Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Analiza patologiczna przerzutów do płuc po bocznym wstrzyknięciu komórek nowotworowych do żyły ogonowej

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61270

⸱

20 maja 2020

 ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center, 2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Dożylne wstrzykiwanie komórek rakowych jest często stosowane w badaniach nad przerzutami, ale obciążenie guzem przerzutowym może być trudne do analizy. W tym artykule demonstrujemy model przerzutów do iniekcji żyły ogonowej i uwzględniamy nowatorskie podejście do analizy wynikającego z przerzutowego obciążenia guzem płuc.

Streszczenie

Przerzuty, główna przyczyna zachorowalności i śmiertelności większości pacjentów z rakiem, mogą być trudne do modelowania przedklinicznie u myszy. Dostępnych jest niewiele modeli spontanicznych przerzutów. Tak więc eksperymentalny model przerzutów polegający na wstrzyknięciu odpowiednich linii komórkowych do żyły ogonowej jest podstawą badań nad przerzutami. Kiedy komórki rakowe są wstrzykiwane do bocznej żyły ogonowej, płuco jest ich preferowanym miejscem kolonizacji. Potencjalnym ograniczeniem tej techniki jest dokładne określenie ilościowe obciążenia przerzutowym guzem płuca. Podczas gdy niektórzy badacze liczą makroprzerzuty o wcześniej określonej wielkości i/lub obejmują mikroprzerzuty po przekroju tkanki, inni określają obszar zmian przerzutowych w stosunku do normalnego obszaru tkanki. Obie te metody oznaczania ilościowego mogą być niezwykle trudne, gdy obciążenie przerzutami jest wysokie. W tym miejscu demonstrujemy model przerzutów do płuc po wstrzyknięciu dożylnym, a następnie zaawansowaną metodę ilościowego określania obciążenia guzem z przerzutami za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Proces ten pozwala na badanie wielu parametrów punktu końcowego, w tym średniej wielkości przerzutów, całkowitej liczby przerzutów i całkowitego obszaru przerzutów, w celu zapewnienia kompleksowej analizy. Co więcej, metoda ta została sprawdzona przez komisję patologów weterynaryjnych certyfikowaną przez American College of Veterinary Pathologists (SEK) w celu zapewnienia dokładności.

Wprowadzenie

Pomimo tego, że jest to bardzo skomplikowany i nieefektywny proces1, przerzuty są znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do zachorowalności i śmiertelności pacjentów z rakiem2. W rzeczywistości większość zgonów związanych z rakiem przypisuje się przerzutowemu rozprzestrzenianiu się choroby3,4. Aby komórki nowotworowe mogły pomyślnie dać przerzuty, muszą oderwać się od miejsca pierwotnego, zaatakować przez sąsiedni zrąb, wprowadzić się do krążenia krwi lub układu limfatycznego, przemieszczać się do łożyska naczynia włosowatego w miejscu wtórnym, wynaczyniać się do tkanki wtórnej i namnażać się lub rosnąć, tworząc zmiany przerzutowe5. Wykorzystanie modeli mysich miało kluczowe znaczenie dla lepszego zrozumienia mechanizmów molekularnych odpowiedzialnych za wysiew i wzrost przerzutów6,7. W tym artykule skupimy się na przerzutach raka piersi, w przypadku których często stosuje się zarówno genetycznie zmodyfikowane modele myszy, jak i metody przeszczepu – każda z nich ma swój własny zestaw zalet i ograniczeń.

