Artykuł metodologiczny

Zestaw na małą skalę do badania toksyczności glonów nanomateriałów i innych trudnych substancji

DOI:

10.3791/61209

⸱

10 października 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Environmental Engineering, Technical University of Denmark

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pokazujemy testy toksyczności glonów dla trudnych substancji (np. substancji kolorowych lub nanomateriałów) za pomocą zestawu oświetlonego pionowo diodą LED.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dane dotyczące ekotoksyczności są wymagane do rejestracji chemikaliów przed i po wprowadzeniu na rynek zgodnie z europejskimi i międzynarodowymi przepisami (np. REACH). Test toksyczności glonów jest często stosowany w regulacyjnej ocenie ryzyka chemikaliów. W celu osiągnięcia wysokiej niezawodności i powtarzalności niezbędne jest opracowanie znormalizowanych wytycznych. W przypadku badań toksyczności glonów wytyczne wymagają stabilnych i jednolitych warunków parametrów takich jak pH, temperatura, poziom dwutlenku węgla i natężenie światła. Nanomateriały i inne tak zwane trudne substancje mogą zakłócać działanie światła, powodując duże różnice w uzyskiwanych wynikach, co utrudnia ich akceptację regulacyjną. Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowaliśmy LEVITATT (Stół do pionowego oświetlenia LED do testów toksyczności glonów). Konfiguracja wykorzystuje oświetlenie LED od dołu, co pozwala na jednorodny rozkład światła i kontrolę temperatury, jednocześnie minimalizując zacienienie wewnątrz próbki. Konfiguracja optymalizuje objętość próbki w celu ilościowego określenia biomasy, a jednocześnie zapewnia wystarczający napływ CO2 , aby wspierać wykładniczy wzrost glonów. Dodatkowo materiał, z którego wykonane są pojemniki testowe, może być dostosowany w celu zminimalizowania adsorpcji i ulatniania się. Podczas badania barwionych substancji lub zawiesin cząstek, zastosowanie lamp LED pozwala również na zwiększenie natężenia światła bez dodatkowego wytwarzania ciepła. Kompaktowa konstrukcja i minimalne wymagania sprzętowe zwiększają możliwości wdrożenia LEVITATT w szerokim zakresie laboratoriów. Chociaż projekt LEVITATT jest zgodny ze znormalizowanymi wytycznymi ISO i OECD dotyczącymi badania toksyczności glonów, wykazał również mniejszą zmienność między próbkami dla dwóch substancji odniesienia (3,5-dicholofenolu iK2Cr2O7) i trzech nanomateriałów (ZnO, CeO2 iBaSO4) w porównaniu z kolbami Erlenmeyera i płytkami do mikromiareczkowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test toksyczności glonów jest jednym z trzech obowiązkowych testów używanych do generowania danych ekotoksyczności wymaganych do rejestracji chemikaliów przed i po wprowadzeniu na rynek przez europejskie i międzynarodowe przepisy (np. REACH1 i TSCA (USA)). W tym celu organizacje międzynarodowe (np. ISO i OECD) opracowały znormalizowane wytyczne dotyczące badań glonów. Te normy i wytyczne testowe określają idealne warunki testowe pod względem pH, temperatury, poziomu dwutlenku węgla i natężenia światła. Jednak utrzymanie stabilnych warunków testowych podczas badania glonów jest w praktyce trudne, a wyniki mają problemy z odtwarzalnością i wiarygodnością dla szeregu substancji chemicznych i nanomateriałów (często określanych jako "trudne substancje")2. Większość istniejących zestawów do badania toksyczności glonów działa ze stosunkowo dużymi objętościami (100–250 ml) umieszczonymi na wytrząsarce orbitalnej wewnątrz inkubatora. Taki układ ogranicza liczbę badanych stężeń i replikuje osiągalne i duże ilości hodowli glonów i badanego materiału. Ponadto konfiguracje te rzadko mają jednolite pole świetlne, a niezawodne warunki oświetleniowe są ponadto trudne do uzyskania w dużych kolbach, częściowo dlatego, że natężenie światła zmniejsza się wykładniczo wraz z odległością światła, a częściowo z powodu geometrii kolby. Alternatywne konfiguracje obejmują plastikowe płytki microtiter3 zawierające małe objętości próbek, które nie pozwalają na uzyskanie odpowiedniej objętości próbki do pomiaru pH, dodatkowe pomiary biomasy, ekstrakcję pigmentu lub inne analizy wymagające destrukcyjnego pobierania próbek. Jednym ze szczególnych wyzwań związanych z wykorzystaniem istniejących konfiguracji do badania toksyczności glonów nanomateriałów i substancji tworzących kolorowe zawiesiny jest interferencja lub blokowanie światła dostępnego dla komórek glonów, często określane jako "cieniowanie"4,5. Zacienienie może wystąpić w obrębie fiolek przez badany materiał i/lub interakcje między badanym materiałem a komórkami glonów, lub zacienienie może wystąpić między fiolkami, ze względu na ich położenie względem siebie i źródła światła.

