Artykuł metodologiczny

Mikropęcherzyki reagujące na magnesy, akustycznie i optycznie do hipertermii magnetycznej i potototermicznej skojarzonej terapii nowotworów

DOI:

10.3791/61208

⸱

22 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Key Laboratory for Organic Electronics and Information Displays & Jiangsu Key Laboratory for Biosensors, Institute of Advanced Materials (IAM), Jiangsu National Synergistic Innovation Center for Advanced Materials (SICAM), Nanjing University of Posts & Telecommunications

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany tutaj jest protokół wytwarzania mikropęcherzyków z nanocząsteczkami tlenku żelaza (NSM) poprzez samoorganizację, synergię reakcji magnetycznej, akustycznej i optycznej w jednej nanoterapeutycznej platformie do hipertermii magnetycznej i fototermicznej terapii przeciwnowotworowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Precyzyjna dostawa środków przeciwnowotworowych, które mają na celu celowane i głęboko penetrowane dostarczanie, jak również kontrolowane uwalnianie w miejscu guza, została zakwestionowana. Tutaj wytwarzamy mikropęcherzyki z nanocząsteczkami tlenku żelaza (NSM) poprzez samoorganizację, synergię reakcji magnetycznej, akustycznej i optycznej w jednej platformie nanoterapeutycznej. Nanocząstki tlenku żelaza służą zarówno jako czynniki magnetyczne, jak i fototermiczne. Po wstrzyknięciu dożylnym NSM mogą być kierowane magnetycznie do miejsca guza. Ultradźwięki wyzwalają uwalnianie nanocząstek tlenku żelaza, ułatwiając przenikanie nanocząstek w głąb guza dzięki efektowi kawitacji mikropęcherzyków. Następnie hipertermia magnetyczna i terapia fototermiczna mogą być przeprowadzone na guzie w celu skojarzonej terapii raka, rozwiązania problemu oporności na raka ze względu na niejednorodność guza. W tym protokole przeprowadzono syntezę i charakterystykę NSM wraz z właściwościami strukturalnymi, chemicznymi, magnetycznymi i akustycznymi. Ponadto badano skuteczność przeciwnowotworową terapii termicznej przy użyciu kultur komórkowych in vitro. Proponowana strategia dostarczania i terapia skojarzona są bardzo obiecujące w leczeniu raka, aby poprawić zarówno skuteczność porodu, jak i przeciwnowotworową.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak jest jedną z najbardziej śmiertelnych chorób, powodującą miliony zgonów rocznie na całym świecie i ogromne straty ekonomiczne1. W klinikach konwencjonalne terapie przeciwnowotworowe, takie jak resekcja chirurgiczna, radioterapia i chemioterapia, nadal nie są w stanie zapewnić zadowalającej skuteczności terapeutycznej2. Ograniczeniami tych terapii są wysokie toksyczne skutki uboczne, wysoki wskaźnik nawrotów i wysoki wskaźnik przerzutów3. Na przykład chemioterapia cierpi z powodu niskiej skuteczności dostarczania leków chemioterapeutycznych dokładnie do miejsca nowotworu4. Niezdolność leków do wnikania głęboko w tkankę nowotworową przez bariery biologiczne, w tym macierz zewnątrzkomórkową i wysokie ciśnienie płynu śródmiąższowego guza, jest również odpowiedzialna za niską skuteczność terapeutyczną5. Poza tym oporność nowotworu występuje zwykle u pacjentów, którzy byli leczeni pojedynczą chemioterapią6. Dlatego techniki, w których występuje termiczna ablacja guza, takie jak terapia fototermiczna (PTT) i terapia hipertermii magnetycznej (MHT), wykazały obiecujące wyniki w zmniejszaniu oporności guza i pojawiają się w badaniach klinicznych7,8,9.

