Method Article

Projektowanie mikrowykresów oraz przygotowanie próbek roślin i gleby do analizy 15azotu

DOI:

10.3791/61191

⸱

May 10th, 2020

 , 
1Department of Soil, Water and Climate, University of Minnesota

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Projekt mikrodziałki do badań nad znacznikiem 15N jest opisany tak, aby pomieścić wiele wydarzeń związanych z pobieraniem próbek roślin i gleby w sezonie. Przedstawiono procedury pobierania i przetwarzania próbek gleby i roślin, w tym protokoły mielenia i ważenia, dla analizy 15N.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele badań nad nawozami azotowymi ocenia ogólny wpływ zabiegu na pomiary na koniec sezonu, takie jak plon ziarna czy skumulowane straty N. Podejście oparte na stabilnych izotopach jest niezbędne do śledzenia i ilościowego określenia losu N pochodzącego z nawozu (FDN) w systemie gleba-uprawa. Celem tego artykułu jest opisanie projektu badawczego na małej powierzchni z wykorzystaniem nieograniczonych mikrowykresów wzbogaconych o 15N do wielu zdarzeń pobierania próbek gleby i roślin w ciągu dwóch sezonów wegetacyjnych oraz przedstawienie protokołów pobierania, obsługi i przetwarzania próbek dla całkowitej analizy 15N. Metody zademonstrowano przy użyciu powtórzonego badania z południowo-środkowej Minnesoty posadzonego na kukurydzy (Zea mays L.). Każdy zabieg składał się z sześciu rzędów kukurydzy (rozstaw rzędów 76 cm) o długości 15,2 m z mikropoletkiem (2,4 m na 3,8 m) osadzonym na jednym końcu. Mocznik klasy nawozowej zastosowano w ilości 135 kg N∙ha-1 podczas sadzenia, natomiast na mikropoletku otrzymano mocznik wzbogacony do 5 atomów % 15N. Próbki gleby i roślin pobierano kilkakrotnie w ciągu sezonu wegetacyjnego, dbając o zminimalizowanie zanieczyszczenia krzyżowego poprzez użycie oddzielnych narzędzi i fizyczne oddzielenie próbek niewzbogaconych i wzbogaconych podczas wszystkich procedur. Próbki gleby i roślin wysuszono, zmielono tak, aby przeszły przez sito o średnicy 2 mm, a następnie zmielono do konsystencji przypominającej mąkę za pomocą młyna rolkowego. Badania znacznikowe wymagają dodatkowego planowania, czasu przetwarzania próbki i pracy ręcznej, a także wiążą się z wyższymi kosztami materiałów wzbogaconych o 15N i analizy próbek niż tradycyjne badania N. Jednak przy użyciu podejścia opartego na bilansie masy, badania znacznikowe z wieloma zdarzeniami pobierania próbek w sezonie pozwalają badaczowi oszacować rozkład FDN w systemie gleba-uprawa i oszacować nieuwzględnione FDN z systemu.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stosowanie nawozów azotowych (N) jest niezbędne w rolnictwie, aby zaspokoić zapotrzebowanie na żywność, błonnik, paszę i paliwo rosnącej populacji globalnej, ale straty azotu z pól uprawnych mogą negatywnie wpływać na jakość środowiska. Ponieważ azot przechodzi wiele przemian w systemie gleba-uprawa, lepsze zrozumienie obiegu azotu, wykorzystania upraw i ogólnego losu nawozu azotu jest niezbędne do poprawy praktyk zarządzania, które promują efektywność wykorzystania azotu i minimalizują straty środowiskowe. Tradycyjne badania nawozów azotowych koncentrują się przede wszystkim na wpływie zabiegu na pomiary na koniec sezonu, takie jak plon roślin, pobieranie azotu przez rośliny w stosunku do zastosowanej dawki azotu (pozorna efektywność stosowania nawozu) oraz zawartość azotu w glebie. Chociaż badania te określają ilościowo ogólne wkłady, wyniki i wydajność azotu w systemie, nie są w stanie zidentyfikować ani określić ilościowo azotu w systemie gleba-uprawa pochodzącego ze źródeł nawozów lub gleby. Inne podejście wykorzystujące stabilne izotopy musi być stosowane do śledzenia i ilościowego określania losów N pochodzącego z nawozów (FDN) w systemie gleba-uprawa.

Azot ma dwa stabilne izotopy, 14N i 15N, które występują w przyrodzie w względnie stałym stosunku 272:1 dla 14N/15N1 (stężenie 0,366 atomu % 15N lub 3600 ppm 15N2,3). Dodatek nawozu wzbogaconego o 15N zwiększa całkowitą zawartość 15N w systemie glebowym. Ponieważ nawóz wzbogacony w 15N miesza się z niewzbogaconym azotem w glebie, zmierzona zmiana stosunku 14N/15N pozwala naukowcom prześledzić FDN w profilu glebowym i w uprawie3,4. Bilans masy można obliczyć, mierząc całkowitą ilość znacznika 15N w systemie i każdej z jego części2. Ponieważ nawozy wzbogacone w 15N są znacznie droższe niż nawozy konwencjonalne, mikropoletka wzbogacone w 15N są często osadzane na poletkach zabiegowych. Celem niniejszej pracy metodycznej jest opisanie projektu badawczego na małej powierzchni z wykorzystaniem mikrowykresów do wielu w sezonie prób pobierania próbek gleby i roślin dla kukurydzy (Zea mays L.) oraz przedstawienie protokołów przygotowania próbek roślin i gleby do analizy całkowitej wartości 15N. Wyniki te można następnie wykorzystać do oszacowania efektywności wykorzystania nawozów N i stworzenia częściowego budżetu N uwzględniającego FDN w glebie i uprawach.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Opis strony pola

