jako średnią z 1 800 sygnałów w czasie ok. 1 min.

Schemat układu spektroskopii transmisyjnej z modułem, uchwytem na próbkę i pokrywą komory do analizy optycznej.
Rysunek 3: Układ modułu spektroskopii transmisyjnej THz. (A) Główna komora THz z zamontowanym modułem transmisyjnym. (B) Fotografia uchwytu na próbki ciekłe. (C) Uchwyt na próbki umieszczony wewnątrz głównej komory do pomiarów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Zmierz dwa okna kwarcowe w uchwycie próbek ciekłych, zgodnie z rysunkiem Rysunek 3B.
    1. Umieść dwa okna kwarcowe w uchwycie próbek ciekłych bez przekładki pomiędzy nimi.
    2. Otwórz komorę rdzenia THz. Zamontuj uchwyt próbek ciekłych w module spektroskopii transmisyjnej, jak pokazano na Rysunku 3C. Zamknij komorę.
    3. Kliknij kartę Scan w głównym oknie. Powtórz kroki 3.5.1–3.5.2 dla próbki kwarcowej, ale zaktualizuj wartość Start Delay (s) na 900. Pozwoli to na usunięcie pary wodnej przed pomiarem.
    4. Jeśli kwarc ma służyć jako referencja dla dodatkowych próbek, kliknij kartę Clear Reference w sekcji Scan Settings. Spowoduje to wyczyszczenie referencji powietrza. Następnie kliknij kartę Measure Reference, aby zapisać pomiary kwarcu jako nową referencję.
  2. Umieść plaster guza pomiędzy dwoma oknami kwarcowymi w uchwycie próbek ciekłych i ustaw uchwyt wewnątrz komory, aby przeprowadzić pomiar transmisji z jednego punktu dla tkanki. Aby zapisać pomiar, powtórz krok 3.6.3.
  3. Po zakończeniu pomiarów wyjmij uchwyt próbek ciekłych z komory i przenieś go do obszaru przeznaczonego do manipulacji tkankami. Rozmontuj uchwyt próbek ciekłych, przetrzyj plaster guza z okien kwarcowych chusteczkami do tkanek i umieść zużyte chusteczki w tej samej tacce, aby zutylizować je w worku na odpady biologiczne wraz z innymi odpadami niebezpiecznymi.
  4. Powtórz kroki 2.2, 3.7 i 3.8 w razie potrzeby, aby scharakteryzować dodatkowe plastry guza. Po zakończeniu pomiarów przejdź do głównego okna i kliknij kartę File, aby zapisać dane pomiarowe. Zamknij okno oprogramowania.

4. Przygotowanie świeżego guza raka piersi do obrazowania w trybie odbiciowym THz

  1. Wyjąć świeżą próbkę guza z roztworu DMEM z antybiotykami i umieścić ją na szalce Petriego. Na podstawie oceny makroskopowej wybrać stronę guza do obrazowania, która jest wystarczająco płaska, zawiera mało krwi i niewiele naczyń krwionośnych. Jeśli to możliwe, unikać obrazowania tkanki z krwią lub naczyniami krwionośnymi.
  2. Umieścić guz stroną przeznaczoną do obrazowania na papierze filtrującym klasy 1, aby osuszyć nadmiar DMEM i oczyścić tkankę z płynów lub wydzielin z guza, zgodnie z Rysunkiem 4A. W miarę nasycania się papieru, przesuwać guz na suchy obszar papieru filtrującego. Osuszać guz przez ok. 5 min.

Układ do obrazowania tkanek na uchwycie do próbek z papierem filtrowanym; etapy przygotowania i umieszczania świeżej tkanki.
Rycina 4: Przygotowanie świeżej próbki guza do obrazowania THz. (A) Guz umieszczony na papierze filtrowanym w celu osuszenia. (B) Guz umieszczony na płytce polistyrenowej nad oknem obrazującym, z zastosowaniem chłonnych wkładów do tkanek w celu absorpcji nadmiaru płynów. (C) Guz widziany od dołu w celu śledzenia orientacji i sprawdzenia obecności pęcherzyków powietrza. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Zdemontuj moduł spektroskopii transmisyjnej i ustaw podstawę lustra modułu obrazowania refleksyjnego (RIM) na rdzeniowym systemie THz, zgodnie z Rysunkiem 5A. Po ustawieniu luster zamontuj zespół skanujący RIM nad podstawą lustra i przykręć go do systemu rdzeniowego (patrz Rysunek 5B).
  2. Przed procedurą obrazowania przepłucz system suchym azotem z przepływem 5 LPM przez 30 min, aby usunąć parę wodną z komory próbki. Po 30 min zmniejsz przepływ suchego azotu do 3 LPM na pozostały czas użytkowania systemu.
  3. Umieść płytkę polistyrenową o grubości ~1,2 mm na oknie skanującym o średnicy ~37 mm. Wcentruj okno skanujące wraz z płytką polistyrenową na stole z próbką.

