Artykuł metodologiczny

Produkcja szybko rosnących brojlerów wolnych od zarazków z komercyjnej linii do badań mikrobioty

4.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61148

⸱

18 czerwca 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1INRAE, PFIE, UE-1277, 2INRAE, ISP, Université de Tours

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy metodę generowania piskląt wolnych od zarazków z jaj komercyjnej linii brojlerów, Ross PM3. Metoda ta może być dostosowana do hodowli zwierząt wolnych od zarazków z innych gatunków drobiu.

Streszczenie

Badania nad wkładem mikrobioty jelitowej w fizjologię i immunokompetencję gospodarza są ułatwione dzięki dostępności wolnych od zarazków modeli zwierzęcych, które są uważane za złoty standard. Ptaki gniazdujące są idealnymi modelami do produkcji zwierząt wolnych od zarazków, ponieważ nie ma potrzeby wychowywania ich krewnych w sterylnych warunkach. Kurczęta wolne od zarazków są głównie uzyskiwane z linii eksperymentalnych wolnych od specyficznych patogenów (SPF), które są słabo reprezentatywne dla komercyjnych linii kurczaków. Zaproponowana tutaj metoda pozwoliła na produkcję kurczaków wolnych od zarazków z szybko rosnącej linii brojlerów Ross PM3, powszechnie stosowanej w przemyśle drobiarskim. Jaja były szybko zbierane po zniesieniu na fermie hodowlanej brojlerów. Zostały one poddane rygorystycznemu procesowi dekontaminacji od momentu pobrania do wprowadzenia do sterylnego jaja izolator wylęgowy. Pisklęta zostały wylęgnięte i trzymane w tych sterylnych izolatorach przez okres niezbędny do kontrolowania ich bezpłodności. Pierwotnie opracowany dla eksperymentalnej linii SPF white leghorn, obecny protokół został dostosowany nie tylko do linii brojlerów Ross PM3, ale także do przepiórek. Jest to zatem solidna i łatwa do dostosowania procedura do innych gatunków drobiu i ptaków gniazdujących o znaczeniu gospodarczym, biologicznym lub ekologicznym.

Wprowadzenie

Nastąpił dramatyczny wzrost zainteresowania naukowego i popularnego wkładem mikrobioty jelitowej w zdrowie zwierząt. Mikrobiota, składająca się z bakterii, wirusów, grzybów i archeonów, które zamieszkują różne nisze w jelicie zwierzęcia, jest bezpośrednio lub pośrednio zaangażowana w regulację chorób zapalnych, zakaźnych i metabolicznych dotykających nie tylko gatunki ssaków, ale także zwierzęta gospodarskie, takie jak drób1. Opracowano kilka modeli zwierzęcych, aby lepiej zbadać wpływ mikrobioty jelitowej na zdrowie i choroby. Na przykład zwierzęta wolne od zarazków i gnotobiotyczne pozwalają na badanie całkowitego braku drobnoustrojów lub znanej mikrobioty, odpowiednio, w fizjopatologii infekcji2,3. Jednak hodowla i utrzymanie tych zwierząt wymaga specjalistycznych technik i urządzeń, a koszty, praca i umiejętności wymagane do ich utrzymania ograniczają ich dostęp do wielu badaczy. Rzeczywiście, zwierzęta wolne od zarazków muszą być regularnie monitorowane pod kątem możliwego zanieczyszczenia przy użyciu kombinacji metod hodowli bakterii, mikroskopii, serologii, morfologii ogólnej i technik wykrywania opartych na sekwencjonowaniu. Podobne procedury mają również zastosowanie do innych gatunków, takich jak zwierzęta gospodarskie, gdzie zwierzęta są na ogół większe i wymagają większych obiektów do ich hodowli i utrzymania, co może w pewnym stopniu utrudniać badania nad mikrobiotą.