Genetycznie modyfikowane modele guzów sutka wykorzystują promotory specyficzne dla gruczołów sutkowych, w tym MMTV-LTR (mysi wirus guza sutka długie końcowe powtórzenie) i WAP (kwaśne białko serwatkowe), do kierowania ekspresją transgenów w nabłonku sutka8. Onkogeny, w tym polioma średni antygen T (PyMT), ErbB2/Neu, c-Myc, Wnt-1 i małpi wirus 40 (SV40) zostały wyrażone w ten sposób9,10,11,12,13i chociaż te modele genetyczne są przydatne do badania inicjacji i progresji pierwotnego nowotworu, niewiele z nich łatwo daje przerzuty do odległych narządów. Co więcej, te genetyczne modele myszy są często bardziej czasochłonne i kosztowne niż spontaniczne lub eksperymentalne modele przerzutów. Biorąc pod uwagę ograniczenia większości genetycznie modyfikowanych modeli guza sutka do badania przerzutów, techniki transplantacji stały się atrakcyjnymi metodami badania tego złożonego procesu. Obejmuje to ortotopowe, dożylne, dosercowe i wewnątrzczaszkowe wstrzyknięcie odpowiednich linii komórkowych.

Chociaż kilka linii komórkowych raka piersi łatwo daje przerzuty po ortotopowym wstrzyknięciu do poduszeczki tłuszczowej sutka14,15, spójność i powtarzalność obciążenia przerzutami może być wyzwaniem, a czas trwania takich badań może być rzędu kilku miesięcy. W szczególności do oceny przerzutów do płuc wstrzyknięcie dożylne do żyły ogonowej jest często bardziej powtarzalną i efektywną czasowo metodą, przy czym przerzuty zwykle występują w ciągu kilku tygodni. Ponieważ jednak model wstrzyknięcia dożylnego omija początkowe etapy kaskady przerzutów, należy zachować ostrożność przy interpretacji wyników tych badań. W tej demonstracji pokazujemy wstrzyknięcie komórek guza sutka do żyły ogonowej wraz z dokładną i kompleksową metodą analizy.

Mimo że społeczność badawcza poczyniła znaczne postępy w zrozumieniu złożonego procesu przerzutów raka piersi, szacuje się, że obecnie ponad 150 000 kobiet ma raka piersi z przerzutami16. Spośród osób z rakiem piersi w IV stadium >36% pacjentów ma przerzuty do płuc17; Jednak specyficzny dla miejsca wzorzec i częstość występowania przerzutów mogą się różnić w zależności od podtypu molekularnego18,19,< klasa SUP = "xref" >20,< klasa SUP = "XREF">21. Mediana przeżycia pacjentów z rakiem piersi wynosi zaledwie 21 miesięcy, co podkreśla potrzebę zidentyfikowania skutecznych metod leczenia i nowych biomarkerów tej choroby17. Wykorzystanie eksperymentalnych modeli przerzutów, w tym dożylnego wstrzykiwania komórek nowotworowych, będzie nadal pogłębiać naszą wiedzę na temat tego ważnego wyzwania klinicznego. W połączeniu z patologią obrazowania cyfrowego i metodą analizy obciążenia przerzutowym guzem płuc opisaną w tym protokole, iniekcje do żyły ogonowej są cennym narzędziem do badań nad przerzutami raka piersi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wykorzystanie zwierząt było zgodne z przepisami University Laboratory Animal Resources (ULAR) na mocy zatwierdzonego przez OSU Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) protokołu 2007A0120-R4 (PI: Dr. Gina Sizemore).