Konfiguracja modułu obrazowania w odbiciu i stolika z próbką do pomiarów optycznych, z zaznaczonymi komponentami.
Rysunek 5: Konfiguracja systemu do obrazowania w odbiciu. (A) Podstawa lustra modułu obrazowania w odbiciu. (B) Stolik skanujący. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

UWAGA: Inne grubości i materiały płytek są odpowiednie do kroku 4.5, jednak powinny one mieć jednorodną grubość i wystarczająco niską absorpcję, aby nie zakłócać sygnału THz.

  1. Uruchom oprogramowanie do pomiarów obrazowania odbiciowego THz z pulpitu podłączonego do systemu THz. Pojawi się okno z kilkoma ikonami dialogowymi dla konkretnych funkcji oraz dwa podokna dla wykresów pola THz (jednostki arbitralne a.u.) w funkcji czasu oraz częstotliwości.
  2. Aby ustawić parametry konfiguracji RIM, kliknij ikonę Image Parameter Dialog w górnej części okna. Pojawi się okno Image Acquisition Parameters. Z menu rozwijanego w zakładce Template wybierz RIM dla konfiguracji obrazowania odbiciowego. Kliknij OK i wróć do głównego okna oprogramowania.
  3. W głównym oknie kliknij ikonę Fixed-point Scan. Aktywuje to anteny THz, które rozpoczną wysyłanie padającego sygnału THz i odbieranie sygnału THz odbitego z pojedynczego punktu na płycie polistyrenowej.
  4. Kliknij ikonę Motor Stage Dialog w górnej części głównego okna. Otworzy się okno sterowania silnikiem. Dostosuj oś opóźnienia optycznego, klikając strzałki kierunkowe w przód/w tył, aby wycentrować impuls odbity od polistyrenu w głównym oknie.
    UWAGA: Po dostosowaniu osi opóźnienia optycznego w oknie powinny pojawić się dwa impulsy, jak pokazano na Rysunku 6: jeden z dolnego interfejsu płyty polistyrenowej (odbicie pierwotne) i jeden z górnego interfejsu płyty polistyrenowej (odbicie wtórne).
  5. Wyeliminuj z okna odbicie pierwotne z płyty polistyrenowej i pozostaw w oknie odbicie wtórne, które będzie przyczyniać się do odbić z tkanki podczas procedury obrazowania. Jest to wykonywane w dwóch krokach.
    1. Najpierw kliknij przycisk DAQ Settings w górnej części głównego okna, aby otworzyć okno dialogowe ustawień DAQ. Zmień wartość opóźnienia optycznego z 5 V (domyślne) na 4 V.
    2. Następnie dostosuj pionową pozycję stołu skanującego za pomocą skali mikrometrycznej na stole skanującym, aż minimum impulsu wtórnego będzie najsilniejsze. Dostosuj opóźnienie optyczne osi w oknie Motor Control Window, aby umieścić odbicie pierwotne poza zakresem mierzonego sygnału odbitego.
      UWAGA: Dla płyty polistyrenowej o grubości 1,2 mm odbicie pierwotne zostaje wyeliminowane z okna, gdy minimum piku odbicia wtórnego wynosi około -0,3 mm na osi opóźnienia optycznego w oknie dziedziny czasu.