UWAGA: Podczas przeprowadzania prób terenowych z 15wskaźnikami N, wybrane miejsca powinny zminimalizować różnice wynikające z gleby, topografii i cech fizycznych5. Zanieczyszczenie krzyżowe może wystąpić w wyniku bocznych ruchów gleby spowodowanych nachyleniem, przemieszczaniem się wiatru lub wody lub uprawą roli, podczas gdy na pionowy rozkład N gleby może mieć wpływ podpowierzchniowy przepływ wody i drenaż płytek6.

  1. Należy opisać pole doświadczalne, w tym wcześniejsze zarządzanie (np. poprzednie uprawy i uprawa), szerokość i długość geograficzną, właściwości fizyczne i chemiczne gleby (np. analiza tekstury gleby, początkowe warunki żyzności, pH i gęstość nasypowa gleby).
  2. Zapisz współrzędne GPS miejsca badań i narożników pola.
  3. Opisz zarządzanie sezonem wegetacyjnym, w tym zwalczanie szkodników i chorób (stosowanie herbicydów, insektycydów lub fungicydów), zarządzanie żyznością gleby (w tym dawkę, źródło, rozmieszczenie i czas stosowania), uprawę, nawadnianie i ilości oraz zarządzanie resztkami pożniwnymi.
  4. Ponieważ na wzrost upraw i przemiany azotu za pośrednictwem mikroorganizmów ma wpływ wilgotność gleby, temperatura gleby i temperatura powietrza, rejestruj informacje o klimacie, w tym dzienne wysokie i niskie temperatury, dzienne opady oraz wilgotność gleby i temperatury na kilku głębokościach, które odzwierciedlają głębokość pobierania próbek gleby.

2. Projekt działki

  1. Posadź sześć rzędów kukurydzy (~86 000 roślin ha-1) w rozstawie 76 cm o ostatecznym wymiarze działki 15,2 m na 4,6 m.
    1. Ustal obszary graniczne w odległości 1,5 m od każdego końca wymiaru wzdłużnego (0-1,5 m, 13,7-15,2 m) oraz dodatkowy obszar graniczny o długości 1,5 m (9,8-11,3 m) przylegający do obszarów pobierania próbek i zbioru (Rysunek 1).
    2. Rzędy 2 i 3 należy wyznaczyć jako obszar pobierania próbek roślin i gleby w sezonie (1,5–9,8 m), a rzędy 4 i 5 jako obszar zbioru (1,5–9,8 m) dla plonu ziarna kukurydzy.
    3. Ustal obszar mikropowierzchni (11,3-13,7 m) o wymiarach 2,4 m na 3,8 m wyśrodkowany na wymiarze szerokości. Zbierz wszystkie 15próbek roślin i gleby wzbogaconych w N z tego obszaru, pozostawiając 0,38 m niepobranej granicy na długości i szerokości, aby zminimalizować efekty krawędzi (Rysunek 2).
  2. Wytycz działkę leczenia i narożniki mikrowykresu za pomocą różnokolorowych flag.

3. Środki ostrożności dotyczące próbek gleby i roślin

  1. Korzystaj z dedykowanych urządzeń i obszarów obróbki materiałów niewzbogaconych i wzbogaconych. Zanieczyszczenie materiałów niewzbogaconych (nawozów, gleby lub roślin) materiałami wzbogaconymi i odwrotnie może drastycznie wpłynąć na wyniki.
  2. Zbieraj i przetwarzaj próbki gleby i roślin wzbogacone w 15N w kolejności od najniższego do najwyższego oczekiwanego wzbogacenia 15N, aby zminimalizować zanieczyszczenie krzyżowe. Upewnij się, że powierzchnie robocze, rękawice, przybory kuchenne i maszyny są dokładnie czyszczone między każdą próbką, aby zminimalizować zanieczyszczenie krzyżowe spowodowane przeniesieniem próbki.
  3. Zminimalizuj ruch pieszy na mikropowierzchniach, aby zapobiec zanieczyszczeniu niewzbogaconych obszarów pobierania próbek. Nosić ochraniacze na buty podczas uzyskiwania dostępu do mikrodziałek i zdejmować je po wyjściu z obszaru mikrodziałki.