Metoda opiera się na konfiguracji testów toksyczności glonów na małą skalę, wprowadzonej przez Arensberg et al.6, która pozwala na testowanie zgodnie z normami takimi jak OECD 2017, oraz ISO 86928. Metoda jest dodatkowo optymalizowana w celu rozwiązania powyższych ograniczeń poprzez: 1) wykorzystanie technologii światła LED w celu zapewnienia jednolitych warunków oświetleniowych przy minimalnym wytwarzaniu ciepła, 2) zapewnienie odpowiedniej objętości próbki do analizy chemicznej/biologicznej przy zachowaniu stałego pH, poziomów CO2 oraz 3) umożliwienie zastosowania wszechstronnego materiału pojemnika testowego do badania substancji lotnych lub substancji o wysokim potencjale sorpcyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Opis konfiguracji LEVITATT

  1. Użyj 20 ml szklanych fiolek ze szkła scyntylacyjnego (Rysunek 1, wstaw 1) umożliwiających penetrację światła. Alternatywnie można użyć przepuszczających światło fiolek z tworzywa sztucznego. Określ ilościowo natężenie światła za pomocą fotometru.
  2. Na początku badania należy użyć co najmniej 4 ml zawiesiny testowej, aby umożliwić ilościowe określenie biomasy oraz charakterystykę/kwantyfikację nanomateriałów w trakcie inkubacji i po jej zakończeniu (Rysunek 1, wstawka 2).
  3. Wyposażyć fiolki scyntylacyjne o pojemności 20 ml w nakrętkę (Rysunek 1, wstaw 3), w której wierci się mały otwór (o średnicy około 1 mm), aby umożliwić wymianę CO2 z atmosferą. Wymiana ta ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia stabilnych poziomów pH i CO2 podczas testów.
  4. W przypadku substancji lotnych należy użyć hermetycznej nasadki pokrytej teflonem, aby umożliwić wzbogacenie przestrzeni nad strzykawką o CO2 za pomocą strzykawki9 lub całkowicie zamkniętych kolb bez fazy gazowej, w której CO2 jest utrzymywany w roztworze przez wzbogacony system buforowy wodorowęglanu sodu (NaHCO3)10.
  5. Przymocować fiolki za pomocą zacisków zamontowanych na zewnętrznej obudowie (Rysunek 1, wstawka 4).
  6. Użyj źródła światła LED znajdującego się poniżej fiolek testowych (Rysunek 1, wkładka 5) zapewniającego równomierne oświetlenie fluorescencyjne typu "chłodno-białego" lub "światła dziennego" i natężenie światła w zakresie 60–120 μE∙m-2∙s-1 mierzone w fotosyntetycznie efektywnym zakresie długości fal od 400 nm do 700 nm. Konfiguracja wykorzystuje regulowane natężenie światła w zakresie 5–160 μE∙m-2∙s-1 poprzez zamontowanie ściemniacza światła do źródła. Pozwala to na testowanie przy wyższym i niższym natężeniu światła.
  7. Zamontuj zestaw na wytrząsarce orbitalnej, aby mieszać próbki przez cały czas trwania testu. Utrzymuje to komórki w swobodnej zawiesinie i ułatwia przenoszenie masy CO2 z powietrza do wody (Rysunek 1, wstawka 6).
  8. Umieść konfigurację w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze lub szafie termostatycznej, aby utrzymać stabilną temperaturę podczas testowania (Rysunek 1, wstaw 7).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Zdjęcie pionowego stołu podświetlanego LED do badań toksyczności glonów (LEVITATT). 1) szklane fiolki scyntylacyjne o pojemności 20 ml do inkubacji, 2) próbka o pojemności 4 ml do analizy, 3) pokrywka z wywierconym otworem do wymianyCO2, 4) obudowa do określonych warunków oświetleniowych, 5) źródło światła LED umieszczone w środku obudowy, 6) wytrząsarka orbitalna do mieszania podczas eksperymentu, oraz 7) szafę termostatyczną. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie podłoża do hodowli glonów