Schemat odbić od płytki polistyrenowej i wykres; opóźnienie optyczne, analiza pola elektrycznego, układ 1,2 mm.
Rycina 6: Odbicia THz od dolnego i górnego interfejsu płytki polistyrenowej. (A) Sygnał THz padający na płytkę polistyrenową o grubości 1,2 mm i od niej odbity. (B) Zmierzone pierwotne i wtórne sygnały THz w dziedzinie czasu od polistyrenu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Wypoziomuj stół z próbką i zarejestruj sygnał referencyjny.
    1. Wybierz dwa punkty na każdej osi (oś A i oś B), które wyznaczają lokalizacje na płycie polistyrenowej w pobliżu krawędzi okna próbki. Na przykład, dla osi A w zakresie od -15 mm do 15 mm, punktami pozycji mogą być -10 mm i 10 mm; a dla osi B w zakresie od -15 mm do 15 mm, punktami pozycji mogą być -10 mm i 10 mm.
    2. Kliknij przycisk Motor Control Dialog, aby otworzyć okno sterowania silnikami. Przesuń okno sterowania silnikami oraz główne okno oprogramowania tak, aby sygnał w dziedzinie czasu był widoczny podczas regulacji pozycji silników. Ustaw obie osie, A i B, na 0 mm.
    3. Wypoziomuj oś A, wykonując następujące kroki. Jako przykład zastosowano zakres -10 mm–10 mm.
    4. W Motor Control Window zmień wartość osi A z 0 na -10 i naciśnij Enter. Stół przesunie się do pozycji -10 mm na osi A, co spowoduje przesunięcie pozycji sygnału w głównym oknie.
    5. Użyj regulowanej skali mikrometrycznej na stole skanującym, przedstawionej na Rysunku 5B, aby przesunąć minimalny pik sygnału z powrotem do pozycji ustawionej w kroku 4.10.2.
    6. Zmień wartość osi A na +10 i naciśnij enter. Stół przesunie się teraz z pozycji -10 mm do pozycji +10 mm na osi A i ponownie zaobserwowano przesunięcie sygnału. Zapisz kierunek i odległość, o którą przesunął się sygnał względem poprzedniej pozycji, a następnie ponownie zmień wartość osi A na -10. Sygnał wróci do pozycji ustawionej w kroku 4.11.5.
    7. Obracaj śrubą poziomującą na osi A stołu skanującego, jak pokazano na Rysunku 5B, i przesuń sygnał o dystans dwukrotny w tym samym kierunku, w którym przesunął się on z pozycji pierwotnej. Użyj mikrometru na stole skanującym, aby przesunąć sygnał z powrotem do pozycji pierwotnej (-0,3 mm dla 1,2 mm polistyrenu).
    8. Powtarzaj kroki 4.11.6–4.11.7 do momentu, aż sygnały dla +10 i -10 będą równe, a pik dla obu pozycji zostanie skupiony w pozycji pierwotnej (-0,3 mm na osi optycznej).
  2. Po wypoziomowaniu osi A zmień wartość osi A na 0 i powtórz tę samą procedurę dla osi B. Rozpocznij od zmiany wartości osi B w oknie sterowania silnikami z 0 na wartość najbardziej dodatnią (na przykład +10 mm). Podczas poziomowania używaj również śruby poziomującej na osi B stołu skanującego, przedstawionej na Rysunku 5B.
  3. Po wypoziomowaniu obu osi przywróć oś A i oś B do 0 mm. Zamknij Motor Control Window i sprawdź, czy sygnał znajduje się w pozycji pierwotnej w przypadku, gdyby nieco się przesunął.
  4. Zarejestruj ten sygnał jako referencyjny.
    1. Przejdź do okna DAQ Properties. Zmień wartość uśredniania na 5, a wszystkie pozostałe parametry pozostaw domyślne.
    2. Kliknij New Reference. Licznik uśredniania w prawym górnym rogu okna będzie odliczał od 0 do 20. Gdy licznik osiągnie 20, zmień wartość uśredniania na 1 i kliknij OK. Sygnał odbity od polistyrenu zostanie zapisany jako referencja dla wszystkich późniejszych skanów.
      UWAGA: Jeśli ma zostać wykonana wyłącznie procedura obrazowania THz, najlepiej wykonać kroki 4.3–4.14 przed wyjęciem tkanki guza z roztworu DMEM.
  5. Zamocuj guz na płycie polistyrenowej pokrywającej okno stołu skanującego.
    1. Zdejmij okno obrazujące ze stołu skanującego i przenieś je do obszaru manipulacji tkankami. Umieść guz na płycie polistyrenowej, jak pokazano na Rysunku 4B.
    2. Upewnij się, że między płytą a guzami nie ma istotnych pęcherzyków powietrza. Jeśli zaobserwowano pęcherzyki powietrza, dociśnij guz pęsetą lub podnieś go i delikatnie przetocz po polistyrenie, aż luki powietrzne zostaną zminimalizowane.
    3. Umieść dystansory absorpcyjne w regularnych odstępach wokół próbki testowej, jak pokazano na Rysunku 4B. Umieść drugą płytę polistyrenową nad guzem i lekko dociśnij, aby powierzchnia guza była jak najbardziej płaska. Przymocuj taśmą tak przygotowany układ polistyren-guz-polistyren do okna próbki.
  6. Obróć okno próbki, jak pokazano na Rysunku 4C, i zrób zdjęcia guza, aby zachować zapis jego orientacji. Wróć z oknem próbki wraz z guzem na stół skanujący.
  7. Kliknij przycisk Image Parameter Dialog, aby otworzyć okno Image Acquisition Parameters. Ustaw wartości Axis1min, Axis1max, Axis2min oraz Axis2max tak, aby w pełni objęły położenie guza w oknie obrazowania.
    UWAGA: Domyślnie Axis1 to oś A, a Axis2 to oś B.
  8. Ustaw Axis1step oraz Axis2step na 0,2 mm dla skanu obrazującego.
    UWAGA: Ustawienie Axis1step i Axis2step określi wielkość kroku silników krokowych na przyrosty 200 µm podczas procesu skanowania. Całkowity czas skanowania można oszacować w oknie Image Acquisition Parameters.
  9. Kliknij zakładkę Measure w głównym oknie i wybierz opcję Flyback 2D Scan. W wyświetlonym oknie wskaż katalog i nazwę pliku, pod którą mają zostać zapisane dane skanu.