4. Przygotowanie i stosowanie nawozów wzbogaconych 15N

  1. Postępując zgodnie z wytycznymi przedstawionymi w Ref. 2 dla badań efektywności stosowania nawozu 15N (F15NUE), rozcieńczyć 10 atomów % mocznika wzbogaconego 15N do 5 atomów % mocznika wzbogaconego 15N i rozpuścić w 2 l wody dejonizowanej, aby zapewnić równomierne wzbogacenie nawozu mocznikowego.
    UWAGA: Wymagane stężenie nawozu wzbogaconego w 15N uzależnione jest od celów badania agronomicznego. Jeśli stężenie podstawowego nawozu wzbogaconego w 15N przekracza wymagania badacza, stężenie nawozu podstawowego można rozcieńczyć podobnym konwencjonalnym nawozem przy użyciu następującego wzoru3.
    X2 = [(C1/C2) - 1] × X1
    X2 jest masą konwencjonalnego nawozu niewzbogaconego, X1 jest masą nawozu znacznikowego, C1 jest stężeniem izotopowym [wyrażonym jako % nadwyżki atomu (zmierzone % wzbogacenia atomu minus naturalne stężenie tła przyjęte jako 0,3663 atomu %)] pierwotnego nawozu znacznikowego, a C2 jest stężeniem izotopowym końcowej mieszaniny. Na przykład, biorąc pod uwagę 100 g mocznika wzbogaconego o 10 atomów, do końcowego stężenia izotopowego 5 atomów %;
    potrzebne byłoby 92,7 g konwencjonalnego nawozu niewzbogaconego. X2 = {[(10-0,3663)/5] - 1} × 100.
  2. Przeanalizować roztwór pod kątem stężenia 15N, aby sprawdzić jego wzbogacenie. Autorzy wykorzystali usługi analityczne świadczone przez UC Davis Stable Isotope Facility.
    UWAGA: Na reakcje reżimu gleba-roślina-mikroorganizm na dodatki nawozów może mieć wpływ fizyczna forma nawozu. W zależności od celów badania, roztwór mocznika może być stosowany w postaci cieczy lub odwodniony w celu odtworzenia kryształów. Kryształy można zagęścić w placek za pomocą prasy Carver przy ciśnieniu 10 000 psi, a następnie rozdrobnić placek i przesiać cząstki do pożądanego rozmiaru3.
  3. Równomiernie nanieść roztwory mocznika wzbogacone 15N na mikropoletka za pomocą skalibrowanego plecakowego opryskiwacza CO2 (Rysunek 3A). Jeśli stosuje się wiele dawek azotu lub poziomów wzbogacenia, należy rozważyć użycie wyznaczonych opryskiwaczy CO2 dla każdego poziomu wzbogacania lub użyć jednego opryskiwacza i zastosować roztwory od najniższego do najwyższego wzbogacenia, aby zminimalizować zanieczyszczenie krzyżowe obróbki.
  4. Nawozy zawierające mocznik należy stosować przy lekkiej uprawie roli, grabiach ręcznych lub co najmniej 0,6 cm nawadniania w ciągu 24 godzin od zastosowania, aby zminimalizować potencjał strat ulatniania.
  5. W drugim sezonie wegetacyjnym na mikropoletku nie stosuje się dodatkowego nawozu mocznikowego wzbogaconego w 15N. Stosuj konwencjonalny niewzbogacony mocznik do całego zabiegu, aby uniknąć zróżnicowanej reakcji we wzroście kukurydzy spowodowanej azotem.

5. Przetwarzanie próbek polowych: nadziemna biomasa kukurydziana

  1. Na każdym etapie pobierania próbek pobiera się sześcioosobową próbkę kompozytową z nadziemnej rośliny kukurydzy z obszaru pobierania próbek (15N niewzbogacona) oraz sześciogórną próbkę kompozytową z mikropoletka wzbogaconego w 15N. Każda roślina, z której pobrano próbkę, powinna oddzielić co najmniej dwie rośliny, aby uniknąć znaczącej zmiany dynamiki wzrostu roślin. Autorzy pobrali próbki roślin na fizjologicznych etapach rozwoju kukurydzy V8 i R111 oraz w wieku dojrzałości fizjologicznej (Rysunek 2).
  2. Postępując zgodnie z zasadami opisanymi w krokach 3.1 i 3.2, rozdrobnij biomasę nadziemną V8 i R1 (≤5 cm na ≤5 cm); rębak do odpadów ogrodowych jest zadowalającą opcją. Rozdrobnioną biomasę umieścić w oznakowanych torebkach materiałowych lub papierowych i wysuszyć w piecu z wymuszonym obiegiem powietrza w temperaturze 60 °C do uzyskania stałej masy. Zapisz suchą masę biomasy (Rysunek 3B).
  3. Podziel fizjologicznie dojrzałe rośliny kukurydzy na słomy (wszystkie tkanki wegetatywne, w tym liście, łuski i łodygi), ziarno i frakcje kolb. Posiekać i wysuszyć w suszarce z wymuszonym obiegiem powietrza w temperaturze 60 °C do uzyskania stałej masy. Zapisać suchą masę biomasy.
  4. Na mikropoletku odetnij wszystkie łodygi kukurydzy na powierzchni gleby, zwiąż w wiązkę, oznacz zgodnie z działką i usuń z pola (Rysunek 3C). Dostosuj flagi narożne mikrodziałki tak, aby były prawie zlicowane z powierzchnią gleby, aby zminimalizować ryzyko usunięcia przez kombajn podczas zbiorów lub uprawy po zbiorach.
  5. Zbierz ziarno z obszaru żniw i podaj plon o wilgotności 15,5%12. Zbierz pozostałe obszary badawcze za pomocą kombajnu działkowego.
  6. Zgrab niewzbogaconą biomasę spoza obszaru mikrodziałki. Rozdrobnij i ponownie nałóż biomasę nadziemną na właściwą powierzchnię (Rysunek 3D).
  7. Wprowadzić resztki pożniwne do powierzchni gleby podczas uprawy, uważając, aby zminimalizować transport gleby i resztek kukurydzianych do lub z obszaru mikropoletka. Wymień wszelkie flagi narożne mikropoletka usunięte w wyniku uprawy.
  8. Kukurydzę drugoroczną sadzić w tych samych rzędach co kukurydzę pierwszoroczną.
  9. Biomasę kukurydzy nadziemną z drugiego roku należy zbierać dopiero w momencie dojrzałości fizjologicznej i przetwarzać jak próbki kukurydzy z pierwszego roku, jak opisano w kroku 5.3. Próbki mikropoletka należy pobrać ze środka obszaru mikropoletka (1,52 m na 0,76 m), aby uniknąć potencjalnego rozcieńczenia sygnału po uprawie (Rysunek 2). Zbierz ziarno z obszaru żniw i podaj plon o wilgotności 15,5%.
  10. Postępując zgodnie z zasadami określonymi w krokach 3.1 i 3.2, dokładnie wymieszać i zmielić 100-200 g suszonego materiału roślinnego przez sito o średnicy 2 mm. Dokładnie wymieszaj zmielony materiał i przechowuj podpróbkę w oznakowanej kopercie na monety do dalszego przetwarzania.
    UWAGA: Młyn Thomas Wiley jest zadowalającą opcją do mielenia tkanek roślinnych, podczas gdy młyn laboratoryjny Perten 3610 jest zadowalającą opcją do mielenia ziarna.
    UWAGA: Osoby mielące próbki roślin powinny nosić ochronniki słuchu i być chronione przed wdychaniem pyłu poprzez noszenie zatwierdzonej przez National Institute for Occupational Safety and Health maski oddechowej N95 z filtrem cząstek stałych.

6. Przetwarzanie próbek terenowych: gleba

  1. Próbki gleby z pierwszego roku należy pobrać 8 dni po zastosowaniu nawozu wzbogaconego w 15N, V8, R1 i po zbiorach przed uprawą. Próbki gleby z drugiego roku należy pobrać przed sadzeniem i po zbiorach. Ze względu na ograniczenia logistyczne autorzy pobrali próbki gleby w sezonie na głębokości od 0 do 15, od 15 do 30 i od 30 do 60 cm, próbki gleby po zbiorach na głębokości od 0 do 15, 15 do 30, od 30 do 60 i od 60 do 90 cm, a próbki gleby przed sadzeniem w drugim roku na głębokości od 0 do 30, od 30 do 60, od 60 do 120 cm><. UWAGA: Jeśli sonda glebowa nie jest w stanie zebrać rdzenia glebowego na najgłębszą żądaną głębokość jako pojedynczego rdzenia, należy zebrać rdzenie o większej głębokości z tych samych odwiertów, co górne głębokości, odrzucając górny 1 cm gleby, aby uniknąć zanieczyszczenia glebą spadającą z większych głębokości.
    1. Za pomocą sondy ręcznej pobrać czterordzeniową (o średnicy 1,8 cm) kompozytową próbkę gleby z niewzbogaconego obszaru pobierania próbek w V8 i R1. Zbierz jeden rdzeń w rzędzie kukurydzy i trzy rdzenie między rzędami kukurydzy.
    2. Za pomocą sondy hydraulicznej należy pobrać dwurdzeniową (o średnicy 5 cm) próbkę gleby z niewzbogaconego obszaru pobierania próbek przed sadzeniem i po zbiorach.
    3. Pobrać 15-rdzeniową (1,8 cm średnicy) kompozytową próbkę gleby z obszaru mikropoletka 8 dni po zastosowaniu nawozu wzbogaconego 15N, V8 i R1 za pomocą sondy ręcznej. Zbierz trzy do czterech rdzeni w rzędzie kukurydzy i od 11 do 12 rdzeni między rzędami kukurydzy.
      UWAGA: Gleby są niezwykle niejednorodne. Większa liczba rdzeni pobranych z wnętrza wzbogaconej mikropowierzchni zapewnia lepsze oszacowanie rzeczywistego wzbogacenia gleby w 15N N13.
    4. Za pomocą sondy hydraulicznej należy pobrać trzyrdzeniową (o średnicy 5 cm) próbkę gleby z obszaru mikropoletka przed sadzeniem i po zbiorach.
    5. Homogenizuj każdą próbkę gleby kompozytowej w wiadrze i umieść ją we wstępnie oznakowanej papierowej torbie.
  2. Próbki gleby suszyć w temperaturze 35 °C w piecu z wymuszonym obiegiem powietrza do uzyskania stałej masy. Zmielić każdą próbkę, aby przeszła przez sito o średnicy 2 mm. Mechaniczny młynek do gleby jest zadowalający, jeśli można go dokładnie oczyścić między każdą próbką.
    UWAGA: Próbki gleby można suszyć powietrzem, rozprowadzając próbki na tacach cienką warstwą. Tace powinny znajdować się w miejscu wolnym od zanieczyszczenia przez zewnętrzne źródła N. Próbki niewzbogacone i wzbogacone powinny być fizycznie oddzielone, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu.
    UWAGA: Osoby mielące próbki gleby powinny nosić ochronniki słuchu i być chronione przed wdychaniem pyłu poprzez noszenie zatwierdzonej przez National Institute for Occupational Safety and Health maski oddechowej N95 z filtrem cząstek stałych.