1. Iniekcja komórek raka piersi do żyły ogonowej

  1. Przygotowanie komórek i strzykawki do wstrzyknięcia
    1. Na płytkę należy umieścić odpowiednią liczbę komórek w zależności od liczby myszy i stężenia komórek, które mają być użyte.
      UWAGA: Liczba wstrzykniętych komórek i czas do rozwoju przerzutów będą zależeć od użytej linii komórkowej i będą musiały zostać zoptymalizowane. W tej demonstracji 1 x 106 komórek MDA-MB-231 wstrzykuje się dożylnie do NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) myszy, a makroskopowe zmiany w płucach obserwuje się nie później niż 24 dni po wstrzyknięciu. W przypadku linii komórek mysiego guza sutka MVT117, 3 x 106 komórek wstrzykuje się do immunologicznie kompetentnych myszy FVB/N z licznymi przerzutami do płuc obserwowanymi przez 14 dni22,23.
    2. Zassać pożywkę i przepłukać płytki komórkowe 1x PBS. Trypsynizuj komórki w minimalnej objętości, dodaj odpowiednią objętość pożywki i policz komórki za pomocą hematocytometru lub innej preferowanej metody. Błękit trypanowy (0,4%) lub inne żywe/martwe barwniki komórkowe mogą być używane do określania liczby żywotnych komórek.
    3. Granulki wirować z prędkością 180 x g przez 5 min.
    4. Zawiesić odpowiednią liczbę komórek w sterylnym 1x PBS tak, aby wstrzyknąć objętość 100 μl na mysz. Utrzymuj zawiesinę komórek na lodzie, aby utrzymać żywotność.
    5. Przed wstrzyknięciem należy dokładnie zawiesić komórki za pomocą pipety o pojemności 200 μl lub 1 ml, aby uniknąć zbrylania. Pobrać 100 μl do strzykawki insulinowej 28 G (patrz tabela materiałów).
    6. Usunąć pęcherzyki powietrza, trzymając strzykawkę pionowo, stukając w strzykawkę i powoli regulując tłok. Wstrzyknięcie pęcherzyków powietrza do żyły może spowodować zator powietrzno-gazowy, który może być śmiertelny.
  2. Iniekcja boczna do żyły ogonowej
    UWAGA: W przypadku eksperymentalnych testów przerzutów raka piersi zastrzyki wykonuje się > 6-tygodniowym samicom myszy.
    1. Chwyć mysz za ogon i wsuń zwierzę do szczelinowej rury/urządzenia przytrzymującego o odpowiednim rozmiarze (patrz Tabela materiałów dla zastosowanego urządzenia przytrzymującego).
    2. Włóż część zaślepiającą urządzenia przytrzymującego i ustaw mysz na boku tak, aby jej boczna żyła ogonowa była dobrze widoczna. Mysz ma tętnicę brzuszną w linii z narządami płciowymi, żyłę grzbietową i dwie boczne żyły ogonowe.
    3. Oczyść powierzchnię ogona myszy aseptyczną chusteczką. Chwyć ogon między palcem wskazującym a kciukiem ręką niedominującą i lekko napnij go.
    4. Zaczynając od dystalnej części ogona, włóż igłę równolegle do żyły skośnym końcem do góry.
    5. Jeśli to możliwe, ostrożnie nakręć igłę i zegnij pod kątem 20-30°. Zdecydowanie zaleca się stosowanie metody jednoręcznej lub urządzenia do nawijania igłą.
      UWAGA: Nie jest konieczne zasysanie, ponieważ może to spowodować zapadnięcie się żyły. Jednak po pierwszym umieszczeniu można zobaczyć mały błysk krwi. Igła płynnie wsunie się do żyły przy prawidłowym umieszczeniu.
    6. Powoli dozuj całą objętość do żyły. Nie powinno być oporu podczas naciskania tłoka.
    7. Jeśli wyczuwalny jest jakikolwiek opór, należy natychmiast wyjąć igłę ze strzykawki. W razie potrzeby ponownie włóż igłę (najlepiej nie więcej niż 3 próby), przesuwając się w kierunku bliższego końca ogona lub przeciwległej żyły bocznej.
    8. Niewielka objętość krwi prawdopodobnie zostanie przemieszczona po wstrzyknięciu. Delikatnie docisnąć sterylną gazą i przetrzeć aseptyczną chusteczką.
    9. Strzykawkę należy niezwłocznie wyrzucić do odpowiedniego pojemnika na ostre przedmioty.
    10. Umieść mysz z powrotem w czystej, wentylowanej klatce i monitoruj oznaki niepokoju.
    11. Monitoruj myszy 2-3 razy w tygodniu pod kątem oznak tworzenia się przerzutów (trudności w oddychaniu, zgarbiona postawa, utrata masy ciała) i ogólnego stresu. Czas do rozwoju przerzutów będzie zależał od linii komórkowej i szczepu myszy.
    12. W przypadku korzystania z urządzenia do obrazowania żywych zwierząt in vivo, należy zobrazować myszy natychmiast po wstrzyknięciu żyły ogonowej, aby potwierdzić udane wstrzyknięcie komórek i uzyskać dane czasowe "zero" (szczegółowe informacje na temat obrazowania bioluminescencyjnego in vivo nie są zawarte w niniejszym dokumencie, ale są opisane przez Yang et al.24).