PTT uruchamia termiczną ablację komórek nowotworowych poprzez działanie czynników konwersji fototermicznej pod wpływem napromieniowania energią lasera. Wytworzona wysoka temperatura (powyżej 50 °C) indukuje całkowitą nekrozę komórek10. Niedawno wykazano, że nanocząstki tlenku żelaza (IONP) są fototermicznym środkiem konwersyjnym, który może być aktywowany przez światło bliskiej podczerwieni (NIR)11. Pomimo niskiego molowego współczynnika absorpcji w obszarze bliskiej podczerwieni, IONP są kandydatami do terapii fototermicznej w niskiej temperaturze (43 °C), zmodyfikowanej terapii mającej na celu zmniejszenie uszkodzeń spowodowanych ekspozycją na ciepło na normalne tkanki i zainicjowanie odporności przeciwnowotworowej przeciwko przerzutom nowotworowym12. Jednym z ograniczeń PTT jest mała głębokość penetracji lasera. W przypadku głęboko osadzonych nowotworów, ogrzewanie nanocząstek tlenku żelaza wywołane zmiennym polem magnetycznym (AFM), zwane również hipertermią magnetyczną, jest alternatywną terapią dla PTT13,14. Główną zaletą MHT jest wysoka penetracja pola magnetycznego15. Jednak wymagane stosunkowo wysokie stężenie IONPs pozostaje główną wadą dla jego zastosowania klinicznego. Skuteczność dostarczania nanomedycyny (lub nanocząstek) do guzów litych u zwierząt wyniosła 1-10% ze względu na szereg przeszkód, w tym krążenie, akumulację i penetrację16,17. Dlatego kontrolowana i ukierunkowana strategia dostarczania IONPs ze zdolnością do osiągnięcia wysokiej penetracji tkanek jest bardzo interesująca w leczeniu raka.

Dostarczanie nanocząsteczek za pośrednictwem ultradźwięków wykazało swoją zdolność do ułatwiania penetracji nanocząstek w głąb tkanki nowotworowej, dzięki zjawisku zwanemu kawitacją mikropęcherzyków18,19. W niniejszym badaniu wytwarzamy mikropęcherzyki skorupowe IONP (NSM) poprzez samoorganizację, synergię reakcji magnetycznej, akustycznej i optycznej na jednej platformie nanoterapeutycznej. NSM zawiera rdzeń powietrzny i otoczkę z nanocząstek tlenku żelaza o średnicy około 5,4 μm. NSM mogą być kierowane magnetycznie do miejsca guza. Następnie uwalnianie IONP jest wyzwalane przez ultradźwięki, którym towarzyszy kawitacja mikropęcherzyków i mikrostrumieniowanie. Pęd otrzymany z mikrostrumienia ułatwia przenikanie IONP do tkanki nowotworowej. PTT i MHT można uzyskać przez naświetlanie laserem NIR lub aplikację AFM, lub przez połączenie obu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez OG Pharmaceutical guidelines for Animal Care and Use of Laboratory Animals. Protokoły były zgodne z wytycznymi Komisji Etycznej ds. Zwierząt Laboratoryjnych OG Pharmaceutical.