Drób, a dokładniej kurczaki, są podstawą produkcji zwierzęcej na całym świecie, z populacją stada, która może przekroczyć 40 miliardów ptaków rocznie. Jest to najważniejsze źródło białka zwierzęcego na świecie (http://www.fao.org/poultry-production-products/en/). Co więcej, nie ma kulturowych ani religijnych tabu związanych z hodowlą lub konsumpcją kurczaków. Mikrobiota jelitowa drobiu jest istotnie zaangażowana we wzrost zwierząt, współczynnik wykorzystania paszy, odporność, odporność na patogeny, a także wiele innych procesów żywieniowych, fizjologicznych lub patologicznych4. Hodowla kurcząt wolnych od zarazków jest zatem niezbędna, aby podkreślić dialog między mikrobiotą a jej gospodarzem4. Nawet jeśli jajowód kurzy zamieszkują społeczności mikroorganizmów5, zawartość jaja świeżo zniesionego przez zdrową kurę jest w większości wolna od mikroorganizmów, a skorupka jaja i błony posiadają mechaniczne bariery zapobiegające inwazji mikroorganizmów4. Ponadto pisklęta są łatwo odchowywane pod nieobecność ich krewnych, co w przeciwieństwie do ssaków pozwala na produkcję zwierząt wolnych od zarazków bez hodowli rodzicielskiej w sterylnych warunkach.

Eksperymentalny obiekt "Zakaźność zwierząt hodowlanych, modelowych i dzikich" (PFIE, UE-1277, Centre INRAE Val de Loire, Nouzilly, Francja, https://doi.org/10.15454/1.5572352821559333e12) jest częścią francuskiej Narodowej Sieci Infrastruktury EMERG'IN (https://www.emergin.fr/). PFIE od ponad 40 lat opanował produkcję kurczaków wolnych od zarazków, aby przeprowadzać różne badania eksperymentalne7,8,9,10,11. Zwierzęta te zostały wyprodukowane z jaj wolnych od specyficznych patogenów (SPF) z białej linii niosek leghorn hodowanej w hodowli zamkniętej od 1970 roku. Używany głównie do badań mikrobiologicznych7,8,9, ptaki wolne od zarazków doświadczają odrodzenia zainteresowania takimi kwestiami, jak wpływ mikrobioty jelitowej na zachowanie13, wykorzystanie składników odżywczych14, rozwój immunologiczny15 i aktywność hormonalna. Nawet jeśli niektóre badania zostały opublikowane przy użyciu linii brojlerów wolnych od zarazków16, badania te pozostają niedostatecznie reprezentowane w porównaniu z badaniami, w których zastosowano eksperymentalne linie warstwowe. Ewolucja zagadnień naukowych w kierunku wzajemnych oddziaływań między mikrobiotą a jej gospodarzem w zakresie zdrowia i dobrostanu drobiu skłoniła nas do dostosowania naszego historycznego protokołu w celu wyhodowania wolnych od zarazków brojlerów z linii Ross PM3, najczęściej wykorzystywanej linii brojlerów na świecie.

Protokół

Procedury opieki nad zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi określonymi przez Dyrektywę Rady Wspólnot Europejskich (86/609/EWG) oraz przez francuskie przepisy dotyczące doświadczeń na zwierzętach.

1. Przygotowanie izolatora

  1. Do sztywnego izolatora pod nadciśnieniem należy włożyć niezbędne materiały: probówki o pojemności 50 ml, pipety plastikowe o pojemności 5, 10 i 25 ml, napromieniowaną pożywkę, wodę w autoklawie i sterylnie zamknięte pojemniki z tworzywa sztucznego.
  2. Napełnij transferową pułapkę bakteriobójczą 2% czwartorzędowym roztworem amoniowym.
  3. Wysterylizuj izolator trzykrotnie oparami formaldehydu, używając 60 ml formaliny (24% formaldehydu) dodanej do 30 g nadmanganianu potasu na metr sześcienny (m3). Przesuwaj materiały wewnątrz izolatora między każdą sterylizacją, aby zapewnić sterylizację wszystkich powierzchni kontaktowych.
  4. Ustawić temperaturę izolatora na 37 °C na co najmniej 2 dni przed wprowadzeniem jaj. Ustaw higrometr na 65-70% wilgotności względnej (RH) w dniu wprowadzenia.

2. Zbieranie jaj i inkubacja

  1. Zbiera się jaja z ferm wybranych na podstawie dobrego wskaźnika wylęgu kur niosek (co najmniej 80% w szczycie produkcji jaj) i ich dobrego stanu sanitarnego (tj. braku powszechnych patogenów drobiu i braku chorób w stadzie). Wizualnie wybierz czyste i nieskazitelne jajka na bieżni.
  2. Natychmiast odkaż powierzchnię jaj, zanurzając je na 5 minut w 1,5% roztworze kwasu nadoctowego o temperaturze pokojowej.
  3. Jaja należy przetransportować do zakładu doświadczalnego za pomocą pudełka odkażonego oparami formaldehydu.
  4. Jaja należy przechowywać przez 24 godziny w temperaturze 4 °C. Powtórzyć proces odkażania opisany w kroku 2.2 i umieścić je w inkubatorze wylęgowym (dzień 0) na 19 dni.

3. Kreskowanie

  1. W dniu 19 należy sprawdzić płodność, żywotność (ruchliwość) i rozwój zarodka, prześwietlając je za pomocą świecy do jaj w sterylnych warunkach. Do sterylnych izolatorów wylęgowych należy wprowadzać tylko żywe zarodki jajowe.
  2. Odkaż wybrane jaja, rozpylając 1,5% roztwór kwasu nadoctowego przez 30 s lub do momentu, gdy cała powierzchnia każdego jajka zostanie pokryta. Jaja pozostaną w kontakcie ze sprayem przez 16 minut i 30 s podczas przenoszenia do izolatorów.
  3. Przenieś jaja do sterylnych izolatorów wylęgowych i przepłucz je sterylną wodą demineralizowaną przed umieszczeniem ich w przestrzeni wylęgowej.
    UWAGA: Zwierzęta wykluwają się i są hodowane w sterylnych izolatorach. Są one karmione ad libitum komercyjną dietą, sterylizowane promieniowaniem gamma i podlewane autoklawowaną wodą z kranu dostarczaną przez dystrybutory wody.

4. Analiza stanu bakteriologicznego

  1. Jednego dnia po wykluciu należy pobrać próbkę kału bezpośrednio z odbytnicy różnych piskląt i zebrać je w wysterylizowanej szklanej probówce, aby próbka ta była reprezentatywna dla wszystkich zwierząt w danym izolatorze.
  2. Próbki kału są mniej lub bardziej płynne, dodać równowartość 1 ml kału do 9 ml bulionu tioglikolanowego z rezazuryną. Dodać pozostałą próbkę kału do 9 ml bulionu z naparu z serca mózgu (BHI) i inkubować probówki w temperaturze 37 °C bez wstrząsania przez 18–48 godzin. Pozwoli to na wzrost szerokiej gamy gatunków tlenowych, fakultatywnych tlenowych i niewybrednych gatunków beztlenowych.
    UWAGA: Rosół tioglikolanowy z rezazuryną przeznaczony jest do wykrywania niewybrednych bakterii beztlenowych, ale umożliwia również wykrywanie bakterii tlenowych. To podłoże jest zgodne z europejskimi, amerykańskimi i japońskimi farmakopeach dotyczącymi testowania sterylności18,19,20.
  3. Obserwuj wzrokowo, czy po 18 godzinach inkubacji nie nastąpią jakiekolwiek zmiany w pożywce wzrostowej. Po 48 godzinach weź kroplę z pożywki bulionowej kałowej BHI, umieść ją na szkiełku podstawowym i obserwuj pod mikroskopem (powiększenie 40x) pod kątem braku lub obecności bakterii.
  4. Jeśli istnieje podejrzenie obecności bakterii, należy pobrać próbkę z kultury BHI i wysadzić ją na płytki agarowe BHI. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 18–48 godzin.
  5. Jeśli kolonie są obecne, należy przeprowadzić techniki wysokoprzepustowe, takie jak spektrometria mas MALDI-TOF, w celu precyzyjnej identyfikacji drobnoustrojów.
    UWAGA: Po 72 godzinach, jeśli wyniki analiz bakteriologicznych są negatywne, zwierzęta uznaje się za wolne od zarazków.