2. Utrwalanie tkanki płucnej i analiza obciążenia przerzutowym guzem płuc

  1. Nadmuchiwanie tkanki płucnej w celu utrzymania strukturalnego formatu płuc do histopatologii
    1. Po wykonaniu zatwierdzonych procedur eutanazji (np. dwutlenek węgla przy 30 - 70% przemieszczeniu objętości komory/min) należy przymocować tuszę myszy do deski sekcyjnej za pomocą szpilek. Spryskaj lub zastosuj 70% etanolu, aby sierść myszy nie przeszkadzała podczas sekcji.
      UWAGA: Uduszenie dwutlenkiem węgla może powodować krwotok płucny jako oczekiwaną zmianę tła, szczególnie przy wolniejszych prędkościach przepływu.
    2. Otwórz klatkę piersiową z nacięciem w linii środkowej, przedłuż nacięcie czaszkowo/doogonowo przez otrzewną i odetnij przeponę, chwytając wyrostek ksyloidalny.
    3. Używając osobnego zestawu nożyczek, aby nie stępić ostrzy, odetnij żebra po obu stronach mostka i ostrożnie usuń klatkę piersiową, pozostawiając miejsce na rozszerzenie płuc.
    4. Odizoluj tchawicę, usuwając gruczoły ślinowe podżuchwowe i mięśnie podgnykowe. Umieszczenie szpilek po obu stronach tchawicy może zapobiec niepożądanemu ruchowi podczas wprowadzania igły.
    5. Napełnij strzykawkę 26 G 2-3 ml 10% neutralnej buforowanej formaliny i włóż do tchawicy.
    6. Powoli wstrzyknij formalinę i obserwuj, aż płuca się rozszerzają (zwykle wymaga ~1,5 ml formaliny).
    7. Gdy formalina zacznie wyciekać z płuc (unikaj nadmiernego napompowania), uszczypnij tchawicę kleszczami, wyjmij igłę strzykawki i odłącz cały aparat oddechowy. Płuca, serce itp. należy umieścić bezpośrednio w formalinie, ponieważ po utrwaleniu można wykonać dodatkowe przycinanie tkanki.
    8. Kompletne przetwarzanie, zatapianie, cięcie tkanek oraz barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) przy użyciu standardowych metod.
  2. Analiza obciążenia przerzutowym guzem płuc
    1. Skanuj wycinki płuc zabarwione H&E za pomocą skanera slajdów o wysokiej rozdzielczości przy 40-krotnym powiększeniu (Rysunek 3).
    2. Importuj obrazy do oprogramowania do analizy obrazów (np. Visiopharm Image Analysis) w celu ilościowego określenia przerzutów do płuc.
      UWAGA: Zalecamy, aby nowi użytkownicy odbyli szkolenie na miejscu lub online w zakresie korzystania z oprogramowania do analizy obrazu. Liczne webinaria są również dostępne za pośrednictwem komercyjnej strony internetowej.
    3. Wybierz aplikację Visiopharm 10118 H&E do badania przerzutów do płuc z biblioteki aplikacji oprogramowania.
      UWAGA: Celem tej aplikacji jest oznaczanie i ilościowe określanie przerzutów do płuc na szkiełkach barwionych H&E. W ramach aplikacji 10118 H&E Lung Metastasis pierwszy etap przetwarzania obrazu polega na segmentacji tkanki płucnej za pomocą aplikacji do wykrywania tkanek. Drugi etap przetwarzania obrazu wykorzystuje aplikację Metastasis Detect, która identyfikuje przerzuty wewnątrz tkanki płucnej. Przerzuty są identyfikowane na podstawie kształtu wraz z obszarami, które są albo zbyt zniekształcone, zbyt czerwone, albo zbyt rzadkie, aby można je było zidentyfikować jako przerzuty.
    4. Dostosuj parametry definiujące kształt i rzadkość, aby jak najlepiej pasowały do reprezentatywnych obrazów. Segmentowane obszary przerzutów nowotworowych i prawidłowej tkanki płucnej mogą być wyświetlane za pomocą różnych kolorowych etykiet dla każdego typu tkanki.