  1. Pożywka do wzrostu glonów ISO 8692 składa się z czterech różnych roztworów podstawowych. Odważyć odpowiednią ilość soli i rozcieńczyć w ultraczystej wodzie zgodnie z tabelą 1.
odżywcze
Roztwory podstawowepożywnyStężenie w roztworze podstawowymStężenie w roztworze badanym
1: MakroskładnikiNH4Cl1,5 g/l15 mg/L (N: 3,9 mg/L)
MgCl2∙6H2O1,2 g/l12 mg/L (Mg: 2,9 mg/L)
CaCl2∙2H2O1,8 g/l18 mg/L (Ca: 4,9 mg/L)
MgSO4∙7H2O1,5 g/l15 mg/L (S: 1,95 mg/L)
KH2PO40,16 g/l1,6 mg/L (P: 0,36 mg/L)
2: Fe-EDTAFeCl3∙6H2O64 mg/L64 μg/L (Fe: 13 μg/L)
Na2EDTA∙2H2O100 mg/l100 μg/L
3: Pierwiastki śladoweH3BO3a185 mg/L185 μg/L (B: 32 μg/L)
MnCl2∙4H2O415 mg/L415 μg/L (Mn: 115 μg/L)
ZnCl23 mg/l3 μg/L (Zn: 1,4 μg/L)
CoCl2∙6H2O1,5 mg/l1,5 μg/L (Co: 0,37 μg/L)
CuCl2∙2H2O0,01 mg/l0,01 μg/L (Cu: 3,7 ng/L)
Na2MoO4∙2H2O7 mg/l7 μg/L (Mo: 2,8 μg/L)
4: NaHCO3NaHCO350 g/l50 mg/L (C: 7,14 mg/L)

Tabela 1: Stężenia składników odżywczych w roztworach podstawowych dla podłoża do wzrostu glonów

UWAGA: H3BO3 można rozpuścić przez dodanie 0,1 M NaOH. EDTA należy usunąć podczas badania metali, aby uniknąć kompleksowania z jonami metali. Roztwory podstawowe sterylizować przez filtrację membranową (średnia średnica porów 0,2 μm) lub przez autoklawowanie (120 °C, 15 min). Nie należy autoklawować roztworów podstawowych 2 i 4, ale sterylizować je przez filtrację membranową. Roztwory należy przechowywać w ciemności w temperaturze 4 °C.

  1. Aby wyprodukować 1 l pożywki wzrostowej glonów, przenieś 500 ml wysterylizowanej ultraczystej wody do wysterylizowanej kolby miarowej o pojemności 1 l i dodaj 10 ml roztworu podstawowego 1: Makroskładniki odżywcze, 1 ml roztworu podstawowego 2: Fe-EDTA, 1 ml roztworu podstawowego 3: Pierwiastki śladowe i 1 ml roztworu podstawowego 4: NaHCO3.
  2. Napełnić do 1 l wysterylizowaną ultraczystą wodą, zakorkować kolbę i dokładnie wstrząsnąć, aby ujednorodnić podłoże do wzrostu glonów.
  3. Roztwór należy zrównoważyć przed użyciem, pozostawiając go na noc w kontakcie z powietrzem lub bulgocząc sterylnym, przefiltrowanym powietrzem przez 30 minut. Po zrównoważeniu dostosuj pH, jeśli to konieczne, do pH 8,1 ± 0,2 za pomocą 1 M HCl lub 1 M NaOH.