Wyniki

Przeprowadzono sześć serii pozyskiwania kurcząt wolnych od drobnoustrojów z jaj rasy Ross PM3 pochodzących z dwóch różnych ferm we Francji (Tabela 1). Zebrano łącznie 853 jaja, z których po dwóch etapach dekontaminacji i 19 dniach inkubacji 86,40% pozostało żywotnych. 490 z tych żywotnych jaj poddano trzeciemu etapowi dekontaminacji i wprowadzono do różnych izolatorów wylęgowych, co dało średni wskaźnik wylęgowości na poziomie 79,80%. Stanowi to wskaźnik wylęgowości rzędu 68,94% w stosunku do początkowej liczby zebranych jaj.

Jednak wyniki wylęgu znacząco różnią się w zależności od przeprowadzonej serii: od 41,67% do 88,16% żywych piskląt w stosunku do liczby zebranych jaj. Wariacje te zaobserwowano również pomiędzy poszczególnymi wylęgami w ramach tego samego eksperymentu. Ponieważ nie wszystkie izolatory były wykorzystywane we wszystkich cyklach, trudno jest wykluczyć efekt zależny od izolatora. Jednak efekt serii ten był bezpośrednio skorelowany z wiekiem kur niosek (Rysunek 1), przy czym jaja pochodzące od starszych kur wykazywały mniejszą żywotność.

Sześć serii przeprowadzono z wykorzystaniem czterech różnych izolatorów wylęgarni. Po kontroli bakteriologicznej potwierdzono, że zwierzęta z 14 z 16 izolatorów były wolne od drobnoustrojów. Odpowiada to wskaźnikowi sukcesu na poziomie 87,5%. Dwa pozostałe izolatory zostały zanieczyszczone pojedynczą, środowiskową i niepatogenną bakterią.

Wszystkie zwierzęta wykorzystane w eksperymentach naukowych pozostały wolne od drobnoustrojów aż do zakończenia badań, przez co najmniej trzy tygodnie po wykluciu.

Wykres porównawczy żywotności jaj; D19 vs. wskaźniki wyklucia w zależności od tygodnia inkubacji (W6-W26).
Rycina 1: Wpływ wieku kury na wskaźnik wykluciaNiniejsza rycina przedstawia wskaźniki wyklucia zaobserwowane w zależności od wieku stada kur niosek, wyrażonego w tygodniach znoszenia jaj. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Zebrane jajażywe jaja D19D19 jaja żywe/pobrane jajaJaja przeniesione do izolatora 1Przeniesienie jaj do izolatora 2Jaja przeniesione do izolatora 3Jaja przeniesione do izolatora 4całkowita liczba przeniesionych jajżywe pisklęta wyklute w izolatorze 1żywe pisklęta wyklute w izolatorze 2żywe pisklęta wyklute w izolatorze 3żywe pisklęta wyklute w izolatorze 4całkowita liczba żywych wyklutych pisklątżywe jaja po wykluciu/przeniesione izolator1żywe jaja po wykluciu/przeniesione izolator2żywe jaja po wylęgu/przeniesione izolator3żywe jaja po wylęgu/przeniesione izolator4globalna liczba żywotnych jaj po wykluciu/przeniesieniu
seria 11019392.08%2324--472223--4595.65%95.83%95.74%
seria 213011790.00%25252575202418-6280.00%96.00%72.00%82.67%
Pomiar 31329773.48%26-26459714-1328*2753.85%50.00%62.22%56.70%
Pomiar 413011689.23%3635--713334--6791.67%97.14%94.37%
Próba 518014882.22%3030303012026*2517246686.67%83.33%56.67%80.00%76.67%
Cykl 618016692.22%-4040-80-3535-7086.67%87.50%87.50%87.50%
Suma85373786.40%1401541217549089141832433782.14%91.56%68.60%69.33%79.80%

Tabela 1: Wyniki techniczne różnych eksperymentów z wylęganiem. Niniejsza tabela przedstawia wyniki 6 serii wylęgania w warunkach wolnych od drobnoustrojów: liczbę zebranych jaj, żywotność zarodka w 19. dniu oraz liczbę żywych wyklutych piskląt w poszczególnych izolatorach.