5. Obróbka wstępna świeżej tkanki w przygotowaniu do procedury histopatologicznej

  1. Po zakończeniu procesu skanowania wyjmij okno próbki, płytki polistyrenowe oraz próbkę z rdzenia systemu THz i przenieś je do obszaru przeznaczonego dla odpadów niebezpiecznych. Zdejmij guz z płytki polistyrenowej i połóż go na płaskim kawałku tektury o rozmiarze zbliżonym do rozmiaru guza. Upewnij się, że orientacja guza jest taka sama jak na polistyrenie, a strona obrazowana dotyka tektury.
  2. Zanurz patyczek higieniczny w czerwonym barwniku do tkanek i zabarw lewą stronę guza, aż do miejsca, w którym krawędź guza styka się z tekturą. W podobny sposób zabarw prawą stronę guza niebieskim barwnikiem do tkanek. Zabarw odsłoniętą powierzchnię guza linią żółtego barwnika do tkanek, łączącą plamę czerwoną z niebieską, aby oznaczyć tylną stronę próbki, jak pokazano na Rysunku 7A.
    UWAGA: Aby zapobiec zabarwieniu roztworu formaliny przez tusz, nanieś na tkankę jedynie cienką warstwę. Można to osiągnąć poprzez przykładanie patyczka higienicznego do innej powierzchni przed zabarwieniem tkanki lub używając czystego patyczka do usunięcia nadmiaru barwnika. Unikaj kontaktu barwnika ze skórą lub odzieżą. Proces barwienia guza jest przeprowadzany w celu dostarczenia patomorfologowi informacji o stronie obrazowej guza oraz jego orientacji.

Proces przygotowania tkanki raka piersi; obrazy (A) forma, (B) oznakowany blok, (C) pojemnik z formaliną.
Rycina 7: Obróbka guza po obrazowaniu THz. (A) Guz ułożony stroną skierowaną w dół na tekturowym uchwycie i zabarwiony barwnikiem do znakowania tkanek. (B) Papier filtracyjny ułożony na guzie i przymocowany taśmą w celu utrzymania kontaktu. (C) Zabarwiony guz utrwalony na tekturze, zanurzony w 10% neutralnym roztworze formaliny buforowanej i uszczelniony parafilmem. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Pozostawić atrament do wyschnięcia na około 3–4 min. Wyciąć kawałek papieru filtracyjnego o wymiarach zbliżonych do wymiarów tektury. Położyć go na guzie, a następnie owinąć taśmą całkowicie wokół papieru filtracyjnego i tektury, zgodnie z ryciną 7B. Taśma i papier filtracyjny powinny unieruchomić guz przy tekturze, nie wywierając przy tym znacznego nacisku.
  2. Zanurzyć zabarwioną tkankę przymocowaną do tektury w 10% roztworze neutralnej soli formaliny i szczelnie zamknąć probówkę do wirowania za pomocą folii parafinowej, jak pokazano na rycinie 7C. Na etykiecie probówki oznaczyć numer próbki, datę, rodzaj tkanki oraz numer guza. Przekazać guz do patomorfologa w celu dalszego opracowania histopatologicznego.

6. Utylizacja odpadów niebezpiecznych

  1. Zbierz wszystkie odpady z tacy do obsługi tkanek wraz z workiem na odpady biologiczne użytym do przykrycia tacy i umieść je w nowym worku na odpady biologiczne, jak pokazano na Rycini 8. Zanieś worek do wyznaczonego obszaru składowania odpadów biologicznych w budynku i umów termin odbioru odpadów z działem Higieny i Bezpieczeństwa Środowiska (EH&S). Oczyść tacę do obsługi tkanek oraz otaczający ją obszar na stole za pomocą 10% roztworu wybielacza i etanolu.

Czerwony worek na odpady biologicznie niebezpieczne w laboratorium służący do bezpiecznej utylizacji materiałów biologicznych.
Rysunek 8: Fotografia worka na odpady biologicznie niebezpieczne. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Przenieś uchwyt do próbek ciekłych wraz z przekładkami i oknami kwarcowymi (w tym oknem próbkowym, na którym zamontowano guz), płytki polistyrenowe oraz pęsetę laboratoryjną do strefy mycia. Przepłucz wszystkie materiały wodą, a następnie 10% roztworem wybielacza, wycierając w razie potrzeby ręcznikami papierowymi w celu usunięcia resztek tkanek. Przepłucz ponownie wodą, wyszoruj roztworem Alconox i dokładnie wypłucz. Szkło i elementy plastikowe wypłucz w 70% alkoholu izopropylowym i odstaw do wyschnięcia.
    UWAGA: Po umieszczeniu guza w formalinie i oczyszczeniu przestrzeni próbkowania, przetwarzanie danych może odbywać się równolegle z obrazowaniem lub w późniejszym terminie.

