Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukcja rozlanego aksonalnego uszkodzenia mózgu u szczurów na podstawie przyspieszenia obrotowego

8.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61198

⸱

9 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Anesthesia and Critical Care, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 4Recanati School for Community Health Professions, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 5Department of microbiology and immunology, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół potwierdza niezawodny, łatwy do wykonania i powtarzalny model rozlanego uszkodzenia aksonalnego mózgu (DAI) u gryzoni, który wywołuje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań czaszki czy stłuczeń.

Streszczenie

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest główną przyczyną śmierci i niepełnosprawności. Rozlane uszkodzenie aksonów (DAI) jest dominującym mechanizmem urazu u dużego odsetka pacjentów z TBI wymagających hospitalizacji. DAI polega na rozległym uszkodzeniu aksonów w wyniku potrząsania, rotacji lub urazu wybuchowego, co prowadzi do szybkiego uszkodzenia rozciągnięcia aksonów i wtórnych zmian aksonalnych, które są związane z długotrwałym wpływem na powrót do sprawności. Historycznie rzecz biorąc, eksperymentalne modele DAI bez uszkodzenia ogniskowego były trudne do zaprojektowania. W tym miejscu weryfikujemy prosty, powtarzalny i niezawodny model DAI gryzoni, który powoduje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań lub stłuczeń czaszki.

Wprowadzenie

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest główną przyczyną śmierci i niepełnosprawności w Stanach Zjednoczonych. TBI przyczyniają się do około 30% wszystkich zgonów związanych z urazami1,2. Główne przyczyny TBI różnią się w zależności od grupy wiekowej i obejmują upadki, kolizje z dużą prędkością podczas uprawiania sportu, celowe samookaleczenia, wypadki samochodowe i napaści1,2,3.

Rozproszone uszkodzenie aksonalne mózgu (DAI) to specyficzny rodzaj TBI wywołany przyspieszeniem obrotowym, wstrząsem lub uszkodzeniem mózgu spowodowanym wybuchem w wyniku nieograniczonego ruchu głowy w chwili po urazie4,5,6,7,8. DAI wiąże się z rozległym uszkodzeniem aksonów prowadzącym do długotrwałego upośledzenia neurologicznego, które wiąże się ze słabymi wynikami, uciążliwymi kosztami opieki zdrowotnej i śmiertelnością na poziomie 33-64%1,2,4,5,9,10,11. Pomimo ostatnich znaczących badań nad patogenezą DAI, nie osiągnięto konsensusu co do najlepszych opcji leczenia11,12,13,14.

W ciągu ostatnich dziesięcioleci liczne modele eksperymentalne próbowały dokładnie odtworzyć różne aspekty DAI11,12,15,16. Modele te mają jednak ograniczenia, biorąc pod uwagę unikalną prezentację DAI w porównaniu z innymi urazami ogniskowymi. Te wcześniejsze modele nie tylko powodują uszkodzenie aksonów w obszarach istoty białej, ale także powodują ogniskowe uszkodzenia mózgu. Klinicznie DAI towarzyszą mikrokrwotoki, które mogą stanowić główną przyczynę uszkodzenia istoty białej.

Wykazano, że tylko dwa modele zwierzęce odtwarzają kluczowe cechy kliniczne DAI. Gennarelli i jego koledzy stworzyli pierwsze urządzenie do bocznej rotacji głowy w 1982 roku, wykorzystując nieuderzeniowe przyspieszenie obrotowe głowy do wywołania śpiączki z DAI w modelu naczelnych innych niż ludzie15. Ten model naczelnych wykorzystywał kontrolowany pojedynczy obrót do przyspieszania i zwalniania, aby przemieścić głowę o 60° w ciągu 10-20 ms. Technika ta była w stanie naśladować upośledzoną świadomość i rozległe uszkodzenia aksonów, które przypominały skutki ciężkiego TBI obserwowanego w ludzkich mózgach. Jednak modele naczelnych są bardzo drogie4,11,16. Opierając się częściowo na poprzednim modelu, w 1994 roku zaprojektowano świński model uszkodzenia mózgu spowodowany przyspieszeniem obrotowym (Ross i wsp.) z podobnymi wynikami14.

Te dwa modele zwierzęce, choć dawały różne prezentacje typowej patologii, znacznie wzbogaciły koncepcje patogenezy DAI. Szybki obrót głowy jest ogólnie akceptowany jako najlepsza metoda wywoływania DAI, a gryzonie stanowią tańszy model do badań nad szybką rotacją głowy11,16. W tym miejscu weryfikujemy prosty, powtarzalny i niezawodny model DAI gryzoni, który powoduje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań czaszki lub stłuczeń. Obecny model umożliwi lepsze zrozumienie patofizjologii DAI i opracowanie skuteczniejszych metod leczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z zaleceniami Deklaracji Helsińskiej i Tokijskiej oraz Wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych Wspólnoty Europejskiej. Eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Ben-Guriona w Negev.