Dyskusja

Wcześniej opisano kilka metod generowania kurczaków wolnych od zarazków 7,21,22. Proste metody, takie jak ta przedstawiona tutaj, wykorzystują różne środki dezynfekujące w celu zmniejszenia obciążenia bakteryjnego na powierzchni jaj i w izolatorach. Najczęściej stosowanymi środkami dezynfekującymi są chlorek rtęci, czwartorzędowy amon, jodoform, podchloryn sodu i roztwory dwutlenku chloru. Efekty są często zadowalające. Jednak pomimo dostępności tych metod, niewiele struktur może zastosować tę metodę i hodować zwierzęta na dużą skalę, co sprawia, że wykorzystanie kurczaków wolnych od zarazków jest stosunkowo rzadkim podejściem, stosowanym tylko w celu rozwiązania bardzo konkretnych pytań naukowych. Opisane tu metody, materiały i sprzęt pozwalają na wysoce wydajną proporcję wylęgową brojlerów wolnych od zarazków, które pozostają zdrowe i bezpłodne przez co najmniej 3 tygodnie (czas trwania eksperymentów naukowych, do których zostały wyprodukowane).

Wyniki pokazują, że adaptacja protokołu do produkcji piskląt wolnych od zarazków z jaj zebranych na komercyjnych fermach drobiu zakończyła się sukcesem. Doświadczenia z produkcją jaj SPF pokazują, że efektywność wylęgu zależy przede wszystkim od wieku kur niosek oraz od jakości zebranych jaj. Oba parametry były brane pod uwagę przy wyborze ferm i zbieraniu jaj. Przy zastosowaniu tej samej metody średni wskaźnik wylęgu brojlerów wolnych od zarazków jest znacznie lepszy niż uzyskany w ostatniej produkcji kur niosek SPF w naszym zakładzie (79% vs 35%), bez wpływu na sterylność zwierząt (87% vs 83%). Różnice te mogą być związane z pochodzeniem genetycznym ptaków (brojlery w porównaniu z nioskami), a także z jakością skorupki jaja, która prawdopodobnie będzie bardziej krucha w jajach zwierząt SPF utrzymywanych w zamkniętych hodowlach przez ponad 40 lat. Ponadto wykazaliśmy również, że transport trwający dłużej niż 2 godziny (z fermy do zakładu doświadczalnego) nie wpływa na wydajność i jakość wylęgu.

Chociaż proces sterylizacji stosowany do izolatorów wylęgowych i protokół odkażania jaj zostały zoptymalizowane, około 10% izolatorów nie było wolnych od zarazków. Aby zrozumieć pochodzenie zanieczyszczenia, bardzo ważne jest przeprowadzenie rutynowej kontroli sterylności wyklutych izolatorów przed wprowadzeniem jaj.

Jeśli chodzi o stan sterylności ptaków, staraliśmy się zastosować metody, które pozwalają na wzrost bakterii tlenowych i niewybrednych bakterii beztlenowych z próbek kału, zapewniając w ten sposób, że wykrywamy żywe, zdolne do życia bakterie. Metody te są zgodne z międzynarodowymi farmakopeami dotyczącymi badania sterylności i stanowią szybkie, łatwe i tańsze techniki do rutynowego stosowania. Jednak techniki biologii molekularnej, takie jak sekwencjonowanie genu 16S rRNA, choć nie dostarczają informacji na temat żywotności bakterii, mogą być stosowane do potwierdzenia obecności bakterii niehodowlanych. Rzeczywiście, niedawne badania sugerują, że niektóre bakterie mikrobioty jajowodu matki wydają się być przenoszone do zarodka przez białko jaja, stanowiąc później większość populacji bakterii jelitowych zarodka5. Co więcej, inne badanie sugerowało, że część kolonizatorów mikrobiologicznych przechowywanych we wczesnych zarodkach została odziedziczona po kurach matczynych, a na obfitość i różnorodność mikroorganizmów jelitowych miały później wpływ czynniki środowiskowe i genetyka gospodarzapodczas rozwoju. Jednak wyniki tych badań opierają się na analizie sekwencji DNA, w której duża liczba tych bakterii może być martwa lub nie do odtworzenia w białku jaja kurzego (znacznie naładowanym cząsteczkami przeciwdrobnoustrojowymi). Thomas i współpracownicyprzeprowadzili testy sterylności poprzez ocenę hodowlanych bakterii tlenowych i fakultatywnych bakterii tlenowych poprzez upuszczanie kału na płytki BHI, podkreślając w ten sposób skuteczność standardowych metod bakteriologicznych w kontroli sterylności wolnej od zarazków. Ponadto w zaproponowanym protokole zastosowaliśmy monitorowanie wzrostu w bulionie tioglikolanowym z rezazuryną, aby móc wykryć wzrost niewybrednych bakterii beztlenowych.

