Artykuł metodologiczny

Sondowanie powierzchniowej aktywności elektrochemicznej nanomateriałów przy użyciu hybrydowego mikroskopu sił atomowych ze skaningowym mikroskopem elektrochemicznym (AFM-SECM)

DOI:

10.3791/61111

⸱

10 lutego 2021

 ,  ,  , 
1Department of Civil and Environmental Engineering, New Jersey Institute of Technology

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroskopia sił atomowych (AFM) w połączeniu ze skaningową mikroskopią elektrochemiczną (SECM), a mianowicie AFM-SECM, może być używana do jednoczesnego pozyskiwania informacji topograficznych i elektrochemicznych o wysokiej rozdzielczości na powierzchniach materiałów w nanoskali. Takie informacje mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia niejednorodnych właściwości (np. reaktywności, defektów i miejsc reakcji) na lokalnych powierzchniach nanomateriałów, elektrod i biomateriałów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Skaningowa mikroskopia elektrochemiczna (SECM) służy do pomiaru lokalnego zachowania elektrochemicznego granic faz ciecz/ciało stałe, ciecz/gaz i ciecz/ciecz. Mikroskopia sił atomowych (AFM) jest wszechstronnym narzędziem do charakteryzowania mikro- i nanostruktury pod względem topografii i właściwości mechanicznych. Jednak konwencjonalne SECM lub AFM dostarczają ograniczonych, rozdzielonych poprzecznie informacji na temat właściwości elektrycznych lub elektrochemicznych w nanoskali. Na przykład aktywność powierzchni nanomateriału na poziomie fasety krystalicznej jest trudna do rozstrzygnięcia za pomocą konwencjonalnych metod elektrochemicznych. W artykule przedstawiono zastosowanie kombinacji AFM i SECM, a mianowicie AFM-SECM, do badania aktywności elektrochemicznej powierzchni w nanoskali przy jednoczesnym pozyskiwaniu danych topograficznych o wysokiej rozdzielczości. Takie pomiary mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia związku między nanostrukturą a aktywnością reakcji, co jest istotne dla szerokiego zakresu zastosowań w materiałoznawstwie, naukach przyrodniczych i procesach chemicznych. Wszechstronność połączonego AFM-SECM została zademonstrowana poprzez mapowanie właściwości topograficznych i elektrochemicznych fasetowanych nanocząstek (NP) i nanopęcherzyków (NB). W porównaniu z wcześniej opisanym obrazowaniem nanostruktur metodą SECM, AFM-SECM umożliwia ilościową ocenę lokalnej aktywności lub reaktywności powierzchni z wyższą rozdzielczością mapowania powierzchni.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Charakterystyka zachowania elektrochemicznego (EC) może dostarczyć krytycznych informacji na temat kinetyki i mechanizmów reakcji międzyfazowych w różnych dziedzinach, takich jak biologia1,2, energy3,4, synteza materiałów5,6,7, oraz proces chemiczny8,9. Tradycyjne pomiary EC, w tym elektrochemiczna spektroskopia impedancji10, metody szumu elektrochemicznego11, galwanostatyczne miareczkowanie przerywane12 i woltamperometria cykliczna13 są zwykle wykonywane w skali makroskopowej i zapewniają średnią powierzchniową odpowiedzi. W związku z tym trudno jest uzyskać informacje na temat rozkładu aktywności elektrochemicznej na powierzchni, ale właściwości powierzchni w skali lokalnej w nanoskali są szczególnie ważne tam, gdzie nanomateriały są szeroko stosowane. W związku z tym bardzo pożądane są nowe techniki zdolne do jednoczesnego przechwytywania zarówno informacji wielowymiarowych w nanoskali, jak i elektrochemii.

Skaningowa mikroskopia elektrochemiczna (SECM) jest powszechnie stosowaną techniką pomiaru zlokalizowanej aktywności elektrochemicznej materiałów w mikro- i nanoskalach14. Zazwyczaj SECM wykorzystuje ultra-mikroelektrodę jako sondę do wykrywania elektroaktywnych związków chemicznych, gdy skanuje powierzchnię próbki w celu przestrzennego rozdzielenia lokalnych właściwości elektrochemicznych15. Zmierzony prąd w sondzie jest wytwarzany przez redukcję (lub utlenianie) form mediatorów, a prąd ten jest wskaźnikiem reaktywności elektrochemicznej na powierzchni próbki. SECM znacznie ewoluował od czasu swojego powstania w 1989 roku16,17, ale nadal ma dwa główne ograniczenia. Ponieważ sygnały EC są zazwyczaj wrażliwe na charakterystykę interakcji końcówka-podłoże, jednym z ograniczeń SECM jest to, że utrzymywanie sondy na stałej wysokości zapobiega bezpośredniej korelacji aktywności elektrochemicznej z krajobrazem powierzchniowym, ze względu na splot topografii z zebranymi informacjami EC18. Po drugie, komercyjnemu systemowi SECM trudno jest uzyskać rozdzielczość obrazu submikrometrowego (μm), ponieważ rozdzielczość przestrzenna jest częściowo determinowana przez wymiary sondy, które znajdują się w skali mikrometrycznej19. Dlatego nanoelektrody, elektrody o średnicy w zakresie nanometrów, są coraz częściej stosowane w SECM w celu osiągnięcia rozdzielczości poniżej skali submikrometrowej20,21,22,23.

