Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wewnątrznaczyniowe leczenie tętniaków wewnątrzczaszkowych zyskało na znaczeniu w ciągu ostatnich dziesięcioleci, w związku z czym istnieje zwiększona potrzeba testowania urządzeń wewnątrzczaszkowych. Modele zwierzęce uwzględniające warunki reologiczne, hemodynamiczne i ścianę tętniaka są wysoce uzasadnione. W związku z tym celem niniejszego badania było zaprojektowanie nowatorskiej, standaryzowanej i powtarzalnej techniki chirurgicznej do tworzenia autologicznych tętniaków bifurkacyjnych woreczka tętniczego z niezmodyfikowanymi i zmodyfikowanymi warunkami ściany u królików.
Tętniaki bifurkacji powstały w wyniku zespolenia końca do boku prawej na lewej tętnicy szyjnej wspólnej, obie służąc jako tętnice macierzyste dla worka tętniczego, który został mikrochirurgicznie przyszyty. Przeszczepy pobrano z bliższej prawej tętnicy szyjnej wspólnej, albo dla grupy kontrolnej (n = 7, natychmiastowa autologiczna reimplantacja), albo zmodyfikowanej (n = 7, inkubowana z elastazą 100 jednostek międzynarodowych przez 20 minut przed autologiczną reimplantacją). Drożność worka i tętnicy macierzystej kontrolowano za pomocą angiografii fluorescencyjnej bezpośrednio po utworzeniu. W okresie obserwacji (28 dni) wszystkie króliki poddano angiografii rezonansu magnetycznego i angiografii fluorescencyjnej ze wzmocnieniem kontrastowym, a następnie pobranie tętniaka, ocenę makroskopową i histologiczną.
Łącznie zoperowano 16 samic białych królików nowozelandzkich. Dwa zwierzęta zmarły przedwcześnie. W okresie obserwacji 85,72% wszystkich tętniaków pozostało niewidocznych. Obie grupy wykazały wzrost wielkości tętniaka w czasie; Było to bardziej wyraźne w grupie kontrolnej (6,48 ± 1,81 mm3 w momencie stworzenia vs. 19,85 ± 6,40 mm3 w obserwacji, p = 0,037) niż w grupie zmodyfikowanej (8,03 ± 1,08 mm3 w momencie stworzenia vs. 20,29 ± 6,16 mm3 w obserwacji, p = 0,054).
Nasze odkrycia pokazują adekwatność tego nowego modelu królika, który pozwala na tworzenie tętniaków bifurkacyjnych z różnymi warunkami ściany w podejściu mikrochirurgicznym. Biorąc pod uwagę doskonałą długoterminową drożność i właściwość wzrostu tętniaka w czasie, model ten może służyć jako ważne narzędzie do oceny przedklinicznej nowych terapii wewnątrznaczyniowych.
Wprowadzenie
Krwotok podpajęczynówkowy wynikający z pęknięcia tętniaka wewnątrzczaszkowego (IA) może być skutecznie kontrolowany za pomocą wewnątrznaczyniowych lub mikrochirurgicznych technik okluzji1,2,3,4. Różne terapie wewnątrznaczyniowe, mające na celu przezwyciężenie głównego ograniczenia, jakim jest nawroty IA po zwijaniu, zyskały na znaczeniu w ciągu ostatnich dziesięcioleci, generując zwiększoną potrzebę testowania urządzeń wewnątrznaczyniowych. Aby przetestować te nowatorskie podejścia do leczenia, należy zastosować odpowiednie modele zwierzęce, które uwzględniają właściwości reologiczne, hemodynamikę i warunki ściany tętniaka5,6,7. W tym kontekście, badania kliniczne i przedkliniczne wykazały już ważną rolę warunków ściany tętniaka w odniesieniu do pęknięcia tętniaka i nawrotu po okluzji, szczególnie koncentrując się na utracie komórek muralu7,8,9.
Do tej pory, eksperymentalne tętniaki u królików najczęściej powstawały albo przez kikuty tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) inkubowane elastazą, albo worki żylne wszyte w sztuczne rozwidlenie CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Tak więc nigdy nie opisano prawdziwego modelu bifurkacji torebki tętniczej.
