Zastosowanie kapilarnego generatora aerozolu w ciągłej produkcji kontrolowanego aerozolu do badań nieklinicznych

Didier Goedertier; Sandra Schorderet Weber; Francesco Lucci; Tom Lee; Wei Teck Tan; Falk Radtke; Subash Krishnan; Patrick Vanscheeuwijck; Arkadiusz K. Kuczaj; Julia Hoeng

doi:10.3791/61021

Artykuł metodologiczny

Zastosowanie kapilarnego generatora aerozolu w ciągłej produkcji kontrolowanego aerozolu do badań nieklinicznych

4.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61021

⸱

12 kwietnia 2022

Didier Goedertier¹ , Sandra Schorderet Weber¹ , Francesco Lucci¹ , Tom Lee² , Wei Teck Tan² , Falk Radtke¹ , Subash Krishnan² , Patrick Vanscheeuwijck¹ , Arkadiusz K. Kuczaj¹^,³ , Julia Hoeng¹

¹PMI R&D, Philip Morris Products S.A., ²PMI R&D, Philip Morris Research Laboratories Pte. Ltd., ³Applied Mathematics, University of Twente

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół opisuje ustawienia i użycie kapilarnego generatora aerozolu do ciągłej produkcji kontrolowanego aerozolu z wielogatunkowego płynnego roztworu, odpowiedniego do stałego dostarczania aerozolu o dużej objętości (np. badania inhalacyjne in vivo).

Streszczenie

Kapilarny generator aerozoli (CAG) działa zgodnie z zasadą termicznego parowania cieczy poprzez podgrzewanie e-liquidu w początkowej fazie, a następnie zarodkowanie i kondensację regulowane przez mieszaninę przepływu powietrza w celu wytworzenia aerozoli, takich jak w elektronicznym papierosie (EC). CAG jest szczególnie przydatny w wytwarzaniu aerozoli o dużych objętościach w sposób ciągły, na przykład w takich przypadkach jak badania toksykologiczne inhalacyjne in vivo, w których zastosowanie EC nie jest możliwe. Efekty termiczne wytwarzania aerozolu z CAG są podobne pod względem temperatury stosowanej w EC, co pozwala badaczom ocenić opary e-liquidów na dużą skalę i odtwarzalność. Ponieważ działanie CAG pozwala użytkownikom kontrolować krytyczne parametry, takie jak natężenie przepływu e-liquidu, temperatury ogrzewania i przepływy powietrza rozcieńczającego, pozwala badaczom testować różne preparaty e-liquidów w dobrze kontrolowanym urządzeniu. Wykazano, że właściwości, takie jak wielkość cząstek aerozolu, są regulowane wraz z natężeniem przepływu powietrza w odniesieniu do przepływu e-liquidu i składu e-liquidu. CAG ma jednak ograniczone możliwości oceny powszechnych problemów związanych z KE, takich jak przegrzewanie się jej elementów. Staramy się wykazać, że CAG może generować aerozol, który jest powtarzalny i ciągły, oceniając chemiczne i fizyczne właściwości aerozolu przy użyciu wybranego preparatu e-liquidu. Protokół opisuje parametry operacyjne natężenia przepływu cieczy, natężenia przepływu powietrza rozcieńczającego oraz procedury operacyjne wymagające optymalizacji stężenia aerozolu i wielkości cząstek wymaganych do badania toksykologicznego in vivo. Przedstawiając reprezentatywne wyniki protokołu i omawiając wyzwania i zastosowania pracy z CAG, pokazujemy, że CAG może być używany w powtarzalny sposób. Technologia i protokół, które zostały opracowane na podstawie wcześniejszych prac, służą jako podstawa dla przyszłych innowacji w kontrolowanych laboratoryjnie badaniach nad generowaniem aerozoli.

Wprowadzenie

Popularne e-liquidy zawierają mieszaninę glikolu propylenowego, glicerolu, wody, nikotyny i wybranych smaków. Skład aerozolu generowanego przez urządzenie EC zależy nie tylko od formuły płynnej, ale także od materiału, konstrukcji i właściwości urządzenia. W związku z tym wiele urządzeń EC może wprowadzać dużą zmienność w produkcji aerozolu¹, w tym specyficzne dla urządzenia wytwarzanie podwyższonych poziomów niepożądanych składników, zmiany objętości zaciągnięcia, zmiany przepływu powietrza z powodu zablokowanych otworów wentylacyjnych i "suche zaciąganie się" (gdy pojemnik z płynem jest prawie pusty, powodując przegrzanie urządzenia, ponieważ część dostarczonej energii nie jest wykorzystywana do odparowywania cieczy)². Dodatkowo, ładowanie, napełnianie i czyszczenie urządzeń EC podczas długotrwałych badań inhalacyjnych stałoby się ogromnym dodatkowym ograniczeniem pod względem logistycznym³. Z tych powodów należy rozważyć zastosowanie innych generatorów aerozoli do produkcji aerozoli na dużą skalę i właściwej oceny preparatów płynnych, unikając jednocześnie zmian w składzie aerozoli związanych z urządzeniem i zmniejszając obciążenie pracą⁴^,⁵. Niemniej jednak aerozole wytwarzane przez wyroby powinny pozostać częścią strategii oceny ryzyka, ponieważ poziomy niektórych składników w wyrobach EC mogą być bardziej podwyższone niż w kontrolowanych laboratoryjnie znormalizowanych generatorach aerozoli ze względu na specyfikę ogrzewania/chłodzenia urządzeń⁶^,⁷^,⁸.

Ze względu na ograniczone informacje na temat obecnie dostępnych wymogów regulacyjnych, metody oceny potencjalnej toksyczności aerozoli generowanych przez elektroniczne papierosy (EC) wciąż ewoluują⁹^,¹⁰^,¹¹. Jednak dokładna ocena in vitro i in vivo wymaga wytworzenia dobrze scharakteryzowanych i odtwarzalnych objętości aerozolu w czasie. Produkcja aerozolu z urządzenia EC z kontrolowanym reżimem zaciągania byłaby z pewnością najbardziej reprezentatywnym procesem z punktu widzenia konsumpcji przez użytkowników. W przypadku regulacyjnych badań toksyczności, biorąc pod uwagę różnorodność możliwych postaci płynnych, które użytkownicy mogą często przygotowywać samodzielnie, a jednocześnie modyfikując niektóre cechy wyrobu (np. dostarczoną energię), stosowanie wyrobów EC do przeprowadzania długotrwałych badań toksykologicznych przy powtarzającym się narażeniu jest nie tylko trudne, ale także potencjalnie nieodpowiednie.

Generator aerozoli kapilarnych (CAG)-opracowany przez Philip Morris¹²^,¹³ i dalej udoskonalany przez Virginia Commonwealth University^14-działa na zasadzie tworzenia strumienia gorącej pary z elektrycznie ogrzewanej kapilary, która jest następnie schładzana powietrzem otoczenia, powodując tworzenie się jądra cząstek, a następnie kondensację, co prowadzi do tworzenia aerozolu. Ponieważ te same procesy fizyczne prowadzą do powstawania aerozoli w EC (poza dostarczaniem cieczy do kapilary przez pompę w CAG, która w EC jest zwykle zastępowana siłami kapilarnymi działającymi na materiał odprowadzający wilgoć pobierającą ciecz ze zbiornika w EC), charakterystyka aerozoli generowanych przez CAG jest bardzo podobna do właściwości aerozoli EC¹⁴ (Rysunek 1). CAG pozwala na produkcję dużych ilości aerozolu, przy niewielkich wymaganiach dotyczących obsługi; W związku z tym nadaje się szczególnie do badań inhalacyjnych in vivo.

CAG to urządzenie laboratoryjne składające się z podgrzewanej rurki kapilarnej po prostu podłączonej do regulatora temperatury i do zbiornika cieczy za pomocą pompy perystaltycznej (Rysunek 2A). Kapilara (160 mm, 21 G, stal nierdzewna) jest podgrzewana przez cztery elementy grzejne, wszystkie osadzone w aluminiowym bloku (Rysunek 2B). Temperatura jest zwykle ustawiana na 250-275 °C, aby naśladować warunki nagrzewania cewki w urządzeniu EC¹⁵. Ciecz pompowana przez kapilarnę jest podgrzewana i zamieniana w gorącą parę wychodzącą z końcówki kapilary. Montaż CAG (Rysunek 2C) wymaga dodatkowych elementów do mieszania wytworzonej pary z zimnym powietrzem i formowania aerozolu. Nagłe mieszanie gorącej, przesyconej pary ze strumieniem zimnego powietrza powoduje zarodkowanie, a następnie kondensację, co prowadzi do powstania aerozolu (Rysunek 2C). W naszym projekcie CAG (Rysunek 3) dodatkowy strumień ogrzanego powietrza najpierw schładza korpus zewnętrzny, a następnie krąży wzdłuż bloków grzewczych, aby podgrzać przepływ powietrza, zapobiegając jednocześnie kondensacji cofnięcia się cieczy na końcu kapilary i stabilizując wybuch strumienia pary. Dodatkowo tworzy niepożądane ekranowanie gorących oparów, wpływając w ten sposób na proces zarodkowania. Z tego powodu natężenie przepływu stosowane do tego przepływu powietrza powinno być minimalne i dostosowane do celu aplikacji. Ten przepływ powietrza będzie nazywany "przepływem podgrzanego powietrza" w całym tym manuskrypcie, chociaż należy rozumieć, że strumień ten jest ogrzewany pasywnie przez bloki grzewcze, a nie celowo przez użytkownika.

Szybkość przepływu powietrza chłodzącego ma duży wpływ na wielkość generowanych cząsteczek aerozolu. W przypadku produkcji aerozoli do badań inhalacyjnych in vivo, przepływ powietrza rozcieńczającego określi dawkę narażenia i może być konieczne dalsze rozcieńczenie przed dotarciem do komory naświetlającej. Oprócz składu chemicznego aerozoli konieczne jest scharakteryzowanie rozkładu wielkości cząstek aerozolu (PSD) w celu zapewnienia, że wytwarzany aerozol jest podobny do tego wytwarzanego przez EC i mieści się w zakresie wielkości cząstek inhalacyjnych zalecanym przez wytyczne OECD (często parametryzowanym przez założenie logarytmiczności normalności PSD z medianą masy średnicy aerodynamicznej [MMAD] i geometrycznym odchyleniem standardowym [GSD]).

MMAD generowanych aerozoli może się znacznie różnić w zależności od konstrukcji urządzenia, właściwości fizykochemicznych cieczy preparatu (np. gęstość, lepkość i napięcie powierzchniowe), natężenia przepływu powietrza i temperatury dyktującej warunki termodynamiczne¹⁴^,¹⁶^,¹⁷. W przypadku eksperymentów z ekspozycją in vivo przepływ powietrza składa się na ogół z klimatyzowanego, przefiltrowanego powietrza o temperaturze 22 ± 2 °C i wilgotności względnej 60% ± 5%. Wytworzony aerozol może być następnie dalej rozcieńczany w zależności od wymagań badania, aby osiągnąć docelowe stężenia w atmosferze testowej. Następnie jest on dostarczany szklanymi rurami do komory ekspozycyjnej w celu zmniejszenia strat filtracji. W przedstawionych tutaj wynikach ustalono ustawienia temperatury i przepływu powietrza, aby wykazać, że CAG może być stosowany do ciągłego wytwarzania kontrolowanego aerozolu o stałym i wdychanym PSD oraz określonych stężeniach do badań inhalacyjnych in vivo.

W protokole opiszemy, jak: 1) złożyć CAG, 2) określić parametry wymagane do wytworzenia aerozolu z CAG, 3) przeprowadzić generowanie aerozolu i 4) przeanalizować fizyczne i chemiczne składniki interesujące aerozol. W tych wstępnych seriach rozważamy płynny roztwór oparty na mieszaninie składników tworzących aerozol: glikol propylenowy (PG), glicerol (VG), woda i nikotyna w określonych frakcjach masowych. Na koniec podzielimy się przykładowymi danymi do oceny złożonej mieszanki wielogatunkowej powstałej w naszych eksperymentach (obejmującej wyżej wymienione składniki zmieszane z dodatkowymi składnikami smakowymi). Omówimy ogólne wyniki i wyzwania wraz z możliwością zastosowania tego podejścia eksperymentalnego do oceny takich mieszanin.

Protokół

1. Montaż układu CAG

Montaż CAG
1. Umieść kapilarę w rowku kapilarnym aluminiowych bloków grzejnych tak, aby koniec wylotowy wystawał o około 5 mm.
2. Lekko dokręć śruby łączące dwie połowy aluminiowych bloków grzejnych.
3. Zamontuj elementy grzejne (a) i termoparę (b) w aluminiowych blokach grzewczych (c), tak aby przewody wystawały przez aluminiową tylną pokrywę (d) (Rysunek 4A).
4. Upewnij się, że przewody elementów grzejnych są podłączone do adaptera i są wyprostowane.
5. Zmontować wewnętrzną rurkę PEEK (g) z zewnętrzną rurką ze stali nierdzewnej (SS) (e). Upewnić się, że złączki zaciskowe (push-in) 2 x 4 mm (f) są mocno osadzone na zewnętrznej rurce SS (e) (Rycina 4B).
6. Umieść uszczelki typu O-ring (3 x 30 mm) w dwóch rowkach wewnętrznej rurki PEEK (g), a następnie włóż wewnętrzną rurkę PEEK (g) do zewnętrznej rurki stalowej (e) od strony przedniego końca.
7. Umieść zmontowane aluminiowe elementy grzejne na stalowej osłonie tylnej (i), tak aby aluminiowa tylna pokrywa była skierowana w stronę stalowej osłony tylnej, a następnie nasuń zespół rurki wewnętrznej z PEEK i zewnętrznej ze stali nierdzewnej na aluminiowe elementy grzejne, aż do ciasnego dopasowania do stalowej osłony tylnej (i) (Rycina 4C).
8. Umieść aluminiową przednią nakrętkę (h) na aluminiowym elemencie grzejnym, wewnątrz wewnętrznej rurki z PEEK. Upewnij się, że kapilara lekko wystaje poza aluminiową przednią nakrętkę. Zamontuj trzy stalowe śruby prowadzące (j) wokół stalowego wspornika tylnego i mocno dokręć.
9. Umieść adapter PEEK (k) na przedniej części wewnętrznej rurki PEEK. Upewnij się, że adapter PEEK pasuje do przedniego rowka wewnętrznej rurki PEEK. Umieść 25-milimetrowy scheduler (l) na adapterze PEEK i przełóż go przez trzy stalowe (SS) śruby prowadzące. Ręcznie dokręć nakrętki na schedulerze tak, aby adapter PEEK był ciasno osadzony (Rycina 4D).
10. Podłącz elementy grzejne do kontrolera temperatury, a kapilarę do pompy perystaltycznej oraz roztworu cieczy testowej.
11. Podłącz sprężone powietrze do przepływu gorącego powietrza do CAG poprzez złączki zatrzaskowe 2 x 4 mm (Rysunek 4B, [f]).
12. Zamontuj CAG do elementu szklanego i podłącz przepływy powietrza chłodzącego CAG oraz pierwsze przepływy powietrza rozcieńczającego (powietrze przetworzone; Rycina 3). W razie potrzeby należy dodać drugi wpis przepływu rozcieńczania, a także porty poboru próbek aerozolu i regulacyjne złącze T (Rycina 5).
Procedura czyszczenia CAG
1. Wyjąć CAG z zestawu szklanego CAG i czyścić szkło suchymi chusteczkami, aż będzie widocznie suche.
2. Należy obserwować wylot kapilary w CAG pod kątem występowania niedrożności. Jeśli na wylocie kapilary widoczne jest osadzanie się cząstek, należy wymienić kapilarę. Podobnie, w przypadku zauważenia zmniejszenia ilości dostarczanego aerozolu, należy zastąpić kapilarę nową.
3. Zdemontuj CAG, wykonując kroki od 1.1.9 do 1.1.1 w odwrotnej kolejności.
4. Ponownie złóż CAG zgodnie z krokami od 1.1.1 do 1.1.9 po wymianie kapilary.

2. Obliczenia stężenia i rozcieńczenia aerozolu CAG

Teoretyczne obliczenia TDF
1. Oblicz TDF na podstawie stężenia formulacji ciekłej (nazwanej tutaj roztworem zapasowym/stężeniem zapasowym) oraz LFR:
  
  TDFcałkowity przepływ powietrza rozcieńczającego (L/min)
  C_{Roztwór zapasowy}: stężenie roztworu zapasu 2%, m/m)
  LFRprzepływ cieczy (g/min)
  C_Cel: stężenie docelowe (µg/L)
2. Przy użyciu roztworu zawierającego 2% (m/m) nikotyny, przy docelowym stężeniu aerozolu nikotynowego wynoszącym 15 µg/L przy LFR wynoszącym 0,35 g/min przyjmijmy, że wydajność 10% będzie następująca:
Teoretyczne obliczenie LFR
1. Oblicz LFR na podstawie stężenia płynnego roztworu zapasowego oraz TDF:
  
  LFRprzepływ cieczy (g/min)
  C_Celstężenie docelowe (µg/L)
  TDFcałkowity przepływ powietrza rozcieńczającego (L/min)
  C_Zapasstężenie roztworu zapasowego (%, m/m)
2. Przy użyciu roztworu zawierającego 2% (m/m) nikotyny, z docelowym stężeniem aerozolu nikotynowego wynoszącym 15 µg/L przy TDF wynoszącym 30 L/min przyjmijmy, że wydajność 10% będzie następująca:
Obliczanie rzeczywistej wydajności (%) na podstawie danych eksperymentalnych
1. Na podstawie powyższych obliczeń teoretycznych należy przeprowadzić wstępne próby inżynieryjne w celu ilościowego oznaczenia rzeczywistego stężenia składników aerozolu (C_Rzeczywisty) i oblicz rzeczywistą wydajność (AY) aerozolu CAG. Przeprowadź dalsze dostrojenie stężenia aerozolu, stosując te same obliczenia w celu dostosowania TDF lub LFR.
  
  AY: rzeczywista wydajność (%)
  C_Rzeczywistyfaktyczne stężenie składników aerozolu (µg/L)
  TDFcałkowity przepływ powietrza rozcieńczającego (L/min)
  C_{Roztwór zapasowy}stężenie roztworu zapasowego (%, m/m)
  LFRnatężenie przepływu cieczy (g/min)
2. Przy użyciu roztworu zawierającego 2% (m/m) nikotyny, przy zmierzonym stężeniu aerozolu nikotynowego wynoszącym 15 µg/L, TDF wynoszącym 320 l/min oraz LFR na poziomie 0,35 g/min, doprowadzą do następującego AY nikotyny:

3. Generowanie aerozolu CAG

Rozpoczęcie generowania aerozolu
1. Zważ i zapisz wartość cieczy testowej, mieszadła magnetycznego i butelki z dokładnością do 0,01 g. Formulacje roztworów zapasowych przygotowuje się z komponentów opisanych w Tabela 1.
2. Ustaw odpowiednie parametry przepływu powietrza (±5%) (Rysunek 5):
  Sprężone powietrze dla przepływu podgrzewanego: 2 l/min
  Przepływ chłodzenia: 10 L/min
  Przepływ pierwszego rozcieńczenia: 150 L/min
  Przepływ drugiego rozcieńczenia: 160 L/min
  Przepływ odpadów: 172 L/min
3. Ustaw wartość zadaną kontroli temperatury w cyfrowym regulatorze temperatury na 250 °C i rozpocząć ogrzewanie CAG.
4. Umieść płynny roztwór zapasowy z magnetycznym mieszadełkiem na mieszalniku magnetycznym. Umieść rurkę wlotową pompy perystaltycznej w roztworze testowym.
5. Włącz pompę perystaltyczną i ustaw przepływ na wartość LFR ±5% (g/min).
6. Gdy temperatura CAG osiągnie 250 ± 1 °Crozpocząć generowanie aerozolu poprzez uruchomienie pompy perystaltycznej w celu podania cieczy testowej do CAG.
7. Sprawdzić, czy aerozol jest generowany w pobliżu końcówki kapilary, i odnotować czas niezbędny do obliczenia masowego natężenia przepływu. Jeśli aerozol nie jest generowany, ponownie sprawdzić cały sprzęt oraz ustawienia. Jeśli aerozol nadal nie jest generowany, istnieje duże prawdopodobieństwo, że kapilara jest zablokowana i wymaga wymiany.
Podczas generowania aerozolu
1. Co 60 min należy odprowadzać ciecz skraplającą się w układzie szklanym, aby zapewnić stałe i stabilne generowanie aerozolu.
Zatrzymywanie generowania aerozolu
1. Wyjąć rurkę z butelki z roztworem testowym, zmienić ciecz testową na wodę dejonizowaną i zapisać czas w celu obliczenia masowego natężenia przepływu.
2. Należy poczekać, aż z kapilary zacznie wydobywać się para wodna, następnie wyłączyć kontroler temperatury i pozostawić włączoną pompę perystaltyczną przez co najmniej 10 minut w celu przepłukania i oczyszczenia kapilary.
3. Zważ i zapisz wartość cieczy testowej oraz butelki z dokładnością do 0,01 g, a następnie oblicz masowe natężenie przepływu, korzystając z następującego równania:
4. Wyłączyć sprężone powietrze używane jako podgrzewany przepływ.
5. W razie potrzeby należy wyjąć CAG z zestawu montażowego, oczyścić szklane rurki suchymi chusteczkami, a następnie ponownie złożyć CAG.

4. Analiza składników

UWAGA: Pobieranie próbek aerozolu odbywa się w dwóch punktach: a) z aerozolu nierozcieńczonego (podczas pobierania próbek nierozcieńczonych wyłączone są zarówno pierwsze, jak i drugie rozcieńczenie powietrzem) oraz b) z aerozolu rozcieńczonego przy zastosowaniu wszystkich dostępnych rozcieńczeń (Rysunek 5). W każdym z punktów pobierania, a i b, dostępnych jest do trzech portów, co umożliwia jednoczesne zbieranie ACM oraz korzystanie z innego sprzętu/sond do analizy charakterystyki aerozolu. Linia pobierania jest zainstalowana prostopadle do kierunku przepływu aerozolu i podłączona do pompy próżniowej, która pozwala na zassanie określonej objętości aerozolu (w zależności od natężenia przepływu pompy i czasu trwania pobierania próbki).

Oznaczanie masy zebranego aerozolu (ACM)
UWAGA: Faza cząsteczkowa aerozolu jest zatrzymywana na szklanowłóknistym filtrze (średnica: 44 mm, stopień zatrzymywania cząstek: 1.6 µm). Masę ACM przed i po próbkowaniu mierzy się wraz z uchwytami filtrów, aby zminimalizować straty podczas ważenia wynikające z odparowania komponentów lotnych.
1. Umieść filtr w uchwycie filtra, a następnie załóż nakrętki filtra.
2. Zważ uchwyt filtra z filtrem z dokładnością do 0,001 g przed pobraniem próbek i odnotuj masę.
3. Podłącz uchwyt z filtrem do strumienia aerozolu i rozpocznij pobieranie próbek.
4. Po pobraniu próbki zważ filtr wraz z uchwytem i zakrętkami, a następnie odnotuj masę końcową.
5. Oblicz ACM, korzystając z następującego wzoru:
  
  ACMstężenie ACM (µg/L)
  Wbmasa filtra i uchwytu do filtra przed pobieraniem próbek (g) z dokładnością do 0,01 g
  Wamasa filtra i uchwytu filtra po pobraniu próbek (g) z dokładnością do 0,01 g
  V_aerozolObjętość aerozolu (L) przechodząca przez filtr, obliczona zgodnie z wzorem:
  Czas pobierania próbek (min) x przepływ pobierania (L/min)
6. Wyjmij wkład filtrujący z uchwytu filtra i umieść go w szklanej fiolce o pojemności 25 ml zawierającej 5 ml etanolu. Wyekstrahuj ACM, wstrząsając wkładem filtrującym na wstrząsarce laboratoryjnej przez 30 min przy 40 obr./min.
7. Odwiruj szklaną fiolkę o pojemności 25 ml przez 5 min przy 290 x g następnie należy zebrać nadsącz w celu ilościowego oznaczenia PG/VG oraz frakcji cząsteczkowej nikotyny.
Oznaczenie stężenia nikotyny (lub aromatu)
UWAGA: Aerozol jest zatrzymywany na kolumnie z próbką zawierającej specjalnie przetworzoną szerokoporową ziemię okrzemkową, która stanowi chemicznie obojętną matrycę do stosowania w zakresie pH od 1 do 13 (Rysunek 6).
1. Przygotować kolumnę z próbką w ciągu 15 minut przed rozpoczęciem pobierania próbek aerozolu.
  1. W celu oznaczenia stężeń nikotyny dodać 2 ml kwasu siarkowego 0,5 M. W celu oznaczenia aromatów dodać 2 ml izopropanolu.
2. Sprawdź przepływ próbki.
  1. Włącz pompę próżniową, a następnie, korzystając z kalibrowanego urządzenia do pomiaru przepływu o dokładności 1 ccm/min, sprawdź szybkość przepływu, podłączając kolumnę próbkową do linii pobierania próbek. Za pomocą zaworu iglicowego dostosuj przepływ do zakresu 70 ccm/min ± 5%.
  2. Wyłączyć pompę próżniową.
3. Pobieranie próbek
  1. Zamocuj dwa adaptery do kolumny z próbką, zgodnie z jej stroną wlotową i wylotową (Rycina 6). Podłączyć probówkę do linii próżniowej do pobierania próbek poprzez adapter wylotu.
  2. Podłącz zespół kolumny z próbką do portu pobierania próbek poprzez adapter wlotowy.
  3. Rozpocznij pobieranie próbek, włączając pompę próżniową.
  4. Zapisz godzinę rozpoczęcia pobierania próbek.
  5. Po upłynięciu ustalonego czasu pobierania próbek (10 min w punkcie poboru A bez rozcieńczenia oraz 30 min w punkcie poboru B z rozcieńczeniem), należy wyłączyć pompę próżniową i odnotować czas.
  6. Wyjmij kolumnę z próbką z portu pobierania próbek.
  7. Zdejmij adaptery z kolumny z próbką, a następnie zabezpiecz kolumnę membraną foliową, aby zapobiec stratom wynikającym z odparowania lub zanieczyszczeniu. Oznacz kolumnę z próbką zgodnie z nazwą odpowiadającej jej próbki.
  8. Przechowywać zamkniętą kolumnę z próbką w lodówce (2-8 °C) do momentu analizy.
4. Oznaczanie stężeń grup karbonylowych
  UWAGA: Karbonyle są wychwytywane na szklanym filtrze wkładkowym połączonym szeregowo z mikroimpingerem wypełnionym 2,4-dinitrofenylohydrazyną (DNPH) rozpuszczoną w acetonitrylu.
Przygotowanie do odłowu
1. Napełnić mikroimpinger 10 ml 15 mM DNPH w acetonitrylu.
  1. Przygotuj wkład filtra (patrz akapit 4.1).
  2. Sprawdź przepływ próbkowania
2. Włącz pompę próżniową i sprawdź natężenie przepływu w linii próbkowania, używając skalibrowanego urządzenia do pomiaru przepływu o dokładności 1 ccm/min. Za pomocą zaworu iglicowego dostosuj przepływ do zakresu 70 ccm/min ± 5%.
  1. Wyłączyć pompę próżniową.
3. Pobieranie próbek
  1. Podłącz uchwyt filtra połączony z mikroimpingerem do portu pobierania próbek.
  2. Podłącz linię próbnika próżniowego do wylotu mikro-impingera.
  3. Rozpocząć pobieranie próbek poprzez włączenie pompy próżniowej.
  4. Zanotować godzinę rozpoczęcia pobierania próbek.
  5. Po upłynięciu ustalonego czasu pobierania próbek (10 min w punkcie pobierania a dla prób niejednolitych oraz 30 min w punkcie pobierania b dla prób rozcieńczonych), należy wyłączyć pompę próżniową i zapisać czas.
  6. Odłącz pułapkę próbkowania od portu poboru próbek.
  7. Przelej zawartość impingera do szklanej fiolki. Uzupełnij roztwór DNPH acetonitrylem do objętości 10 ml.
  8. Wyznacz masę wkładu filtracyjnego i wyekstrahuj go w roztworze DNPH w acetonitrylu poprzez wstrząsanie. Po ekstrakcji wkład filtracyjny należy wyrzucić.
  9. Pobrać 1 ml alikwoty roztworu karbonylowo-DNPH i dodać 50 µL pirydyny w celu stabilizacji roztworu.
  10. Przechowywać alikwoty w zamrażarce w temperaturze ≤-12 °C do czasu analizy.

Wyniki

Powtarzalność aerozoli CAG
Aby wykazać powtarzalność aerozolu generowanego przez CAG, w 10 oddzielnych cyklach generowania aerozolu zastosowano podstawowy roztwór ciekły zawierający PG, VG, nikotynę, wodę i etanol (odpowiednio 71,72%, 17,93%, 2%, 5,85% i 2,5%). Parametry aerozolizacji i pobierania próbek podsumowano w Tabeli 2. Charakterystyka chemiczna aerozoli generowanych przez CAG potwierdziła wysoki stopień powtarzalności wyników uzyskanych przy użyciu tego systemu. Przy tych samych przepływach powietrza grzewczego, chłodzącego i rozcieńczającego, a także tych samych warunkach pobierania próbek, stężenia ACM, nikotyny, VG i PG były stabilne w kolejnych cyklach generowania aerozolu, przy względnym odchyleniu standardowym wynoszącym odpowiednio 2,48%, 3,28%, 3,43% i 3,34% dla ACM, nikotyny, VG i PG (Rysunek 7).

Zmierzono stężenia ośmiu związków karbonylowych – mianowicie acetaldehydu, acetonu, akroleiny, butyraldehydu, krotonaldehydu, formaldehydu, metyloetyloketonu i propionaldehydu – podczas trzech następujących po sobie cykli generowania aerozolu CAG. Zgodnie z oczekiwaniami w przypadku aerozoli generowanych w stałych, kontrolowanych warunkach, wydajności wszystkich analizowanych związków karbonylowych pozostały niskie (Tabela 3), nie osiągając granic oznaczalności (LOQ) metody analitycznej dla większości związków. Jedynie acetaldehyd i formaldehyd wykazywały wydajności powyżej LOQ. Stężenia formaldehydu w rozcieńczonej próbce aerozolu wykazywały wysoką zmienność (±32%), co wynikało z lotności tego anality oraz wydajności zbliżonych do LOQ. Dane potwierdziły brak ciekłych produktów degradacji termicznej w aerozolach generowanych przez CAG. Dodanie mieszaniny aromatów wpłynęło na skład związków karbonylowych w aerozolu. W niniejszym przypadku wydajności acetaldehydu i butyraldehydu gwałtownie wzrosły – z wartości zbliżonych do LOQ do odpowiednio 2,06 i 1,56 µg/L w rozcieńczonym aerozolu przeznaczonym do wprowadzenia do komory ekspozycyjnej. Dane te podkreślają wpływ składu mieszaniny aromatów na skład aerozolu oraz wskazują na konieczność badania potencjalnej toksyczności niektórych substancji aromatycznych w formulacji e-cieczy na wczesnym etapie, przed ostateczną oceną w długoterminowych badaniach ekspozycyjnych in vivo.

Rozkład wielkości cząstek (PSD) aerozoli generowanych przez CAG
PSD aerozoli generowanych przez CAG mierzono przy różnych przepływach chłodzenia i pierwszego rozcieńczenia, aby ocenić wpływ tych warunków na charakterystykę fizyczną aerozolu generowanego z bazowego roztworu ciekłego zawierającego wyłącznie PG, VG, wodę i nikotynę. Procedura ta jest niezbędna do zidentyfikowania odpowiednich warunków produkcji aerozoli o wielkości cząstek mieszczących się w zakresie oddychania.

W niniejszym badaniu przepływy chłodzenia i pierwszego rozcieńczania modyfikowano w krokach 10 L/min, aby utrzymać tę samą całkowitą objętość przepływu aerozolu (Tabela 4). Przepływ cieczy (0,5 mL/min), przepływ podgrzanego powietrza (2 L/min) oraz przepływ drugiego rozcieńczania (150 L/min) pozostawiono bez zmian. Próbki aerozolu pobierano z punktu pobierania próbek po rozcieńczeniu b (Rysunek 5). Rozkład wielkości cząstek (PSD) określano za pomocą aerodynamicznego analizatora wielkości cząstek, który mierzy cząstki o rozmiarach od 0,5 do 20 µm, przy natężeniu przepływu próbki 5 L/min i odpowiednim rozcieńczeniu do zastosowania z urządzeniem. Dla każdego cyklu generowania aerozolu analizator aerodynamiczny wyznaczył wartości MMAD oraz GSD.

Zwiększenie przepływu chłodzenia przy jednoczesnym zmniejszeniu pierwszego przepływu rozcieńczania wpłynęło na wielkość cząstek aerozolu (Tabela 4). Największy wpływ na wielkość cząstek zaobserwowano przy zmianie przepływu chłodzenia z 10 na 20 L/min oraz pierwszego przepływu rozcieńczania ze 160 na 150 L/min. W tych warunkach wartość MMAD ponad dwukrotnie wzrosła, z 1,47 do 4,03 µm. Średnia wielkość cząstek aerozolu nadal rosła wraz ze zwiększaniem natężenia przepływu chłodzenia, choć w mniejszym stopniu niż zaobserwowano pomiędzy 10 a 20 L/min. Rozkład średnicy aerodynamicznej cząstek aerozolu był wyraźnie przesunięty w stronę większych średnic przy porównaniu aerozoli generowanych przy przepływie chłodzenia 10 L/min z tymi generowanymi przy 20-50 L/min (Rysunek 8).

Wydajność wychwytywania aromatów e-liquidów
Jak omówiono wcześniej, ze względu na swoją lotność, różne składniki cieczy są stale podatne na masowy transfer gaz-ciecz, zależnie od lokalnych warunków termodynamicznych. Dodatkowo, metody analityczne mają określoną zdolność wychwytywania takich składników. Pomiary rzeczywistej wydajności pozwalają nam ocenić zdolność metod chemicznych do dokładnej detekcji i ilościowego oznaczenia wybranych składników (na przykład z powodu potencjału kondensacji lub reakcji niektóre składniki mogą nie dotrzeć do miejsca docelowego, t.j. komory ekspozycyjnej w przypadku badań nad inhalacją). Zatem przy ocenie różnych aromatyzowanych formulacji e-liquidów niezbędne jest określenie najskuteczniejszej metody wychwytywania do chemicznej oceny aerozolu. Pozwala to następnie na pomiar szybkości transferu każdego składnika, która jest determinowana przez często występujące straty wynikające z transportu aerozolu z miejsca generowania do komory ekspozycyjnej. W niniejszym przypadku przeprowadzono dodatkowe badanie z użyciem cieczy zawierającej mieszankę substancji aromatyzujących. Aerozol generowano z parametrami CAG wymienionymi w Table 2 i wychwytywano po rozcieńczeniu (pozycja b, Figure 5), przy przepływie próbkowania ustawionym na 0.7 L/min przez 30 min. Wychwytywanie przeprowadzano na kolumnach próbkowania przygotowanych uprzednio za pomocą 2 mL izopropanolu. Wkładami eluowano izopropanolem krótko po zakończeniu okresu wychwytywania, aż do odzyskania 20 mL roztworu. Stwierdzono, że wydajność wychwytywania powinna być ogólnie badana i określana dla każdego składnika aromatu.

W przypadku 70% badanych składników aromatu odnotowano stopień odzysku >60%, co było dobrze skorelowane z temperaturami wrzenia (lotnością) aromatów. Fakt ten wskazuje, że badania toksykologiczne z drogą wziewną, obejmujące złożone mieszaniny, powinny być przeprowadzane ze szczególnym uwzględnieniem transferu i dostarczania aerozolu do miejsca ekspozycji.

Schemat powstawania aerozolu przedstawiający przepływ cieczy przez podgrzewaną kapilarę; przepływy powietrza wspomagają ten proces.
Rysunek 1Zasada działania kapilarnego generatora aerozolu (CAG). Ciecz jest pompowana do kapilary ogrzewanej elektrycznie, która emituje serie gorących, nasyconych par; są one schładzane przez przepływ powietrza, co powoduje nagłą nukleację i kondensację, prowadząc do powstania aerozolu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Kapilarny system generowania aerozolu, pompa perystaltyczna, powietrze rozcieńczające; schemat procesu generowania aerozolu.
Rysunek 2Typowa konfiguracja eksperymentalna CAG i kluczowe elementy. (A) Widok ogólny układu CAG, przedstawiający pompę perystaltyczną łączącą roztwór zapasowy z CAG, kanał powietrza rozcieńczającego oraz proces tworzenia aerozolu. (B) Szczegółowy widok CAG, z kapilarą i elementami grzejnymi. (C) Przekrój poprzeczny układu generowania aerozolu w zestawie CAG. Szczegóły przepływów powietrza chłodzącego i rozcieńczającego. Szklana rurka składa się z dwóch oddzielnych przedziałów. Przepływ chłodzący jest kierowany w stronę CAG i wchodzi w kontakt z parą generowaną z cieczy w celu wytworzenia aerozolu. Przepływ rozcieńczający jest kierowany w stronę uformowanego aerozolu, aby go rozcieńczyć. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Schemat stanu równowagi statycznej z blokiem grzewczym i chłodzącym powietrzem, ilustrujący dostarczanie cieczy w kapilarze.
Rysunek 3Szczegóły urządzenia CAG: widok w przekroju poprzecznym. Przepływ grzewczy jest wprowadzany wokół elementów grzejnych w celu chłodzenia zewnętrznej obudowy CAG, zapobiegania kondensacji cofającego się cieczy na końcówce kapilary oraz stabilizacji wyrzutu strumienia pary. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Schemat montażu termopary z elementami ze stali nierdzewnej dla układu pomiaru temperatury.
Rycina 4Montaż CAG. Kapilara i element grzejny (A) zostają wprowadzone do wewnętrznej rurki z PEEK, a cały ten zespół zostaje wsunięty do zewnętrznej rurki ze stali nierdzewnej (B). Zespół zostaje zamknięty zaślepką i mocno przymocowany do podpory za pomocą prowadnic ze stali nierdzewnej (C,D). Kapilara wystająca z tylnego końca jest połączona poprzez przewody do pompy perystaltycznej i formulacja cieczy. Skróty: SS, stal nierdzewna. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat generowania aerozolu; pompa perystaltyczna, sprężone powietrze, proces rozcieńczania, regulacja objętości.
Rycina 5Ustawienia generowania aerozolu CAG dla in vivo eksperymenty z ekspozycją. Pobieranie próbek aerozolu do analizy odbywa się w dwóch punktach: (a) aerozol nierozcieńczony – podczas pobierania próbek pierwszy stopień rozcieńczenia jest wyłączony; (b) rozcieńczony aerozol, bezpośrednio przed wprowadzeniem do komory ekspozycyjnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Konfiguracja kolumny chromatograficznej; adsorpcja EXtrelut NT3, ekstrakcja rozpuszczalnikiem, adaptery wlotowe i wylotowe.
Rycina 6Kolumna z próbką z dołączonymi adapterami. Przed pobraniem próbek kolumna próbkowania jest kondycjonowana kwasem siarkowym o stężeniu 0,5 M w przypadku analizy nikotyny lub izopropanolem w przypadku analizy aromatów. Adapter wlotowy jest podłączony do przepływu aerozolu generowanego przez CAG, a adapter wylotowy do pompy próżniowej. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Wykres słupkowy przedstawiający analizę stężeń związków: ACM, nikotyny, VG, PG, pomiary w μg/L.
Rysunek 7Charakterystyka i powtarzalność aerozolu generowanego przez CAG. Stężenia ACM, nikotyny, PG i VG w 10 oddzielnych eksperymentalnych cyklach generowania aerozolu z tym samym roztworem bazowym cieczy. ACM, 105,45 ± 27.4 µg/L; nikotyna, 20,16 ± 0.7 µg/L; VG, 27,15 ± 7.8 µg/L; PG, 656,59 ± 22.0 µg/LSłupki błędu reprezentują odchylenie standardowe. Skróty: ACM, masa zebranego aerozolu; PG, glikol propylenowy; VG, glicerol. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Rozkład cząstek, średnica aerodynamiczna a stężenie; wykres słupkowy, natężenia przepływu powietrza 10-50 L/min.
Rysunek 8Zmiany w rozkładzie wielkości cząstek aerozolu generowanego przy różnych szybkościach przepływu chłodzącego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

	BAZA (PG/VG/N)	AROMAT (PG/VG/N/F)
Składnik	PG/VG/N (g/100g)	PG/VG/N/F (g/10g)
Kwas benzozowy	3.3	3.3
PG	240.0	238.91
Woda	150.00	150.0
Kwas mlekowy	3.3	3.3
Kwas octowy	3.3	3.3
Mieszanka aromatów	0.0	1.20
Gliceryna	560.01	59.90
Nikotyna	40.0	40.00
Suma	10.0	100.0

Tabela 1: Składniki formulacji roztworu zapasu e-liquidu¹⁸

Protokół aerozolizacji			Protokół pobierania próbek
Parametry	Nierozcieńczony	Rozcieńczony	Parametry	Nierozcieńczona próbka z lokalizacji A	Rozcieńczona lokalizacja B
temperatura CAG (°C)	250
Przepływ pompy (ml/min)	0.5	0.5	Czas pobierania próbek (min)	10	30
Przepływ podgrzanego powietrza (L/min)	2	2	Przepływ próbki (ACM) (L/min)	0.7	1.5
Przepływ powietrza chłodzącego (L/min)	10	10	Przepływ próbkowania Extrelut (L/min)	0.7	0.7
1. rozcieńczenie powietrzem (l/min)	ND	150	Przepływ pobierania karbonylków (l/min)	0.7	0.7
2. rozcieńczenie powietrzem (l/min)	ND	160
Odpad (l/min)	ND	172

Tabela 2: Parametry generowania, rozcieńczania i pobierania aerozolu

Karbonylowce	Baza płynna (PG/VG/nikotyna)		Roztwór zapasowy aromatu o wysokim stężeniu nikotyny (PG/VG/Nikotyna/Aromaty)
Karbonylowce	Nierozcieńczona próbka aerozolu µg/L	Rozcieńczona próbka aerozolu µg/L	Nierozcieńczona próbka aerozolu µg/L	Rozcieńczona próbka aerozolu µg/L
Acetaldehyd	0.834 ± 0.096	0.119*	45.346 ± 1.134	2.058 ± 0.202
Aceton	< granica oznaczalności (LOQ)	< LOQ (granica oznaczalności)	< granica oznaczalności (LOQ)	< LOQ (granica oznaczalności)
Akroleina	< LOQ (granica oznaczalności)	< granica oznaczalności	< granica oznaczalności	< granica ilościowego oznaczania
Butyraldehyd	< granica oznaczalności (LOQ)	< granica ilościowego oznaczania (LOQ)	36.475 ± 0.996	1.557 ± 0.179
Krotonaldehyd	< granica oznaczalności (LOQ)	< granica ilościowego oznaczania	0.052 ± 0.001	< LOQ (granica oznaczalności)
Formaldehyd	0.731 ± 0.072	0.072 ± 0.023	0.158 ± 0.007	0.026 ± 0.004
Metyloetyloketon	< LOQ (granica oznaczalności)	< LOQ (granica oznaczalności)	0.570 ± 0.015	< LOQ (granica oznaczalności)
Propioanaldehyd	< LOQ (granica oznaczalności)	< granica ilościowego oznaczania	0.085 ± 0.001	< granica oznaczalności (LOQ)

Tabela 3: Oznaczenie związków karbonylowych w aerozolu generowanym przez CAG. Średnie wartości z trzech cykli generowania aerozolu przy użyciu samego roztworu bazowego oraz z dodatkiem mieszaniny aromatów. Tylko jedna próbka z trzech cykli wykazała wartości przekraczające dolną granicę oznaczalności (LOQ) metody.

Ustawienia (l/min)		Średnica kropel aerozolu
Przepływ chłodzący	przepływ pierwszej rozcieńczenia	MMAD (średnica masyczna aerodynamiczna)µm)	GSD
10	160	1.47 ± 0.04	2.07 ± 0.01
20	150	4.03 ± 0.18	2.13 ± 0.04
30	140	4.74 ± 0.04	1.89 ± 0.02
40	130	5.35 ± 0.04	1.80 ± 0.01
50	120	5.23 ± 0.03	1.76 ± 0.01

Tabela 4: Wyznaczanie wielkości cząstek aerozolu (średnicy kropel) w różnych warunkach przepływu powietrza.Skróty: MMAD, masowa średnia średnica aerodynamiczna; GSD, geometryczne odchylenie standardowe.

Dyskusja

Generowanie aerozoli za pomocą CAG pomaga zmniejszyć zmienność procesów aerozolowania specyficznych dla urządzeń EC, umożliwiając obiektywną i kontrolowaną ocenę samej formuły e-liquidu w aerozolu. Wykazano, że aerozole wytwarzane przez CAG są reprezentatywne dla aerozoli wytwarzanych przez^EC7. Mogą być one generowane w sposób powtarzalny przy zachowaniu tego samego składu i właściwości, a zatem są szczególnie przydatne w badaniach długotrwałego narażenia in vivo , wymagających dużych ilości aerozolu przez długi okres czasu⁸.

Konfiguracja CAG jest stosunkowo prosta w montażu i łatwa w utrzymaniu. Jednak parametry operacyjne, takie jak natężenie przepływu cieczy i odpowiednie natężenie przepływu powietrza, pozostają kluczowe dla produkcji kontrolowanego aerozolu, co wymaga optymalizacji metody w zależności od celu zastosowania aerozolu wytwarzanego przez CAG.

Wyniki przedstawione w obecnym badaniu pokazują, że szybkość przepływu powietrza chłodzącego ma wyraźny wpływ na rozkład wielkości cząstek aerozolu. Przepływ powietrza chłodzącego ma bezpośredni wpływ nie tylko na zarodkowanie wytwarzanych oparów, ale także na kondensację, ze względu na chłodzenie wewnętrznych przewodów, w których przepływa wytworzony aerozol. Ponadto gęsty aerozol jest podatny na znaczne efekty krzepnięcia. Łącznie procesy te są złożone, a ich interakcja i wpływ na tworzenie aerozoli są raczej trudne do uogólnienia dla konkretnych e-płynów, temperatur i przepływów. Uzupełniający skład przepływu powietrza (suchy lub nawilżony o stałym procencie wilgotności względnej) - w szczególności zawartość wody - wpłynie na wymianę ciepła i masy, prowadząc nie tylko do modulowanego wzrostu kondensacji cząstek aerozolu, ale także do kondensacji ścian. W związku z tym modyfikacje parametrów tej metody uznaje się za celowe w zakresie sterowania PSD^17,19.

Obecność substancji chemicznych o niskiej rozpuszczalności lub wysokiej temperaturze wrzenia może ograniczać skuteczność aerozolu wytwarzanego przez CAG z powodu wytrącania się w kapilarze i zatykania kapilary w miarę upływu czasu. W zależności od substancji chemicznych obecnych w aerozolu, temperatura pracy CAG musi być dostosowana do wytwarzania pary. Ponadto należy regularnie oceniać stabilność płynnej formulacji. Dodanie składników, w tym aromatów, o różnych temperaturach wrzenia będzie miało wpływ na ostateczny skład aerozolu¹⁴ i podział gaz-ciecz. Może być konieczne dostosowanie temperatury kapilary i przepływu powietrza grzewczego, aby zapobiec przepływowi wstecznemu i osadzaniu się cieczy w pobliżu gorącej kapilary, co może skutkować powstawaniem niekontrolowanych produktów degradacji termicznej (takich jak karbonyle) ze względu na długi czas utrzymywania się cieczy w wysokiej temperaturze. Ponadto kontrolowanie temperatury używanej do wytwarzania pary w kapilarze ma wpływ na to, gdzie para zaczyna tworzyć się w kapilarze - im wyższa temperatura, tym wcześniej powstaje para. Przy wyższej temperaturze kapilarnej, para wychodząca z kapilary będzie potrzebowała więcej czasu, aby zostać schłodzona przez przepływ powietrza chłodzącego, a zatem zacznie zarodkować i skraplać się w aerozol dalej od końcówki kapilary, co pomoże uniknąć efektu przepływu zwrotnego¹⁹.

Obecne badania toksykologiczne in vivo dotyczące e-papierosów są ograniczone w odtwarzaniu aerozoli z e-papierosów ze względu na złożoność logistyczną pozwalającą na osiągnięcie wymaganej skali aerozolu, jak w badaniu OECD TG 413²⁰. Protokół przedstawiony w tym badaniu zawiera przegląd montażu CAG i ustawień stosowanych w Philip Morris International do generowania aerozoli w badaniach in vivo nad długotrwałym narażeniem¹⁸. Dane te mogą służyć jako dobry punkt wyjścia do dalszego dostrajania w innym środowisku laboratoryjnym (np. systemów dostarczania leków²¹) lub do dostosowania do specyficznych wymagań konkretnego badania.