Aby zapewnić stałą kontrolę odległości końcówka-substrat i uzyskać wyższą przestrzenną rozdzielczość elektrochemiczną, użyto kilku hybrydowych technik SECM, takich jak pozycjonowanie przewodnictwa jonowego24, pozycjonowanie siły ścinającej25, SECM26, oraz mikroskopia sił atomowych (AFM) pozycjonowanie. Wśród tych oprzyrządowań bardzo obiecującym podejściem stało się SECM integrujące pozycjonowanie AFM (AFM-SECM). Ponieważ AFM może zapewnić stałe odległości między końcówką a podłożem, zintegrowana technika AFM-SECM umożliwia jednoczesne pozyskiwanie informacji strukturalnych i elektrochemicznych w nanoskali poprzez mapowanie lub zamiatanie próbki za pomocą ostrych końcówek AFM. Od czasu pierwszego udanego uruchomienia AFM-SECM przez MacPhersona i Unwina w 1996 roku27, osiągnięto znaczące ulepszenia w projektowaniu i produkcji sond, a także w jej zastosowaniach w różnych dziedzinach badawczych, takich jak elektrochemia w procesach chemicznych i biologicznych. Na przykład AFM-SECM został zaimplementowany do obrazowania powierzchni materiałów kompozytowych, takich jak nanocząstki metali szlachetnych28, elektrody funkcjonalizowane lub stabilne wymiarowo29,30 oraz urządzenia elektroniczne31. AFM-SECM może mapować miejsca aktywne elektrochemicznie na podstawie obrazu prądu końcówki.

Jednoczesne pomiary topograficzne i elektrochemiczne mogą być również realizowane za pomocą innych technik, takich jak przewodzące AFM32,33,34,35, elektrochemiczny AFM (EC-AFM)36,37,38,39, skaningowa mikroskopia konduktowacyjna jonowa - skaningowa mikroskopia elektrochemiczna (SICM-SECM)24,40, oraz skaningowa mikroskopia elektrochemiczna (SECCM)41,42 Porównanie tych technik zostało omówione w artykule przeglądowym1. Celem niniejszej pracy było wykorzystanie SECM-AFM do zademonstrowania mapowania i pomiarów elektrochemicznych na fasetowanych krystalicznych nanomateriałach i nanopęcherzykach tlenku miedziawego w wodzie. Fasetowane nanomateriały są szeroko syntetyzowane w katalizatorach tlenków metali w zastosowaniach czystej energii, ponieważ fasety o charakterystycznych cechach krystalograficznych mają charakterystyczne powierzchniowe struktury atomowe i dodatkowo dominują nad ich właściwościami katalitycznymi. Co więcej, zmierzyliśmy również i porównaliśmy zachowanie elektrochemiczne na granicy faz ciecz/gaz dla powierzchniowych nanopęcherzyków (NB) na podłożach złotych. NB to bąbelki o średnicy <1 μm (znane również jako ultradrobne pęcherzyki)43 i wywołują wiele intrygujących właściwości44,45, w tym długie czasy przebywania w roztworach46,47 i wysoka efektywność transferu masy gazu46,48. Ponadto zapadanie się NB powoduje powstawanie fal uderzeniowych i powstawania rodników hydroksylowych (•OH)49,50,51,52. Zmierzyliśmy reaktywność elektrochemiczną nanocząsteczek tlenu w roztworze, aby lepiej zrozumieć podstawowe właściwości chemiczne nanolitów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie próbki

  1. Otrzymywanie fasetowanych nanocząstek Cu2O i osadzanie na podłożu krzemowym
    1. Rozpuścić 0,175 g CuCl2∙2H2O (99,9%) w 100 ml wody dejonizowanej (DI), aby uzyskać roztwór wodny 10 mM CuCl2.
    2. Dodać kroplami 10,0 ml 2,0 M NaOH i 10 ml 0,6 M kwasu askorbinowego do roztworu CuCl2.
    3. Podgrzewać roztwór w kolbie okrągłodennej o pojemności 250 ml pod ciągłym mieszaniem w łaźni wodnej o temperaturze 55 °C przez 3 godziny.
    4. Zebrać powstały osad przez odwirowanie (5 000 x g przez 15 minut), a następnie przemyć 3 razy wodą DI i dwukrotnie etanolem w celu usunięcia resztkowych jonów nieorganicznych i polimerów.
    5. Wytrącić suchy osad w próżni w temperaturze 60 °C przez 5 h53.
    6. Użyj przygotowanej płytki krzemowej jako podłoża do osadzania nanocząstekCu2O, jak pokazano na Rysunek 1A przy użyciu żywicy epoksydowej, aby zapewnić testowanie.
      Uwaga: Wafel krzemowy (Ø3" Wafel silikonowy, typ P/<111>) został pocięty na jeden kawałek o wymiarach 38 mm x 38 mm, a następnie umyty przy użyciu etanolu, metanolu i wody demineralizowanej w celu usunięcia zanieczyszczeń organicznych i nieorganicznych.
    7. Bezpośrednio nanieść 10 μl żywicy epoksydowej na oczyszczoną płytkę silikonową za pomocą końcówki pipety i płytki z czystym szkiełkiem podstawowym. Po około 5 minutach upuść oddzielnie 10 μl nanocząstek/zawiesiny wodnej (10 mg L-1) na różne podłoża z płytek krzemowych pokrytych żywicą epoksydową. Cztery różne czerwone plamki pokazane w Rysunek 1B wskazują potencjalne położenie osadzonych nanocząstek.
    8. Podłoże suszyć próżniowo w temperaturze 40 °C przez 6 godzin.
    9. Umieść substrat próbki w celi próbki EC (Rysunek 4), którą należy wypełnić 1,8 ml 0,1 M KCl zawierającego 10 mM Ru(NH3)6Cl3 (98%).
  2. Przygotowanie NB
    1. Wytwarzanie nanopęcherzyków tlenu poprzez bezpośrednie wstrzyknięcie sprężonego tlenu (czystość 99,999%) przez rurkową membranę ceramiczną (wielkość porów 100 nm, WFA0,1) do wody DI.
      UWAGA: Gaz był wstrzykiwany w sposób ciągły pod ciśnieniem 414 kPa i przepływem 0,45 L·m-1, aż do osiągnięcia stabilnego rozkładu wielkości pęcherzyków, jak podano w innym miejscu54.
    2. Dodać 1,8 ml zawiesiny wodnej NB na złotym podłożu do celi próbki EC i ustabilizować przez 10 min.
      UWAGA: Jako podłoże do immobilizacji NB użyto świeżych złotych płytek o wymiarach 40 mm x 40 mm (Au na Si).
    3. Zdekantować 0,9 ml zawiesiny NB i zastąpić 0,9 ml 10 mM roztworu Ru(NH3)6Cl3 w 0,1 M KCl.