      UWAGA: W przypadku, gdy aplikacja nie może dokładnie oddzielić przerzutów od normalnej tkanki płucnej, może być konieczne napisanie niestandardowej aplikacji korzystającej z programu Visiopharm Decision Forest, tak jak to miało miejsce w przypadku eksperymentów (patrz Rysunek 2 i Rysunek 3). Szczegółowe informacje na temat pisania niestandardowego algorytmu znajdują się poniżej. W przeciwnym razie przejdź do kroku 2.2.9.
    5. Otwórz program Decision Forest, który działa poprzez trenowanie wielu klas [tj. tkanki płucnej (nienowotworowej), przerzutów, czerwonych krwinek, nabłonka i/lub białej przestrzeni] na żądanym obrazie. W Rysunek 2, przerzuty nowotworowe są niebieskie, normalna tkanka jest zielona, a nabłonek oskrzelików jest żółty. Również czerwone krwinki są w kolorze czerwonym, a przestrzenie powietrzne w kolorze różowym.
    6. Postępuj zgodnie z podpowiedziami zawierającymi serię pytań typu "tak" lub "nie", aby odpowiednio przeszkolić każdą klasę pod kątem obrazu. Dokładność algorytmu określi liczbę pytań tak/nie. Na potrzeby analizy niestandardowy algorytm/aplikacja została napisana z dokładnością ustawioną na 50 (zakres 0-100).
    7. Dostosuj cechy dla każdej klasy, stosując filtry do wyostrzania, rozmycia, sortowania według kształtu itp., aby zwiększyć dokładność algorytmu/aplikacji. Visiopharm wyświetla każdą klasę przez jedną lub wiele soczewek znanych jako funkcje. Funkcje zmieniają sposób, w jaki klasa widzi obraz, aby wydobyć określone kolory lub intensywności.
      UWAGA: W przypadku algorytmu niestandardowego przerzuty o wielkości 8500μm2 i większej są oznaczane i mierzone jako przerzuty. Odpowiada to za wariancję wielkości i przerzuty zbyt małe do wykrycia. Małe zniekształcone obszary i małe obszary przerzutowe poniżej 8500 μm2 zostały włączone do prawidłowej oceny ilościowej tkanki.
    8. Zapisz zmodyfikowane ustawienia z aplikacji lub algorytmu niestandardowego, a następnie zastosuj algorytm/aplikację do całego zestawu lub serii tkanek barwionych metodą H&E.
    9. Na koniec wyeksportuj wszystkie zmienne wyjściowe, w tym te wymienione w tabeli 1. Pole w mikronach do kwadratu (μm2) można określić ilościowo dla każdego typu tkanki, a wartości procentowe pochodzą z całkowitej powierzchni netto tkanki próbki (tj. całkowitej tkanki minus przestrzeń powietrzna).
    10. Tworząc niestandardowy algorytm, przejrzyj znaczniki tkanek w porozumieniu z patologiem weterynaryjnym certyfikowanym przez American College of Veterinary Pathologists, aby zapewnić dokładne pomiary i rozróżnić typy tkanek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W przypadku użycia nieoznaczeń komórek do wstrzyknięcia do żyły ogonowej, potwierdzenie kolonizacji płuc może być trudne aż do momentu (1) sekcji zwłok, jeśli widoczne są makrometastazy, lub (2) przeprowadzenia analizy histologicznej w przypadku występowania przerzutów mikroskopowych. Przy rozległym obciążeniu płuc guzem przerzutowym u myszy wystąpią trudności w oddychaniu. Jak przy każdym badaniu nad nowotworami, myszy powinny być uważnie monitorowane przez cały czas trwania badania. Użycie komórek znakowanych jest pros...