1. Przygotowanie szczurów do procedury eksperymentalnej

UWAGA: Należy wybrać dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley o masie ciała 300-350 g.

  1. Uzyskać zgodę na przeprowadzenie tych eksperymentów od Instytucjonalnej Komisji ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC).
  2. Utrzymywać szczury w temperaturze pokojowej 22 ± 1 °C, w 12-godzinnym cyklu światła i 12-godzinnym cyklu ciemności. Zapewnić paszę i wodę ad libitum.
  3. Wszystkie eksperymenty przeprowadzać między godziną 6:00 a 12:00.
  4. Do indukcji znieczulenia użyć systemu do ciągłej podaży izofluranu. Upewnić się, że parownik jest napełniony izofluranem.
    1. Znieczulić szczury 2% izofluranem.
    2. Potwierdzić pełne znieczulenie szczura, obserwując brak ruchu lub odruchu stopy w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne.

2. Indukcja rozlanego uszkodzenia aksonów

UWAGA: Urządzenie składa się z następujących elementów: 1) przezroczystego plastikowego cylindra, 2) ciężarka żelaznego (1308 g), 3) mechanizmu obrotowego składającego się z rury cylindrycznej, dwóch łożysk, na których obraca się oś, oraz mocowania głowy (dla pinów usznych); 4) platformy poziomej, na której zamocowano dwa łożyska.

  1. Umieść urządzenie na ciężkim, stabilnym stole laboratoryjnym.
  2. Przymocuj obciążnik do sznurka wyniesionego na wysokość 120 cm.
  3. Pozwól swobodnie spadającemu obciążnikowi uderzyć w śrubę, co aktywuje mechanizm obrotowy. Przy użyciu urządzenia do bocznej rotacji głowy, głowa gryzonia zostaje gwałtownie obrócona od 0 do 90°.
  4. Po wywołaniu rozlanego uszkodzenia aksonalnego mózgu przenieś szczura do pomieszczenia rekonwalescencyjnego.

3. Pomiar parametrów kinematyki rotacyjnej/biomechanicznych.

  1. Zmierz parametry kinematyki obrotowej/biomechaniczne w następujący sposób:
    Obliczanie momentu, równanie M=2*(K+mgl1)/π, rozwiązywanie problemów z fizyki.
    Schemat równania równowagi statycznej; M=0.225m*(1+14.2mh/(1.664+1.037m)); użytek edukacyjny.
    Schemat wzoru na równowagę statyczną z równaniem siły Fo=(2.5/D)m*(1+(14.2mh)/(1.664+1.037m))
    gdzie Fo – siła przyłożona do głowy zwierzęcia (kg); M – moment siły; K – energia kinetyczna; m – masa spadającego obciążnika; g – przyspieszenie grawitacyjne; h – wysokość (cm); D – odległość między pinami usznymi (cm).
    UWAGA: Aby obliczyć siłę przyłożoną do głowy zwierzęcia (Fo), konieczna jest znajomość masy spadającego obciążnika, wysokości, z której obciążnik spada, oraz odległości między pinami usznymi. Pozostałe parametry pozostają bez zmian.

4. Ocena neurologicznej skali nasilenia objawów (Neurological Severity Score) po 48 godzinach

UWAGA: Deficyty neurologiczne oceniano i klasyfikowano przy użyciu skali Neurological Severity Score, zgodnie z wcześniejszymi opisami17,18,19. Zmiany w funkcjach motorycznych i zachowaniu ocenia się za pomocą systemu punktowego, w którym maksymalna liczba 24 punktów oznacza ciężkie dysfunkcje neurologiczne. Wynik 0 wskazuje na nienaruszony stan neurologiczny. Ocenie podlegają następujące funkcje behawioralne.