2. Konfiguracja AFM-SECM

UWAGA: AFM został użyty w prezentowanych pomiarach AFM-SECM. Do wykonywania analiz EC AFM został wyposażony w bipotencjostat i akcesoria SECM. Jak pokazano w Rysunek S1, bipotencjostat był podłączony do kontrolera AFM, a zarówno potencjostat, jak i AFM były podłączone do tego samego komputera. Akcesoria obejmują uchwyt wiertarski SECM, uchwyt sondy SECM z osłoną ochronną oraz moduł zwalniający odkształcenia z selektorem rezystancji (zastosowano rezystancję 10 MΩ) w celu ograniczenia maksymalnego przepływu prądu55. Jak pokazano na rysunku Rysunek 2, sondy AFM-SECM mają promień końcówki 25 nm i wysokość końcówki 215 nm. Próbka działała jak elektroda robocza, która ma to samo pseudoodniesienie przy użyciu drutu elektrodowego Ag (średnica 25 mm) i przeciwelektrody drutu Pt (średnica 25 mm). Sonda i próbka mogą być spolaryzowane przy różnych potencjałach (w porównaniu z pseudoelektrodą referencyjną z drutu Ag), aby umożliwić różne reakcje redoks. W prezentowanej pracy końcówka redukuje [Ru(NH3)6]3+ do [Ru(NH3)6]2+ przy -400 mV w porównaniu z pseudoelektrodą referencyjną z drutu Ag.

  1. Wymień istniejący uchwyt do pobierania próbek na uchwyt SECM i przykręć uchwyt za pomocą dwóch z walcowym M3 x 6 mm i klucza imbusowego 2.5 mm (Rysunek 3A).
  2. Podłącz kontroli temperatury do uchwytu SECM i podłącz niskoszumowe SECM do bloku złącza sprężynowego (kolor do koloru) i bloku przełącznika (Rysunek 3B).
    UWAGA: Przełącznik musi być trzymany po prawej stronie podczas testowania SECM.
  3. Zamontuj moduł zwalniający naprężenia na skanerze AFM, a także podłącz go do działającego złącza elektrody na bloku złącza sprężynowego z przedłużaczem (Rysunek 3C).
  4. Zmontować celę na próbki EC.
    1. Umieść wkładkę na górnym pierścieniu (Rysunek 4A).
    2. Zamontuj dwa pierścienie uszczelniające o przekroju okrągłym odpowiednio na dolnym rowku i górnym rowku wkładki (Rysunek 4B i Rysunek 4C).
    3. Umieść szklaną osłonę na górnej górze pierścienia, a następnie dokręć czterema lekko i ukośnie (Rysunek 4D).
    4. Użyj twardego, ostrego drutu o średnicy 24 mm ( Rysunek 4E), aby przebić dwa otwory w O-ringu przez dwa kanały plastikowej części na górnym pierścieniu (Rysunek 4F).
    5. Włóż drut Ag i drut Pt przez otwór w O-ringu i zakrzywij drut Pt do okręgu w celi próbki EC, jak pokazano na Rysunek 4G.
    6. Aby uszczelnić górną część celi próbki EC, dociśnij zmontowaną celę próbki EC do dna celi próbki EC, aby O-ring całkowicie stykał się ze szklaną pokrywą (Rysunek 4H).
    7. Umieść górną część celi próbki EC do góry nogami i skieruj próbkę testową (lub podłoże) w dół, tak aby kołki sprężynowe (kołki pogo) dotykały powierzchni próbki, jak pokazano na Rysunek 4I i Rysunek 4J. Próbka testowa powinna zakrywać O-ring, aby dolna część komory próbki EC była uszczelniona.
    8. Umieść dolną część celi próbki EC i dokręć po przekątnej śrubą o odpowiedniej długości ( Rysunek 4K).