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ponieważ naukowcy nadal stosują dożylne wstrzyknięcie komórek nowotworowych jako eksperymentalny model przerzutów, brakuje standardowych praktyk do analizy wynikowego obciążenia guzem z przerzutami. W niektórych przypadkach można zaobserwować istotne różnice w obciążeniu guzem przerzutowym po manipulacji poszczególnymi liniami komórkowymi i/lub zastosowaniu związków chemicznych w skali makroskopowej. Jednak w innych przypadkach subtelne różnice w wysiewie i wzroście przerzutów mogą zostać przeoczone lub błędnie zinterpre...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Reprezentatywne dane zostały sfinansowane przez National Cancer Institute (K22CA218549 do S.T.S.). Oprócz pomocy w opracowaniu opisanej w niniejszym dokumencie kompleksowej metody analizy, dziękujemy The Ohio State University Comprehensive Cancer Center Comparative Pathology and Mouse Phenotyping Shared Resource (dyrektor – Krista La Perle, DVM, PhD) za usługi histologiczne i immunohistochemiczne oraz Pathology Imaging Core za opracowanie i analizę algorytmów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Podkładki nasączone alkoholemFisher Scientific22-363-750do czyszczenia ogona przed wstrzyknięciem
nożyczki preparacyjneFisher Scientific08-951-5do preparowania myszy i nadmuchiwania tkanki płucnej
DMEM z L-glutaminą, 4,5 g/l glukozy i pirogronianem soduFisher ScientificMT10013CVbaza pożywek do hodowli komórkowych dla linii komórkowych MDA-MB-231 i MVT1
Roztwór soli buforowany fosforanami Dulbecco 1xFisher ScientificMT21030CVstosowany do zawieszania komórek nowotworowych do wstrzykiwań
etanol (70% roztwór)OSUstosowany w celu zminimalizowania sierści myszy podczas sekcji; Zachowaj ostrożność - łatwopalny
niebieski barwnik Evan'sMillipore SigmaE2129stosowany w stężeniu 1 % w sterylnym PBS do ćwiczeń z metodą iniekcji do żyły ogonowej; Zachowaj ostrożność - niebezpieczny odczynnik
Fetal Bull Bydlęca SurowicaMillipore SigmaF4135dodatek do pożywek do hodowli komórkowych; stosowany w 10% w
kleszczachFisher Scientific10-270do rozwarstwiania i inflacji tkanki płucnej
Myszy FVB/NJSyngeniczny szczep myszyJackson Laboratory001800
hemacytometru komórek MVT1 (Bright-Line)Millipore SigmaZ359629do stosowania w hodowlach komórkowych w celu uzyskania liczby komórek
strzykawka insulinowa (28 G)Fisher Scientific14-829-1Bdo wstrzykiwań do żył ogonowych (BD 329424)
Komórki MDA-MB-231ATCCludzka linia komórkowa raka piersi
komórki MVT1igły do komórek guza sutka
myszy (26 G)Fisher Scientific14-826-15używane do nadmuchiwania myszy płuca
neutralna buforowana formalina (10%)Fisher Scientific245685stosowany jako utrwalacz tkanek i do nadmuchiwania tkanki płucnej; należy zachować ostrożność - niebezpieczny odczynnik
NOD. Myszy Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG)Laboratorium Jacksona005557utrzymywane przez OSUCCC Walidacja celów Wspólny zasób
Penicylina Streptomycyna 100xThermoFisher15140163dodatek do pożywki do hodowli komórkowych
sterylna gazaFisher ScientificNC9379092do nakładania nacisku na ogon myszy w przypadku wystąpienia krwawienia
strzykawka (5 ml)Fisher Scientific14-955-458używany do nadmuchiwania tkanki płucnej myszy
ograniczający żyły ogonoweBraintree Scientific, Inc.TV-150 STDużywany do krępowania myszy do wstrzykiwań do żył ogonowych
Błękit trypanowy (0,4 %)ThermoFisher15250061stosowany w hodowli komórkowej do oceny żywotności
Trypsyna-EDTA 0,25 %ThermoFisher25200-114stosowany w hodowli komórkowej do oddzielania komórek nowotworowych od płytki
DMEM do, , , ,