1. Synteza mikropęcherzyków z powłoką nanocząstek (NSM)

  1. Zdyspersuj nanocząstki magnetyczne (Fe3O4 , tlenek żelaza) w wodzie dejonizowanej, tworząc roztwór podstawowy o stężeniu 10 mg/ml.
  2. Umieścić probówkę zawierającą roztwór IONPs w myjce ultradźwiękowej na 20 minut. Przed użyciem uzyskać równomiernie zdyspergowany roztwór IONPs.
  3. Dodać 150 μl wody dejonizowanej, 150 μl 10 mM dodecylosiarczanu sodu (SDS) i 400 μl podstawowego roztworu IONPs z kroku 1.1 do probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml.
  4. Zamocuj homogenizator za pomocą rusztowania w łaźni lodowej.
  5. Umieścić probówkę z mieszaniną w łaźni lodowej i ustawić sondę homogenizatora dokładnie tak, aby była zanurzona w roztworze mieszaniny.
  6. Ustaw prędkość homogenizatora na 20 000 obr./min i włącz homogenizator na 3 minuty.
  7. Wyłącz homogenizator i wyjmij rurkę z łaźni lodowej.
  8. Umieść probówkę w stojaku na probówki na 12-godzinną stabilizację w temperaturze pokojowej.
  9. Zaadsorbować powstałe NSM do ścianki rurki za pomocą magnesu i usunąć supernatant. Następnie uzupełnij 1 ml świeżej wody dejonizowanej.
  10. Powtórz proces mycia trzy razy i ponownie zawiesij NSM w 1 ml świeżej wody destylowanej.
  11. Przenieść 10 μl zawiesiny NSM na czyste szkiełko podstawowe po lekkim wstrząśnięciu.
  12. Użyj mikroskopu fluorescencyjnego przy 20-krotnym powiększeniu, aby zobrazować morfologię NSM. Upewnij się, że robisz zdjęcia w losowym miejscu.
  13. Zmierz średnicę NSM na podstawie zdjęć za pomocą otwartego oprogramowania Nano Measurer 1.2. Policz co najmniej 200 mikropęcherzyków.
    1. Kliknij "Plik" i "Otwórz", aby wybrać plik obrazu do przetworzenia. Po zaimportowaniu obrazu naciśnij "linijkę". Narysuj czerwoną linię o tej samej długości co linijka.
    2. Następnie naciśnij "Ustawienia" | "Linijka" i wprowadź długość linijki. Narysuj linie o tej samej długości, co średnice poszczególnych mikropęcherzyków na obrazie. Wykonaj wszystkie pomiary, a następnie kliknij "Raport" | "Wyświetl raport".

2. Odpowiedź akustyczna NSM

  1. Rozcieńczyć 200 μl NSM 800 μl wody dejonizowanej, a następnie przenieść do probówki wirówkowej o pojemności 1,5 ml w celu utworzenia roztworu podstawowego.
  2. Podłącz generator funkcyjny, amplifier, dopasowanie impedancji i domowy przetwornik ostrości. Umieść przetwornik pośrodku na dole sztucznego prostopadłościanu i połącz hydrofon z oscyloskopem, aby monitorować intensywność wyjściowych ultradźwięków (ilustracja 1). Dodaj wodę dejonizowaną do zlewu, aby zanurzyć przetwornik.
  3. Dostosuj generator funkcyjny do trybu przemiatania, dostrój zakres częstotliwości od 10 kHz do 900 kHz i ustaw amplitudę na 20 Vpp (Voltage peak-peak). Dostosuj moc ultradźwięków do 0.1% przez amplifier. Czas trwania każdego cyklu wynosi 4 s z odstępem czasu 1 s.
  4. Przygotuj 1 ml roztworu podstawowego NSM w probówce i przymocuj probówkę za pomocą rusztowania na górze domowego przetwornika zogniskowanego. Przymocuj magnes do dolnej części rurki i przyciągnij NSM.
  5. Włącz zasilanie generatora funkcyjnego i wzmacniacza. Wyłączyć generator funkcyjny po zastosowaniu 5 cykli (25 s) ultradźwięków. Usunąć magnes i zebrać 1 ml roztworu zawierającego uwolnione IONPs. Dodać 1 ml wody dejonizowanej do probówki wirówkowej.
  6. Powtarzaj krok 2.5., aż NSM w rurce całkowicie się zapadną.
  7. Określ ilościowo wszystkie uwolnione IONP za pomocą optycznej spektrometrii emisyjnej z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-OES), jak opisano wcześniej13.

3. Odpowiedź optyczna NSM

UWAGA: W tej pracy wykorzystywany jest system laserowy zawierający moc lasera 808 nm i kamerę termowizyjną na podczerwień, wcześniej opisaną przez Xu et al.20.