3. Działanie AFM-SECM

  1. Inicjalizacja instrumentów AFM i bipotencjostatu
    1. Kliknij dwukrotnie dwie ikony oprogramowania, aby zainicjować system AFM i interfejs sterowania bipotencjostatem.
  2. Ładowanie sondy SECM
    1. Przygotuj pakiet usług terenowych ESD, w tym podkładkę antystatyczną, statyw ochronny przed wyładowaniami elektrostatycznymi (ESD), rękawice antystatyczne do noszenia i pasek na nadgarstek (Rysunek 5A). Rysunek 5B pokazuje połączenie monitora ESD z paskiem na nadgarstek.
      UWAGA: Monitor ESD emituje sygnał dźwiękowy, gdy czerwona podkładka jest podłączona do masy. Sygnał dźwiękowy ustanie, gdy użytkownik założy pasek na nadgarstek.
    2. Aby zapobiec narażeniu skanera AFM na działanie cieczy, podczas testowania AFM-SECM należy używać obuwia ochronnego (Rysunek 6A). Umieść uchwyt sondy na statywie sondy zabezpieczającej przed wyładowaniami elektrostatycznymi (Rysunek 6B). Użyj plastikowej pęsety, aby przymocować osłonę ochronną do uchwytu końcówki (Rysunek 6C). Następnie dopasuj małe nacięcie w osłonie ochronnej do wycięcia w uchwycie sondy, jak pokazano na rysunku Rysunek 6D.
    3. Otwórz pudełko z sondami AFM-SECM (Rysunek 7A) za pomocą pęsety z końcówką (kolor zielony), aby chwycić sondę z obu stron rowków (Rysunek 7B). Używając chwytaka dysku (kolor srebrny) do przytrzymywania uchwytu sondy na stojaku, umieść przewód sondy w otworze stojaka, a następnie wsuń sondę w szczelinę uchwytu sondy (Rysunek 7C). Gdy sonda znajdzie się w gnieździe, użyj płaskiego końca pęsety, aby ją wepchnąć. Upewnij się, że sonda jest całkowicie w uchwycie końcówki (Rysunek 7D).
    4. Jak pokazano w Rysunek 8A, przymocuj cały uchwyt sondy (łącznie z uchwytem-osłoną) do skanera.
    5. Użyj pęsety z teflonową końcówką, aby chwycić przewód tuż pod miedzianym pierścieniem i podłączyć go do modułu (Rysunek 8B).
    6. Umieść skaner z powrotem w jaskółczym ogonie.
  3. Ładowanie celi próbki
    1. Po zmontowaniu badanej próbki (lub substratu) w celi na próbki EC, o której mowa w sekcji 2.4, umieść celę próbki EC w centralnym punkcie uchwytu SECM i elektrody pseudoreferencyjnej (drut Ag) i podłącz przeciwelektrodę (drut Pt) do bloku złącza sprężynowego (Rysunek 3). Cela na próbki EC jest magnetycznie przymocowana do uchwytu.
  4. Przygotowanie oprogramowania SECM przed obrazowaniem
    1. W oprogramowaniu AFM-SECM wybierz SECM-PeakForce QNM, aby załadować obszar roboczy (Rysunek S2).
    2. W obszarze Setup (Konfiguracja) załaduj sondę SECM, a następnie ustaw laser na końcówce za pomocą stacji wyrównywania.
    3. Przejdź do nawigacji (Rysunek S3). Powoli przesuwaj skaner w dół, aby ustawić ostrość na powierzchni próbki. Dostosuj nieznacznie położenie celi próbki EC, aby upewnić się, że skaner nie dotknie szklanej pokrywy celi próbki EC podczas ruchu. Po ustawieniu ostrości na próbce kliknij przycisk Aktualizuj pozycję ślepego zaangażowania.
      Uwaga: Różne próbki mają różne wysokości, dlatego po zmianie próbki konieczna jest aktualizacja pozycji zaczepu ślepego.
    4. Kliknij przycisk Przenieś, aby dodać pozycję płynu.
    5. Dodaj ~1,8 ml roztworu buforowego do celi próbki EC, aby upewnić się, że poziom roztworu jest niższy niż szklana pokrywa. Jeśli poziom wody znajduje się nad szklaną pokrywą, woda może wkraść się do skanera i spowodować zwarcie elektryczne i uszkodzenie skanera. Odczekaj kolejne 5 minut i za pomocą pipety wymieszaj roztwór, aby usunąć bąbelki.
      UWAGA: Roztwór buforowy (10 mM [Ru(NH3)6]3+ z elektrolitem podtrzymującym 0,1 M KCl) po przygotowaniu należy stale przechowywać w lodówce. Użyj strzykawki z filtrem (nie większym niż 1 μm wielkości porów), aby przefiltrować roztwór przed jego użyciem.
    6. Kliknij przycisk Przenieś do pozycji ślepego włączenia. Końcówka przesunie się z powrotem do roztworu buforowego. Lekko wyreguluj laser, aby upewnić się, że laser jest wyrównany na końcówce.
    7. Otwórz oprogramowanie CHI. Jak pokazano w Rysunek S4, kliknij na polecenie Technika na pasku narzędzi, aby otworzyć selektor technologii i wybierz Potencjał Otwartego Obwodu – Czas. Użyj ustawienia domyślnego (czas wykonania jako 400 s) dla pomiaru OCP i uruchom pomiar OCP.
      UWAGA: Potencjał pokazany w teście OCP powinien być stabilny bliski zeru.
    8. Kliknij ponownie polecenie Technika i uruchom woltamperometrię cykliczną (CV), jak pokazano na rys. S5 i rys. S6.
      UWAGA: Ustaw parametry jak poniżej. W razie potrzeby ustaw "segmenty przeciągnięcia" na większą liczbę. "init E/Final E" powinno być takie samo jak potencjalna wartość z pomiaru OCP, a "High E" i "Low E" mogą wynosić odpowiednio +0,3 V lub -0,3 V "init E/Final E". Tutaj używamy 0 V jako początkowego i wysokiego E oraz -0,4 V jako niskiego i końcowego E. Szybkość skanowania wynosiła 0,05 V/s, a czułość 1 e-009. Uruchom test CV, najwyższy zmierzony tutaj prąd (i) powinien wynosić 0,3-1,2 nA dla 10 mM [Ru(NH3)6]3+.
  5. Obrazowanie SECM
    1. Wróć do oprogramowania AFM-SECM. Ponieważ końcówka jest już w płynie, kliknij przycisk Zaangażuj.
    2. Po zeskanowaniu włącz tryb podnoszenia (Lift by Sensor) z wysokością podnoszenia 100 nm i dostosuj wysokość podnoszenia w oparciu o chropowatość próbki.
    3. W oprogramowaniu CHI uruchom chronoamperometrię z parametrami pokazanymi w Rysunek S7. Ustaw początkowe E na -0,4 V, szerokość impulsu na 1000 sekund (co jest maksymalną liczbą akceptowaną przez system), a czułość taką samą dla CV scan.
      UWAGA: Technika chronoamperometrii została wybrana ze względu na brak techniki amperometrycznej i-t w prezentowanym potencjostacie.
    4. Po uruchomieniu programu CHI wróć do oprogramowania AFM-SECM, sprawdź odczyt w czasie rzeczywistym na wykresie paskowym i kliknij Start ( Rysunek S8). Odczyt będzie aktualizowany w czasie rzeczywistym. Wtedy rozpocznie się zarówno obrazowanie topograficzne, jak i bieżący proces obrazowania. Zapisuj obrazy w oprogramowaniu AFM-SECM.
  6. Sprawdź krzywą podejścia
    1. Zaczepić końcówkę o obszarze próbki lub podłoża o rozmiarze skanowania 1 μm.
    2. Uruchomić chronoamperometrię, jak wspomniano w 3.5.3.
    3. Wróć do oprogramowania AFM-SECM i wybierz polecenie Go To Ramp.
    4. Kliknij opcję Rampa. Krzywa podejścia byłaby rejestrowana w oprogramowaniu AFM-SECM.
  7. Czyszczenie końcówek
    1. Używanie celi na próbki EC jako pojemnika na czystą wodę. Przesuwaj końcówkę do środka i na zewnątrz cieczy za pomocą funkcji ślepego załączania w panelu nawigacyjnym. Wymień czystą wodę trzy razy. Po trzykrotnym czyszczeniu, za pomocą czystych chusteczek ostrożnie usuń resztki wody z uchwytu sondy i włóż sondę z powrotem do pudełka z sondą.
      Uwaga: Po obrazowaniu sondę AFM-SECM należy dokładnie wyczyścić. Nigdy nie używaj wody wypływającej z butelki do mycia sondy, ponieważ ładunek elektrostatyczny może uszkodzić sondę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Topografia i bieżące obrazowanie ONB przez AFM-SECM

Poprzednie badania, które charakteryzowały NB za pomocą AFM, przedstawiały tylko obrazy topografii, aby ujawnić rozmiar i rozmieszczenie NB unieruchomionych na stałym podłożu56,57. Eksperymenty ujawniły zarówno informacje morfologiczne, jak i elektrochemiczne. Poszczególne nanopęcherzyki tlenu (ONB) można wyraźnie zidentyfikować w Rysunek 9

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym protokole opisano połączoną technikę AFM-SECM, która umożliwia obrazowanie multimodalne w wysokiej rozdzielczości. Technika ta pozwala na odwzorowanie topografii jednocześnie z prądem SECM zebranym lub zmapowanym na pojedynczych nanocząstkach lub nanopęcherzykach. Eksperymenty przeprowadzono przy użyciu komercyjnych sond. Sondy te zostały zaprojektowane w celu zapewnienia kompatybilności chemicznej z szerokim zakresem środowisk elektrochemicznych, wydajności elektrochemicznej, stabilności mechanicznej i obsł...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest finansowana przez narodową fundację naukową (numer nagrody: 1756444) za pośrednictwem Biological & Environmental Interfaces of Nano Materials, USDA National Institute of Food and Agriculture, projektu AFRI [2018-07549] oraz umowy o pomoc nr 83945101-0 przyznanej przez amerykańską Agencję Ochrony Środowiska New Jersey Institute of Technology. Nie został on formalnie poddany przeglądowi przez EPA. Poglądy wyrażone w niniejszym dokumencie są wyłącznie poglądami autorów i niekoniecznie odzwierciedlają poglądy Agencji. EPA nie popiera żadnych produktów ani usług komercyjnych wymienionych w tej publikacji. Autorzy dziękują również Undergraduate Research and Innovation Program (URI) Phase-1 i Phase-2 w New Jersey Institute of Technology.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipment
Mikroskopia sił atomowychBruker, CADimenison Icon
BipotentiostatCH Instruments, Inc.CHI 700E
Materiały
wafel krzemowyTED PELLA, Inc.16013
Świeże złote płytkiBruker, CAmodel 119-017-307
Sondy PF-SECM-AFMBruker, CA990-050138
Moduł zwalniający naprężenia PF-SECMBruker, CA840-012-724
PF-SECM Uchwyt sondyBruker, CA900-050121
PF-SECM UchwytBruker, uchwyt CAPF-SECM
PF-SECM O-ringBruker, CA598-000-106
PF-SECM Szkło osłonowe, SECM CellBruker, CA900-050137
EC Cell AssyBruker, CA932-017-300
ESD Field ServiceBruker, CA490-000-066
PF-SECM BootBruker, CA900-050136
Blok łącznika sprężynowegoBruker, CA900-050524
Pęseta PFSECMBruker, CA
, SECM Moduł końcówkiBruker, CA468-050171
Drut AgBruker, CA249-000-056
Drut PtBruker, CA248-000-004
Twardy ostry drutBruker, CATT-ECM10
Rurowa membrana ceramicznaRefraktonWFA0.1
Chemicals
Dwuwodny chlorek miedzi(II)ACROS OrganicsAC315281000
Wodorotlenek soduFisher ChemicalS318-100
Kwas askorbinowyFisher ChemicalA61-25
Epoksydowamieszanka
błyskawiczna LoctiteChlorek potasuFisher ChemicalP217-500
Chlorek heksaammineurotenu(III)ACROS OrganicsAC363342500