Celem tego badania było zaprojektowanie bezpiecznej, szybkiej i ustandaryzowanej techniki mikrochirurgicznego tworzenia tętniaków bifurkacyjnych o różnych warunkach ścian w modelu królika (Rysunek 1). Osiągnięto to poprzez zszycie niezmodyfikowanych i zmodyfikowanych worków tętniczych w sztucznie utworzone rozwidlenie obu CCA.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Cała opieka weterynaryjna została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi instytucji (wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Kantonu Berno, Szwajcaria (BE 108/16)) i przeprowadzone pod nadzorem certyfikowanego lekarza weterynarii anestezjologa. Wytyczne ARRIVE i zasady 3R były ściśle przestrzegane17,18.
UWAGA: Trzymaj wszystkie zwierzęta w temperaturze pokojowej 22\u201224 Celsjusza (°C) i utrzymuj 12-godzinny (h) cykl światła/ciemności. Za każdym razem zapewnij bezpłatny dostęp do wody, pelletu i diety z siana ad libitum. Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą nieparametrycznego testu Wilcoxona-Manna-Whitneya-U. Wartość prawdopodobieństwa (p) wynosząca ≤ 0,05 została uznana za istotną.
1. Faza przedoperacyjna
- Przeprowadzić szczegółowe przedoperacyjne badanie kliniczne wszystkich królików planowanych do operacji bezpośrednio obok cichej, aseptycznej sali operacyjnej, utrzymując temperaturę 23 ± 3 °C.
- Rejestruj wagę każdego zwierzęcia, makroskopowo oceniaj błony śluzowe, czas napełniania kapilar i jakość pulsu.
- Następnie wykonaj osłuchiwanie serca za pomocą stetoskopu i badanie palpacyjne jamy brzusznej.
- Na podstawie wyników klinicznych przypisz klasyfikację Amerykańskiego Towarzystwa Anestezjologów (ASA) do każdego rabbit19. Do badania należy włączyć wyłącznie zwierzęta z wynikiem ASA I.
- Ogol oba uszy zewnętrzne golarką elektryczną i nałóż krem prylokainowo-lidokainowy na obie tętnice uszne i żyły.
- Uspokoić królika kombinacją 20 miligramów (mg)/killogram (kg) ketaminy, 100 mg/kg deksmedetomidyny i 0,3 mg/kg metadonu wstrzykiwanych podskórnie (SC) za pomocą strzykawki.
- Pozostaw każde zwierzę w spokoju przez co najmniej 15 minut.
- Następnie, pod dodatkowym natlenieniem 3 litrami (l) / minutę (min) przez luźną maskę na twarz i stałym monitorowaniem za pomocą pulsoksymetru, umieść kaniulę 22 G w lewej tętnicy środkowej małżowiny usznej i kolejną kaniulę 22 G w żyle usznej ucha przeciwległego.
- Ogolić pole operacyjne (szyję) i śródskórnie wstrzyknąć 0,75% ropiwakainy okołonacięciowej. Następnie należy ogolić czoło i przygotować się do założenia pediatrycznych czujników elektroencefalograficznych (EEG).
- Wywołać znieczulenie ogólne propofolem w dawce 1-2 mg/kg dożylnie (IV) w celu uzyskania efektu. Następnie natychmiast zaintubuj tchawicę wszystkich królików silikonową rurką (średnica wewnętrzna 3 milimetry (mm)) pod kontrolą kapnograficzną. Następnie przetransportuj wszystkie króliki na salę operacyjną, umieść je w pozycji grzbietowej i podłącz rurkę do systemu koła pediatrycznego.
- Osiągnij pogłębienie i utrzymanie znieczulenia dzięki izofluranowi w tlenie, dążąc do maksymalnego końcowego stężenia izofluranu w oddechu wynoszącego 1,3%.
- Zapewnić monitorowanie kliniczne i instrumentalne (pulsoksymetria, doppler i inwazyjne ciśnienie krwi, elektrokardiogram 3-odprowadzeniowy, EEG, monitorowanie temperatury w odbycie oraz gazy wdychane i wydychane) do momentu ekstubacji tchawicy.