  1. Przygotowanie systemu laserowego
    1. Włącz zasilanie lasera i pozwól mu się rozgrzać przez kilka minut. Zamocuj diodę laserową 808 nm sprzężoną ze światłowodem na stojaku retortowym.
    2. Skieruj wiązkę laserową na stolik próbki przez światłowód i skup się na stoliku próbki, aby uzyskać plamkę świetlną o średnicy 6 mm za pomocą wypukłej soczewki.
    3. Zmierz moc wyjściową za pomocą miernika mocy lasera i dostosuj moc do 1 W/cm2.
    4. Zamocuj kamerę termowizyjną na podczerwień na statywie. Włącz kamerę i sprawdź, czy działa (np. monitoruj temperaturę obszaru zainteresowania ostrości (ROI)). Wyłącz zasilanie i kamerę termowizyjną na podczerwień.
  2. Pomiar fototermiczny w roztworze wodnym
    1. Przygotować 1 ml próbki o różnym stężeniu IONPs (1,05 mg/ml, 1,35 mg/mL, 3,65 mg/mL, 5 mg/mL) w probówce wirówkowej o pojemności 1,5 ml.
    2. Umieść badaną rurkę w skupionym obszarze wiązki laserowej i zapisz temperaturę podstawową próbki.
    3. Włącz moc lasera i kamerę termowizyjną na podczerwień i naświetlaj próbkę w sposób ciągły przez 10 minut. Jednocześnie rejestruj temperaturę w czasie rzeczywistym.
    4. Wyłącz moc lasera i kamerę termowizyjną na podczerwień po 10 minutach naświetlania. Poczekaj, aż temperatura regionu powróci do linii bazowej.
    5. Powtórzyć czynności od 3.2.2 do 3.2.4 dla pomiaru innych próbek.
      UWAGA: Użyj wody dejonizowanej o temperaturze 20 °C jako kontroli do pomiaru fototermicznego.
  3. Pomiar fototermiczny w hodowanych komórkach
    UWAGA: Komórki mysiego raka piersi (4T1) zostały wybrane jako model do zbadania efektu hamowania przez leczenie fototermiczne.
    1. Nakarm komórki pożywką Roswell Park Memorial Institute-1640 (RPMI-1640) uzupełnioną 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną. Ustawić środowisko hodowli na 37 °C i 5 % CO2 .
    2. Hoduj komórki 4T1 w kolbach T25 i pasaż komórek w stosunku 1:2 po osiągnięciu 90% konfluencji.
      UWAGA: Współczynnik subkultury można dostosować do konkretnych warunków komórkowych w różnych laboratoriach.
    3. Usuń i wyrzuć pożywkę hodowlaną. Przepłukać warstwę komórkową 1x roztworem PBS, aby usunąć resztki surowicy zawierającej inhibitor trypsyny.
    4. Dodać 2 ml roztworu trypsyny-EDTA (0,25%) do kolby w celu oderwania. Następnie dodać 3 ml pożywki 1640 i delikatnie odsysać komórki, pipetując.
    5. Zebrać 5 ml zawiesiny komórkowej i odwirować przy 500 x g przez 3 minuty.
    6. Usunąć supernatant i dodać 1 ml świeżej pożywki 1640 w celu utworzenia zawiesiny komórek.
    7. Dodać 100 μl zawiesiny komórkowej do naczynia konfokalnego zawierającego 1 ml pożywki hodowlanej. Upewnij się, że stężenie zawiesiny komórkowej wynosi 9 x 105 / ml, a końcowe stężenie komórek w naczyniu konfokalnym do hodowli komórkowej wynosi 8,1 x 104 / ml.