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shi, X., Qing, W., Marhaba, T., Zhang, W. Atomic Force Microscopy-Scanning Electrochemical Microscopy (AFM-SECM) for Nanoscale Topographical and Electrochemical Characterization: Principles, Applications and Perspectives. Electrochimica Acta. , 135472(2019).
  2. Aazam, E. S., Ghoneim, M. M., El-Attar, M. A. Synthesis, characterization, electrochemical behavior, and biological activity of bisazomethine dye derived from 2, 3-diaminomaleonitrile and 2-hydroxy-1-naphthaldehyde and its zinc complex. Journal of Coordination Chemistry. 64 (14), 2506-2520 (2011).
  3. Shukla, A., Sampath, S., Vijayamohanan, K. Electrochemical supercapacitors: Energy storage beyond batteries. Current science. 79 (12), 1656-1661 (2000).
  4. Kötz, R., Carlen, M. Principles and applications of electrochemical capacitors. Electrochimica Acta. 45 (15-16), 2483-2498 (2000).
  5. Botte, G. G. Electrochemical manufacturing in the chemical industry. The Electrochemical Society Interface. 23 (3), 49-55 (2014).
  6. Kongsricharoern, N., Polprasert, C. Electrochemical precipitation of chromium (Cr6+) from an electroplating wastewater. Water Science and Technology. 31 (9), 109-117 (1995).
  7. Datta, M., Landolt, D. Fundamental aspects and applications of electrochemical microfabrication. Electrochimica Acta. 45 (15-16), 2535-2558 (2000).
  8. Wang, S., George, K., Nesic, S. High pressure CO2 corrosion electrochemistry and the effect of acetic acid. Corrosion/2004. 4375, paper (2004).
  9. Song, G. L. Corrosion of Magnesium alloys. , Elsevier. 3-65 (2011).
  10. Bellezze, T., Giuliani, G., Viceré, A., Roventi, G. Study of stainless steels corrosion in a strong acid mixture. Part 2: anodic selective dissolution, weight loss and electrochemical impedance spectroscopy tests. Corrosion Science. 130, 12-21 (2018).
  11. Ehsani, A., et al. Evaluation of Thymus vulgaris plant extract as an eco-friendly corrosion inhibitor for stainless steel 304 in acidic solution by means of electrochemical impedance spectroscopy, electrochemical noise analysis and density functional theory. Journal of Colloid and Interface Science. 490, 444-451 (2017).
  12. Cui, Z. H., Guo, X. X., Li, H. Equilibrium voltage and overpotential variation of nonaqueous Li-O2 batteries using the galvanostatic intermittent titration technique. Energy & Environmental Science. 8 (1), 182-187 (2015).
  13. Elgrishi, N., et al. A Practical Beginner's Guide to Cyclic Voltammetry. Journal of Chemical Education. 95 (2), 197-206 (2018).
  14. Amemiya, S., Bard, A. J., Fan, F. R. F., Mirkin, M. V., Unwin, P. R. Scanning Electrochemical Microscopy. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 95-131 (2008).
  15. Mirkin, M. V., Nogala, W., Velmurugan, J., Wang, Y. Scanning electrochemical microscopy in the 21st century. Update 1: five years after. Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (48), 21196-21212 (2011).
  16. Bard, A. J., Fan, F. R. F., Kwak, J., Lev, O. Scanning electrochemical microscopy. Introduction and principles. Analytical Chemistry. 61 (2), 132-138 (1989).
  17. Engstrom, R. C., Pharr, C. M. Scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 61 (19), 1099-1104 (1989).
  18. Nellist, M. R., et al. Atomic force microscopy with nanoelectrode tips for high resolution electrochemical, nanoadhesion and nanoelectrical imaging. Nanotechnology. 28 (9), 095711(2017).
  19. Patel, A. N., Kranz, C. (Multi) functional atomic force microscopy imaging. Annual Review of Analytical Chemistry. 11, 329-350 (2018).
  20. Ufheil, J., Heß, C., Borgwarth, K., Heinze, J. Nanostructuring and nanoanalysis by scanning electrochemical microscopy (SECM). Physical Chemistry Chemical Physics. 7 (17), 3185-3190 (2005).
  21. Bergner, S., Wegener, J., Matysik, F. M. Simultaneous imaging and chemical attack of a single living cell within a confluent cell monolayer by means of scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 83 (1), 169-174 (2011).
  22. Hu, K., et al. Platinized carbon nanoelectrodes as potentiometric and amperometric SECM probes. Journal of Solid State Electrochemistry. 17 (12), 2971-2977 (2013).
  23. Kranz, C. Recent advancements in nanoelectrodes and nanopipettes used in combined scanning electrochemical microscopy techniques. Analyst. 139 (2), 336-352 (2014).
