Artykuł metodologiczny

Indukcja rozlanego aksonalnego uszkodzenia mózgu u szczurów na podstawie przyspieszenia obrotowego

DOI:

10.3791/61198

⸱

9 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Anesthesia and Critical Care, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 4Recanati School for Community Health Professions, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 5Department of microbiology and immunology, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół potwierdza niezawodny, łatwy do wykonania i powtarzalny model rozlanego uszkodzenia aksonalnego mózgu (DAI) u gryzoni, który wywołuje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań czaszki czy stłuczeń.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest główną przyczyną śmierci i niepełnosprawności. Rozlane uszkodzenie aksonów (DAI) jest dominującym mechanizmem urazu u dużego odsetka pacjentów z TBI wymagających hospitalizacji. DAI polega na rozległym uszkodzeniu aksonów w wyniku potrząsania, rotacji lub urazu wybuchowego, co prowadzi do szybkiego uszkodzenia rozciągnięcia aksonów i wtórnych zmian aksonalnych, które są związane z długotrwałym wpływem na powrót do sprawności. Historycznie rzecz biorąc, eksperymentalne modele DAI bez uszkodzenia ogniskowego były trudne do zaprojektowania. W tym miejscu weryfikujemy prosty, powtarzalny i niezawodny model DAI gryzoni, który powoduje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań lub stłuczeń czaszki.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) jest główną przyczyną śmierci i niepełnosprawności w Stanach Zjednoczonych. TBI przyczyniają się do około 30% wszystkich zgonów związanych z urazami1,2. Główne przyczyny TBI różnią się w zależności od grupy wiekowej i obejmują upadki, kolizje z dużą prędkością podczas uprawiania sportu, celowe samookaleczenia, wypadki samochodowe i napaści1,2,3.

Rozproszone uszkodzenie aksonalne mózgu (DAI) to specyficzny rodzaj TBI wywołany przyspieszeniem obrotowym, wstrząsem lub uszkodzeniem mózgu spowodowanym wybuchem w wyniku nieograniczonego ruchu głowy w chwili po urazie4,5,6,7,8. DAI wiąże się z rozległym uszkodzeniem aksonów prowadzącym do długotrwałego upośledzenia neurologicznego, które wiąże się ze słabymi wynikami, uciążliwymi kosztami opieki zdrowotnej i śmiertelnością na poziomie 33-64%1,2,4,5,9,10,11. Pomimo ostatnich znaczących badań nad patogenezą DAI, nie osiągnięto konsensusu co do najlepszych opcji leczenia11,12,13,14.

W ciągu ostatnich dziesięcioleci liczne modele eksperymentalne próbowały dokładnie odtworzyć różne aspekty DAI11,12,15,16. Modele te mają jednak ograniczenia, biorąc pod uwagę unikalną prezentację DAI w porównaniu z innymi urazami ogniskowymi. Te wcześniejsze modele nie tylko powodują uszkodzenie aksonów w obszarach istoty białej, ale także powodują ogniskowe uszkodzenia mózgu. Klinicznie DAI towarzyszą mikrokrwotoki, które mogą stanowić główną przyczynę uszkodzenia istoty białej.

Wykazano, że tylko dwa modele zwierzęce odtwarzają kluczowe cechy kliniczne DAI. Gennarelli i jego koledzy stworzyli pierwsze urządzenie do bocznej rotacji głowy w 1982 roku, wykorzystując nieuderzeniowe przyspieszenie obrotowe głowy do wywołania śpiączki z DAI w modelu naczelnych innych niż ludzie15. Ten model naczelnych wykorzystywał kontrolowany pojedynczy obrót do przyspieszania i zwalniania, aby przemieścić głowę o 60° w ciągu 10-20 ms. Technika ta była w stanie naśladować upośledzoną świadomość i rozległe uszkodzenia aksonów, które przypominały skutki ciężkiego TBI obserwowanego w ludzkich mózgach. Jednak modele naczelnych są bardzo drogie4,11,16. Opierając się częściowo na poprzednim modelu, w 1994 roku zaprojektowano świński model uszkodzenia mózgu spowodowany przyspieszeniem obrotowym (Ross i wsp.) z podobnymi wynikami14.