7. Przetwarzanie próbek laboratoryjnych: mielenie próbek gleby i roślin

  1. Suche zmielone próbki roślin (2 mm) przez noc w piecu w temperaturze 60 °C.
  2. Postępując zgodnie z zasadami opisanymi w kroku 3, zmiel wysuszone próbki roślin lub materiał glebowy na drobną konsystencję przypominającą mąkę. Młyn rolkowy do słoików jest zadowalającą opcją.
    UWAGA: Młyn do słoików autorów to zbudowany na zamówienie system przenośnika taśmowego, który może przetwarzać jednocześnie 54 słoiki rolkowe.
    1. Napełnij każdy słoik rolkowy (słoik ze szkła borokrzemianowego o pojemności 250 ml z zakręcaną pokrywką) 10 do 20 g zmielonej próbki rośliny lub gleby i siedmioma prętami ze stali nierdzewnej (8,5 cm długości, 0,7 cm średnicy).
    2. Wałkuj słoiki rolkowe w proporcji 0,4 x g przez 6-24 godziny lub do momentu, gdy próbki uzyskają drobną, przypominającą mąkę konsystencję.
    3. Drobno zmielony materiał przenieść do czystej, oznakowanej fiolki scyntylacyjnej o pojemności 20 ml.
    4. Pomiędzy każdą próbką umyj słoiki rolkowe, pręty ze stali nierdzewnej i pokrywki wodą z mydłem, aby usunąć wszelkie pozostałości.
      1. Zanurz słoiki rolkowe i pokrywki w kąpieli z kwasem 5% HCl (przygotowanym z 36-38% skoncentrowanego bulionu) na noc14.
        UWAGA: Kwas solny jest. Może powodować poważne oparzenia skóry, uszkodzenie oczu i jest szkodliwy w przypadku wdychania. Zawsze noś odzież ochronną, rękawice oraz ochronę oczu i twarzy. Tkankę mającą kontakt dokładnie przepłukać wodą. Podczas transportu kwasów należy zawsze używać dodatkowego pojemnika. Zawsze dodawaj kwas do wody, ponieważ ta reakcja jest egzotermiczna. Natychmiast zneutralizować rozlany kwas sodą oczyszczoną.
        UWAGA: Dużą kąpiel kwasową można przygotować w postaci 100 l 5% HCl w plastikowym pojemniku o pojemności 208 l. Przygotuj kilka mniejszych objętości w dygestorium, a następnie przenieś roztwory do plastikowego pojemnika. Wymieniaj roztwór co trzy miesiące.
      2. Potrójnie przepłucz słoiki rolkowe i pokrywki wodą dejonizowaną i wysusz na powietrzu.
      3. Zanurz pręty ze stali nierdzewnej w 0,05 M kąpieli NaOH (przygotowanej przez rozpuszczenie 2 g NaOH w 1 l wody dejonizowanej) na noc14. Codziennie przygotowuj nową kąpiel o stężeniu 0,05 M NaOH.
        UWAGA: Wodorotlenek sodu może powodować poważne oparzenia skóry i uszkodzenie oczu. Zawsze noś odzież ochronną i ochronę oczu. Natychmiast zdjąć zanieczyszczoną odzież i płukać skórę lub oczy wodą przez kilka minut.
      4. Opłucz pręty pod bieżącą gorącą wodą z kranu przez 5 minut. Zdekantować i trzykrotnie przepłukać pręty wodą dejonizowaną. Pozostaw pręty do wyschnięcia na powietrzu na tacy wyłożonej ręcznikiem papierowym.