  1. Oceń niezdolność szczura do opuszczenia koła (o średnicy 50 cm), gdy zostanie on pozostawiony w jego centrum. Wykonaj tę procedurę w trzech oddzielnych sesjach trwających 30 min, 60 min oraz powyżej 60 min.
  2. Przeprowadź test utraty odruchu prostowania u szczura w trzech sesjach trwających 20 min, 40 min oraz powyżej 60 min.
  3. Wykonaj test na obecność hemiplegii, czyli niezdolności szczura do przeciwstawiania się wymuszonym zmianom pozycji.
  4. Podnieś szczura za ogon, aby przetestować zgięcie kończyny tylnej.
  5. Umieść szczura na podłodze, aby ocenić jego zdolność do chodzenia w linii prostej.
  6. Przetestuj trzy oddzielne odruchy: odruch małżowiny usznej, odruch rogówkowy oraz odruch przestrachu.
  7. Określ stopień kliniczny szczura na podstawie utraty zachowań poszukiwawczych i prostracji.
  8. Przeprowadź test odruchów stawiania kończyn. Wykonaj test na lewej i prawej kończynie przedniej, a następnie na lewej i prawej kończynie tylnej.
  9. Wykonaj test funkcjonalny za pomocą zadania równoważenia na belce. Belka powinna mieć szerokość 1,5 cm. Przeprowadź test w sesjach trwających 20 s, 40 s oraz powyżej 60 s.
  10. Przeprowadź test chodzenia po belce u szczura, używając belek o trzech różnych szerokościach: 8,5 cm, 5 cm i 2,5 cm.

5. Pobieranie mózgu do badania histologicznego po 48 godzinach

  1. 48 godzin po urazie uśmierć szczury, zastępując mieszaninę gazów wdechowych składem 20% O2/80% CO2. Upewnij się, że CO2 jest podawany z określoną wcześniej prędkością, zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnej Komisji ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
    1. Potwierdź zgon zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnej Komisji ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
  2. Wykonaj perfuzję transkardiakalną szczura 0,9% heparynowaną solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C, a następnie 500 mL 4% paraformaldehydu w 0,1 M buforze fosforanowym (pH 7,4).
  3. Po perfuzji wykonaj dekapitację za pomocą gilotyny.
  4. Pobierz mózg, usuwając kalwarię kleszczykami do cięcia kości, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mózgowej.
  5. Niezwłocznie wyjmij mózg i utrwal w 4% buforowanym roztworze formaldehydu przez 48 h w temperaturze 4 °C.
  6. Podziel mózgi na 5 mm sekcje koronalne, od strony opuszki węchowej do kory wzrokowej, oraz przekrój na pół móżdżki i pnie mózgu.
  7. Po zatopieniu w parafinie wykonaj mikrotomowe cięcia sekcji koronalnych i sagittalnych (5 µm) w obrębie obszarów poza wzgórzem.

6. Barwienie immunochemiczne i badanie

  1. Delikatnie przenieś skrawki na szkiełka przedmiotowe za pomocą miękkiego pędzelka, umieszczając 1 skrawka na szkiełku.
  2. Wykonaj barwienie immunochemiczne βAPP.
    1. Odparafinizuj skrawki ksylenem (3 razy po 5 min), a następnie nawodnij w roztworach etanolu o stopniowo zmniejszonym stężeniu w temperaturze pokojowej: 3 min w 100% etanolu dwukrotnie, 3 min w 95% etanolu dwukrotnie, 3 min w 90% etanolu, 3 min w 70% etanolu oraz 3 min w DDW.
    2. Potraktuj odparafinizowane i nawodnione przekroje mózgu 3% H2O2 przez 15 min w temperaturze pokojowej, aby zablokować endogenną aktywność peroksydazy.
    3. Inkubuj przekroje w 0,01 M cytrynianie sodu (pH 6.0) w temperaturze 98 °C przez 5 min w celu odsłonięcia antygenu.
    4. Pozostaw szkiełka w buforze przez 20 min w temperaturze pokojowej do wystygnięcia.
    5. Przemyj przekroje roztworem soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) dwukrotnie po 5 min.
    6. Zablokuj przekroje 2,5% normalnym surowicą konia przez 1 h w temperaturze pokojowej, a następnie inkubuj przez noc w 4 °C w pierwotnym przeciwciele króliczym anty-APP (1:4000) rozcieńczonym w surowicy blokującej.
    7. Po inkubacji z przeciwciałem pierwotnym przemyj przekroje w PBS w temperaturze pokojowej.
    8. Inkubuj przekroje w odpowiednio rozcieńczonym biotynylowanym przeciwciele wtórnym przez 15 min i przemyj PBS-em dwukrotnie po 3 min w temperaturze pokojowej.
    9. Inkubuj w streptawidynie-peroksydazie przez 15 min i ponownie przemyj w PBS dwukrotnie po 3 min w temperaturze pokojowej.
    10. Inkubuj przekroje z buforowanym roztworem substratu (pH 7.5) zawierającym nadtlenek wodoru i roztwór chromogenu 3,3-diaminobenzydyny, chroniąc przed światłem aż do wywołania barwy.
    11. Inkubuj szkiełka w DDW w temperaturze pokojowej przez 5 min w celu zatrzymania reakcji.
    12. Przebarw przekroje hematoksyliną przez 3 min w temperaturze pokojowej i przemyj przez 5 min pod bieżącą wodą z kranu.
    13. Odwodnij szkiełka w roztworach etanolu o stopniowo zwiększającym się stężeniu w temperaturze pokojowej: 2 min w DDW, 2 min w 70% etanolu, 2 min w 90% etanolu, 2 min w 95% etanolu, 2 min w 100% etanolu oraz 3 min w ksylenie trzykrotnie.
    14. Osusz i zamknij preparaty za pomocą medium montażowego.
  3. Zbadaj skrawki pod mikroskopem przy powiększeniu 200x, używając obiektywu 20 mm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Tabela 1 przedstawia harmonogram protokołu. Wskaźnik śmiertelności w tym modelu DAI wyniósł 0%. Test Manna-Whitneya wykazał, że deficyt neurologiczny był istotnie większy u 15 szczurów z DAI w porównaniu do 15 szczurów z grupy sham w 48 godzinach po interwencji (Mdn = 1 vs. 0), U = 22.5, p < 0.001, r = 0.78 (patrz Tabela 2). Dane są mierzone jako wartości liczbowe i przedstawione jako mediana oraz zakres percentylowy 25–75.

Reprezentatywne mikrofotografie p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje model DAI dla gryzoni. W DAI przyspieszenie obrotowe w mózgu powoduje efekt ścinania, który wyzwala zmiany aksonalne i biochemiczne, które prowadzą do utraty funkcji aksonów w procesie postępującym. Wtórne zmiany aksonalne są spowodowane szybkim uszkodzeniem rozciągnięcia aksonów i są zmienne pod względem zakresu i nasilenia 4,5,10. W ciągu kilku godzin do kilku dni po pierwotnym urazie zmiany biochemiczne d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują dr Nathanowi Kleeorinowi (Wydział Inżynierii Mechanicznej, Uniwersytet Ben-Guriona w Negev) za pomoc w pomiarach biomechanicznych. Dziękujemy również prof. Ołenie Siewierynowskiej, Marynie Kuscheriawie, Maksymowi Krywonosowowi, Darynie Yakumenko i Evgenii Goncharyk z Wydziału Fizjologii Wydziału Biologii, Ekologii i Medycyny Uniwersytetu im. Olesa Honczara w Dnieprze na Ukrainie za jej wsparcie i pomocny wkład w nasze dyskusje.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,01 M cytrynian soduSIGMA - ALDRICH
2,5% normalna surowica końskaSIGMA - ALDRICHH0146Płynny
4% buforowany roztwór
Białko prekursorowe antyamyloidu, C - końcowe przeciwciało wytwarzane u królikaSIGMA - ALDRICHLot 056M4867V
biotynylowane przeciwciało drugorzędoweWektorBA-1000-1,510 mM fosforan sodu, pH 7,8, 0,15 M NaCl, 0,08% azydek sodu, 3 mg/ml albumina bydlęca albumina
kleszczyki
Zestaw substratów Peroksydaza DAB (HRP) (z niklem), wektor 3,3'-diaminobenzydynylaboratoryjne
kasety
etanol 99,9ROMICALCiecz łatwopalna
gilotyna
HematoxylinSIGMA - ALDRICHH3136-25G
Roztwór nadtlenku wodoruMillipore88597-100ML-F
Isofluran, USP 100%Piramamal Critical Care, Inc
OlympusBX 40
Paraffine Paraplastplus Leica BiosystemPodłoże do zatapiania
tkankach soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)SIGMA - ALDRICHP5368-10PAKZawartość jednej torebki, po rozpuszczeniu w jednym litrze wody destylowanej lub dejonizowanej, daje 0,01 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, w temperaturze 25 °C.
Streptawidyna HRPABCAMab64269Streptawidyna-HRP do stosowania z biotynylowanymi przeciwciałami drugorzędowymi podczas IHC / immunohistochemii.
ksylen
formaldehydudo cięcia koścido zatapiania% Mikroskop w

Bibliografia

  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. , (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. , (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41(2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9(2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313(2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. , e3063(2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Rozlane uszkodzenie aksonalnemodel szczurzyskala neurologicznej oceny stanu ciężkości (Neurological Severity Score)barwienie beta-APPpróba chodzenia po belceunieruchomienie głowyzatapianie w parafiniebarwienie immunochemiczneszczury Sprague-Dawley
Indukcja rozlanego aksonalnego uszkodzenia mózgu u szczurów na podstawie przyspieszenia obrotowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.