  24. Morris, C. A., Chen, C. C., Baker, L. A. Transport of redox probes through single pores measured by scanning electrochemical-scanning ion conductance microscopy (SECM-SICM). Analyst. 137 (13), 2933-2938 (2012).
  25. Ludwig, M., Kranz, C., Schuhmann, W., Gaub, H. E. Topography feedback mechanism for the scanning electrochemical microscope based on hydrodynamic forces between tip and sample. Review of Scientific Instruments. 66 (4), 2857-2860 (1995).
  26. Eckhard, K., Schuhmann, W. Alternating current techniques in scanning electrochemical microscopy (AC-SECM). Analyst. 133 (11), 1486-1497 (2008).
  27. Macpherson, J. V., Unwin, P. R., Hillier, A. C., Bard, A. J. In-situ imaging of ionic crystal dissolution using an integrated electrochemical/AFM probe. Journal of the American Chemical Society. 118 (27), 6445-6452 (1996).
  28. Huang, K., Anne, A., Bahri, M. A., Demaille, C. Probing Individual Redox PEGylated Gold Nanoparticles by Electrochemical-Atomic Force Microscopy. ACS Nano. 7 (5), 4151-4163 (2013).
  29. Chennit, K., et al. Electrochemical Imaging of Dense Molecular Nanoarrays. Analytical Chemistry. 89 (20), 11061-11069 (2017).
  30. Jiang, J., et al. Nanoelectrical and Nanoelectrochemical Imaging of Pt/p-Si and Pt/p+-Si Electrodes. ChemSusChem. 10 (22), 4657-4663 (2017).
  31. Knittel, P., Mizaikoff, B., Kranz, C. Simultaneous nanomechanical and electrochemical mapping: combining peak force tapping atomic force microscopy with scanning electrochemical microscopy. Analytical Chemistry. 88 (12), 6174-6178 (2016).
  32. Quist, A. P., et al. Atomic force microscopy imaging and electrical recording of lipid bilayers supported over microfabricated silicon chip nanopores: Lab-on-a-chip system for lipid membranes and ion channels. Langmuir. 23 (3), 1375-1380 (2007).
  33. Cohen, H., et al. Electrical characterization of self-assembled single- and double-stranded DNA monolayers using conductive AFM. Faraday Discussions. 131 (0), 367-376 (2006).
  34. Chung, J. W., et al. Single-crystalline organic nanowires with large mobility and strong fluorescence emission: a conductive-AFM and space-charge-limited-current study. Journal of Materials Chemistry. 19 (33), 5920-5925 (2009).
  35. Guo, D. Z., Hou, S. M., Zhang, G. M., Xue, Z. Q. Conductance fluctuation and degeneracy in nanocontact between a conductive AFM tip and a granular surface under small-load conditions. Applied Surface Science. 252 (14), 5149-5157 (2006).
  36. Rocca, E., Bertrand, G., Rapin, C., Labrune, J. C. Inhibition of copper aqueous corrosion by non-toxic linear sodium heptanoate: mechanism and ECAFM study. Journal of Electroanalytical Chemistry. 503 (1), 133-140 (2001).
  37. Toma, F. M., et al. Mechanistic insights into chemical and photochemical transformations of bismuth vanadate photoanodes. Nature Communications. 7, 12012(2016).
  38. Kouzeki, T., Tatezono, S., Yanagi, H. Electrochromism of Orientation-Controlled Naphthalocyanine Thin Films. The Journal of Physical Chemistry. 100 (51), 20097-20102 (1996).
  39. Yamaguchi, Y., Shiota, M., Nakayama, Y., Hirai, N., Hara, S. Combined in situ EC-AFM and CV measurement study on lead electrode for lead-acid batteries. Journal of Power Sources. 93 (1), 104-111 (2001).
  40. Comstock, D. J., Elam, J. W., Pellin, M. J., Hersam, M. C. Integrated Ultramicroelectrode-Nanopipet Probe for Concurrent Scanning Electrochemical Microscopy and Scanning Ion Conductance Microscopy. Analytical Chemistry. 82 (4), 1270-1276 (2010).
  41. Ebejer, N., Schnippering, M., Colburn, A. W., Edwards, M. A., Unwin, P. R. Localized High Resolution Electrochemistry and Multifunctional Imaging: Scanning Electrochemical Cell Microscopy. Analytical Chemistry. 82 (22), 9141-9145 (2010).
  42. Ebejer, N., et al. Scanning Electrochemical Cell Microscopy: A Versatile Technique for Nanoscale Electrochemistry and Functional Imaging. Annual Review of Analytical Chemistry. 6 (1), 329-351 (2013).
  43. Alheshibri, M., Qian, J., Jehannin, M., Craig, V. S. A history of nanobubbles. Langmuir. 32 (43), 11086-11100 (2016).
  44. Liu, G., Wu, Z., Craig, V. S. Cleaning of protein-coated surfaces using nanobubbles: an investigation using a quartz crystal microbalance. The Journal of Physical Chemistry C. 112 (43), 16748-16753 (2008).