- Aby utrzymać nawodnienie, należy dostarczać mleczan Ringera w infuzji o ciągłej szybkości (CRI) 5 ml/kg/h przez dostęp żylny. Zawsze potwierdzaj prawidłowe znieczulenie za pomocą szczypania palców u nóg w odstępie 10 minut.
- Zdezynfekować pole operacyjne za pomocą jodu powidonu od manubrium sterni do obu kątów żuchwy. Teraz wykonaj sterylne obłożenie pola operacyjnego.
- Podczas zabiegu należy podać środek przeciwbólowy za pomocą lidokainy o współczynniku CRI 50 mikrogramów (μg)/kg/min i fentanylu o sile 3\u201210 μg/kg/h. Stosować wentylację spontaniczną lub wspomaganą, a także hiperkapnię dopuszczalną. Wykonaj analizę gazometrii krwi tętniczej co najmniej raz podczas operacji.
- Odpowiednie niedociśnienie tętnicze (średnie ciśnienie tętnicze < 60 mmHg) należy leczyć noradrenaliną. Zapobiegaj hipotermii (temperatura w odbycie ≤ 38 °C) za pomocą poduszki grzewczej lub systemu ogrzewania z wymuszonym obiegiem powietrza.
2. Faza chirurgiczna – Krok I
- Rozpocznij operację od środkowego nacięcia skóry od brzucha mostka do poziomu kątów żuchwy/krtani. Ostro wypreparuj skórę i tkanki miękkie skalpelem, nożyczkami chirurgicznymi i kleszczami. Oddziel tkankę podskórną i poduszeczkę tłuszczową przyśrodkowo przez rozwarstwienie.
- Wejdź do przedniego górnego grzbietu mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego przyśrodkowo po lewej stronie przez rozwarstwienie, za pomocą mikrokleszczy i nożyczek chirurgicznych.
- Makroskopowo wykonaj przygotowanie i ostrożnie oddziel lewe CCA od nerwu błędnego dystalnie, aby uniknąć niedowładu krtani, dalej używając mikrokleszczy i nożyczek chirurgicznych (Ryc. 2). Zauważ, że rozwidlenie lewego CCA służy jako śródoperacyjny punkt orientacyjny (Rysunek 3 i Rysunek 4A). Do wszystkich poniższych kroków użyj rozsiewacza tkanek miękkich, aby poprawić wizualizację chirurgiczną.
- Po pomyślnym opracowaniu i uwolnieniu lewego dystalnego CCA z nerwu błędnego, papawerynę (40 mg/ml, 1:1 rozcieńczoną w 0,9% izotonicznym roztworze chlorku sodu) należy podawać miejscowo. Stale chroń wszystkie segmenty naczyń za pomocą mikrowacików, a następnie podawaj dalej papawerynę zewnętrznie. Umieść nasączone papaweryną lewe CCA poniżej autologicznej tkanki mięśniowej, aby chronić naczynie przed wysychaniem pod światłem mikroskopu operacyjnego.
- Zmieniaj strony, maksymalizując komfort chirurga podczas zabiegu operacyjnego. Powtórz tę samą procedurę chirurgiczną po prawej stronie. Rozwiń CCA dystalnie i proksymalnie aż do predefiniowanych punktów orientacyjnych (rozwidlenie tętnicy szyjnej na poziomie kątów żuchwy/krtani i żyły szyjnej wewnętrznej; Rysunek 4A,B). Ponownie włóż rozsiewacz i podaj mikrowaciki i papawerynę, jak opisano wcześniej.
- Przed podwiązaniem prawego proksymalnego CCA należy wstrzyknąć heparynę (500 jednostek międzynarodowych (j.m.)/kg) ogólnoustrojowo przez cewnik do ucha dożylnego.
- Od teraz korzystaj z mikroskopu chirurgicznego. Najpierw podwiąż prawe proksymalne CCA za pomocą niewchłanialnego szwu 4-0 bezpośrednio na końcu makroskopowo widocznego proksymalnego punktu orientacyjnego, aby uniknąć napięcia w naczyniu tętniczym.
- Po drugie, nałóż niewchłanialną ligaturę 6-0 dokładnie 4\u20125 mm dystalnie, używając klipsa do naczynia do pomiaru, biorąc pod uwagę, że po przecięciu dystalnie z pierwszej ligatury 4-0, otrzymany worek tętniczy będzie miał znormalizowaną długość około 3\u20124 mm u każdego zwierzęcia (Rysunek 5A,C).