    8. Umieścić naczynie konfokalne z zaszczepioną kulturą komórkową w inkubatorze na 24 godziny.
    9. Rozcieńczyć próbkę IONPs o różnym stężeniu (1,05 mg/ml, 1,35 mg/mL, 3,65 mg/mL, 5 mg/mL) próbki IONPs, aby uzyskać 1 ml roztworu z pożywką 1640 bez surowicy.
    10. Odessać pożywkę hodowlaną z naczynia konfokalnego i dodać przygotowany roztwór próbki.
    11. Włącz zasilanie lasera. Skoncentruj wiązkę laserową na środku naczynia i dostosuj moc wyjściową do 1 W/cm2. Włącz kamerę termowizyjną na podczerwień, naświetlaj komórki w czaszy konfokalnej przez 10 minut w sposób ciągły. Rejestruj temperaturę w czasie rzeczywistym dla obszaru, na którym się skupiasz.
    12. Wyłącz kamerę termowizyjną laserową i termowizyjną na podczerwień. Napromieniowaną szalkę przenieść do inkubatora na kolejne 24 godziny.
    13. Usunąć i wyrzucić pożywkę hodowlaną, dodać 1 ml świeżej pożywki hodowlanej do naczynia konfokalnego. Dodać 5 μl roztworu Calcein-AM (1 mg/ml) do naczynia.
    14. Inkubować naczynie konfokalne w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 15 minut. Przepłukać warstwę komórek 1x roztworem PBS dwukrotnie.
    15. Obserwuj i obrazuj komórki za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego o długości fali wzbudzenia 488 nm i długości fali emisyjnej 500-540 nm.
    16. Wybierz losowo 5 obszarów na obrazach konfokalnych i ręcznie policz liczbę żywych komórek 4T1 w każdym obszarze. Określ ilościowo żywotność komórek 4T1, porównując liczbę żywych komórek we wszystkich grupach eksperymentalnych z grupą kontrolną.
      UWAGA: Użyj pożywki 1640 bez surowicy w temperaturze 20 °C jako kontroli dla środka fototermicznego. Użyć próbki bez napromieniowania laserowego jako grupy kontrolnej żywotności komórek.
  4. Pomiar fototermiczny in vivo
    1. Przygotuj 3 z 8-tygodniowych samców myszy ICR o średniej wadze 25 ± 2 g.
    2. Dodaj 2 g żelatyny w proszku do 20 ml wody dejonizowanej. Podgrzać roztwór do temperatury 40 - 50 °C, całkowicie rozpuścić żel żelatynowy, tworząc przezroczysty i klarowny roztwór.
    3. Dodać 100 mg IONPs do roztworu z ppkt 3.4.2.
    4. Podgrzej żel do temperatury 40 – 50 °C, natychmiast wstrzyknij 500 μl roztworu żelatyny do prawej wkładki laktacyjnej myszy.
    5. Włącz moc lasera i skup wiązkę lasera na obszarze zainteresowania (prawa poduszka piersiowa myszy). Ustaw moc wyjściową na 1 W/cm2. Włącz kamerę termowizyjną na podczerwień, naświetlaj obszar zainteresowania przez 10 minut w sposób ciągły. Rejestruj temperaturę obszaru zainteresowania w czasie rzeczywistym.
    6. Wyłącz kamerę termowizyjną laserową i termowizyjną na podczerwień.
    7. Poddać myszy eutanazji przez uduszenie CO2 i zwichnięcie kręgów szyjnych lub dowolną metodę zatwierdzoną przez komitet badawczy Instytutu ds. badań na zwierzętach.