Protokół, stosowany już do produkcji przepiórek i kurcząt wolnych od zarazków, można go dostosować do produkcji zwierząt wolnych od zarazków z większości ptaków gniazdujących i oferuje perspektywy badania wkładu mikrobioty w fizjologię tych zwierząt. Oprócz wykorzystania tego modelu do badania wzajemnych interakcji między gospodarzem a mikrobiotą w jelicie drobiu, może on być również przydatny w badaniach stosowanych. Na przykład można go wykorzystać do oceny bezpieczeństwa i skuteczności probiotyków pochodzących z mikroorganizmów komensalnych jelit kurczaka w celu poprawy zdrowia i odporności zwierząt.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni hodowcom i towarzystwu Boyé accouvage (La Boissière en Gâtine, Francja) za dostarczenie zapłodnionych jaj. Badanie zostało przeprowadzone pod auspicjami konsorcjum badawczego APR-IA "INTEGRITY" (2017-2019), które zostało sfinansowane przez Région Centre Val de Loire we Francji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sterylne plastikowe pipety 2 mlStarsted86.1252.001
Probówki 50 mlPłytki
BHIPO1198Adiagnostyczne Thermo
fisher Bulion do infuzji sercaThermo fisherCM1135
Szklane probówki z bulionemroboty i sterylizowane w autoklawie
Szklane probówki z 9 ml bulionu tioglikolanowego z resazurynądomowej roboty i sterylizowane w autoklawie
Inkubator wylęgowyFiemeMG 576
InkubatorMemmertdo hodowli bakteriologicznej, 37 &; C
Napromieniowana paszaBezpiecznyU8983G10R40 kG napromieniowane
Izolatorydomowej roboty. 1 m3 sztywny izolator pod nadciśnieniem
bezpieczeństwa mikrobiologicznegothermon electron corporationmodel: Hera Bezpieczny
mikroskop Visiscope seria 300VWR
Pomoc do pipetDrummond
Pipety plastikowe
Sterylnie zamknięte pudełkaŚrednicatuperware
Sterylizowana szklana rurka"sovirel"
Bulion tioglikolanowy z rezazurynąMerck90404-500G
Kąpiel wodnaFisher scientificModel: Polystat 36, używany do inkubacji 10 min w temperaturze 100 &; C szklane probówki z 9 ml bulionu tioglikolanowego z rezazuryną w celu regeneracji pożywki
agarowe Falcon diagnostic BHI o pojemności 9 ml domowej Szafa