- Po dokręceniu ligatury 6-0, zaciśnij prawe CCA tak daleko, jak to możliwe, za pomocą tymczasowego klipsa do naczynia (zwykle stosowanego w chirurgii tętniaka mózgu), aby uniknąć uszkodzenia śródbłonka i utworzyć długi segment naczynia do irygacji, aby zapobiec trombogenezie (Rysunek 5B).
- Teraz wykonaj cięcie dystalnie do ligatury niewchłanialnej 4-0. Aby pobrać worek tętniczy (Rysunek 5C), wykonaj drugie cięcie dystalnie do niewchłanialnej ligatury 6-0.
- Dokładnie oczyść worek tętniczy z całej tkanki miękkiej i zmierz jego długość, szerokość i głębokość (Rysunek 5C) za pomocą klipsa do naczynia. Jeśli dalsza modyfikacja nie jest konieczna, należy przechowywać autologiczny przeszczep tętniczy w roztworze heparynizowanym (500 j.m./100 ml w 0,9% izotonicznym chlorku sodu) w temperaturze pokojowej do czasu dalszego użycia.
3. Degradacja worka tętniczego
- Jeśli potrzebna jest degradacja worka tętniczego, należy go dokładnie oczyścić z tkanek miękkich i wstępnie inkubować ze 100 j.m. elastazy świńskiej rozpuszczonej w 5 ml buforu Tris w temperaturze pokojowej w dniu doświadczenia przez 20 minut. Nie używaj techniki pędzla. Inkubować worek tętniczy w świetle i na zewnątrz za pomocą wytrząsarki.
- Przed umieszczeniem saszetki w heparynizowanym roztworze 0,9% izotonicznego chlorku sodu delikatnie przetrzyj ją trzy razy przez 3 minuty anatomicznymi kleszczami w 0,9% izotonicznym roztworze chlorku sodu, aby wypłukać pozostałą elastazę świńską.
- W razie potrzeby utrzymuj światło worka tętniczego otwarte za pomocą mikrorurki wykonanej z silikonu; skrupulatnie chroń lewe i prawe CCA podczas całego zabiegu chirurgicznego za pomocą mokrych mikrowyściółki.
4. Faza chirurgiczna – etap II
- W celu dalszego przygotowania CCA umieść dwa okrągłe mikrowaciki bezpośrednio pod nim, aby przesunąć tętnicę bardziej powierzchownie. Teraz umieść jeden mikrowacik z fioletową wyściółką pod lewym CCA w dystalnej trzeciej części, aby uzyskać lepszą wizualizację tętnicy.
- Przepłukać prawe proksymalne CCA roztworem 0,9% izotonicznego chlorku sodu w połączeniu z 500 j.m. heparyny rozpuszczonej w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu. W celu stworzenia zespolenia wolnego od napięć należy umieścić prawe CCA pod poduszeczką tłuszczową/mięśniem okołotchawiczym, używając nożyczek chirurgicznych do tunelowania go na lewą stronę. Usuń tkankę miękką tętnicy.
- Teraz wykonaj 2 mm nacięcie pyska ryby po bliższej stronie prawego CCA za pomocą mikronożyczek i kleszczy.
- Zmień stronę na stole operacyjnym. Przytnij lewy dystalny CCA innym tymczasowym klipsem naczynia, a następnie bliższym lewym CCA dwoma tymczasowymi klipsami naczyń. Chroń wszystkie odsłonięte segmenty naczyń przed wysychaniem pod wpływem światła chirurgicznego za pomocą mokrych mikrowacików.
- Całkowicie uwolnij dystalną trzecią część lewego CCA z tkanek miękkich i wykonaj arteriotomię. Użyj mikrokleszczyków chirurgicznych i delikatnie chwyć trochę tkanki miękkiej. Teraz podnieś tętnicę i powoli nacinaj lewą dystalną część CCA za pomocą chirurgicznych mikronożyczek. Przepłukać segmenty naczynia heparyną (500 j.m. rozpuszczoną w 100 ml 0,9% izotonicznego roztworu chlorku sodu).