7. Przetwarzanie danych w celu stworzenia obrazów THz

  1. Wyeksportuj zapisane pliki danych .tvl z systemu THz. Surowe pliki danych uzyskane z systemu są zapisane w języku Python i najlepiej odczytać je w Pythonie przed zapisaniem jako pliki danych MATLAB.
  2. Aby stworzyć obraz THz zeskanowanej świeżej tkanki, przekształć surowe dane obrazowania odbicia w dziedzinie czasu w dziedzinę częstotliwości, stosując transformatę Fouriera w trzecim wymiarze macierzy surowych danych (tzn. w wymiarze czasu). Wykonaj również transformatę Fouriera danych referencyjnych.
    UWAGA: Typowe widmo w dziedzinie częstotliwości powinno dostarczyć dane w zakresie od 0,1 THz do 4 THz.
  3. Znormalizuj dane próbki za pomocą danych referencyjnych i wyznacz widma mocy na podstawie całkowania znormalizowanych danych w zakresie częstotliwości od f1 = 0,5 THz do f2 = 1,0 THz, korzystając z następującego równania19:
    Wzór na widma mocy, równanie przedstawiające stosunek absorpcji w analizie częstotliwości terhercowej.
    UWAGA: Tutaj Esample to dane obrazowania odbicia w dziedzinie częstotliwości dla próbki tkanki, a Ereference to dziedzina częstotliwości danych odbicia z jednego punktu dla sygnału referencyjnego.
  4. Stwórz dwuwymiarowy obraz poprzez naniesienie obliczonych danych widm mocy dla każdego punktu w macierzy zdefiniowanej przez oś A i oś B. Jest to tzw. obraz THz widm mocy.
    UWAGA: Metoda uzyskania zamiast tego tomograficznego obrazu THz została szczegółowo opisana w krokach 7.5–7.7.
  5. W celu charakterystyki oblicz teoretyczne odbicie zależne od częstotliwości dla zakresu potencjalnych właściwości tkanki, korzystając z następującego równania18:
    Równanie interferencji optycznej dla analizy cienkich warstw. Równanie ilustrujące stosunki pól elektrycznych.
    UWAGA: Tutaj ρT,ij jest zespolonym współczynnikiem odbicia Fresnela między obszarem i a obszarem j; dj to grubość obszaru j; a θj to kąt propagacji w obszarze j, powiązany z kątem padania zgodnie z prawem Snella. Wzór na stałą propagacji, zespolony współczynnik załamania, równanie fizyki optycznej, użytek edukacyjny. to zespolony współczynnik propagacji w obszarze j, gdzie ω jest częstotliwością kątową, c jest prędkością światła w próżni, nj jest częścią rzeczywistą współczynnika załamania, a αabs,j jest współczynnikiem absorpcji18. Obszar 1 to powietrze, obszar 2 to płyta polistyrenowa, a obszar 3 to tkanka.
  6. Oblicz odbicie w równaniu (2) dla zakresu zdefiniowanych przez użytkownika współczynników załamania i absorpcji dla obszaru 3 (n3 i αabs,3) i porównaj go z sygnałem pomiarowym w każdym punkcie, aby obliczyć połączony średni błąd kwadratowy dla amplitudy i fazy.
    UWAGA: Rozwiązaniem dla współczynnika załamania i współczynnika absorpcji jest para wartości dająca najniższy błąd.
  7. Stwórz tomograficzny obraz THz z wyekstrahowanych danych współczynnika załamania i współczynnika absorpcji (n3 i αabs,3) dla każdego piksela. Przeanalizuj obszary guza, porównując je z obrazem preparatu patologicznego otrzymanym od patologa. Reprezentatywne wyniki przedstawiono na Rysunku 9, a przykłady niewystarczającego przestrzegania protokołu na Rysunku 10 i Rysunku 11.