4. Pomiar hipertermii magnetycznej

UWAGA: Tutaj używany jest system hipertermii magnetycznej opisany wcześniej przez Wu et al. (21).

  1. Przygotuj system hipertermii magnetycznej, w tym generator zmiennego pola magnetycznego (AFM) i kamerę termowizyjną na podczerwień.
    1. Włącz agregat chłodniczy na 10 minut, a następnie włącz urządzenie grzewcze o umiarkowanej częstotliwości radiowej (tj. generator AFM).
    2. Ustaw parametry maszyny w następujący sposób: częstotliwość (f) = 415 kHz, natężenie pola magnetycznego = 1,8 kA/m.
  2. Pomiar hipertermii magnetycznej w roztworze wodnym
    1. Przygotować 1 ml próbki o różnych stężeniach IONP (1,05 mg/ml, 1,35 mg/mL, 3,65 mg/mL, 5 mg/mL) w probówce wirówkowej o pojemności 1,5 ml.
    2. Umieść rurkę w środku chłodzonej wodą cewki miedzianej z indukcją magnetyczną.
    3. Włącz zmienne pole magnetyczne (AFM) i kamerę termowizyjną na podczerwień. Indukować próbkę przez 10 minut w sposób ciągły i rejestrować temperaturę w czasie rzeczywistym.
      UWAGA: Kamera znajduje się w górnej części próbki i zapewnia widok przekroju poprzecznego próbki.
    4. Wyłącz AFM i kamerę termowizyjną na podczerwień. Poczekaj, aż temperatura cewki miedzianej powróci do linii bazowej przez 10 min.
      UWAGA: Uważaj na wysoką temperaturę, unikaj bezpośredniego kontaktu z rękami i poczekaj na ostygnięcie przed wyjęciem próbek.
    5. Powtórzyć czynności opisane w ppkt 4.2.2-4.2.4 dla pomiaru pozostałych próbek.
    6. Wyłącz nagrzewnicę o umiarkowanej częstotliwości radiowej (AFM) i agregat chłodniczy.
      UWAGA: Użyj wody dejonizowanej o temperaturze 20 °C jako kontroli do pomiaru hipertermii magnetycznej.
  3. Pomiar hipertermii magnetycznej in vivo
    1. Przygotuj 3 z 8-tygodniowych samców myszy ICR o średniej wadze 25 ± 2 g.
    2. Przygotować 20 ml 10 % żelatyny żelowej zawierającej 5 mg/ml roztworu IONPs.
    3. Podgrzać żel żelatynowy do temperatury 40 - 50 °C, natychmiast wstrzyknąć 500 μl roztworu żelatyny do prawej wkładki laktacyjnej zwierzęcia.
      UWAGA: Eksperymenty z hipertermią indukowaną magnetycznie przeprowadzono przy użyciu maszyny grzewczej przy użyciu tych samych parametrów, co w teście in vitro.
    4. Włącz zmienne pole magnetyczne (AFM) i kamerę termowizyjną na podczerwień. Umieść prawą wkładkę laktacyjną myszy w środku chłodzonej wodą cewki miedzianej z indukcją magnetyczną.
    5. Włącz kamerę termowizyjną na podczerwień, obrazuj obszar zainteresowania (prawa poduszka piersiowa myszy) przez 10 minut w sposób ciągły i rejestruj temperaturę obszaru zainteresowania w czasie rzeczywistym.
    6. Wyłącz wyłącznik zasilania urządzenia i kamery termowizyjnej na podczerwień po 10 minutach indukcji. Poczekaj, aż temperatura cewki miedzianej powróci do linii bazowej przez 10 minut.
    7. Powtórzyć czynności od 4.3.4 do 4.3.6 dla pomiaru innych próbek.