  45. Ghadimkhani, A., Zhang, W., Marhaba, T. Ceramic membrane defouling (cleaning) by air Nano Bubbles. Chemosphere. 146, 379-384 (2016).
  46. Uchida, T., et al. Transmission electron microscopic observations of nanobubbles and their capture of impurities in wastewater. Nanoscale Research Letters. 6 (1), 1(2011).
  47. Ushikubo, F. Y., et al. Evidence of the existence and the stability of nano-bubbles in water. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 361 (1-3), 31-37 (2010).
  48. Bowley, W. W., Hammond, G. L. Controlling factors for oxygen transfer through bubbles. Industrial, Engineering Chemistry Process Design and Development. 17 (1), 2-8 (1978).
  49. Li, P., Takahashi, M., Chiba, K. Enhanced free-radical generation by shrinking microbubbles using a copper catalyst. Chemosphere. 77 (8), 1157-1160 (2009).
  50. Takahashi, M., et al. Effect of shrinking microbubble on gas hydrate formation. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (10), 2171-2173 (2003).
  51. Takahashi, M., Chiba, K., Li, P. Free-radical generation from collapsing microbubbles in the absence of a dynamic stimulus. The Journal of Physical Chemistry B. 111 (6), 1343-1347 (2007).
  52. Ahmed, A. K. A., et al. Influences of air, oxygen, nitrogen, and carbon dioxide nanobubbles on seed germination and plant growth. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (20), 5117-5124 (2018).
  53. Zhang, D. F., et al. Delicate control of crystallographic facet-oriented Cu 2 O nanocrystals and the correlated adsorption ability. Journal of Materials Chemistry. 19 (29), 5220-5225 (2009).
  54. Khaled Abdella Ahmed, A., et al. Colloidal Properties of Air, Oxygen, and Nitrogen Nanobubbles in Water: Effects of Ionic Strength, Natural Organic Matters, and Surfactants. Environmental Engineering Science. , (2017).
  55. Huang, Z., et al. PeakForce scanning electrochemical microscopy with nanoelectrode probes. Microscopy Today. 24 (6), 18-25 (2016).
  56. Lou, S. T., et al. Nanobubbles on solid surface imaged by atomic force microscopy. Journal of Vacuum Science, Technology B: Microelectronics and Nanometer Structures Processing, Measurement, and Phenomena. 18 (5), 2573-2575 (2000).
  57. Borkent, B. M., Dammer, S. M., Schönherr, H., Vancso, G. J., Lohse, D. Superstability of surface nanobubbles. Physical Review Letters. 98 (20), 204502(2007).
  58. Agarwal, A., Ng, W. J., Liu, Y. Principle and applications of microbubble and nanobubble technology for water treatment. Chemosphere. 84 (9), 1175-1180 (2011).
  59. Tasaki, T., Wada, T., Baba, Y., Kukizaki, M. Degradation of surfactants by an integrated nanobubbles/VUV irradiation technique. Industrial & Engineering Chemistry Research. 48 (9), 4237-4244 (2009).
  60. Fujita, D., Itoh, H., Ichimura, S., Kurosawa, T. Global standardization of scanning probe microscopy. Nanotechnology. 18 (8), 084002(2007).
  61. Häßler-Grohne, W., Hüser, D., Johnsen, K. P., Frase, C. G., Bosse, H. Current limitations of SEM and AFM metrology for the characterization of 3D nanostructures. Measurement Science and Technology. 22 (9), 094003(2011).
  62. Sakai, K. Measurement Techniques and Practices of Colloid and Interface Phenomena. , Springer. 51-57 (2019).
  63. Gan, T., Wu, B., Zhou, X., Zhang, G. Ultrahigh resolution, serial fabrication of three dimensionally-patterned protein nanostructures by liquid-mediated non-contact scanning probe lithography. RSC Advances. 6 (55), 50331-50335 (2016).
  64. Arteaga, J. F., et al. Comparison of the simple cyclic voltammetry (CV) and DPPH assays for the determination of antioxidant capacity of active principles. Molecules. 17 (5), 5126-5138 (2012).
  65. Moreno-Herrero, F., Colchero, J., Gomez-Herrero, J., Baro, A. Atomic force microscopy contact, tapping, and jumping modes for imaging biological samples in liquids. Physical Review E. 69 (3), 031915(2004).
  66. Doktycz, M., et al. AFM imaging of bacteria in liquid media immobilized on gelatin coated mica surfaces. Ultramicroscopy. 97 (1-4), 209-216 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Skaningowa mikroskopia elektrochemicznamikroskopia si atomowychanaliza powierzchni nanomateria wmapowanie aktywno ci elektrochemicznejnanocz stki sfacetowanenanopecherzyki tlenuobrazowanie pr du sondywoltametria cyklicznaprzygotowanie pr bek

Powiązane artykuły