3. Konfiguracja testu na obecność glonów

UWAGA: Schemat przepływu procedury testowania glonów jest pokazany w Rysunek 2.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Schemat przepływu konfiguracji testu glonów. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Przygotować roztwór podstawowy badanego związku o pożądanym najwyższym stężeniu testowym w pożywce do hodowli glonów przygotowanej zgodnie z etapem 2. W celu przygotowania roztworów podstawowych/zawiesin należy postępować zgodnie z OECD 201 (dla związków rozpuszczalnych) lub OECD 318 (dla nanomateriałów).
  2. Zmierzyć pH w roztworze podstawowym. Jeśli odchyla się o więcej niż jedną jednostkę od pożywki do wzrostu glonów, należy dostosować pH do 8 za pomocą 1 M HCl lub 1 M NaOH.
  3. Obliczyć objętość inokulum potrzebną do osiągnięcia końcowego stężenia komórek 1 x 104 komórek/ml w 25 ml roztworu testowego.
    UWAGA: Inokulum powinno pochodzić z kultury nieskażonych, wykładniczo rosnących Raphidocelis subcapitata, uprawianych przy użyciu zestawu LEVITATT.
  4. Obliczyć ilość roztworu podstawowego, którą należy dodać do każdej kolby miarowej o pojemności 25 ml w celu uzyskania pożądanych stężeń testowych. Współczynnik między poszczególnymi stężeniami nie powinien przekraczać 3,2.
  5. Oznaczyć jedną kolbę miarową o pojemności 25 ml dla każdego wybranego stężenia i dodatkową kolbę miarową o pojemności 25 ml oznaczoną jako kontrolną.
  6. Dodać ilość roztworu podstawowego badanego związku potrzebną do osiągnięcia pożądanych stężeń do kolby miarowej o pojemności 25 ml. Nie dodawać roztworu podstawowego do kontrolki.
  7. Dodać pożywkę do każdej kolby miarowej o pojemności 25 ml, aby osiągnąć objętość około 20 ml.
  8. Dodać objętość inokulum obliczoną w kroku 3.3 do każdej kolby miarowej o pojemności 25 ml. Dodać pożywkę do każdej kolby miarowej o pojemności 25 ml do końcowej całkowitej objętości 25 ml.
  9. Zakorkować kolby i dokładnie wymieszać, obracając je dwa razy w pionie.
  10. Przenieść 0,4 ml z każdej kolby do oddzielnych fiolek z nakrętką i dodać 1,6 ml acetonu (nasyconego MgCO3): po jednej próbce dla każdego badanego stężenia i kontroli. Zamknij szczelnie pokrywki i przechowuj w ciemności w temperaturze pokojowej do czasu pomiarów fluorescencji (sekcja 4).
  11. Odpipetować 4 ml każdego roztworu badanego do fiolek scyntylacyjnych o pojemności 20 ml (3 kontrpróby na stężenie i 5 powtórzeń dla kontroli). Zakręcić pokrywki fiolek scyntylacyjnych. Pamiętaj, że pokrywki muszą mieć wywiercony otwór (o średnicy około 1 mm), aby umożliwić wymianę CO2 .
  12. Po 24 godzinach, 48 godzinach i 72 godzinach odmierzyć pipetę po 0,4 ml z każdej fiolki do fiolek z nakrętką i dodać 1,6 ml acetonu (nasyconegoMgCO3). Zamknij szczelnie pokrywki i przechowuj w ciemności w temperaturze pokojowej do czasu pomiarów fluorescencji (sekcja 4).
  13. Po pobraniu ostatniej próbki po 72 godzinach, delikatnie zebrać trzy kontrpróby dla danego stężenia w jednej fiolce i zmierzyć pH. Powtórzyć te czynności dla wszystkich stężeń i kontroli. pH nie powinno odbiegać o więcej niż 1,5 jednostki od początkowego pH dla żadnej z mierzonych próbek.
  14. Pozostałe płyny należy rozładować do pojemnika na odpady zgodnie z zasadami i przepisami obowiązującymi w Twojej instytucji.