    8. Wyłącz nagrzewnicę o umiarkowanej częstotliwości radiowej (AFM) i agregat chłodniczy.
      UWAGA: Uważaj na wysoką temperaturę, unikaj bezpośredniego kontaktu z rękami i poczekaj na ostygnięcie przed wyjęciem próbek.
    9. Poddać myszy eutanazji przez uduszenie CO2 i zwichnięcie kręgów szyjnych lub dowolną metodę zatwierdzoną przez komitet badawczy Instytutu ds. badań na zwierzętach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potrójnie reagujące mikropęcherzyki z powłoką nanocząstek (NSM) użyte w tym badaniu zostały przygotowane przez mieszanie mieszaniny środka powierzchniowo czynnego i IONPs. IONP (50 nm) samoorganizują się na granicy faz rdzenia ciekłego i gazowego, tworząc gęsto upakowaną powłokę magnetyczną. Morfologię NSM przedstawiono na rysunku 1A. Otrzymane NSM miały kulisty kształt i średnią średnicę 5,41 ± 1,78 μm (ryc. 1B). Wyniki wskazują, że NSM zostały przygotowane pomyślnie. Po przechowywaniu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu przedstawiliśmy protokół wytwarzania mikropęcherzyków z nanocząsteczkami tlenku żelaza (NSM) poprzez samoorganizację, synergię reakcji magnetycznej, akustycznej i optycznej w jednej platformie nanoterapeutycznej. IONPs zostały gęsto upakowane wokół jądra powietrza, tworząc powłokę magnetyczną, która może być kontrolowana przez zewnętrzne pole magnetyczne w celu namierzenia. Po dostarczeniu, uwolnienie IONP można osiągnąć za pomocą wyzwalacza ultradźwiękowego. Uwolnione IONP mogą być aktywowane zarówno przez...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81601608) i NUPTSF (NY216024).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Moc lasera 808 nmChangchun New Industries Optoelectronics TechMDL-F-808-5W-18017023
Calcein-AMThermo Fisher SCIENTIFICC3099
Surowica bydlęcapłodu Invitrogen16000-044
Mikroskop fluorescencyjnyOlympusIX71
Generator funkcyjnyKeysight33500B20 MHz, 2 kanały z możliwością generowania dowolnych kształtów fal
Żel żelowySigma9000-70-8
Maszyna grzewcza
Domowy przetwornik ostrościZ|-θ=37W+8°
HomogenizatorSCILOGEXD-1608000-30000 obr/min
HydrofonT& CNH1000
ICR samce myszyOG Pharmaceutical. Co., Ltd8-tygodniowa
optyczna spektrometria emisyjna z plazmą sprzężoną indukcyjniePerkinElmer
Kamera termowizyjna na podczerwień.FLIRE50
Tlenek żelaza(II,III)Alfa Aesar1317-61-950-100nm APS Powder
Laser miernik mocyChangchun New Industries Optoelectronics Tech
OscyloskopKeysightDSOX3054TSzerokość pasma 500 MHz, częstotliwość próbkowania 5 GS / S, 4-kanałowy
wzmacniacz mocy RFT& CAG1020Źródło sygnału można również podłączyć do zewnętrznego źródła sygnału. Wzmocnienie można regulować w zakresie od 0 do 100%. Ma wiele funkcji, takich jak przemiatanie częstotliwości, impuls i trójkąt.
Roswell Park Memorial Institute-1640KeyGEN BioTECHKGM31800
Dodecylosiarczan soduSigma151-21-3
Shuangping SPG-06-II Częstotliwość=855, R-X=36,2W+5,8W, |

