Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiar obrzęku mózgu po udarze, strefy zawału i uszkodzenia bariery krew-mózg w jednym zestawie próbek mózgu gryzoni

7.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61309

⸱

23 października 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care, Soroka Medical Center, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 4Department of Physiology, Faculty of Biology, Ecology and Medicine, Dnepropetrovsk State University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje nowatorską technikę pomiaru trzech najważniejszych parametrów niedokrwiennego uszkodzenia mózgu na tym samym zestawie próbek mózgu gryzoni. Wykorzystanie tylko jednej próbki mózgu jest bardzo korzystne pod względem kosztów etycznych i ekonomicznych.

Streszczenie

Jedną z najczęstszych przyczyn zachorowalności i śmiertelności na całym świecie jest udar niedokrwienny. Historycznie rzecz biorąc, model zwierzęcy stosowany do stymulacji udaru niedokrwiennego obejmuje niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO). Strefa zawału, obrzęk mózgu i rozpad bariery krew-mózg (BBB) są mierzone jako parametry, które odzwierciedlają zakres uszkodzenia mózgu po MCAO. Istotnym ograniczeniem tej metody jest to, że pomiary te są zwykle uzyskiwane w różnych próbkach mózgu szczurów, co prowadzi do obciążeń etycznych i finansowych ze względu na dużą liczbę szczurów, które muszą zostać poddane eutanazji w celu uzyskania odpowiedniej wielkości próby. W tym miejscu przedstawiamy metodę dokładnej oceny uszkodzenia mózgu po MCAO poprzez pomiar strefy zawału, obrzęku mózgu i przepuszczalności BBB w tym samym zestawie mózgów szczurów. Ta nowatorska technika zapewnia bardziej efektywny sposób oceny patofizjologii udaru.

Wprowadzenie

Jedną z najczęstszych przyczyn zachorowalności i śmiertelności na świecie jest udar mózgu. Na całym świecie udar niedokrwienny stanowi 68% wszystkich przypadków udaru, podczas gdy w Stanach Zjednoczonych udar niedokrwienny stanowi 87% przypadków udaru1,2. Szacuje się, że obciążenie ekonomiczne związane z udarem sięga 34 miliardów dolarów w Stanach Zjednoczonych2 i 45 miliardów euro w Unii Europejskiej3. Zwierzęce modele udaru mózgu są niezbędne do badania jego patofizjologii, opracowywania nowych metod oceny i proponowania nowych opcji terapeutycznych4.

Udar niedokrwienny występuje z niedrożnością głównej tętnicy mózgowej, zazwyczaj środkowej tętnicy mózgowej lub jednej z jej odgałęzień5. Tak więc modele udaru niedokrwiennego historycznie obejmowały niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO)6,7,8,9,10,11,12. Po MCAO, uraz neurologiczny jest najczęściej oceniany przez pomiar strefy zawału (IZ) przy użyciu metody barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC)13, obrzęk mózgu (BE) przy użyciu suszenia lub obliczania objętości półkuli14,15,16, oraz przepuszczalność bariery krew-mózg (BBB) za pomocą techniki spektrometrii z użyciem barwienia na niebiesko Evansa17,18,19.

Tradycyjna metoda MCAO wykorzystuje osobne zestawy mózgów dla każdego z trzech pomiarów mózgu. W przypadku dużej wielkości próby skutkuje to znaczną liczbą zwierząt poddanych eutanazji, z dodatkowymi względami etycznymi i finansowymi. Alternatywna metoda zmniejszenia tych kosztów polegałaby na pomiarach wszystkich trzech parametrów w jednym zestawie mózgów gryzoni po MCAO.

Poprzednie próby zmierzenia kombinacji parametrów w tej samej próbce mózgu. Równoczesne metody barwienia immunofluorescencyjnego20 oraz inne analizy molekularne i biochemiczne21 zostały opisane po barwieniu TTC w tej samej próbce mózgu. Wcześniej obliczyliśmy objętość półkul mózgowych, aby ocenić obrzęk mózgu i przeprowadziliśmy barwienie TTC, aby obliczyć strefę zawału w tym samym mózgu15.

W obecnym protokole prezentujemy zmodyfikowaną technikę MCAO, która mierzy niedokrwienne uszkodzenie mózgu poprzez określenie przepuszczalności IZ, BE i BBB w tym samym zestawie mózgów gryzoni. IZ mierzy się za pomocą barwienia TTC, BE określa się, obliczając objętość półkuli, a przepuszczalność BBB uzyskuje się metodami spektrometrycznymi19. W tym protokole zastosowaliśmy zmodyfikowany model MCAO, oparty na bezpośrednim wprowadzeniu i unieruchomieniu cewnika monofilamentowego do tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) oraz dalszym blokowaniu przepływu krwi do tętnicy środkowej mózgu (MCA)22. Ta zmodyfikowana metoda wykazuje zmniejszony wskaźnik śmiertelności i zachorowalności w porównaniu z tradycyjną metodą MCAO16,22.

To nowe podejście zapewnia finansowo solidny i etyczny model pomiaru uszkodzeń neurologicznych po MCAO. Taka ocena głównych parametrów niedokrwiennego uszkodzenia mózgu pomoże w kompleksowym zbadaniu jego patofizjologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Poniższe procedury zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami Deklaracji Helsińskiej i Tokijskiej oraz Wytycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych Wspólnoty Europejskiej. Eksperymenty zostały również zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami na Uniwersytecie Ben-Guriona w Negev.

1. Przygotowanie szczurów do procedury eksperymentalnej

  1. Wybrać dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley bez widocznych patologii, o masie ciała od 300 do 350 g każdy.
  2. Utrzymywać wszystkie szczury w temperaturze pokojowej 22 °C, przy 12-godzinnym cyklu światła i ciemności przed eksperymentem.
  3. Zapewnić swobodny dostęp do pożywienia i wody (ad libitum).
  4. Wszystkie procedury przeprowadzać między godziną 6:00 a 14:00.

2. Przygotowanie szczurów do operacji

  1. Zanurz szczury w znieczuleniu przez 30 min za pomocą izofluranu (4% do indukcji i 2% do podtrzymania) oraz 24% tlenu (1,5 L/min).
    1. Sprawdź poziom znieczulenia u szczurów, upewniając się, że nie wykazują one odruchu wycofania łapy.
  2. Wprowadź cewnik 24G do żyły ogonowej.
    UWAGA: Nie stosuje się ogrzewania ogona w celu rozszerzenia naczyń krwionośnych.
    1. Umieść szczury na stole w pozycji grzbietnej. Użyj taśmy medycznej, aby przymocować wszystkie cztery kończyny szczura.
  3. Przed operacją umieść sondę do pomiaru temperatury w odbytnicy szczura.
  4. W trakcie procedury stosuj płytę grzewczą, aby utrzymać temperaturę wewnętrzną ciała na poziomie 37 °C.
  5. W celu ochrony nanieś maść do obu oczu szczura.
  6. Wygole miejsce operacyjne i zdezynfekuj je, nakładając trzykrotnie 10% powidonu jodowego, a następnie 70% alkoholu izopropylowego.

3. Zamknięcie prawej tętnicy środkowej mózgu

UWAGA: MCAO wykonuje się zmodyfikowaną techniką, opisaną wcześniej16,22,23, przy użyciu instrumentów opisanych przez McGarry et al.24 oraz Uluç et al.25.

  1. Za pomocą pęsety chirurgicznej i nożyczek z zakrzywionymi ostrzami przeprowadźy rozcięcie skóry i powięzi powierzchownej w linii środkowej brzusznej szyi.
  2. Zidentyfikuj trójkąt mięśniowy, składający się z ICA, tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i tętnicy szyjnej wspólnej (CCA).
  3. Ostrożnie oddziel prawą CCA i ICA od nerwu błędnego, używając mikropęsety do chirurgii naczyniowej.
  4. Odsłoń prawą CCA oraz ICA. Zablokuj przepływ krwi z CCA do ICA, używając mikroklipsów lub specjalnych staz do chirurgii naczyniowej. Wykonaj nacięcie (około 1 mm) na ICA za pomocą mikronożyczek do chirurgii naczyniowej.
  5. Wprowadź cewnik monofilamentowy (nylon 4-0) bezpośrednio przez ICA, około 18,5-19 mm od punktu rozgałęzienia prawej CCA do kręgu Willisa, aż do napotkania lekkiego oporu, aby zamknąć MCA26.
  6. Podwiąż ICA powyżej rozgałęzienia CCA.
  7. W przypadku grupy kontrolnej (sham), zamiast kroków 3.5 i 3.6, wykonaj wprowadzenie nici nylonowej16,22.
  8. Podaj 5 mL 0,9% chlorku sodu poprzez iniekcję doszpikową.
  9. Zamknij ranę szwem i przenieś szczura do strefy wybudzania.
    UWAGA: Kilka minut po zakończeniu znieczulenia szczur obudzi się i będzie poruszać się samodzielnie po klatce.
  10. W 23 h po MCAO, wstrzyknij 2% błękitu Evansa w soli fizjologicznej (4 mL/kg)23,26 do żyły ogonowej obu grup operowanych za pomocą kaniuli27.
    UWAGA: Substancja ta służy jako znacznik przepuszczalności bariery krew-mózg. Pozostaw do krążenia przez 60 minut.

4. Wyznaczenie strefy zawału

  1. Zmierz IZ w 24 h po MCAO zgodnie z wcześniejszym opisem9,15,18,19,26.
    UWAGA: Szczury, które straciły więcej niż 20% masy ciała lub u których wystąpiły drgawki bądź hemiplegia, są wykluczane z eksperymentu.
  2. Uśmierć szczura, zastępując mieszaninę gazów wdychanych 20% tlenem i 80% dwutlenkiem węgla, aż do momentu ustania spontanicznego oddechu.
  3. Otwórz klatkę piersiową, wykonując cięcie boczne o długości 5-6 cm przez ścianę brzucha pod klatką piersiową za pomocą nożyczek i kleszczyków chirurgicznych.
  4. Wykonaj cięcie przepony wzdłuż całej długości klatki piersiowej za pomocą nożyczek i kleszczyków chirurgicznych.
  5. Ostrożnie odsuwając płuca, przetnij klatkę piersiową aż do obojczyka po stronie prawej i lewej28.
  6. Przeprowadź perfuzję 200 mL soli fizjologicznej przez lewą komorę serca.
  7. Nakłuj lub nacinaj prawy przedsionek serca nożyczkami.
  8. Wykonaj dekapitację za pomocą gilotyny i pobierz tkankę mózgową.
  9. Za pomocą nożyczek irydologicznych przetnij od otworu wielkiego do dystalnej krawędzi tylnej powierzchni czaszki po obu stronach.
  10. Oddziel od mózgu cebulki węchowe oraz połączenia nerwowe wzdłuż brzusznej i grzbietowej powierzchni czaszki.
  11. Wyjmij mózg z głowy.
  12. Przygotuj 6 plastrów mózgu, wykonując poziome przekroje o grubości 2 mm za pomocą niepowlekanej, jednostronnie ostrzonej żyletki ze stali nierdzewnej o grubości .009".
  13. Inkubuj przez 30 min w temperaturze 37 °C w 0,05% TTC.
  14. Umieść tkankę mózgową na szkiełkach mikroskopowych i wykonaj skanowanie optyczne tych 6 plastrów mózgu z rozdzielczością 1600x1600 dpi (przykład znajduje się w Suplemencie 1).
  15. Dodaj filtr niebieski w edytorze zdjęć (np. Adobe Photoshop CS2) korzystając z funkcji Mikser kanałów (Obraz > Regulacje > Mikser kanałów) i zapisz obraz w formacie JPEG.
    UWAGA: Po zastosowaniu filtra niebieskiego obraz będzie widoczny w skali szarości.
  16. Otwórz zapisany obraz w programie ImageJ 1.37v29,30.
    UWAGA: Program komputerowy ten wykorzystuje funkcję progu (threshold) do izolacji i obliczenia pikseli, które są albo czarne, albo białe (patrz Rysunek 1).
  17. Dla każdego z 6 plastrów mózgu na obrazie zaznacz i zapisz każdą półkulę (prawą uszkodzoną ipsilateralną i lewą nieuszkodzoną kontralateralną) jako osobny plik obrazu, korzystając z narzędzia „polygon selection” z menu głównego.
  18. Ustaw wartość odcięcia dla wyznaczenia IZ, korzystając z funkcji auto threshold z menu głównego oprogramowania ImageJ poprzez wybranie Image > Adjust > Threshold, a następnie zmierz liczbę pikseli w każdej półkuli jednego zestawu mózgów.
    UWAGA: W tym kroku w oprogramowaniu ImageJ można zastosować makra (kod znajduje się w Suplemencie 2). Wartość odcięcia jest krytycznym parametrem określającym, które piksele zostaną zamienione na białe, a które na czarne w zależności od odcienia szarości (przykłady znajdują się w Suplemencie 3 i Suplemencie 4). Następnie ImageJ porównuje piksele białe i czarne, aby wyznaczyć IZ. W oparciu o protokół barwienia i ustawienia skanera zastosowaliśmy stałą wartość odcięcia 0,220.
  19. Wykonaj pomiar IZ z korektą o obrzęk tkanki, stosując metodę Ratios of Ipsilateral and Contralateral Cerebral Hemispheres (RICH)13,23 (przykład znajduje się w Suplemencie 5).
    Równanie skorygowanej wielkości zawału; formuła w badaniu neurologicznym; stosunek wielkości półkul.
    UWAGA: Wielkość zawału jest oceniana jako procent półkuli kontralateralnej.

5. Oznaczenie obrzęku mózgu31

UWAGA: Do pomiaru BE32,33 należy użyć programu ImageJ 1.37v.

  1. Zmierz BE 24 h po MCAO. Do obliczenia BE wykorzystaj dane dotyczące objętości lewej i prawej półkuli (w jednostkach).
  2. Wykonaj skanowanie optyczne z rozdzielczością 1600x1600 dpi (przykład znajduje się w Suplemencie 1).
  3. Wybierz półkule mózgu i ustaw próg wyznaczania BE w programie ImageJ 1.37v, zgodnie z opisem w sekcjach 4.17-4.19 powyżej.
  4. Wyraź powierzchnię BE jako procent standardowych powierzchni nieobjętej zmianami półkuli przeciwległej, obliczony metodą RICH przy użyciu następującego równania (przykład w Suplemencie 5)23,34.
    wzór na zakres obrzęku mózgu, stosunek objętości półkul mózgu, wyrażenie matematyczne
    UWAGA: Zakres BE jest oceniany jako procent półkuli przeciwległej.

6. Określenie stopnia przerwania BHE

  1. Oceń stopień uszkodzenia bariery krew-mózg (BBB) 24 h po MCAO.
  2. Podziel prawą i lewą półkulę na sześć plastrów i umieść każdy z nich w probówce do mikrocentryfugi.
  3. Zhomogenizuj każdy plaster tkanki mózgowej w kwasie trichloroctowym, przyjmując proporcję 1 g tkanki mózgowej na 4 mL 50% kwasu trichloroctowego.
  4. Wiruj przy 10,000 x g przez 20 min.
  5. Rozcieńcz nadsącz w stosunku 1:3 za pomocą 96% etanolu.
  6. Wykonaj spektrofotometrię luminescencyjną, korzystając z oprogramowania spektrofotometrycznego: zainstaluj płytkę i dokonaj odczytu próbek przy użyciu następujących parametrów: długość fali wzbudzenia fluorescencji 620 nm (szerokość pasma 10 nm) i długość fali emisji 680 nm (szerokość pasma 10 nm)23,35 ; Mod top; Number Flesh 25; Manual 100; Shaking 1 sec, 1 mm.
    UWAGA: Należy zastosować długość fali wzbudzenia 620 nm (szerokość pasma 10 nm) oraz długość fali emisji 680 nm (szerokość pasma 10 nm).23,35

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomiar strefy zawału

Test t dla prób niezależnych wykazał, że u 19 szczurów, którym przeprowadzono trwałe MCAO, odnotowano istotny wzrost objętości zawału mózgu w porównaniu z 16 szczurami z grupy operacji pozorowanej (MCAO=7.49% ± 3.57 vs. Sham = 0.31% ± 1.9, t(28.49) = 7.56, p < 0.01 (patrz Rysunek 2A)). Dane przedstawiono jako średni procent objętości przeciwległej półkuli ± SD.

Pomiar ob...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Głównym celem niniejszego protokołu było wykazanie spójnych pomiarów trzech głównych parametrów uszkodzenia niedokrwiennego: przepuszczalności IZ, BE i BBB. Dotychczasowe badania w tej dziedzinie wykazały możliwość wykonania jednego lub dwóch z tych parametrów razem w tej samej próbie. Oprócz redukcji kosztów, jaką oferuje ta trzyczęściowa metoda, zapewnia ona również bardziej pożądany model bioetyczny, który ogranicza liczbę zwierząt, które muszą być operowane, a następnie poddawane eutanazji. Podobnie jak we wszystkich...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Marynie Kuscheriawie, Maksymowi Krywonosovowi, Darynie Yakumenko i Evgenii Goncharyk z Wydziału Fizjologii Wydziału Biologii, Ekologii i Medycyny im. Olesa Honczara, Uniwersytetu Dniepr, Dniepr, Ukraina za ich wsparcie i pomocny wkład w nasze dyskusje. Uzyskane dane są częścią pracy doktorskiej Rusłana Kutsa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2 ml StrzykawkaBraun4606027V
2% chlorheksydyna w 70% roztworze alkoholuSigma-Aldrich500 ccZapewnia ogólną antyseptykę skóry w polu operacyjnym
Igła 27 G ze strzykawkąBraun305620
3-0 Nici jedwabneHenry Schein1007842
4-0 Szew nylonowy4-00
Mózg & Matryce tkankoweSigma-Aldrich15013
Kaniula Venflon 22 GKD-FIX
Wirówka Sigma 2-16PSigma-AldrichSigma 2-16P
Kompaktowe wagi analityczneSigma-AldrichHR-AZ/HR-A
Cyfrowa wagaSigma-AldrichRs 4,000
NożyczkipreparacyjnePipeta Sigma-AldrichZ265969
Eppendorf RurkaSigma-AldrichZ683884
Probówka EppendorfSigma-AldrichEP0030119460
Detektor fluorescencjiTecan, Mä nnedorf SzwajcariaModel: Czytnik wielomodowy Infinite 200 PROOpcjonalnie.
Detektor fluorescencyjnyMolecular Devices LLCVWR kat. # 10822 512 SpectraMax Paradigm Multi Mode Microplate Reader Instrument bazowyOpcjonalnie.
Gąbki z gazyFisher22-362-178
Grzałka z termometremHeatpad-1Model: HEATPAD-1/2
Mikroklipsy hemostatyczneSigma-Aldrich
Horizon-XLMennen Medical Ltd
Mankiet infuzyjnyABNIC-500
MikrokleszczeSigma-Aldrich
MikronożyczkiSigma-Aldrich
MultisetTeva Medical998702
Mikroskop Olympus BX 40Olympus
Kleszcze operacyjneSigma-Aldrich
Nożyczki operacyjneSigma-Aldrich
Skaner optycznyCanonCano Scan 4200FRozdzielczość 3200 x 6400 dpi
szalki PetriegoSigma-AldrichP5606
Purina ChowPurina5001Karma laboratoryjna dla gryzoni podawana szczurom, myszom i chomikom to żywienie cyklu życia, które jest stosowane w badaniach biomedycznych od ponad 5 dekad. Podawany szczurom ad libitum w tym doświadczeniu.
Klatki dla szczurówTechniplast2000PKonwencjonalne pomieszczenie dla gryzoni. Przez cały czas trwania eksperymentu do trzymania szczurów używano klatek
Ostrza skalpela #11Sigma-AldrichS2771
Software
Adobe Photoshop CS2 dla WindowsAdobe
ImageJ 1.37vNIHKod źródłowy jest ogólnodostępny. Autor, Wayne Rasband (wayne@codon.nih.gov), pracuje w Oddziale Usług Badawczych, Narodowy Instytut Zdrowia Psychicznego, Bethesda, Maryland, USA
SPSS Statistics 22IBM
Office 365 ProPlusMicrosoft-MicrosoftOffice Excel
Windows 10Microsoft
Reagents
Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazoluSigma-Aldrich298-96-4
50% kwas trichlorooctowySigma-Aldrich76-03-9
Etanol 96 %RomicalCiecz łatwopalna
Evans niebieska 2%Sigma-Aldrich314-13-6
Izofluran, USP 100%Piramamal Critical Care, IncNDC 66794-017
183603985447

Bibliografia

  1. Krishnamurthi, R. V., et al. Global and regional burden of first-ever ischaemic and haemorrhagic stroke during 1990-2010: findings from the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet Global Health. 1, 259-281 (2013).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135, 146(2017).
  3. Wilkins, E., et al. European cardiovascular disease statistics 2017. , (2017).
  4. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
  5. Lloyd-Jones, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2009 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 119, 480-486 (2009).
  6. Shigeno, T., McCulloch, J., Graham, D. I., Mendelow, A. D., Teasdale, G. M. Pure cortical ischemia versus striatal ischemia. Circulatory, metabolic, and neuropathologic consequences. Surgical Neurology. 24, 47-51 (1985).
  7. Albanese, V., Tommasino, C., Spadaro, A., Tomasello, F. A transbasisphenoidal approach for selective occlusion of the middle cerebral artery in rats. Experientia. 36, 1302-1304 (1980).
  8. Hudgins, W. R., Garcia, J. H. Transorbital approach to the middle cerebral artery of the squirrel monkey: a technique for experimental cerebral infarction applicable to ultrastructural studies. Stroke. 1, 107-111 (1970).
  9. Waltz, A. G., Sundt, T. M., Owen, C. A. Effect of middle cerebral artery occlusion on cortical blood flow in animals. Neurology. 16, 1185-1190 (1966).
  10. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 1, 53-60 (1981).
  11. Aspey, B. S., Cohen, S., Patel, Y., Terruli, M., Harrison, M. J. Middle cerebral artery occlusion in the rat: consistent protocol for a model of stroke. Neuropathology and Applied Neurobiology. 24, 487-497 (1998).
  12. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20, 84-91 (1989).
  13. O'Brien, M. D., Jordan, M. M., Waltz, A. G. Ischemic cerebral edema and the blood-brain barrier. Distributions of pertechnetate, albumin, sodium, and antipyrine in brains of cats after occlusion of the middle cerebral artery. Archives of Neurology. 30, 461-465 (1974).
  14. Chen, C. H., Toung, T. J., Sapirstein, A., Bhardwaj, A. Effect of duration of osmotherapy on blood-brain barrier disruption and regional cerebral edema after experimental stroke. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26, 951-958 (2006).
  15. Boyko, M., et al. Establishment of Novel Technical Methods for Evaluating Brain Edema and Lesion Volume in Stroked Rats: a Standardization of Measurement Procedures. Brain Research. , (2019).
  16. Boyko, M., et al. An experimental model of focal ischemia using an internal carotid artery approach. Journal of Neuroscience Methods. 193, 246-253 (2010).
  17. Sifat, A. E., Vaidya, B., Abbruscato, T. J. Blood-Brain Barrier Protection as a Therapeutic Strategy for Acute Ischemic Stroke. AAPS Journal. 19, 957-972 (2017).
  18. Jiang, X., et al. Blood-brain barrier dysfunction and recovery after ischemic stroke. Progress in Neurobiology. 163-164, 144-171 (2018).
  19. Belayev, L., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Quantitative evaluation of blood-brain barrier permeability following middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Research. 739, 88-96 (1996).
  20. Li, L., Yu, Q., Liang, W. Use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride-stained brain tissues for immunofluorescence analyses after focal cerebral ischemia in rats. Pathology - Research and Practice. 214, 174-179 (2018).
  21. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. Journal of Neuroscience Methods. 187, 84-89 (2010).
  22. Kuts, R., et al. A middle cerebral artery occlusion technique for inducing post-stroke depression in rats. Journal of Visualized Experiments. , e58875(2019).
  23. Kuts, R., et al. A Novel Method for Assessing Cerebral Edema, Infarcted Zone and Blood-Brain Barrier Breakdown in a Single Post-stroke Rodent Brain. Frontiers in Neuroscience. 13, 1105(2019).
  24. McGarry, B. L., Jokivarsi, K. T., Knight, M. J., Grohn, O. H. J., