Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany mysi model regulacji reniny w zwężeniu tętnicy nerkowej z jedną nerką i jednym klipsem

5.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61058

⸱

26 października 2020

 ,  ,  , 
1Department of Medicine/Clinical Pharmacology Division, Vanderbilt University Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Zmodyfikowany model myszy Goldblatt z 2 nerkami i klipsem (2K1C) został opracowany przy użyciu rurki poliuretanowej do zainicjowania zwężenia tętnicy nerkowej, wywołując wzrost ekspresji reniny i uszkodzenie nerek. W tym miejscu opisujemy szczegółową procedurę przygotowania i umieszczenia mankietu na tętnicy nerkowej w celu wygenerowania powtarzalnego i spójnego modelu myszy 2K1C.

Streszczenie

Zwężenie tętnicy nerkowej jest częstym schorzeniem u pacjentów z chorobą wieńcową lub obwodową, gdzie układ reninowo-angiotensynowo-aldosteronowy (RAAS) jest nadmiernie aktywowany. W tym kontekście dochodzi do zwężenia tętnic nerkowych, które stymulują wzrost ekspresji i uwalniania reniny, proteazy ograniczającej szybkość w RAAS. Wynikający z tego wzrost ekspresji reniny jest znanym czynnikiem powodującym nadciśnienie naczyniowe, często związane z uszkodzeniem nerek i uszkodzeniem narządów końcowych. W związku z tym istnieje duże zainteresowanie opracowywaniem nowych metod leczenia tego schorzenia. Molekularny i komórkowy mechanizm kontroli reniny w zwężeniu tętnicy nerkowej nie jest w pełni poznany i wymaga dalszych badań. Aby wywołać zwężenie tętnicy nerkowej u myszy, opracowano zmodyfikowany model myszy Goldblatt z klipsem 2 nerka 1 (2K1C). Prawa nerka została zwężona u myszy typu dzikiego, a myszy operowane pozorowane były używane jako kontrola. Po zwężeniu tętnicy nerkowej oznaczyliśmy ekspresję reniny i uszkodzenie nerek. Pobrano nerki, a świeże kory mózgowe wykorzystano do określenia ekspresji białka i mRNA reniny. Ten model zwierzęcy jest powtarzalny i może być używany do badania reakcji patofizjologicznych, szlaków molekularnych i komórkowych zaangażowanych w nadciśnienie naczyniowe i uszkodzenie nerek.

Wprowadzenie

Zwężenie tętnicy nerkowej (RAStenosis) jest nierozwiązywalnym problemem dotykającym około 6% osób powyżej 65 roku życia i do 40% osób z chorobą wieńcową lub obwodową chorobą naczyniową1,2. Obecne metody leczenia tej choroby są ograniczone; w związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania nowych terapii w leczeniu nadciśnienia naczyniowego lub opornego nadciśnienia tętniczego wywołanego przez RAStenosis. System reninowo-angiotensynowo-aldosteronowy (RAAS) jest kluczowym szlakiem zaangażowanym w patogenezę nadciśnienia indukowanego RAStenosis lub nadciśnienia naczyniowego3,4. Znane terapie ukierunkowane na RAAS, takie jak inhibitory ACE lub blokery receptora angiotensyny, łagodzą nadciśnienie, ale wymagają dokładnego zbadania pod kątem niewydolności nerek i hiperkaliemii5,6,7. Renina katalizuje etap ograniczający szybkość w RAAS; przekształca angiotensynogen w angiotensynę I. W miażdżycy tworzenie się blaszki miażdżycowej powoduje zwężenie tętnicy nerkowej, która napędza wydzielanie reniny, co skutkuje nadciśnieniem naczyniowo-naczyniowym i uszkodzeniem nerek8. Wiele badań wykazało zwiększony poziom stresu oksydacyjnego podczas nadciśnienia naczyniowo-naczyniowego u ludzi, co zostało potwierdzone w modelu myszy z dwoma nerkami z jednym klipsem (2K1C), a także w innych modelach zwierzęcych z nadciśnieniem2,9,10,11,12,13,14,15,16. Molekularny mechanizm kontroli ekspresji reniny podczas nadciśnienia naczyniowego wywołanego RAStenosis nie jest dobrze poznany i wymaga dalszych badań.

Eksperymentalne modele zwierzęce, które wiarygodnie i powtarzalnie podsumowują RAStenosis są ważne w wyjaśnianiu komórkowych i molekularnych mechanizmów kontroli ekspresji reniny dla rozwoju nowych terapii. Mysi model 2K1C jest dobrze znanym modelem eksperymentalnym do badania patogenezy nadciśnienia naczyniowego17,18,19,20. Model ten jest generowany przez zwężenie tętnicy nerkowej za pomocą clip17,20,21, powodując w ten sposób niedrożność tętnicy nerkowej, która powoduje wzrost ekspresji reniny i nadciśnienie17,19,20,21. Nie ma jednak dostępnych raportów technicznych, które opisywałyby krok po kroku procedurę generowania zwężenia tętnicy nerkowej na modelach zwierzęcych.

Konwencjonalne srebrne klipsy w kształcie litery U, rurki poliuretanowe i inne klipsy były używane do zwężania tętnicy nerkowej w celu wywołania zwężenia tętnicy nerkowej. Niektóre badania wykazały, że konstrukcja i materiał, z którego wykonany jest klips, mają kluczowe znaczenie dla uzyskania wiarygodnych i powtarzalnych danych z modelem zwierzęcym 2K1C. Według Lorenza i wsp., stosowanie konwencjonalnych srebrnych klipsów zaprojektowanych w kształcie litery U wywołuje niski wskaźnik powodzenia nadciśnienia (40-60%)21. Ze względu na konstrukcję klipsa tętnica nerkowa jest uciskana bocznie, co powoduje kilka zwężeń i większe prawdopodobieństwo wyparcia z tętnicy nerkowej. Plastyczność i ciągliwość srebra mogą umożliwiać zmiany szerokości klipsów; w związku z tym, powodując różne poziomy nadciśnienia wśród myszy. Dwutlenki srebra na klipsie mogą powodować zapalenie okołonaczyniowe, proliferację błony wewnętrznej i ziarninowanie tkanek, zmieniając średnicę tętnicy nerkowej22. Ze względu na zmienność poziomów nadciśnienia uzyskanych za pomocą konwencjonalnego srebrnego klipsa w kształcie litery U, Warner i wsp. oraz Lorenz i wsp. z powodzeniem zastosowali rurkę poliuretanową o bardziej okrągłej konstrukcji do zainicjowania zwężenia tętnicy nerkowej u myszy, generując bardziej wiarygodną i spójną indukcję modelu zwierzęcego z jedną nerką20,21.

W tym raporcie opisujemy protokół chirurgiczny do generowania eksperymentalnej RAStenozy u myszy, wykorzystujący rurkę poliuretanową do zwężenia tętnicy nerkowej. Okrągły mankiet z poliuretanu jest bardziej powtarzalnym, niezawodnym i tańszym klipsem do generowania zwężenia u myszy. Celem tego modelu eksperymentalnego jest zbadanie i zdefiniowanie molekularnego i komórkowego mechanizmu kontroli ekspresji reniny podczas zwężenia tętnicy nerkowej. Potwierdziliśmy sukces modelu myszy RAStenosis, mierząc ekspresję reniny i marker uszkodzenia nerek lipokalinę związaną z żelatynazą neutrofilową (N-GAL).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Myszy były trzymane i opiekowane w Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Division of Animal Care zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) oraz Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Departament Zdrowia i Opieki Społecznej USA. Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt VUMC przed rozpoczęciem eksperymentów.

1. Przygotowanie i sekcja zwierząt

  1. Włącz kiełkownik i pompę wodną poduszki grzewczej na około 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu.
  2. Przetnij rurkę poliuretanową o długości 0,5 mm ostrym skalpelem. Usuń 0,2 mm obwodu, wykonując nacięcie wzdłuż, aby utworzyć mankiet.
    UWAGA: Jest to krytyczna część procedury zwężenia tętnicy nerkowej, która wymaga niezwykłej precyzji, dbałości o szczegóły i cierpliwości. Spróbuj przeciąć kilka kawałków rurki poliuretanowej na raz. Wykonaj całą tę procedurę pod mikroskopem.
  3. Zanim przejdziesz dalej, załóż sterylne rękawiczki chirurgiczne i maskę chirurgiczną.
  4. Użyj myszy C57BL/6 typu dzikiego (WT) w wieku 6-8 tygodni. Użyj równej liczby myszy męskich i żeńskich, aby uniknąć uprzedzeń związanych z płcią.
  5. Zapisz wagę myszy przed wykonaniem operacji. Idealna waga do wykonania zwężenia tętnicy nerkowej z rurką poliuretanową wynosi 18-22 g. Z myszami należy obchodzić się delikatnie i nie poruszać się podczas wstrzykiwania znieczulenia. Podawać przedoperacyjną analgezję (Ketofgen, 5 mg/kg masy ciała).
    UWAGA: Podczas przenoszenia myszy z ich pomieszczenia do sali operacyjnej noś je z dużą delikatnością i ostrożnością, aby uniknąć pobudzenia. Zdecydowanie zaleca się noszenie klatek na myszy w rękach zamiast w wózku.
  6. Znieczulenie myszy mieszaniną ketaminy (100 mg / kg masy ciała) i ksylazyny (10 mg / kg masy ciała) za pomocą zastrzyków dootrzewnowych (IP).
  7. Umieść mysz z powrotem w klatce, aż zostanie całkowicie znieczulona. Potrzeba około 4-5 minut, zanim mysz jest całkowicie nieprzytomna. Uszczypnij ogon lub palec u nogi kleszczami, aby sprawdzić, czy mysz jest całkowicie nieprzytomna i gotowa do operacji.
  8. Połóż mysz na plecach na ręczniku papierowym. Usuń włosy z bocznej części brzucha za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów, podążając w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów. Po ogoleniu pola operacyjnego należy je oczyścić peelingiem chirurgicznym zawierającym jod (lub chlorheksydynę), a następnie spłukać 70% etanolem (lub sterylną solą fizjologiczną). Powtórz 3 razy.
    UWAGA: Procedura depilacji musi być wykonana w pewnej odległości lub najlepiej na innym stole niż stół zabiegowy, aby uniknąć ingerencji w włosy i zanieczyszczenia włosów podczas zabiegu chirurgicznego.
  9. Przykryj poduszkę grzewczą sterylnym prześcieradłem. Przynieś mysz na stół chirurgiczny i połóż ją na sterylnym arkuszu, skierowaną prawą boczną stroną myszy w kierunku mikroskopu. Utrzymywać stałą temperaturę podkładki wynoszącą 37 °C przy przepływie wody.
  10. Otwórz wysterylizowaną torbę zawierającą cały sprzęt chirurgiczny. Za pomocą mikroskopu preparacyjnego i sterylnych nożyczek do ostrych narzędzi wykonaj małe nacięcie boczne (w pobliżu 13 żebrapiersiowego, ostatniego żebra u myszy) i w odległości około 0,5 cm od kręgów. Idź wzdłuż kręgów lędźwiowych i wykonaj nacięcie o średnicy 1 cala.
  11. Odciągnij skórę i mięśnie, aby odsłonić nerki.
  12. Oczyść i usuń otaczający tłuszcz za pomocą sterylnych wacików, aby wyizolować tętnicę nerkową. Odizoluj nerw nerkowy od tętnicy nerkowej za pomocą zakrzywionych kleszczy.
  13. Podczas wykonywania pozorowanej operacji należy założyć szwy zamykające skórę i nałożyć antybiotyk na zamkniętą ranę, a następnie przejść do opieki pooperacyjnej. Jeśli nie, przejdź do następnej sekcji, aby zwęzić tętnicę.
    UWAGA: W każdym eksperymencie powinny brać udział zwierzęta pozorowane jako grupa kontrolna procedury chirurgicznej. Zwierzęta pozorowane składają się z myszy, które przeszły zabieg chirurgiczny polegający na odsłonięciu tętnicy nerkowej bez zakładania na nią mankietu.