8. Wyznaczanie właściwości elektrycznych tkanki na podstawie danych spektroskopii transmisyjnej

  1. W głównym oknie oprogramowania do pomiarów spektroskopii transmisyjnej THz przejdź do karty File (Plik) i kliknij opcję Export (Eksportuj). Pojawi się okno wyboru Data Type (Typu danych) oraz Sample (Próbki) do eksportu. Dla pomiarów kwarcu i próbki tkanki wybierz typy danych Transmittance (Transmitancja) i Transmittance Phase (Faza transmitancji).
  2. Oblicz teoretyczną zależność transmisji od częstotliwości dla zakresu potencjalnych właściwości tkanki, korzystając z następującego równania15:
    Równanie pomiaru optycznego, formuła wykazująca stosunek Esamp/Eref w analizie spektroskopowej.
    UWAGA: Tutaj Diagram równowagi statycznej; ΣFx=0; równanie momentu obrotowego τ=Iα; analiza fizyki mechanicznej. jest stosunkiem współczynników transmisji Fresnela dla układów próbki i referencyjnego; γ1 i γ3 to odpowiednio zespolone stałe propagacji powietrza i tkanki, a d to grubość tkanki. Stałą propagacji definiuje się ogólnie jako γ=jω/ĉn; równanie tłumienia, analiza systemów dynamicznych, formuła matematyczna. ñ to zespolony współczynnik załamania światła zdefiniowany jako Równanie zespolonego współczynnika załamania światła, \( \tilde{n} = n - j\frac{c}{\omega}\frac{a_{abs}}{2} \), badanie optyczne., gdzie n jest częścią rzeczywistą współczynnika załamania; c to prędkość światła; ω to częstotliwość kątowa; a αabs to współczynnik absorpcji15.
  3. Oblicz łączny średni błąd kwadratowy pomiędzy amplitudą i fazą transmisji w równaniu (3) a danymi pomiarowymi z systemu dla zakresu zdefiniowanych przez użytkownika wartości n i αabs.
    UWAGA: Rozwiązaniem dla współczynnika załamania i współczynnika absorpcji jest para wartości, która daje najniższy błąd.
  4. Wykreśl dane wyznaczonego współczynnika załamania i współczynnika absorpcji w funkcji zakresu częstotliwości od 0,15–3,5 THz. Reprezentatywne wyniki przedstawiono na Rysunku 12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wyniki obrazowania THz18 uzyskane zgodnie z opisanym powyżej protokołem dla próbki guza raka piersi u człowieka nr #ND14139 otrzymanej z biobanku przedstawiono na Rysunku 9. Według raportu patomorfologicznego guz #ND14139 był naciekającym rakiem przewodowym (IDC) stopnia I/II, pobranym od 49-letniej kobiety podczas zabiegu wycięcia guzka z lewej piersi. Zdjęcie guza przedstawiono na Rysunku 9A, obraz patomorfologiczny na