4. Analiza próbek do badań glonów

  1. Użyj spektrofotometru fluorescencyjnego, aby zmierzyć biomasę glonów (tutaj wyrażoną jako chlorofil A). Szczytowa emisja chlorofilu A wynosi 420 nm dla długości fali wzbudzenia i 671 nm dla długości fali emisji.
  2. Zmierzyć fluorescencję każdej próbki z osobna trzy razy i obliczyć średnią wartość dla każdej próbki.
  3. Użyj równania 1, aby obliczyć szybkość wzrostu. Zmierzona fluorescencja (jednostki względne) może być wykorzystana bezpośrednio jako parametr biomasy w równaniu 1.
    Równanie 1: μ = (ln Nt – ln N0) / t
    gdzie μ jest szybkością wzrostu (d-1), N0 jest początkową biomasą, Nt jest biomasą w czasie t, a t jest długością okresu badania (d). Uwaga, N0 i Nt powinny być wyrażone w tej samej jednostce.
  4. Użyj oprogramowania statystycznego, aby dopasować krzywą regresji nieliniowej (np. funkcję logarytmiczno-logistyczną lub funkcję Weibulla) do danych dotyczących szybkości wzrostu, aby uzyskać efektywne wartości stężeń przy 10%, 20% i 50% hamowaniu. W informacjach uzupełniających podano przykład kodu służącego do dopasowania w oprogramowaniu statystycznym R za pomocą pakietu DRC11.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeprowadzany jest wstępny test z substancją referencyjną w celu określenia wrażliwości szczepu glonów. Substancjami odniesienia regularnie stosowanymi w odniesieniu do R. subcapitata są dwuchromian potasu i 3,5-dichlorfenol 7,8. Rysunek 3 i Tabela 2 pokazują reprezentatywny wynik testu glonów, w tym dopasowanie krzywej i wyniki statystyczne, gdy pakiet DRC w R jest stosowany do wskaźników wzrostu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fitoplankton przekształca energię słoneczną i dwutlenek węgla w materię organiczną, a tym samym odgrywa kluczową rolę w ekosystemie wodnym. Z tego powodu badania zahamowania tempa wzrostu glonów są zaliczane do trzech obowiązkowych badań toksyczności dla środowiska wodnego wymaganych do regulacyjnej oceny ryzyka chemikaliów. Możliwość przeprowadzenia wiarygodnego i powtarzalnego badania toksyczności glonów ma w tym względzie kluczowe znaczenie. Konfiguracje testowe z użyciem kolb Erlenmeyera wprowadzają szereg zmienności...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez PATROLS - Advanced Tools for NanoSafety Testing, Grant agreement 760813 w ramach programu badań i innowacji Horyzont 2020.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AcetonSigma-AldrichV179124
Chlorek amonuSigma-Aldrich254134
BlueCap butelki (1L)& Holm A/S 
Kwas borowySigma-AldrichB0394
Chlorek wapnia dwuwodnySigma-Aldrich208290
Przezroczysty arkusz akrylowy (40x40 cm)
Sigma-Aldrich255599
Chlorek miedzi(II) dwuwodnySigma-Aldrich307483
Kwas etylenodiaminotetraoctowy sól disodowa dwuwodnaSigma-Aldrich  E5134
Spektrofotometr fluorescencyjny F-7000Hitachi
Kwas solnySigma-Aldrich258148
Sześciowodny chlorek żelaza(III)LED Sigma-Aldrich236489
Helmholt Elektronik A/SH35161Neutral White, 6500K
Chlorek magnezu sześciowodnySigma-AldrichM9272
Siarczan magnezu siedmiowodnySigma-Aldrich230391
Czterowodny chlorek manganu(II)Sigma-Aldrich221279
Wytrząsarka orbitalnaIKA2980200
Fosforan potasu jednozasadowySigma-AldrichP0662
Raphidocelis subcapitataNORCCANIVA-CHL1 szczep
Fiolki scyntylacyjne (20 ml)Fisherscientific11526325
Wodorowęglan soduSigma-AldrichS6014
Wodorotlenek soduSigma-Aldrich415413
Molibdenian sodudwuwodny Sigma-Aldrich331058 
Zacisk sprężynowyFrederiksen Scientific A/S472002
Szafa termostatycznaVWRWTWA208450Alternatywa: pomieszczenie z kontrolowaną temperaturą
Rura wentylacyjna (Ø 125 mm)Kolby miarowe Silvan22605630165
(25 ml)DWK Nauki Przyrodnicze246781455
ChlorekSigma-Aldrich208086
9072335Sześciowodny chlorek kobaltu(II) Źródło światła