- Po wykonaniu arteriotomii za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków i mikronożyczek należy powiększyć arteriotomię znajdującą się w dystalnej trzeciej części lewej dystalnej części CCA, mierzącą około 2-krotność średnicy prawego tętnicy szyjnej i przeszczepu autologicznego. Umożliwia to wystarczający przepływ krwi do worka tętniczego.
- Wyjąć worek tętniczy z roztworu soli fizjologicznej podgrzanej heparyną. Umieść worek w polu operacyjnym, gdzie planowane jest rozwidlenie. Rozpocznij zszywanie tylnej części prawej tętnicy szyjnej doogonowo za pomocą niewchłanialnego szwu 9-0, a następnie szwu na tylnej stronie czaszki na poziomie nacięcia w pysku ryby. Zakończ szycie tyłu od dystalnej do bliższej za pomocą pojedynczych szwów.
- Podczas szycia utrzymuj wszystkie woreczki z preinkubowaną elastazą w stanie wilgotnym przy ciągłym nawadnianiu. Podczas zszywania ściany naczynia worka użyj zakrzywionych mikrokleszczyków chirurgicznych, aby delikatnie otworzyć światło końcówką. Podczas szycia części lewego lub bliższego prawego CCA należy używać prostych mikrokleszczy chirurgicznych. Następnie zszyj poziomą tylną stronę.
- Następnie zszyj poziomą przednią stronę, zaczynając od kopuły tętniaka, przechodząc do jego podstawy. Następnie zacznij od pojedynczych ściegów dystalnie z przodu, poruszając się doogonowo.
- Dla wszystkich etapów 4.5\u20124.8 podczas szycia zespolenia należy zwrócić uwagę, aby chwycić tylko część naczynia w pobliżu arteriotomii, aby uniknąć zwężenia jatrogennego. Ponadto należy w sposób ciągły nawilżać wszystkie segmenty naczyń podczas całego zabiegu chirurgicznego zewnątrzświetlistko za pomocą strzykawki wypełnionej heparynizowanym roztworem chlorku sodu (500 IU rozpuszczonego w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu) i chronić je mokrymi mikrowacikami.
- Przed zakończeniem zespolenia należy przepłukać cały kompleks heparynizowanym 0,9% izotonicznym roztworem chlorku sodu doświetlenie (500 j.m. rozpuszczonych w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu). Należy pamiętać, że worki tętnicze modyfikowane elastazą muszą być przyszyte tak szybko, jak to możliwe, ze względu na ich silną tendencję do wysychania i zakrzepienia. Ze względu na agresywne zachowanie resztkowego stężenia elastazy w torebce w odniesieniu do trawienia naczyń obwodowych, należy szybko przystąpić do operacji, aby szybko ponownie perfuzji kompleksu naczyń.
- Usuń wszystkie tymczasowe zaciski naczyniowe stopniowo.
- Usuń dystalny zacisk z lewego CCA. Zaakceptuj niewielkie krwawienie i zatamuj je, delikatnie odciskając mikrowaciki na zespoleniu. Następnie zdejmij zacisk prawego CCA, delikatnie dociśnij mikrowacikiem i kleszkami, aby uniknąć tworzenia się skrzepliny.
- W razie potrzeby wymień tymczasowe klipsy naczyniowe, aby zapewnić wystarczającą ilość krzepnięcia. Następnie odciąż oba zaciski naczyń z lewej strony proksymalnie. W razie potrzeby na dowolnym etapie wymień klipsy, aby umożliwić koagulację lub ponowne zszycie.
- Na tym etapie należy wykonać angiografię fluorescencyjną kompleksu naczyń krwionośnych (Ryc. 6 i Ryc. 7).
UWAGA: Angiografia fluorescencyjna jest wykonywana poprzez podanie 1 ml fluoresceiny IV, przy użyciu 2 filtrów pasmowo-przepustowych, smartfona z kamerą wideo i reflektora rowerowego. Ta procedura została już opisana w innym miejscu20,21,22. - Na koniec zamknij miejsce operacyjne. Ponownie dostosuj i delikatnie zszyj poduszeczkę tłuszczową za pomocą szwu wchłanialnego 3-0 z pojedynczymi węzłami, aby chronić zespolenie. Zamknij tkankę podskórną i skórę w ten sam sposób.