8. Zważ próbki roślin i gleby do analizy całkowitej zawartości N i 15N.

  1. Przeanalizuj kilka reprezentatywnych próbek roślin i gleby pod kątem całkowitej zawartości azotu (np. analiza spalania15). Obliczyć masę próbki, która zapewnia odpowiednią zawartość N dla analizy 15N, zgodnie ze specyfikacją analizatora.
    UWAGA: Autorzy korzystali z usług analitycznych świadczonych przez UC Davis Stable Isotope Facility. Wzbogacone masy próbek zoptymalizowano pod kątem 20 μg N i maksymalnie 100 μg N.
  2. Uporządkuj podobne próbki od najniższego do najwyższego oczekiwanego wzbogacenia 15N. Powielaj co ósmą do dwunastej próbki w każdym przebiegu, aby sprawdzić precyzję próbki. Dołącz co najmniej jedną próbkę kontrolną na przebieg16.
  3. Oznaczyć czystą 96-dołkową płytkę i dopasowaną pokrywę z indywidualnymi pierścieniami odparowywania studzienek. Wytnij czystą kartę indeksową tak, aby zmieściła się tuż wewnątrz pokrywy, aby zapobiec przemieszczaniu się próbki między studzienkami podczas transportu.
  4. Zakładając rękawice nitrylowe, wyczyść mikrowagę, powierzchnie robocze, szpatułkę i kleszcze chusteczkami laboratoryjnymi i etanolem. Umieść wyczyszczone przybory na Kimwipe na stole laboratoryjnym.
    UWAGA: Próbki niewzbogacone i wzbogacone powinny być przetwarzane przy użyciu oddzielnych wag i przyborów, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu.
  5. Za pomocą kleszczy umieść wstępnie uformowaną blaszaną kapsułkę o wymiarach 5 mm x 9 mm na czystej powierzchni roboczej, takiej jak blok ze stali nierdzewnej z dołkiem 5 mm x 8 mm. Delikatnie wklep kapsułkę do studzienki, aby zreformować cylindryczny kształt i w razie potrzeby spłaszczyć dno kapsułki.
    UWAGA: Ponieważ masy próbek będą bardzo małe, ryzyko zanieczyszczenia próbki jest wysokie. Nigdy nie dotykaj kapsułek rękawiczkami. Wyrzuć kapsułkę, jeśli dotknie jakiejkolwiek powierzchni innej niż kleszcze, czysta powierzchnia robocza, waga lub płytka 96-dołkowa.
  6. Użyj kleszczyków, aby delikatnie rozszerzyć górny 1 mm kapsułki, aby ułatwić manipulację. Aby uniknąć uszkodzenia wagi podczas tarowania kapsułki, należy zawisnąć i zwolnić kapsułkę na wysokości od 1 do 2 mm nad szalką do ważenia mikrowagi. Wytaruj kapsułkę. Użyj kleszczyków, aby przywrócić kapsułkę na czystą powierzchnię roboczą.
  7. Za pomocą szpatułki ostrożnie dodaj do kapsułki wymaganą masę drobno zmielonego materiału próbki. Unikaj rozlewania próbki materiału na zewnętrzną powierzchnię kapsułki lub powierzchnie robocze.
  8. Za pomocą kleszczy powoli zaciśnij górną trzecią część kapsułki i złóż, aby uszczelnić. Za pomocą kleszczy kontynuuj składanie i ściskanie kapsułki do kulistego kształtu, uważając, aby nie przebić ani nie rozerwać puszki.
    UWAGA: Próbki o niskiej zawartości azotu mogą wymagać objętości próbki przekraczającej pojemność kapsułki 5x9 mm. W takich przypadkach można stosować większe kapsułki (np. 9 mm x 10 mm).
  9. Za pomocą kleszczy kilkakrotnie upuść owiniętą kapsułkę z wysokości 1 cm na czystą, ciemną powierzchnię lub lustro, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków. Jeżeli pył nie pojawi się, zważyć próbkę przy użyciu tej samej techniki, która została opisana w kroku 8.6. Zapisać masę próbki. Umieść kapsułkę w 96-dołkowej płytce i zapisz umieszczenie studzienki.
    1. Jeśli na ciemnej powierzchni pojawi się kurz, zapisz masę próbki. Zawiń próbkę w drugą blaszaną kapsułkę, ponownie sprawdź, czy nie ma wycieków i umieść ją na czystej 96-dołkowej płytce.
      UWAGA: Jeśli owinięta kapsułka jest zbyt duża, aby zmieścić się w płytce 96-dołkowej, należy użyć płytki 24- lub 48-dołkowej.
  10. Pomiędzy próbkami wyczyść każde z przyborów i powierzchni etanolem i chusteczkami laboratoryjnymi, zwracając szczególną uwagę na krawędzie szpatułki i kleszczy.
  11. Przymocuj pokrywkę do płytki 96-dołkowej za pomocą taśmy i przechowuj w eksykatorze.

9. Obliczenia

  1. Obliczyć masę N (kg∙ha-1) zawartą w próbkach roślin lub gleby, korzystając z następujących równań.
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
  2. Oblicz frakcję N nawozu (Nf), N pochodzącą z nawozu (FDN) i N pochodzącą z gleby (SDN) dla próbek roślin i gleby17.
    figure-protocol-3
    gdzie A jest atomem o wzbogaceniu w 15N.
  3. figure-protocol-4
    figure-protocol-5
  4. Obliczać efektywność zużycia nawozu 15N17.
    figure-protocol-6

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki przedstawione w tym artykule pochodzą z terenu założonego w 2015 roku w University of Minnesota Southern Outreach and Research Center położonym w pobliżu Waseca, MN. Przed 2015 r. obszar był zarządzany w płodozmianie kukurydziano-sojowym [Glycine max (L.) Merr], ale w sezonach wegetacyjnych 2015 i 2016 był zarządzany jako płodozmian kukurydziano-kukurydziany. Gleba była kompleksem gliniastej gliniastej Nicollet (drobno-gliniasta, mieszana, nadaktywna, mezyczna Aquic Haplud...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania nad stabilnymi izotopami są użytecznym narzędziem do śledzenia i ilościowego określania FDN w systemie gleba-uprawa. Istnieją jednak trzy główne założenia związane z badaniami znacznika N, których naruszenie może unieważnić wnioski wyciągnięte przy użyciu tej metodologii. Są to: 1) znacznik jest równomiernie rozmieszczony w całym układzie, 2) procesy w badaniu zachodzą z tą samą szybkością oraz 3) N opuszczając pulę wzbogaconą 15N nie zwraca3. Ponieważ badanie to jest zaintereso...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie Rady ds. Badań i Promocji Kukurydzy w Minnesocie, Stypendium Hueg-Harrison oraz Stypendium Minnesota's Discovery, Research and InnoVation Economy (MnDRIVE).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
20 ml fiolka scyntylacyjnaDOWOLNA; Fisher Scientific jest jednym z przykładów0334172C
250 ml butelka ze szkła borokrzemianowegoQORPAK264047
48-dołkowa płytkaEA Materiały eksploatacyjneE2063
96-dołkowa płytkaEA Materiały eksploatacyjneE2079
Torba na części z tkaniny (30x50 cm)DOWOLNANADo kłosów kukurydzy
Opryskiwacz plecakowy CO2DOWOLNY; Bellspray Inc jest jednym z przykładówModel T
(6,4x10,8 cm)DOWOLNA; ULINE jest jednym z przykładówS-6285Dla 2-milimetrowych próbek roślin mielonych
Rębak do kukurydzyANY; Jednym z przykładów jest DR Chipper ShredderSKU:CS23030BMN0Do rozdrabniania biomasy kukurydzianej
Nasiona kukurydzyDOWOLNANAHybryda odpowiednia dla regionu
Jednorazowy pokrowiec na butyDOWOLNY; Boardwalk jest jednym z przykładówBWK00031L
Etanol 200 ProofANY; Decon Laboratories Inc. jest jednym z przykładów2701TP
Worki tkaninowe ze sznurkiem (90x60 cm)DOWOLNANADo pobierania próbek roślin
Nawóz Mocznik (46-0-0)DOWOLNENA~ 0,366 atomu % 15N
Grabie ręczneDOWOLNE; Jednym z przykładów jest firma Fastenal5098-63-107
Sierp ręcznyDOWOLNY; Home Depot jest jednym z przykładówNJP150Do pobierania próbek roślin:
Ręczna sonda glebyDOWOLNA; AMS jest jednym z przykładów401.01
Hydrauliczna sonda glebyANY; Giddings jest jednym z przykładówGSPS
Kwas solny, 12NRicca ChemicalR37800001A
Jar millANY; Cole-Parmer jest jednym z przykładówSI-04172-50
Młyn laboratoryjnyPerten3610Do mielenia ziarna
Mikrowaga z dokładnością do czterech miejsc po przecinkuDOWOLNY; Jednym z przykładów jest METTLER TOLEDOXPR2
N95 Maska oddechowa z filtrem cząstek stałychDOWOLNA, ULINE jest jednym z przykładówS-9632
Rękawice z neoprenu lub kauczuku butylowegoDOWOLNANADo pracy w kąpieli kwasowej HCl
Worki na sprzęt papierowy (13,3x8,7x27,8 cm)DOWOLNE; ULINE jest jednym z przykładówS-8530Do próbek gleby i ziarna kukurydzy
Młynek do roślinDOWOLNY; Jednym z przykładów jest młyn Thomas Wiley Model 41188Y47-TSDo mielenia rozdrobnionej biomasy kukurydzianej na cząstki 2 mm
Etykiety plastikoweULINES-5544Y-PWDo etykietowania worków materiałowych i wiązek łodyg mikroplotek
Granulki wodorotlenku sodu, ACSSpectrum ChemicalSPCM-S1295-07
Młynek do glebyDOWOLNY; Jednym z przykładów jest młynek ze stali nierdzewnej AGVISE z silnikiemNA Domielenia gleby przechodzi przez sito 2 mm
Kapsułka cynowa 5x9 mmCostech Analytical Technologies Inc.
Kapsuła cynowa 9x10 mmCostech Analytical Technologies Inc.
Mocznik (46-0-0)MiliporeSigma49097010 atomów % 15N
Koperta na monety : 041061041073

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sharp, Z. Principles of Stable Isotope Geochemistry. , 2nd Edition, (2017).
  2. Van Cleemput, O., Zapata, F., Vanlauwe, B. Guidelines on Nitrogen Management in Agricultural Systems. Guidelines on Nitrogen Management in Agricultural Systems. 29 (29), 19(2008).
  3. Hauck, R. D., Meisinger, J. J., Mulvaney, R. L. Practical considerations in the use of nitrogen tracers in agricultural and environmental research. Methods of Soil Analysis: Part 2-Microbiological and Biochemical Properties. , 907-950 (1994).
  4. Bedard-Haughn, A., Van Groenigen, J. W., Van Kessel, C. Tracing 15N through landscapes: Potential uses and precautions. Journal of Hydrology. 272 (1-4), 175-190 (2003).
  5. Peterson, R. G. Agricultural Field Experiments: Design and Analysis. , Marcel Dekker, Inc. New York. (1994).
  6. Follett, R. F. Innovative 15N microplot research techniques to study nitrogen use efficiency under different ecosystems. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 32 (7/8), 951-979 (2001).
  7. Russelle, M. P., Deibert, E. J., Hauck, R. D., Stevanovic, M., Olson, R. A. Effects of water and nitrogen management on yield and 15N-depleted fertilizer use efficiency of irrigated corn. Soil Science Society of America Journal. 45 (3), 553-558 (1981).
  8. Schindler, F. V., Knighton, R. E. Fate of Fertilizer Nitrogen Applied to Corn as Estimated by the Isotopic and Difference Methods. Soil Science Society of America Journal. 63, 1734(1999).
  9. Stevens, W. B., Hoeft, R. G., Mulvaney, R. L. Fate of Nitrogen-15 in a Long-Term Nitrogen Rate Study. Agronomy Journal. 97 (4), 1037(2005).
  10. Recous, S., Fresneau, C., Faurie, G., Mary, B. The fate of labelled 15N urea and ammonium nitrate applied to a winter wheat crop. Plant and Soil. 112 (2), 205-214 (1988).
  11. Abendroth, L. J., Elmore, R. W., Boyer, M. J., Marlay, S. K. Corn Growth and Development. , (2011).
  12. Lauer, J. G. Methods for calculating corn yield. , http://corn.agronomy.wisc.edu/AA/pdfs/A033.pdf (2002).
  13. Gomez, K. A., Gomez, A. A. Statistical Procedures for Agricultural Research. , 2nd Edition, John Wiley and Sons. (1984).
  14. Khan, S. A., Mulvaney, R. L., Brooks, P. D. Diffusion Methods for Automated Nitrogen-15 Analysis using Acidified Disks. Soil Science Society of America Journal. 62 (2), 406(1998).
  15. Horneck, D. A., Miller, R. O. Determination of Total Nitrogen in Plant Tissue. Handbook of Reference Methods for Plant Analysis. , 75-84 (1998).
  16. UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Analysis of Solids by EA-IRMS. , https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15n.html (2019).
  17. Stevens, W. B., Hoeft, R. G., Mulvaney, R. L. Fate of Nitrogen-15 in a Long-Term Nitrogen Rate Study: II. Nitrogen Uptake Efficiency. Agronomy Journal. 97 (4), 1046(2005).
  18. Kaiser, D. E., Fernandez, F. G., Coulter, J. A. Fertilizing Corn in Minnesota. , University of Minnesota Extension. https://extension.umn.edu/crop-specific-needs/fertilizing-corn-minnesota (2018).
  19. Blake, G. R., Hartge, K. H. Bulk Density. Methods of Soil Analysis: Part 1 Physical and Mineralogical Methods. , 363-375 (1986).
  20. Jokela, W. E., Randall, G. W. Fate of Fertilizer Nitrogen as Affected by Time and Rate of Application on Corn. Soil Science Society of America Journal. 61 (6), 1695(2010).
  21. Hart, S. C., Stark, J. M., Davidson, E. A., Firestone, M. K. Nitrogen Mineralization, Immobilization, and Nitrification. Methods of Soil Analysis, Part 2. Microbiological and Biochemical Properties. (5), 985-1018 (1994).
  22. Jokela, W., Randall, G. A nitrogen-15 microplot design for measuring plant and soil recovery of fertilizer nitrogen applied to corn. Agronomy journal (USA). 79 (APRIL), http://agris.fao.org/agris-search/search/display.do?f=1988/US/US88241.xml;US875113688 322-325 (1987).
  23. Olson, R. V. Fate of tagged nitrogen fertilizer applied to irrigated corn. Soil Science Society of America Journal. 44 (3), 514-517 (1980).
  24. Follett, R. F., Porter, L. K., Halvorson, A. D. Border Effects on Nitrogen-15 Fertilized Winter Wheat Microplots Grown in the Great Plains. Agronomy Journal. 83 (3), 608-612 (1991).
  25. Balabane, M., Balesdent, J. Input of fertilizer-derived labelled n to soil organic matter during a growing season of maize in the field. Soil Biology and Biochemistry. 24 (2), 89-96 (1992).
  26. Recous, S., Machet, J. M., Mary, B. The partitioning of fertilizer-N between soil and crop: Comparison of ammonium and nitrate applications. Plant and Soil. 144 (1), 101-111 (1992).
  27. Bigeriego, M., Hauck, R. D., Olson, R. A. Uptake, Translocation and Utilization of 15N-Depleted Fertilizer in Irrigated Corn. Soil Science Society of America Journal. 43 (3), 528(1979).
  28. Glendining, M. J., Poulton, P. R., Powlson, D. S., Jenkinson, D. S. Fate of15N-labelled fertilizer applied to spring barley grown on soils of contrasting nutrient status. Plant and Soil. 195 (1), 83-98 (1997).
  29. Khanif, Y. M., Cleemput, O., Baert, L. Field study of the fate of labelled fertilizer nitrate applied to barley and maize in sandy soils. Fertilizer Research. 5 (3), 289-294 (1984).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Nitrogen 15 AnalysisMicroplot DesignSoil SamplingPlant SamplingFertilizer ApplicationSample ProcessingIsotope TracerNitrogen Use EfficiencyCorn BiomassSoil Profile

Related Articles