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. European Chemicals Agency. Guidance on Registration. European Chemicals Agency. , Helsinki, Finland. (2016).
  2. Organisation for Economic Cooperation and Development. Guidance Document on Aquatic Toxicity Testing of Difficult Substances and Mixtures. Organisation for Economic Cooperation and Development. , (2019).
  3. Blaise, C., Legault, R., Bermingham, N., Van Coillie, R., Vasseur, P. A simple microplate algal assay technique for aquatic toxicity assessment. Toxicity Assessment. 1 (3), 261-281 (1986).
  4. Hjorth, R., Sorensen, S. N., Olsson, M. E., Baun, A., Hartmann, N. B. A certain shade of green: can algal pigments reveal shading effects of nanoparticles. Integrated Environmental Assessment and Management. 12 (1), 200-202 (2016).
  5. Chen, F., et al. Algae response to engineered nanoparticles: current understanding{,} mechanisms and implications. Environmental Science: Nano. 6 (4), 1026-1042 (2019).
  6. Arensberg, P., Hemmingsen, V. H., Nyholm, N. A miniscale algal toxicity test. Chemosphere. 30 (11), 2103-2115 (1995).
  7. Organisation for Economic Cooperation and Development. Test No. 201: Freshwater Alga and Cyanobacteria, Growth Inhibition Test. Organisation for Economic Cooperation and Development. , (2011).
  8. International Organization for Standardization (ISO). Water Quality - Fresh Water Algal Growth Inhibition Test with Unicellular Green Algae. International Organization for Standardization (ISO). , (2012).
  9. Halling-Sørensen, B., Nyhohn, N., Baun, A. Algal toxicity tests with volatile and hazardous compounds in air-tight test flasks with CO2 enriched headspace. Chemosphere. 32 (8), 1513-1526 (1996).
  10. Mayer, P., Nyholm, N., Verbruggen, E. M. J., Hermens, J. L. M., Tolls, J. Algal growth inhibition test in filled, closed bottles for volatile and sorptive materials. Environmental Toxicology and Chemistry. 19 (10), 2551-2556 (2000).
  11. Ritz, C., Baty, F., Streibig, J. C., Gerhard, D. Dose-response analysis using R. PloS One. 10 (12), 0146021(2015).
  12. Birch, H., Kramer, N. I., Mayer, P. Time-resolved freely dissolved concentrations of semivolatile and hydrophobic test chemicals in in vitro assays-measuring high losses and crossover by headspace solid-phase microextraction. Chemical Research in Toxicology. 32 (9), 1780-1790 (2019).
  13. Trac, L. N., Schmidt, S. N., Mayer, P. Headspace passive dosing of volatile hydrophobic chemicals - toxicity testing exactly at the saturation level. Chemosphere. 211, 694-700 (2018).
  14. Eisentraeger, A., Dott, W., Klein, J., Hahn, S. Comparative studies on algal toxicity testing using fluorometric microplate and Erlenmeyer flask growth-inhibition assays. Ecotoxicology and Environmental Safety. 54 (3), 346-354 (2003).
  15. Paixao, S. M., Silva, L., Fernandes, A., O'Rourke, K., Mendonca, E., Picado, A. Performance of a miniaturized algal bioassay in phytotoxicity screening. Ecotoxicology. 17 (3), 165-171 (2008).
  16. Thellen, C., Blaise, C., Roy, Y., Hickey, C. Round-robin testing with the selenastrum--capricornutum microplate toxicity assay. Hydrobiologia. 188, 259-268 (1989).
  17. Nagai, T., Taya, K., Annoh, H., Ishihara, S. Application of a fluorometric microplate algal toxicity assay for riverine periphytic algal species. Ecotoxicology and Environmental Safety. 94, 37-44 (2013).
  18. Lee, W. M., An, Y. J. Effects of zinc oxide and titanium dioxide nanoparticles on green algae under visible, UVA, and UVB irradiations: no evidence of enhanced algal toxicity under UV pre-irradiation. Chemosphere. 91 (4), 536-544 (2013).
  19. Samei, M., Sarrafzadeh, M. H., Faramarzi, M. A. The impact of morphology and size of zinc oxide nanoparticles on its toxicity to the freshwater microalga, Raphidocelis subcapitata. Environmental Science and Pollution Research. 26 (3), 2409-2420 (2019).
  20. Neale, P. A., Jaemting, A. K., O'Malley, E., Herrmann, J., Escher, B. I. Behaviour of titanium dioxide and zinc oxide nanoparticles in the presence of wastewater-derived organic matter and implications for algal toxicity. Environmental Science: Nano. 2 (1), 86-93 (2015).
  21. Hartmann, N. B., et al. The challenges of testing metal and metal oxide nanoparticles in algal bioassays: titanium dioxide and gold nanoparticles as case studies. Nanotoxicology. 7 (6), 1082-1094 (2013).
  22. Farkas, J., Booth, A. M. Are fluorescence-based chlorophyll quantification methods suitable for algae toxicity assessment of carbon nanomaterials. Nanotoxicology. 11 (4), 569-577 (2017).
  23. Handy, R. D., et al. Practical considerations for conducting ecotoxicity test methods with manufactured nanomaterials: what have we learnt so far. Ecotoxicology. 21 (4), 933-972 (2012).
  24. Handy, R. D., et al. Ecotoxicity test methods for engineered nanomaterials: practical experiences and recommendations from the bench. Environmental Toxicology and Chemistry. 31 (1), 15-31 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Testowanie nanomateria wkonfiguracja LEVITATTo wietlenie LEDanaliza fluorometrycznawymiana CO2wytrz sarka orbitalnafiolki scyntylacyjneilo ciowe oznaczanie biomasypomiar tempa wzrostu

Powiązane artykuły