5. Faza pooperacyjna
- Po zakończeniu zabiegu należy przerwać podawanie izofluranu i analgezji ogólnoustrojowej i przeprowadzić ekstubację tchawicy, gdy tylko powróci odruch połykania.
- Podawać 0,5 mg/kg meloksykamu IV, 10 mg/kg aspiryny (ASS) IV, 100 μg witaminy B12 SC i 20 mg/kg clamoksylu IV.
- Zapewnij dodatkowe natlenienie i aktywne ogrzewanie, aż króliki spontanicznie odzyskają pozycję leżącą mostka.
- Wykonuj obserwację pooperacyjną i opiekę nad zwierzętami cztery razy dziennie przez pierwsze trzy dni, zgodnie z wytycznymi dotyczącymi oceny i leczenia bólu u gryzoni i królików23,24.
- Analgezję pooperacyjną należy podawać za pomocą plastra z fentanylem (12 μg/h) nakładanego na ucho zewnętrzne, meloksykamu raz dziennie podskórnie przez trzy dni i metadonu jako terapii ratunkowej SC, zgodnie z arkuszem wyników do oceny bólu. Wszystkim królikom podawać podskórnie 250 j.m./kg niskocząsteczkowej heparyny (LMH) przez trzy dni.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Po serii pilotażowej obejmującej siedem zwierząt, łącznie do protokołu eksperymentalnego włączono 16 zwierząt. Dwa zwierzęta padły przedwcześnie i zostały w związku z tym wyłączone z końcowej analizy (śmiertelność 12,5%). Obliczona dla 14 zwierząt natychmiastowa drożność tętniaka podczas angiografii fluorescencyjnej wyniosła 71,43% zarówno w grupie kontrolnej, jak i zmodyfikowanej. Cztery tętniaki wymagały ponownego otwarcia z następującą ewakuacją skrzepu, a po powtórnej angiografii fluorescencyjnej w każdym przypadku u...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Nasze badanie pokazuje możliwość stworzenia prawdziwego modelu tętniaka bifurkacji z różnymi warunkami ścian u królików. Ogółem do badania włączono 14 samic królików rasy nowozelandzkiej białej o średniej wadze 3,7 ± 0,09 kg i średnim wieku 112 ± 3 dni. 85,72% wszystkich tętniaków pozostało widocznych podczas obserwacji po 28 dniach. Dwa zwierzęta padły przedwcześnie (śmiertelność 12,5%).
Wcześniejsze badania sugerowały różne modele tętniaków pozaczaszkowych do analizy zarządzania leczeniem tę...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Prace te były wspierane przez fundusze badawcze Rady ds. Badań Naukowych, Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria oraz Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Naukowej SNF (310030_182450). Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i deklarują brak sprzecznych interesów.
Podziękowania
Autorzy dziękują Olgice Beslac i Kay Nettelbeck za doskonałe wsparcie i pomoc techniczną podczas fazy okołooperacyjnej oraz Alessandrze Bergadano, DVM, PhD, za oddany nadzór nad długoterminowym zdrowiem zwierząt.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szew wchłanialny 3-0 | Ethicon Inc., USA | VCP428G | |
| Szew niewchłanialny 4-0 | B. Braun, Niemcy | G0762563 | |
| Szew niewchłanialny 6-0 | B. Braun, Niemcy | C0766070 | |
| Szew niewchłanialny 9-0 | B. Braun, Niemcy | G1111140 | |
| Adrenaline | Amino AG | 1445419 | dowolny ogólny |
| Amiodarone | Helvepharm AG | 5078567 | dowolnym generycznym |
| aparatem do znieczulania | Drä Nie | ||
| Aspiryna | Sanofi-Aventis (Suisse) SA | 622693 | każdy generyczny |
| Atropine | Labatec Pharma SA | 6577083 | dowolny ogólny |
| filtr pasmowo-przepustowy niebieski | Thorlabs | FD1B | dowolny inny |
| Filtr pasmowo-przepustowy zielony | Thorlabs | FGV9 | dowolny inny |
| Kleszcze | dowolna inna | ||
| Reflektor | dowolny inny | ||