Bibliografia

  1. Shang, Y., Kumar, S., Oakley, B., Kim, W. K. Chicken microbiota: importance and detection echnology. Frontiers in Veterinary Science. 23, 5(2018).
  2. Grover, M., Kashyap, P. C. Germ-free mice as a model to study effect of gut microbiota on host physiology. Neurogastroenterology & Motility. 26 (6), 745-748 (2014).
  3. Umesaki, Y. Use of gnotobiotic mice to identify and characterize key microbes responsible for the development of the intestinal immune system. Proceedings of the Japan Academy, Ser. B, Physical and Biological Sciences. 90 (9), 313-332 (2014).
  4. Carrasco, J. M., Casanova, N. A., Fernández, M. E. Microbiota, gut health and chicken productivity: what is the connection? Miyakawa. Microorganisms. 7 (10), 374(2019).
  5. Lee, S., et al. Characterization of microbial communities in the chicken oviduct and the origin of chicken embryo gut microbiota. International Journal of Scientific Reports. 9 (1), 6838(2019).
  6. Hincke, M. T., et al. Dynamics of structural barriers and innate immune components during incubation of the avian egg: critical interplay between autonomous embryonic development and maternal anticipation. Journal of Innate Immunity. 11 (2), 111-124 (2019).
  7. Le Bars, J. Demonstration of a protocol for obtaining germ-free chickens. Annals of Veterinary Research. 7, 383-396 (1976).
  8. Lafont, J. P., et al. Experimental study of some factors limiting 'competitive exclusion' of Salmonella in chickens. Research in Veterinary Science. 34 (1), 16-20 (1983).
  9. Brée, A., Dho, M., Lafont, J. P. Comparative infectivity for axenic and specific-pathogen-free chickens of O2 Escherichia coli strains with or without virulence factors. Avian Diseases. 33 (1), 134-139 (1989).
  10. Dozois, C. M., et al. Bacterial colonization and in vivo expression of F1 (type 1) fimbrial antigens in chickens experimentally infected with pathogenic Escherichia coli. Avian Diseases. 38 (2), 231-239 (1994).
  11. Schouler, C., Taki, A., Chouikha, I., Moulin-Schouleur, M., Gilot, P. A genomic island of an extraintestinal pathogenic Escherichia coli strain enables the metabolism of fructooligosaccharides, which improves intestinal colonization. Journal of Bacteriology. 191 (1), 388-393 (2009).
  12. Porcheron, G., Chanteloup, N., Trotereau, A., Brée, A., Schouler, C. Effect of fructooligosaccharide metabolism on chicken colonization by an extra-intestinal pathogenic Escherichia coli strain. PLoS One. 7 (4), 35475(2012).
  13. Kraimi, N., et al. Effects of a gut microbiota transfer on emotional reactivity in Japanese quails (Coturnix japonica). of Experimental Biology. 222, (2019).
  14. Stanley, D., et al. Intestinal microbiota associated with differential feed conversion efficiency in chickens. Applied microbiology and biotechnology. 96, 1361-1369 (2012).
  15. Han, Z., et al. Influence of the gut microbiota composition on Campylobacter jejuni colonization in chickens. Infection and Immunity. 85 (11), 0038017(2017).
  16. Thomas, M., et al. Gut microbial dynamics during conventionalization of germ-free chicken. mSphere. 4 (2), 00035-00119 (2019).
  17. Langhout, D. J., Schutte, J. B., de Jong, J., Sloetjes, H., Verstegen, M. W., Tamminga, S. Effect of viscosity on digestion of nutrients in conventional and germ-free chicks. British Journal of Nutrition. 83 (5), 533-540 (2000).
  18. European Pharmacopoeia. European Pharmacopoeia (Ph. Eur.): Supplement 6.3, Sterility. , reference 01/2009:20601 (2009).
  19. Japanese Pharmacopoeia, Japanese Pharmacopoeia. Japanese Pharmacopoeia (JP): The 4.06 Sterility Test as it appeared in the partial revision of the JP 15th edition. , made official March 31, 2009, by the Ministry of Health, Labour and Welfare Ministerial Notification No. 190 (2009).
  20. United States Pharmacopeia (USP). United States Pharmacopeia (USP): Sterility Tests as presented in Pharmacopeial Forum, Interim Revision Announcement No. 6. 34 (6), December 1, 2008, official on May 1, 2009 (2008).
  21. Harrison, G. F. Production of germ-free chicks: a comparison of the hatchability of eggs sterilized externally by different methods. Laboratory Animals. 3 (1), 51-59 (1969).
  22. Yokota, H., Furuse, M., Okumura, J., Iwao Task, I. A simple method for production and rearing of the germ-free chick. J-STAGE home Nihon Chikusan Gakkaiho. 55 (8), (1984).
  23. Ding, J., et al. Inheritance and establishment of gut microbiota in chickens. Frontiers in Microbiology. 8, 1967(2017).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kurczaki wolne od zarazk wkurczak brojler Ross PM3dekontaminacja jajsterylny izolator wyl gowyanaliza pr bek ka owychkontrola bakteriologicznaspektrometria mas MALDI TOFkomercyjna linia drobiuprotok sterylno ci izolatora

Powiązane artykuły