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kievit, F. M., Zhang, M. Cancer nanotheranostics: improving imaging and therapy by targeted delivery across biological barriers. Advanced Materials. 23 (36), 217-247 (2011).
  2. Wu, H., et al. Fe3O4-Based Multifunctional Nanospheres for Amplified Magnetic Targeting Photothermal Therapy and Fenton Reaction. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (2), 1045-1056 (2018).
  3. Thorat, N. D., et al. Physically stimulated nanotheranostics for next generation cancer therapy: Focus on magnetic and light stimulations. Applied Physics Reviews. 6 (4), 041306(2019).
  4. Sun, Q., Zhou, Z., Qiu, N., Shen, Y. Design of Cancer Nanomedicine: Nanoproperty Integration and Synchronization. Advanced Materials. 29 (14), 1606628(2017).
  5. Minchinton, A. I., Tannock, I. F. Drug penetration in solid tumours. Nature Reviews Cancer. 6 (8), 583-592 (2006).
  6. Anchordoquy, T. J., et al. Mechanisms and Barriers in Cancer Nanomedicine: Addressing Challenges, Looking for Solutions. ACS Nano. 11 (1), 12-18 (2017).
  7. Cazares-Cortes, E., et al. Recent insights in magnetic hyperthermia: From the "hot-spot" effect for local delivery to combined magneto-photo-thermia using magneto-plasmonic hybrids. Advanced Drug Delivery Reviews. 138, 233-246 (2019).
  8. Espinosa, A., et al. of Iron Oxide Nanoparticles in Cancer Therapy: Amplification of Heating Efficiency by Magnetic Hyperthermia and Photothermal Bimodal Treatment. ACS Nano. 10 (2), 2436-2446 (2016).
  9. Rastinehad, A. R., et al. Gold nanoshell-localized photothermal ablation of prostate tumors in a clinical pilot device study. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (37), 18590-18596 (2019).
  10. Sharma, S. K., Shrivastava, N., Rossi, F., Tung, L. D., Thanh, N. T. K. Nanoparticles-based magnetic and photo induced hyperthermia for cancer treatment. Nano Today. 29, 100795(2019).
  11. Das, R., Rinaldi-Montes, N. Boosted Hyperthermia Therapy by Combined AC Magnetic and Photothermal Exposures in Ag/Fe3O4 Nanoflowers. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (38), 25162-25169 (2016).
  12. Yang, Y., et al. 1D Coordination Polymer Nanofibers for Low-Temperature Photothermal Therapy. Advanced Materials. 29 (40), 1703588(2017).
  13. Curcio, A., et al. Iron Oxide Nanoflowers CuS Hybrids for Cancer Tri-Therapy: Interplay of Photothermal Therapy, Magnetic Hyperthermia and Photodynamic Therapy. Theranostics. 9 (5), 1288-1302 (2019).
  14. Espinosa, A., et al. Hyper)Thermia or Photothermia? Progressive Comparison of Iron Oxide and Gold Nanoparticles Heating in Water, in Cells, and In Vivo. Advanced Functional Materials. 28 (37), 1803660(2018).
  15. Xu, C., et al. Magnetic Hyperthermia Ablation of Tumors Using Injectable Fe(3)O(4)/Calcium Phosphate Cement. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (3), 13866-13875 (2015).
  16. Wilhelm, S., et al. Analysis of nanoparticle delivery to tumours. Nature Reviews Materials. 1, 16014(2016).
  17. Chen, H., Zhang, W., Zhu, G., Xie, J., Chen, X. Rethinking cancer nanotheranostics. Nature Reviews Materials. 2, (2017).
  18. Rapoport, N. Y., Kennedy, A. M., Shea, J. E., Scaife, C. L., Nam, K. H. Controlled and targeted tumor chemotherapy by ultrasound-activated nanoemulsions/microbubbles. Journal of Controlled Release : The Official Journal of the Controlled Release Society. 138 (3), 268-276 (2009).
  19. Gao, Y., et al. Controlled nanoparticle release from stable magnetic microbubble oscillations. NPG Asia Materials. 8 (4), 260(2016).
  20. Bao, B., et al. Mussel-inspired functionalization of semiconducting polymer nanoparticles for amplified photoacoustic imaging and photothermal therapy. Nanoscale. 11 (31), 14727-14733 (2019).
  21. Wu, H., et al. Enhanced Tumor Synergistic Therapy by Injectable Magnetic Hydrogel Mediated Generation of Hyperthermia and Highly Toxic Reactive Oxygen Species. ACS Nano. 13 (12), 14013-14023 (2019).
  22. Alzaraa, A., et al. Targeted microbubbles in the experimental and clinical setting. American Journal of Surgery. 204 (3), 355-366 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Terapia fototermicznananocz steczki tlenku elazatworzenie mikrop cherzyk wuwalnianie wyzwalane ultrad wi kamimikrop cherzyki z otoczk z nanocz steczeknaprowadzanie magnetyczneresponsywno optycznaodpowied akustycznaterapia skojarzona w leczeniu raka

Powiązane artykuły