Bibliografia

  1. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews: Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  2. Steeg, P. S. Targeting metastasis. Nature Reviews: Cancer. 16 (4), 201-218 (2016).
  3. Gupta, G. P., Massague, J. Cancer metastasis: building a framework. Cell. 127 (4), 679-695 (2006).
  4. Steeg, P. S. Tumor metastasis: mechanistic insights and clinical challenges. Nature Medicine. 12 (8), 895-904 (2006).
  5. Chaffer, C. L., Weinberg, R. A. A perspective on cancer cell metastasis. Science. 331 (6024), 1559-1564 (2011).
  6. Eckhardt, B. L., Francis, P. A., Parker, B. S., Anderson, R. L. Strategies for the discovery and development of therapies for metastatic breast cancer. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (6), 479-497 (2012).
  7. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  8. Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Research. 8 (4), 212(2006).
  9. Schoenenberger, C. A., et al. Targeted c-myc gene expression in mammary glands of transgenic mice induces mammary tumours with constitutive milk protein gene transcription. EMBO Journal. 7 (1), 169-175 (1988).
  10. Nusse, R., Varmus, H. E. Many tumors induced by the mouse mammary tumor virus contain a provirus integrated in the same region of the host genome. Cell. 31 (1), 99-109 (1982).
  11. Muller, W. J., Sinn, E., Pattengale, P. K., Wallace, R., Leder, P. Single-step induction of mammary adenocarcinoma in transgenic mice bearing the activated c-neu oncogene. Cell. 54 (1), 105-115 (1988).
  12. Lin, E. Y., et al. Progression to malignancy in the polyoma middle T oncoprotein mouse breast cancer model provides a reliable model for human diseases. American Journal of Pathology. 163 (5), 2113-2126 (2003).
  13. Green, J. E., et al. The C3(1)/SV40 T-antigen transgenic mouse model of mammary cancer: ductal epithelial cell targeting with multistage progression to carcinoma. Oncogene. 19 (1), 1020-1027 (2000).
  14. Iorns, E., et al. A new mouse model for the study of human breast cancer metastasis. PloS One. 7 (10), 47995(2012).
  15. Kim, I. S., Baek, S. H. Mouse models for breast cancer metastasis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 394 (3), 443-447 (2010).
  16. Mariotto, A. B., Etzioni, R., Hurlbert, M., Penberthy, L., Mayer, M. Estimation of the Number of Women Living with Metastatic Breast Cancer in the United States. Cancer Epidemiology, Biomarkers and Prevention. 26 (6), 809-815 (2017).
  17. Xiao, W., et al. Risk factors and survival outcomes in patients with breast cancer and lung metastasis: a population-based study. Cancer Medicine. 7 (3), 922-930 (2018).
  18. Smid, M., et al. Subtypes of breast cancer show preferential site of relapse. Cancer Research. 68 (9), 3108-3114 (2008).
  19. Kennecke, H., et al. Metastatic behavior of breast cancer subtypes. Journal of Clinical Oncology. 28 (20), 3271-3277 (2010).
  20. Soni, A., et al. Breast cancer subtypes predispose the site of distant metastases. American Journal of Clinical Pathology. 143 (4), 471-478 (2015).
  21. Leone, B. A., et al. Prognostic impact of metastatic pattern in stage IV breast cancer at initial diagnosis. Breast Cancer Research and Treatment. 161 (3), 537-548 (2017).
  22. Pei, X. F., et al. Explant-cell culture of primary mammary tumors from MMTV-c-Myc transgenic mice. In Vitro Cellular and Developmental Biology: Animal. 40 (1-2), 14-21 (2004).