Te dwa modele zwierzęce, choć dawały różne prezentacje typowej patologii, znacznie wzbogaciły koncepcje patogenezy DAI. Szybki obrót głowy jest ogólnie akceptowany jako najlepsza metoda wywoływania DAI, a gryzonie stanowią tańszy model do badań nad szybką rotacją głowy11,16. W tym miejscu weryfikujemy prosty, powtarzalny i niezawodny model DAI gryzoni, który powoduje rozległe uszkodzenia istoty białej bez złamań czaszki lub stłuczeń. Obecny model umożliwi lepsze zrozumienie patofizjologii DAI i opracowanie skuteczniejszych metod leczenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami Deklaracji z Helsinek i Tokio oraz z Wytycznymi Wspólnoty Europejskiej dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych. Eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Ben-Guriona w Negev.

1. Przygotowanie szczurów do procedury doświadczalnej

UWAGA: Wybierz dorosłego samca szczura Sprague-Dawley o wadze 300-350 g.

  1. Uzyskaj zgodę na przeprowadzenie tych eksperymentów od Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt.
  2. Utrzymuj szczury w temperaturze pokojowej 22 ± 1 °C, z 12-godzinnymi cyklami światła i 12-godzinnymi cyklami ciemności. Zapewnij karmę dla szczurów i wodę ad libitum.
  3. Wszystkie eksperymenty wykonuj w godzinach od 6:00 do 12:00.
  4. Stosować system ciągłego podawania izofluranu w celu wywołania znieczulenia. Upewnij się, że system parownika jest wypełniony izofluranem.
    1. Znieczulij szczury 2% izofluranem.
    2. Upewnij się, że szczur jest w pełni znieczulony, obserwując brak ruchu lub odruchu pedałowania w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne.

2. Indukcja rozlanego uszkodzenia aksonalnego

UWAGA: Urządzenie składa się z następujących elementów: 1) przezroczystego plastikowego cylindra, 2) żelaznej wagi (1308 g), 3) mechanizmu obrotowego składającego się z cylindrycznej rurki, dwóch łożysk, na których obraca się oś i mocowania głowy (dla szpilek do uszu); 4) pozioma platforma, na której zamocowane są dwa łożyska.

  1. Umieść urządzenie na ciężkim, stabilnym stole laboratoryjnym.
  2. Przymocuj ciężar do sznurka, który jest podniesiony na wysokość 120 cm.
  3. Pozwól, aby swobodnie spadający ciężar uderzył w, aktywując mechanizm obrotowy. Za pomocą urządzenia do bocznego obracania głowy głowa gryzonia jest szybko obracana od 0 do 90°.
  4. Po indukcji rozlanego aksonalnego uszkodzenia mózgu przenieś szczura do sali pooperacyjnej.

3. Pomiar kinematyki rotacyjnej/parametrów biomechanicznych.

  1. Zmierz kinematykę obrotową/parametry biomechaniczne w następujący sposób:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    gdzieF o - siła przyłożona do głowy zwierzęcia (kg); M – moment siły; K – energia kinetyczna; m – masa spadającego ciężaru; g - przyspieszenie grawitacyjne; h – wysokość (cm); D – odległość między szpilkami do uszu (cm).
    UWAGA: Aby obliczyć siłę przyłożoną do głowy zwierzęcia (Fo), należy znać masę spadającego ciężaru, wysokość, na której spada ciężar, oraz odległość między szpilkami do uszu. Pozostałe parametry pozostają bez zmian.

4. Ocena oceny ciężkości neurologicznej po 48 godzinach

UWAGA: Deficyty neurologiczne zostały ocenione i ocenione za pomocą Oceny Nasilenia Neurologicznego, jak wcześniej opisano17,18,19. Zmiany w funkcjach motorycznych i zachowaniu są oceniane za pomocą systemu punktowego w taki sposób, że maksymalny wynik 24 oznacza poważną dysfunkcję neurologiczną. Wynik 0 wskazuje na nienaruszony stan neurologiczny. Oceniane są następujące funkcje behawioralne.

  1. Oceń niezdolność szczura do wyjścia z kręgu (o średnicy 50 cm), gdy jest pozostawiony w jego środku. Wykonaj to dla trzech indywidualnych sesji trwających 30 minut, 60 minut i więcej niż 60 minut.
  2. Przetestuj szczura pod kątem utraty odruchu prostowania w trzech sesjach trwających 20 minut, 40 minut i ponad 60 minut.
  3. Wykonaj test na porażenie połowicze, niezdolność szczura do opierania się wymuszonym zmianom pozycji.
  4. Podnieś szczura za ogon, aby przetestować zgięcie tylnej kończyny.
  5. Połóż szczura na podłodze, aby przetestować jego zdolność do chodzenia prosto.
  6. Przetestuj trzy odruchy oddzielne: odruch małżowiny usznej, odruch rogówkowy i odruch zaskoczenia.
  7. Oceń szczura z oceną kliniczną na podstawie utraty zachowania szukającego i pokłonu.
  8. Przetestuj odruchy kończyn pod kątem umieszczenia. Wykonaj test na lewej i prawej kończynie przedniej, a następnie na lewej i prawej kończynie tylnej.
  9. Wykonaj test funkcjonalny za pomocą zadania równoważenia belki. Belka powinna mieć szerokość 1,5 cm. Uruchom test dla sesji trwających 20 s, 40 s i więcej niż 60 s.
  10. Wykonaj test chodzenia po belce na szczurze z belkami o trzech różnych szerokościach: 8,5 cm szerokości, 5 cm szerokości i 2,5 cm szerokości.

5. Pobranie mózgu do badania histologicznego po 48 godzinach

  1. Po 48 godzinach od urazu należy poddać szczury eutanazji, zastępując ich wdychaną mieszaninę gazów 20% O2 / 80% CO2 . Zapewnić, że CO2 jest dostarczany w z góry określonej dawce zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania.
    1. Upewnij się, że potwierdzenie zgonu jest zgodne z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania.
  2. Transkardialicznie perfuzję szczura z 0,9% soli fizjologicznej heparynizowanej w temperaturze 4 °C, a następnie 500 ml 4% paraformaldehydu w 0,1 M buforze fosforanowym soli fizjologicznej (pH 7,4).
  3. Po perfuzji wykonaj dekapitację gilotyną.
  4. Wykonaj pobranie mózgu, usuwając kalwarię za pomocą kleszczy do cięcia kości, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mózgowej.
  5. Natychmiast usunąć mózg i umieścić go w 4% buforowym roztworze formaldehydu na 48 godzin w temperaturze 4 °C.
  6. Zablokuj mózgi na 5 mm odcinki koronalne od twarzy opuszki węchowej do kory wzrokowej i przetnij móżdżek i pnie mózgu.
  7. Po zatopieniu parafiny odetnij skrawki koronalne i strzałkowe (5 μm) od wzgórza przez przekrój mikrotomowy.

6. Barwienie i badanie immunochemiczne

  1. Delikatnie ułóż plastry na szklanych szkiełkach miękką szczoteczką, po 1 plasterku na szkiełko.
  2. Wytworzyć barwienie immunochemiczne βAPP.
    1. Plastry należy odparafinować ksylenem (3 razy po 5 minut) i ponownie uwodnić stopniowo zmniejszanymi stężeniami etanolu w temperaturze pokojowej: 3 min w 100% etanolu dwa razy, 3 min w 95% etanolu dwa razy, 3 min w 90% etanolu, 3 min w 70% etanolu i 3 min w DDW.
    2. Traktuj odparafinowane i ponownie nawodnione skrawki mózgu 3% H2O2 przez 15 minut w temperaturze pokojowej, aby zablokować endogenną aktywność peroksydazy.
    3. Inkubować skrawki z 0,01 M cytrynianem sodu (pH 6,0) w temperaturze 98 °C przez 5 minut w celu pobrania antygenu.
    4. Przechowuj szkiełka w buforze przez 20 minut w temperaturze pokojowej do ostygnięcia.
    5. Przemyć skrawki roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) dwukrotnie przez 5 minut.
    6. Blokować skrawki 2,5% normalną surowicą końską przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej i inkubować przez noc w temperaturze 4 °C w pierwotnym króliku anty-APP (1:4000) rozcieńczonym w surowicy blokującej.
    7. Po inkubacji w przeciwciałie pierwszorzędowym przemyć skrawki w PBS w temperaturze pokojowej.
    8. Inkubować skrawki w odpowiednio rozcieńczonym biotynylowanym przeciwciałie drugorzędowym przez 15 minut i przemywać PBS przez 3 minuty dwa razy w temperaturze pokojowej.
    9. Inkubować w peroksydazie streptawidyny przez 15 minut i ponownie myć w PBS przez 3 minuty dwa razy w temperaturze pokojowej.
    10. Inkubować skrawki z buforowanym roztworem substratu (pH 7,5) zawierającym nadtlenek wodoru i roztwór chromogenu 3,3-diaminobenzydyny i chronić przed światłem do momentu uzyskania koloru.
    11. Inkubować szkiełka z DDW w temperaturze pokojowej przez 5 minut w celu zatrzymania reakcji.
    12. Skrawki przeciwbarwić hematoksyliną przez 3 minuty w temperaturze pokojowej i myć przez 5 minut pod bieżącą wodą z kranu.
    13. Odwodnić szkiełka stopniowo zwiększającymi się stężeniami etanolu w temperaturze pokojowej: 2 min w DDW, 2 min w 70% etanolu, 2 min w 90% etanolu, 2 min w etanolu 95%, 2 min w 100% etanolu i 3 min w ksylenie trzy razy.
    14. Wysuszyć i zamontować za pomocą medium montażowego.
  3. Zbadaj plastry pod mikroskopem powiększonym 200x za pomocą soczewki obiektywowej 20 mm za pomocą mikroskopu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tabela 1 ilustruje oś czasu protokołu. Śmiertelność w tym modelu DAI wynosiła 0%. Test Manna-Whitneya wykazał, że deficyt neurologiczny był znacznie większy u 15 szczurów DAI w porównaniu z 15 szczurami pozorowanymi po 48 godzinach od interwencji (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78 (patrz Tabela 2). Dane są mierzone w liczbach i są prezentowane jako mediana i zakres percentyla 25–75.

Reprezentatywne mikrofotografie przekrojów wzgórza tkanki mózgo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opisuje model DAI dla gryzoni. W DAI przyspieszenie obrotowe w mózgu powoduje efekt ścinania, który wyzwala zmiany aksonalne i biochemiczne, które prowadzą do utraty funkcji aksonów w procesie postępującym. Wtórne zmiany aksonalne są spowodowane szybkim uszkodzeniem rozciągnięcia aksonów i są zmienne pod względem zakresu i nasilenia 4,5,10. W ciągu kilku godzin do kilku dni po pierwotnym urazie zmiany biochemiczne d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują dr Nathanowi Kleeorinowi (Wydział Inżynierii Mechanicznej, Uniwersytet Ben-Guriona w Negev) za pomoc w pomiarach biomechanicznych. Dziękujemy również prof. Ołenie Siewierynowskiej, Marynie Kuscheriawie, Maksymowi Krywonosowowi, Darynie Yakumenko i Evgenii Goncharyk z Wydziału Fizjologii Wydziału Biologii, Ekologii i Medycyny Uniwersytetu im. Olesa Honczara w Dnieprze na Ukrainie za jej wsparcie i pomocny wkład w nasze dyskusje.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,01 M cytrynian soduSIGMA - ALDRICH
2,5% normalna surowica końskaSIGMA - ALDRICHH0146Płynny
4% buforowany roztwór
Białko prekursorowe antyamyloidu, C - końcowe przeciwciało wytwarzane u królikaSIGMA - ALDRICHLot 056M4867V
biotynylowane przeciwciało drugorzędoweWektorBA-1000-1,510 mM fosforan sodu, pH 7,8, 0,15 M NaCl, 0,08% azydek sodu, 3 mg/ml albumina bydlęca albumina
kleszczyki
Zestaw substratów Peroksydaza DAB (HRP) (z niklem), wektor 3,3'-diaminobenzydynylaboratoryjne
kasety
etanol 99,9ROMICALCiecz łatwopalna
gilotyna
HematoxylinSIGMA - ALDRICHH3136-25G
Roztwór nadtlenku wodoruMillipore88597-100ML-F
Isofluran, USP 100%Piramamal Critical Care, Inc
OlympusBX 40
Paraffine Paraplastplus Leica BiosystemPodłoże do zatapiania
tkankach soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)SIGMA - ALDRICHP5368-10PAKZawartość jednej torebki, po rozpuszczeniu w jednym litrze wody destylowanej lub dejonizowanej, daje 0,01 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, w temperaturze 25 °C.
Streptawidyna HRPABCAMab64269Streptawidyna-HRP do stosowania z biotynylowanymi przeciwciałami drugorzędowymi podczas IHC / immunohistochemii.
ksylen
formaldehydudo cięcia koścido zatapiania% Mikroskop w

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. , (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. , (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41(2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9(2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313(2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. , e3063(2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rozlane uszkodzenie aksonalnemodel szczurzyskala neurologicznej oceny stanu ci ko ci Neurological Severity Scorebarwienie beta APPpr ba chodzenia po belceunieruchomienie g owyzatapianie w parafiniebarwienie immunochemiczneszczury Sprague Dawley

Powiązane artykuły