| klips do naczynia Biemer (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Szwajcaria | FD560R | tymczasowy |
| indeks dwuspektralny (noworodkowy) | dowolny inny | ||
| Mankiet do pomiaru ciśnienia krwi (noworodkowy) | dowolny inny | ||
| Clamoxyl | GlaxoSmithKline AG | 758808 | dowolny ogólny |
| Deksmedetomidyna | Ever Pharma | 136740-1 | dowolny ogólny |
| elektrody | każdy inny | ||
| Elastase | Sigma Aldrich | 45125 | każdy ogólny |
| Efedryna | Amino AG | 1435734 | dowolny ogólny |
| Esmolol | OrPha Swiss GmbH | 3284044 | dowolny ogólny |
| Fentanyl (do stosowania dożylnego) | Janssen-Cilag AG | 98683 | każdy ogólny |
| Fentanyl (transdermalny) | Mepha Pharma AG | 4008286 | każdy ogólny |
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | każdy ogólny |
| Fragmin | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 1906725 | każdy ogólny |
| Glyco | dowolny ogólny | ||
| Poduszka | dowolny inny | ||
| Izotoniczny roztwór chlorku sodu (0,9%) | Fresenius KABI | 336769 | dowolny ogólny |
| Ketamina | Pfizer | 342261 | dowolny ogólny |
| shaker laboratoryjny | Stuart | SRT6 | każdy inny |
| Lidokaina | Streuli Pharma AG | 747466 | dowolny ogólny |
| Longuettes | każdy inny | ||
| Metacam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | dowolny ogólny |
| metadon | Streuli Pharma AG | 1084546 | wszelkie ogólne |
| mikroprobówki, | każdy inny | ||
| mikroigłowiec | każdy inny | ||
| Accord Healthcare AG | 7752484 | każdy ogólny | |
| uchwyt | , dowolny inny | ||
| O2-Maska | każdy inny | ||
| mikroskop operacyjny | Wild Heerbrugg | każdy inny | |
| Papaverine | Bichsel | dowolny ogólny | |
| Prilocaine-lidocaine crème | Emla | każdy ogólny | |
| Propofol | B. Braun Medical AG, Szwajcaria | dowolny ogólny | |
| Pulsoksymetr | dowolny ogólny | ||
| Sonda temperatury doodbytniczej (noworodka) | każda inna | ||
| ropiwakaina | Aspen Pharma Schweiz GmbH | 1882249 | dowolny ogólny |
| skalpel | Swann-Morton | 210 | każda inna |
| golarka | każdy inny | ||
| smartfon | dowolny inny | ||
| Kleszcze | wszelkie inne | ||
| Rozsiewacz | dowolny inny | ||
| Miski | wszelkie inne | ||
| Sterylne mikrowaciki | każdy inny | ||
| Stetoskop | dowolny inny | ||
| Mikrokleszcze | wszelkie inne | ||
| Mikronożyczki proste i zakrzywione | dowolne inne | ||
| proste i zakrzywione | dowolna inna | ||
| chirurgia ułożyć | wszelkie inne | ||
| nożyczki | wszelkie inne | ||
| strzykawki 1 ml, 2 ml i 5 ml | dowolna inna | ||
| Tris-Buffer | Sigma Aldrich | 93302 | dowolny ogólny |
| aplikator do klipsów naczyniowych | B. Braun, Niemcy | FT495T | |
| Cewnik dożylny i tętniczy 22 G | dowolny ogólny | ||
| Vitarubin | Streuli Pharma AG | 6847559 | dowolny ogólny |
| Yasargil titan standardowy klips (2 x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Szwajcaria | FT242T | tymczasowy |
Bibliografia
- Wanderer, S., Mrosek, J., Gessler, F., Seifert, V., Konczalla, J. Vasomodulatory effects of the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan on experimentally induced cerebral vasospasm after subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica (Wien). 160 (2), 277-284 (2018).
- Vatter, H., et al. Effect of delayed cerebral vasospasm on cerebrovascular endothelin A receptor expression and function. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 121-127 (2007).
- Andereggen, L., et al. The role of microclot formation in an acute subarachnoid hemorrhage model in the rabbit. Biomed Research International. , 161702(2014).