2. Zwężenie prawej tętnicy nerkowej

  1. Umieść dwa nylonowe szwy pod prawą tętnicą nerkową, zrób luźne węzły, a następnie umieść mankiet wokół głównej tętnicy nerkowej w mniej więcej równej odległości między rozwidleniem nerki a aorty
  2. Zamknij mankiet za pomocą nylonowych szwów. Wykonaj cztery węzły na każdy szew, aby uniknąć prawdopodobieństwa zgubienia szwów po operacji.
  3. Zamknij nacięcie w mięśniu, nakładając prosty szew ciągły.
  4. Wykonaj proste szwy przerywane, aby zamknąć skórę.
  5. Podawać leki przeciwbólowe zatwierdzone przez IACUC.
    UWAGA: Autoklaw narzędzi chirurgicznych przed każdym użyciem. Jeśli wykonywana jest jednocześnie więcej niż jedna operacja, przetrzyj wszystkie używane narzędzia sterylnym miernikiem nasączonym alkoholem i umieść je w gorącym kiełkowniku na 15-30 s po każdym zabiegu. Zmieniaj sterylne rękawiczki również dla każdej myszy.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Włóż myszy z powrotem do klatki i pozostaw klatkę w połowie włączoną, w połowie wyłączoną, na poduszce grzewczej z krążącą wodą na 2-3 godziny. Dodaj żelowy pokarm regeneracyjny do wnętrza klatki.
  2. Lek przeciwbólowy (ketoprofen) należy podać dootrzewnowo (dawka: 5 mg/kg m.c.) następnego dnia.
  3. Waż myszy przez następne dwa dni; jeśli niektóre myszy stracą więcej niż 20% swojej wagi, skonsultuj się z weterynarzem i zdecyduj, czy zwierzę musi zostać poddane eutanazji zgodnie z odpowiednią procedurą zatwierdzoną przez IACUC.
  4. Monitoruj myszy codziennie, aby ocenić zaczerwienienie, obrzęk, ból lub infekcję.
  5. Zasięgnij porady lekarza weterynarii w przypadku powikłań pooperacyjnych zgodnie z polityką instytucjonalną IACUC.

4. Pobieranie tkanek

  1. Pobrać tkankę 3 tygodnie po zabiegu chirurgicznym. Zapisz wagę każdej myszy.
  2. Poddaj mysz eutanazji za pomocą procedury zatwierdzonej przez IACUC.
  3. Umieść mysz na sterylnej platformie w pozycji leżącej, aby przeprowadzić sekcję.
  4. Zabezpiecz i wyprostuj kończyny, aby ograniczyć ruch.
  5. Dokładnie spryskaj myszy 70% etanolem.
  6. Wykonaj nacięcie w linii środkowej, aby otworzyć brzuch i klatkę piersiową za pomocą ostrych nożyczek.
  7. Odciągnij skórę i ścianę otrzewnej.
  8. Ostrożnie odsłoń serce i nakłuj prawą komorę i wykrwawij mysz.
  9. Usuń obie nerki za pomocą kleszczy. Nerki znajdują się z tyłu myszy.
    UWAGA: Nie mieszaj obu nerek. Należy pamiętać o nerkach zwężonych, pozorowanych i przeciwległych.
  10. Wyjąć kapsułkę nerkową, oczyścić ją z tłuszczu i zanotować masę każdej nerki osobno.
  11. Wyciąć podłużny odcinek obu nerek i utrwalić w 4% PFA przez noc w temperaturze 4 °C, aby następnie przetworzyć go w celu zatopienia parafiny, przeprowadzenia hybrydyzacji in situ (ISH) i immunohistochemii (IHC). Postępuj zgodnie z protokołami ISH i IHC, jak podano23,24.
  12. Wyizoluj korę pozostałej nerki i błyskawicznie zamroź w ciekłym azocie, aby wykonać western blot. Próbki należy przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu analizy.
  13. Określ ilościowo wyrażenia reniny i N-GAL za pomocą Western blot zgodnie z opisem w literaturze23,24.

5. Statystyki

  1. Do eksperymentów z trzema lub więcej warunkami należy stosować jedno- lub dwuczynnikową ANOVA, a następnie testy post-hoc Bonferroniego do porównań między poszczególnymi grupami. Rozważ, że wartość p jest równa lub mniejsza niż 0,05 istotna. Użyj oprogramowania (np. GraphPad Prism 8.2) do wykonania wszystkich analiz statystycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zwężenie tętnicy nerkowej zwiększa ekspresję reniny w nerce z niedrożnością, jednocześnie hamując jej ekspresję w nerce przeciwległej. Model stenozy z podwiązaniem jednej nerki (2K1C) lub model Goldbatta indukuje zwiększoną ekspresję reniny oraz uszkodzenie nerek. Jest on uznawany za najlepszy reprezentatywny model jednostronnego zwężenia tętnicy nerkowej u ludzi.

Ekspresję reniny i proreniny (prekursora reniny) zmierzono za pomocą immunoblottingu. Dane wykazują, że ekspresja reniny i prorenin...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zwężenie tętnicy nerkowej jest ważną przyczyną wtórnego lub opornego nadciśnienia tętniczego i uszkodzenia nerek 1,29. Model Goldblatta z dwoma nerkami i jednym klipsem (2K1C) został wykorzystany do badania nadciśnienia naczyniowego wywołanego RAStenosis 1,17,18,19. Wiele wcześniejszych badań z wykorzystaniem różnych modeli zwierzęcych ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych.

Podziękowania

Badania były wspierane przez NHLBI Research Scientist Development Grant (1K01HL135461-01) dla JAG. Dziękuję Davidowi Carmona-Berrio i Isabel Adarve-Rengifo za ich pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Żel dietetycznyClear H2ODiet-Gel 76ADieta regeneracyjna
EMC Podgrzewana twarda podkładkaHallowell000A2788BPoduszki grzewcze były używane do utrzymywania ciepła
myszy Ethilon Nylon SutureEthicon662G4-0 (1,5 metrycznego), Ten szew służył do zamykania otrzewnej i skóry
Ethilon Nylon SutureEthicon2815 G8-0 (0,4 metra), Ten szew był używany do zamykania mankietu w celu zawiązania i zwężenia tętnicy
Germinator 500Braintree Scientific Inc.GER 5287Sterylizuj narzędzia chirurgiczne między operacjami
KetoprofenZoetisKetofenPainkiller
PoliuretanBraintree Scientific Inc.MRE-025Ta rurka była używana do inicjowania zwężenia
Powidonowo-jodowe antyseptyczne wacikiMedlineMDS093901Zastosowano go po depilacji i zabiegu chirurgicznym na skórze
Reflex 7 Clip ApplierRoboz Surgical Instrument Co204-1000Ten aplikator do klipsów służył do zakładania klipsa w przypadku odpadnięcia jednego lub więcej szwów
Sterylne serwety ręcznikoweDynarex4410Był używany jako prześcieradło dla myszy podczas operacji
Maść z potrójnym antybiotykiemMedi-First22312
Pompa wodnaStrykerT/pump Profesjonaliści Służydo podgrzewania i cyrkulacji wody w twardej podkładce grzewczej, aby utrzymać myszy w cieple podczas i po operacji

Bibliografia

  1. Kashyap, S., et al. Blockade of CCR2 reduces macrophage influx and development of chronic renal damage in murine renovascular hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 310 (5), 372-384 (2016).
  2. Wang, W., et al. Changes in inflammatory biomarkers after renal revascularization in atherosclerotic renal artery stenosis. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (9), 1437-1443 (2016).
  3. Yerram, P., Karuparthi, P. R., Chaudhary, K. Pathogenesis and management of renovascular hypertension and ischemic nephropathy. Minerva Urologica e Nefrologica. 64 (1), 63-72 (2012).
  4. Covic, A., Gusbeth-Tatomir, P. The role of the renin-angiotensin-aldosterone system in renal artery stenosis, renovascular hypertension, and ischemic nephropathy: diagnostic implications. Progress in Cardiovascular Diseases. 52 (3), 204-208 (2009).
  5. Barreras, A., Gurk-Turner, C. Angiotensin II receptor blockers. Proceedings. 16 (1), Baylor University. Medical Center. 123-126 (2003).
  6. Sica, D. A. Angiotensin-converting enzyme inhibitors side effects--physiologic and non-physiologic considerations. Journal of Clinical Hypertension. 6 (7), 410-416 (2004).
  7. Hill, R. D., Vaidya, P. N. Angiotensin II Receptor Blockers (ARB, ARb). StatPearls. , (2019).
  8. Durante, A., et al. Role of the renin-angiotensin-aldosterone system in the pathogenesis of atherosclerosis. Current Pharmaceutical Design. 18 (7), 981-1004 (2012).
  9. Chen, K., et al. Plasma reactive carbonyl species: Potential risk factor for hypertension. Free Radical Research. 45 (5), 568-574 (2011).
  10. Zhang, X., et al. Angiotensin receptor blockade has protective effects on the poststenotic porcine kidney. Kidney International. 84 (4), 767-775 (2013).
  11. Zou, X., et al. Renal scattered tubular-like cells confer protective effects in the stenotic murine kidney mediated by release of extracellular vesicles. Scientific Reports. 8 (1), 1263(2018).
  12. Kinra, M., Mudgal, J., Arora, D., Nampoothiri, M. An insight into the role of cyclooxygenase and lipooxygenase pathway in renal ischemia. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (21), 5017-5020 (2017).
  13. Cavalcanti, C. O., et al. Inhibition of PDE5 Restores Depressed Baroreflex Sensitivity in Renovascular Hypertensive Rats. Frontiers in Physiology. 7, 15(2016).
  14. Dias, A. T., et al. Sildenafil ameliorates oxidative stress and DNA damage in the stenotic kidneys in mice with renovascular hypertension. Journal of Translational Medicine. 12, 35(2014).
  15. Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. Animal models of hypertension: an overview. Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 146 (3), 160-173 (2005).
  16. Reckelhoff, J. F., Romero, D. G., Yanes Cardozo, L. L. Sex, Oxidative Stress, and Hypertension: Insights From Animal Models. Physiology (Bethesda). 34 (3), 178-188 (2019).
  17. Goldblatt, H., Lynch, J., Hanzal, R. F., Summerville, W. W. Studies on Experimental Hypertension : I. The Production of Persistent Elevation of Systolic Blood Pressure by Means of Renal Ischemia. Journal of Experimental Medicine. 59 (3), 347-379 (1934).
  18. Gollan, F., Richardson, E., Goldblatt, H. Hypertension in the systemic blood of animals with experimental renal hypertension. Journal of Experimental Medicine. 88 (4), 389-400 (1948).
  19. Lewis, H. A., Goldblatt, H. Studies on Experimental Hypertension: XVIII. Experimental Observations on the Humoral Mechanism of Hypertension. Bulletin of the New York Academy of Medicine. 18 (7), 459-487 (1942).
  20. Warner, G. M., et al. Genetic deficiency of Smad3 protects the kidneys from atrophy and interstitial fibrosis in 2K1C hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 302 (11), 1455-1464 (2012).