  23. Mathsyaraja, H., et al. CSF1-ETS2-induced microRNA in myeloid cells promote metastatic tumor growth. Oncogene. 34 (28), 3651-3661 (2015).
  24. Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. Mouse models for tumor metastasis. Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).
  25. La Perle, K. M. D. Comparative Pathologists: Ultimate Control Freaks Seeking Validation. Veterinary Pathology. 56 (1), 19-23 (2019).
  26. Blomberg, O. S., Spagnuolo, L., de Visser, K. E. Immune regulation of metastasis: mechanistic insights and therapeutic opportunities. Disease Models & Mechanisms. 11 (10), (2018).
  27. Gonzalez, H., Hagerling, C., Werb, Z. Roles of the immune system in cancer: from tumor initiation to metastatic progression. Genes and Development. 32 (19-20), 1267-1284 (2018).
  28. Borowsky, A. D., et al. Syngeneic mouse mammary carcinoma cell lines: two closely related cell lines with divergent metastatic behavior. Clinical and Experimental Metastasis. 22 (1), 47-59 (2005).
  29. Yang, Y., et al. Immunocompetent mouse allograft models for development of therapies to target breast cancer metastasis. Oncotarget. 8 (19), 30621-30643 (2017).
  30. Resch, M., Neels, T., Tichy, A., Palme, R., Rulicke, T. Impact assessment of tail-vein injection in mice using a modified anaesthesia induction chamber versus a common restrainer without anaesthesia. Laboratory Animals. 53 (2), 190-201 (2019).
  31. Rashid, O. M., et al. Is tail vein injection a relevant breast cancer lung metastasis model. Journal of Thoracic Disease. 5 (4), 385-392 (2013).
  32. Goodale, D., Phay, C., Postenka, C. O., Keeney, M., Allan, A. L. Characterization of tumor cell dissemination patterns in preclinical models of cancer metastasis using flow cytometry and laser scanning cytometry. Cytometry Part A. 75 (4), 344-355 (2009).
  33. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer. Journal of Visualized Experiments. (118), (2016).
  34. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804(2016).
  35. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  36. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  37. Kodack, D. P., Askoxylakis, V., Ferraro, G. B., Fukumura, D., Jain, R. K. Emerging strategies for treating brain metastases from breast cancer. Cancer Cell. 27 (2), 163-175 (2015).
  38. Brown, D. L. Practical Stereology Applications for the Pathologist. Veterinary Pathology. 54 (3), 358-368 (2017).
  39. Aeffner, F., et al. Digital Microscopy, Image Analysis, and Virtual Slide Repository. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 59 (1), 66-79 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells
Posted by JoVE Editors on 12/02/2020. Citeable Link.

An erratum was issued for: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells. The author list was updated.

The author list was updated from:

Katie A. Thies1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

to:

Katie A. Thies1, Sarah Steck1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

Tagi

Oprogramowanie do analizy obrazówobciążenie guzami przerzutowymitkanka barwiona H&Ecyfrowa analiza obrazusegmentacja tkanki płucnejkwantyfikacja przerzutówobrazowanie bioluminescencyjnepatologia weterynaryjna
Analiza patologiczna przerzutów do płuc po bocznym wstrzyknięciu komórek nowotworowych do żyły ogonowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.