- Eriksen, N., et al. Early focal brain injury after subarachnoid hemorrhage correlates with spreading depolarizations. Neurology. 92 (4), 326-341 (2019).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
- Bouzeghrane, F., Naggara, O., Kallmes, D. F., Berenstein, A., Raymond, J. International Consortium of Neuroendovascular C. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
- Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
- Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
- Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
- Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
- Marbacher, S., et al. Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model. Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).
- Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
- Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of Visualized Experiments. 51, 2718(2011).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Miskolczi, L., Guterman, L. R., Flaherty, J. D., Hopkins, L. N. Saccular aneurysm induction by elastase digestion of the arterial wall: a new animal model. Neurosurgery. 43 (3), 595-600 (1998).
- Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
- Kilkenny, C., Browne, W., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Group NCRRGW. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (4), 991-993 (2011).
- Tornqvist, E., Annas, A., Granath, B., Jalkesten, E., Cotgreave, I., Oberg, M. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), (2019).
- Irlbeck, T., Zwissler, B., Bauer, A. ASA classification: Transition in the course of time and depiction in the literature]. Der Anaesthesist. 66 (1), 5-10 (2017).
- Grüter, B. E., et al. Fluorescence Video Angiography for Evaluation of Dynamic Perfusion Status in an Aneurysm Preclinical Experimental Setting. Oper Neurosurg (Hagerstown). 17 (4), 432-438 (2019).
- Grüter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
- Strange, F., et al. Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models. Journal of Visualized Experiments. (149), e59782(2019).
- Weaver, L. A., Blaze, C. A., Linder, D. E., Andrutis, K. A., Karas, A. Z. A model for clinical evaluation of perioperative analgesia in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 49 (6), 845-851 (2010).
- ACLAM Task Force Members. Public statement: guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association of Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
- Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation. American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).
- Kwan, E. S., Heilman, C. B., Roth, P. A. Endovascular packing of carotid bifurcation aneurysm with polyester fiber-coated platinum coils in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 14 (2), 323-333 (1993).
- Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Thron, A., Gilsbach, J. M. Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization. Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).
- Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimal Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
- Marbacher, S., Marjamaa, J., Abdelhameed, E., Hernesniemi, J., Niemela, M., Frosen, J. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Viusalized Experiments. (92), e51071(2014).
- Alfano, J. M., et al. Intracranial aneurysms occur more frequently at bifurcation sites that typically experience higher hemodynamic stresses. Neurosurgery. 73 (3), 497-505 (2013).
- Sakamoto, S., et al. Characteristics of aneurysms of the internal carotid artery bifurcation. Acta Neurochirurgica (Wien). 148 (2), 139-143 (2006).
- Dai, D., et al. Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils. American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).
- Shin, Y. S., Niimi, Y., Yoshino, Y., Song, J. K., Silane, M. Berenstein A. Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog. American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).
- Abruzzo, T., Shengelaia, G. G., Dawson, R. C., Owens, D. S., Cawley, C. M., Gravanis, M. B. Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).
- Spetzger, U., Reul, J., Weis, J., Bertalanffy, H., Gilsbach, J. M. Endovascular coil embolization of microsurgically produced experimental bifurcation aneurysms in rabbits. Surgical Neurology. 49 (5), 491-494 (1998).
- Reul, J., Weis, J., Spetzger, U., Konert, T., Fricke, C., Thron, A. Long-term angiographic and histopathologic findings in experimental aneurysms of the carotid bifurcation embolized with platinum and tungsten coils. American Journal of Neuroradiology. 18 (1), 35-42 (1997).
- Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. , (2020).
- Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical Intracranial Aneurysm Models: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
- Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J. Saccular Aneurysm Models Featuring Growth and Rupture: A Systematic Review. Brain Sciences. 10 (2), 101(2020).
- Coluccia, D., et al. A microsurgical bifurcation rabbit model to investigate the effect of high-intensity focused ultrasound on aneurysms: a technical note. Journal of Therapeutic Ultrasound. 2, 21(2014).
- Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica (Wien). 146 (7), 705-711 (2004).
- Morosanu, C. O., Nicolae, L., Moldovan, R., Farcasanu, A. S., Filip, G. A., Florian, I. S. Neurosurgical Cadaveric and In Vivo Large Animal Training Models for Cranial and Spinal Approaches and Techniques - Systematic Review of Current Literature. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (1), 8-17 (2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