Oświadczenia

Opisana tutaj metoda, jak również specjalny zespół CAG, zostały opracowane do oceny aerozoli generowanych z e-płynów w celu spełnienia wymagań badań ekspozycji in vivo . Wszyscy autorzy są pracownikami Philip Morris International (PMI) lub pracowali dla PMI na podstawie umów kontraktowych. Philip Morris International jest jedynym źródłem finansowania i sponsorem tego badania.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Aluminiowa osłona przednia	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Custom Built	Specjalnie wykonana, 1 x
Aluminiowy blok grzewczy, średnica rowka 0,4 mm	Phil Gunn Machine Co., Inc, VA, USA	B-505432	2 x
Aluminiowa tylna pokrywa	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Custom Built	1 x
szklane wkłady filtracyjne Cambridge	GE Healthcare Wielka Brytania Limitowany	9703-9654	średnicy 44
mm 21 G SS, 160 mm	Phil Gunn Machine Co., Inc, VA, USA	304H21RW	1 x
suche chusteczki	Contec Inc. , SC, USA	Prosat Chusteczki nasączone alkoholem izopropylowym	czyszczący
Przepływomierz	TSI, Shoreview, MI, USA	4100 Series, 0-20 L/min	lub równoważny
kalibrator Gilibrator-2	Sensidyne, St-Petersburg FL, Stany Zjednoczone	Gilian Gilibrator-2	Kalibrator przepływu powietrza
Złączki szklane	Labo Service, Kontich, Belgia	Rurociągi szklane QVF
	Labo Service, Kontich, Belgia	Rura QVF	25 i 40 mm
Elementy grzejne	Phil Gunn Machine Co., Inc, VA, USA	LDC01864	4 x
smar wysokotemperaturowy	Lubriplate Lubricant Company, NJ, USA	Smar uniwersalny do wysokich temperatur	Konserwacja CAG
Wewnętrzna rurka PEEK	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Zbudowany na zamówienie	1 x
mieszadło magnetyczne	IKA-Werke GmbH & Co. KG, Staufen, Niemcy	C-MAG HS 4	lub równoważne
Mikroimpingery	Labo Service, Kontich, Belgia	Niestandardowa rura
zewnętrzna SS	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Zbudowany na zamówienie	1 x
adapter PEEK	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Specjalnie	zbudowany, 1 x
pompa perystaltyczna	Watson-Marlow Fluid Technology Group, Falmouth, Wielka Brytania	Watson-Marlow 530 U	lub równoważny
Złączka wtykowa	Festo Pte Ltd	NPQM-DK-M5-Q4-P10	1 x
Przykładowa kolumna Extrelut NT3 wkładka	Merk Sigma-Aldrich	115095
Nasadka montażowa SS 25 mm	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Specjalnie	zbudowana, 1 x
śruba pociągowa SS M8	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Zbudowany na zamówienie	3 x
nakrętka SS M8	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Zbudowany na zamówienie	3 x
Tylne podwozie SS	Mecanique Buri S.A., La Chaux-de Fonds, Szwajcaria	Zbudowany na zamówienie	Specjalnie zbudowany, 1 x
regulator temperatury	Cole Parmer GmbH, Wertheim, Niemcy	Digi-Sense TC 9600	lub równoważny
Termopara typu K	RS Components GmbH, Wä denswil, Szwajcaria	814-0147	1 x

Kapilara o Środek

Bibliografia

Williams, M., Talbot, P. Variability among electronic cigarettes in the pressure drop, airflow rate, and aerosol production. Nicotine and Tobacco Research. 13 (12), 1276-1283 (2011).
Farsalinos, K. E., Voudris, V., Poulas, K. E-cigarettes generate high levels of aldehydes only in 'dry puff' conditions. Addiction. 110 (8), 1352-1356 (2015).
Werley, M. S., et al. Toxicological assessment of a prototype e-cigaret device and three flavor formulations: a 90-day inhalation study in rats. Inhalation Toxicology. 28 (1), 22-38 (2015).
Werley, M. S., et al. Non-clinical safety and pharmacokinetic evaluations of propylene glycol aerosol in Sprague-Dawley rats and Beagle dogs. Toxicology. 287 (1-3), 76-90 (2011).
Werley, M. S., et al. Prototype e-cigarette and the capillary aerosol generator (CAG) comparison and qualification for use in subchronic inhalation exposure testing. Aerosol Science and Technology. 50 (12), 1284-1293 (2016).
Williams, M., Villarreal, A., Bozhilov, K., Lin, S., Talbot, P. Metal and silicate particles including nanoparticles are present in electronic cigarette cartomizer fluid and aerosol. PLoS One. 8 (3), 57987(2013).
Bekki, K., Uchiyama, S., Ohta, K., Inaba, Y., Kunugita, N. Carbonyl compounds generated from electronic cigarettes. International Journal of Environmental Research and Public Health. 11 (11), 11192-11200 (2014).
Flora, J. W., et al. Characterization of potential impurities and degradation products in electronic cigarette formulations and aerosols. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 74, 1-11 (2016).
European Commission. Tobacco Products Directive. Directive 2014/40/EU of the European Parliament and of the Council on 3 April 2014. , Available from: https://ec.europa.eu/health/sites/health/files/tobacco/docs/dir_201440_en.pdf (2014).
Farsalinos, K. E., Le Houezec, J. Regulation in the face of uncertainty: the evidence on electronic nicotine delivery systems (e-cigarettes). Risk Management and Healthcare Policy. 8, 157-167 (2015).
McNeill, A., Brose, L., Calder, R., Bauld, L., Robson, D. Evidence review of e-cigarettes and heated tobacco products 2018. A report commissioned by Public Health England. Public Health England. , London. (2018).
Howell, T. M., Sweeney, W. R. Aerosol and a method and apparatus for generating an aerosol. US Patent. , US5743251 (1998).
Dutra, L. M., Grana, R., Glantz, S. A. Philip Morris research on precursors to the modern e-cigarette since 1990. Tobacco Control. 26, 97-105 (2017).
Gupta, R., Hindle, M., Byron, P. R., Cox, K. A., McRae, D. D. Investigation of a novel Condensation Aerosol Generator: solute and solvent effects. Aerosol Science and Technology. 37 (8), 672-681 (2003).
Geiss, O., Bianchi, I., Barrero-Moreno, J. Correlation of volatile carbonyl yields emitted by e-cigarettes with the temperature of the heating coil and the perceived sensorial quality of the generated vapours. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 219 (3), 268-277 (2016).
Hong, J. N., Hindle, M., Byron, P. R. Control of particle size by coagulation of novel condensation aerosols in reservoir chambers. Journal of Aerosol Medicine. 15 (4), 359-368 (2002).
Taylor, G., Warren, S., McRae, D., Venitz, J. Human deposition and exposure studies with propylene glycol aerosols produced using the CAG technology platform. Respiratory Drug Delivery. 1, 183-190 (2006).
Wong, E. T., et al. A 6-month inhalation toxicology study in Apoe -/- mice demonstrates substantially lower effects of e-vapor aerosol compared with cigarette smoke in the respiratory tract. Archive of Toxicology. 95 (5), 1805-1829 (2021).
Shen, X., Hindle, M., Byron, P. R. Effect of energy on propylene glycol aerosols using the capillary aerosol generator. International Journal of Pharmaceutics. 275 (1-2), 249-258 (2004).
Phillips, B., et al. Toxicity of the main electronic cigarette components, propylene glycol, glycerin, and nicotine, in Sprague-Dawley rats in a 90-day OECD inhalation study complemented by molecular endpoints. Food and Chemical Toxicology. 109, 315-332 (2017).
Hindle, M., Cox, K. A., Gupta, R. Adding pharmaceutical flexibility to the capillary aerosol generator. Proceedings of Respiratory Drug Delivery IX. (Volume III). , River Grove, IL. ISBN 1-930114-63-X, www.RDDOnline.org 247-253 (2004).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Generowanie aerozolu toksykologia inhalacyjna formulacja e p ynu analiza wielko ci cz stek kontrola nat enia przep ywu odparowanie termiczne charakterystyka chemiczna powtarzalny aerozol rozcie czaj cy przep yw powietrza

Zastosowanie kapilarnego generatora aerozolu w ciągłej produkcji kontrolowanego aerozolu do badań nieklinicznych