  21. Lorenz, J. N., et al. Renovascular hypertension using a modified two-kidney, one-clip approach in mice is not dependent on the alpha1 or alpha2 Na-K-ATPase ouabain-binding site. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 301 (3), 615-621 (2011).
  22. Ebina, K., Iwabuchi, T., Suzuki, S. Histological change in permanently clipped or ligated cerebral arterial wall. Part II: Autopsy cases of aneurysmal neck clipping. Acta Neurochirurgica. 66 (1-2), 23-42 (1982).
  23. Saleem, M., et al. Sox6: A new modulator of renin expression during physiological conditions. bioRxiv. , (2019).
  24. Saleem, M., et al. Sox6 as a new modulator of renin expression in the kidney. American Journal of Physiology-Renal Physiology. , (2019).
  25. Chade, A. R., Williams, M. L., Engel, J., Guise, E., Harvey, T. W. A translational model of chronic kidney disease in swine. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (2), 364-373 (2018).
  26. Xue, Y., Xu, Z., Chen, H., Gan, W., Chong, T. Low-energy shock wave preconditioning reduces renal ischemic reperfusion injury caused by renal artery occlusion. Acta Cirúrgica Brasileira. 32 (7), 550-558 (2017).
  27. Lalanne, A., Beaudeux, J. L., Bernard, M. A. NGAL: a biomarker of acute and chronic renal dysfunction. Annales de Biologie Clinique. 69 (6), 629-636 (2011).
  28. Bolignano, D., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin (NGAL) as a marker of kidney damage. American Journal of Kidney Diseases. 52 (3), 595-605 (2008).
  29. Kashyap, S., et al. Development of renal atrophy in murine 2 kidney 1 clip hypertension is strain independent. Research in Veterinary Science. 107, 171-177 (2016).
  30. Anderson, W. P., Woods, R. L., Kline, R. L., Korner, P. I. Acute haemodynamic responses to unilateral renal artery stenosis in conscious dogs. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 12 (3), 305-309 (1985).
  31. Imanishi, M., et al. Critical degree of renal arterial stenosis that causes hypertension in dogs. Angiology. 43 (10), 833-842 (1992).
  32. Ziecina, R., Abramczyk, P., Lisiecka, A., Papierski, K., Przybylski, J. Adrenal-renal portal circulation contributes to decrease in renal blood flow after renal artery stenosis in rats. Journal of Physiology and Pharmacology. 49 (4), 553-560 (1998).
  33. Johnson, J. A., Ichikawa, S., Kurz, K. D., Fowler, W. L., Payne, C. G. Pressor responses to vasopressin in rabbits with 3-day renal artery stenosis. American Journal of Physiology. 240 (6), 862-867 (1981).
  34. Eirin, A., et al. Changes in glomerular filtration rate after renal revascularization correlate with microvascular hemodynamics and inflammation in Swine renal artery stenosis. Circulation: Cardiovascular Interventions. 5 (5), 720-728 (2012).
  35. Ma, Z., Jin, X., He, L., Wang, Y. CXCL16 regulates renal injury and fibrosis in experimental renal artery stenosis. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory. 311 (3), 815-821 (2016).
  36. Cheng, J., et al. Temporal analysis of signaling pathways activated in a murine model of two-kidney, one-clip hypertension. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 297 (4), 1055-1068 (2009).
  37. Wiesel, P., Mazzolai, L., Nussberger, J., Pedrazzini, T. Two-kidney, one clip and one-kidney, one clip hypertension in mice. Hypertension. 29 (4), 1025-1030 (1997).
  38. Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. Models of experimental hypertension in mice. Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model mysi 2K1Cekspresja reninyuszkodzenie nerekWestern blotimmunohistochemiahybrydyzacja in situmarker N GALkom rki przyk buszkowerurki poliuretanowe
Zmodyfikowany mysi model regulacji reniny w zwężeniu tętnicy nerkowej z jedną nerką i jednym klipsem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.