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Skuteczne obrazowanie odbiciowe THz świeżej tkanki zależy przede wszystkim od dwóch krytycznych aspektów: 1) właściwego uwzględnienia obchodzenia się z tkankami (sekcje 2 i 4.15); oraz 2) ustawienie sceny (przede wszystkim sekcja 4.11). Niewystarczające wysuszenie tkanki może skutkować zwiększonym odbiciem i niezdolnością do wizualizacji regionów z powodu wysokich odbić DMEM i innych płynów. Tymczasem słaby kontakt tkanki z okienkiem obrazowania tworzy pierścienie lub plamy o niskim współczynniku odbicia na obrazie odbic...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez National Institutes of Health (NIH) Award # R15CA208798 oraz częściowo przez National Science Foundation (NSF) Award # 1408007. Dofinansowanie na pulsacyjny system THz uzyskano za pośrednictwem nagrody NSF/MRI Award # 1228958. Potwierdzamy wykorzystanie tkanek zamówionych przez National Disease Research Interchange (NDRI) przy wsparciu z grantu NIH U42OD11158. Dziękujemy również za współpracę z Laboratorium Diagnostycznym Chorób Zwierząt w Oklahomie na Uniwersytecie Stanowym Oklahomy w celu przeprowadzenia procedury histopatologicznej na wszystkich tkankach obsługiwanych w tej pracy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
70% alkoholu izopropylowegoVWR89108-162Zawiera 70% izopropanolu klasy USP i 30% wody dejonizowanej klasy USP
Detergent w proszku AlconoxVWR21835-032Skoncentrowany detergent do usuwania zanieczyszczeń organicznych ze szkła, metalu, stali nierdzewnej, porcelany, ceramiki, plastiku, gumy i włókna szklanego
Worki Bio HazardFisher Scientific19-033-712Zatwierdzone przez Justrite FM worki zastępcze na odpady biologiczne
Uchwyt kartonowyNIEDOTYCZYOdpad kartonowy do utrzymania nienaruszonej powierzchni obrazowania tkanek po zanurzeniu w formalinie
Probówki wirówkoweVWR10026-078Probówki wirówkowe z płaskimi nakrętkami, ze stożkowym dnem, polipropylenowe, sterylne, waciki bawełniane z linii standardowej
Walmart551398298Q-tips Oryginalne waciki bawełniane używane do barwienia Tkanka
Alkohol etylowyVWR71002-426KOPTECH Czysty (niedenaturowany) bezwodny (200 proof/100%) alkohol etylowy
Gogle ochronneVWR89130-918Profesjonalne okulary ochronne Kimberly-clark Maska
twarz MaskiVWR95041-774DUKAL Corporation
Bibuła filtracyjnaSigma AldrichZ240087Whatman klasy 1
Roztwór formalinySigma AldrichHT501128-4L10% neutralna buforowana formalina
Świeżo wycięte nowotwory ludzkie (Infiltracyjny rak przewodowy (IDC)))National Disease Research Interchange (NDRI biobankN/AProtokół jest podpisany z NDRI dla wymaganego typu nowotworów
Roztwór wybielacza IRADECONVWR89234-816Wstępnie rozcieńczony roztwór wybielacza podchlorynu sodu
Chusteczki KIMTECH SCIENCEVWR21905-026Kimberly-clark professional Kim chusteczki
Płaszcz laboratoryjnyVWR10141-342Ten numer katalogowy dotyczy średniej wielkości sierści
Pęseta laboratoryjna/kleszczykiVWR82027-388Można użyć dowolnej pęsety laboratoryjnej, o ile nie uszkodzi ona tkanki
Uchwyt na płynną próbkę (dwa okienka kwarcowe z teflonową przekładką 0,1 mm)TeraView, LtdNie dotyczyOkna kwarcowe o średnicy 1 cala i grubości 0,1452 cala
Rękawice nitryloweVWR82026-426Ten numer katalogowy dotyczy rękawic średniej wielkości
Butla z azotemAirgasNI UHP300AZOT UHP GR 5.0 ROZMIAR 300
Ręcznik papierowyVWR14222-321Arkusze 11" x 8,78", 1-warstwowy
Parafilm VWR52858-076Elastyczne tworzywo termoplastyczne. Zwijany, wodoodporny arkusz przepnięty papierem, aby zapobiec samoprzywieraniu.
Szalka PetriegoVWR470210-568VWR szalka Petriego, poślizgowa, mono talerz (niedzielone dno)
Polistyrenowa płytaHome Depot1S11143A~ kwadratowy kawałek 10 cm x 10 cm wycięty z nieoślepiającego arkusza styrenowego o wymiarach 11" x 14" x 0,05"
Oprogramowanie ScanAcquireTeraView, LtdN/AOprogramowanie systemowe do pomiarów odbicia THz
Niskoprofilowe ostrze ze stali nierdzewnej (#4689)VWR25608-964Tissue-Tek Accu-Edge Jednorazowe ostrza mikrotomu
Metalowa taca ze stali nierdzewnejSzybka medyczna10FPolar Ware Tace na instrumenty medyczne ze stali nierdzewnej
Barwniki do znakowania tkanekTed Pella, IncŻółty barwnik #27213-1
Czerwony barwnik #27213-2
Niebieski barwnik #27213-4		Służy do orientacji wyciętych próbek tkanek
wysyłanych do laboratorium histopatologicznego
TPS Spectra 3000TeraView, LtdN/ASystem obrazowania i spektroskopii THz
Oprogramowanie TPS SpectraTeraView, LtdN/A Oprogramowaniesystemowe do pomiarów spektroskopii transmisyjnej THz
Nie dotyczy na chirurgiczne Filtry celulozowe

Bibliografia

  1. Burford, N. M., El-Shenawee, M. O. Review of terahertz photoconductive antenna technology. Optical Engineering. 56 (1), 010901(2017).
  2. Sun, Q., et al. Recent advances in terahertz technology for biomedical applications. Quantitative Imaging in Medicine and Surgery. 7 (3), 345-355 (2017).
  3. Wilmink, G. J., et al. In vitro investigation of the biological effects associated with human dermal fibroblasts exposed to 2.52 THz radiation. Lasers in Surgery and Medicine. 43 (2), 152-163 (2011).
  4. Arbab, M. H., et al. Terahertz spectroscopy for the assessment of burn injuries in vivo. Journal of Biomedical Optics. 18 (7), 077004(2013).
  5. Sy, S., et al. Terahertz spectroscopy of liver cirrhosis: investigating the origin of contrast. Physics in Medicine and Biology. 55 (24), 7587-7596 (2010).
  6. Yu, C., Fan, S., Sun, Y., Pickwell-Macpherson, E. The potential of terahertz imaging for cancer diagnosis: A review of investigations to date. Quantitative Imaging in Medicine and Surgery. 2 (1), 33-45 (2012).
  7. El-Shenawee, M., Vohra, N., Bowman, T., Bailey, K. Cancer detection in excised breast tumors using terahertz imaging and spectroscopy. Biomedical Spectroscopy and Imaging. 8 (1-2), 1-9 (2019).
  8. Yamaguchi, S., et al. Brain tumor imaging of rat fresh tissue using terahertz spectroscopy. Scientific Reports. 6 (30124), 1-6 (2016).
  9. Rong, L., et al. Terahertz in-line digital holography of human hepatocellular carcinoma tissue. Scientific Reports. 5 (8445), 1-6 (2015).
  10. Park, J. Y., Choi, H. J., Nam, G., Cho, K., Son, J. In Vivo Dual-Modality Terahertz / Magnetic Resonance Imaging Using Superparamagnetic Iron Oxide Nanoparticles as a Dual Contrast Agent. IEEE Transactions on Terahertz Science and Technology. 2 (1), 93-98 (2012).
  11. Ji, Y. B., et al. Feasibility of terahertz reflectometry for discrimination of human early gastric cancers. Biomedical Optics Express. 6 (4), 1413-1421 (2015).
  12. Bowman, T., et al. A Phantom Study of Terahertz Spectroscopy and Imaging of Micro- and Nano-diamonds and Nano-onions as Contrast Agents for Breast Cancer. Biomedical Physics and Engineering Express. 3 (5), 055001(2017).
  13. Chavez, T., Bowman, T., Wu, J., Bailey, K., El-Shenawee, M. Assessment of Terahertz Imaging for Excised Breast Cancer Tumors with Image Morphing. Journal of Infrared, Millimeter, and Terahertz Waves. 39 (12), 1283-1302 (2018).
  14. Bowman, T. C., El-Shenawee, M., Campbell, L. K. Terahertz Imaging of Excised Breast Tumor Tissue on Paraffin Sections. IEEE Transactions on Antennas and Propagation. 63 (5), 2088-2097 (2015).
  15. Bowman, T., El-Shenawee, M., Campbell, L. K. Terahertz transmission vs reflection imaging and model-based characterization for excised breast carcinomas. Biomedical Optics Express. 7 (9), 3756-3783 (2016).
  16. Bowman, T., Wu, Y., Gauch, J., Campbell, L. K., El-Shenawee, M. Terahertz Imaging of Three-Dimensional Dehydrated Breast Cancer Tumors. Journal of Infrared, Millimeter, and Terahertz Waves. 38 (6), 766-786 (2017).
  17. Bowman, T., et al. Pulsed terahertz imaging of breast cancer in freshly excised murine tumors. Journal of Biomedical Optics. 23 (2), 026004(2018).
  18. Bowman, T., Vohra, N., Bailey, K., El-Shenawee, M. Terahertz tomographic imaging of freshly excised human breast tissues. Journal of Medical Imaging. 6 (2), 023501(2019).
  19. Vohra, N., et al. Pulsed Terahertz Reflection Imaging of Tumors in a Spontaneous Model of Breast Cancer. Biomedical Physics and Engineering Express. 4 (6), 065025(2018).
  20. Jacobs, L. Positive margins: the challenge continues for breast surgeons. Annals of Surgical Oncology. 15 (5), 1271-1272 (2008).
  21. Moran, M. S., et al. Society of Surgical Oncology--American Society for Radiation Oncology Consensus Guideline on Margins for Breast-Conserving Surgery With Whole-Breast Irradiation in Stages I and II Invasive Breast Cancer. International Journal of Radiation Oncology. 88 (3), 553-564 (2014).
  22. Fitzgerald, A. J., et al. Terahertz Pulsed Imaging of human breast tumors. Radiology. 239 (2), 533-540 (2006).
  23. Ashworth, P. C., et al. Terahertz pulsed spectroscopy of freshly excised human breast cancer. Optics Express. 17 (15), 12444-12454 (2009).
  24. Doradla, P., Alavi, K., Joseph, C., Giles, R. Detection of colon cancer by continuous-wave terahertz polarization imaging technique. Journal of Biomedical Optics. 18 (9), 090504(2013).
  25. Reid, C. B., et al. Terahertz pulsed imaging of freshly excised human colonic tissues. Physics in Medicine and Biology. 56 (1), 4333-4353 (2011).
  26. Teraview. Teraview.com. , Available from: https://teraview.com (2019).
  27. Orosco, R. K., et al. Positive Surgical Margins in the 10 Most Common Solid Cancers. Scientific Reports. 8 (1), 1-9 (2018).
  28. Bowman, T., et al. Statistical signal processing for quantitative assessment of pulsed terahertz imaging of human breast tumors. 2017 42nd International Conference on Infrared, Millimeter, and Terahertz Waves (IRMMW-THz). , Cancun 1-2 (2017).
  29. Gavdush, A. A., et al. Terahertz spectroscopy of gelatin-embedded human brain gliomas of different grades: a road toward intraoperative THz diagnosis. Journal of Biomedical Optics. 24 (2), 027001(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ocena marginesów chirurgicznychspektroskopia terahercowacharakterystyka tkanekobrazowanie w trybie odbiciowymanaliza spektroskopii transmisyjnejpoziomowanie stolika z próbkąmontaż na płytce polistyrenowejpostępowanie z tkanką nowotworową
Protokół obrazowania i charakterystyki terahercowej dla świeżo wyciętych guzów raka piersi
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.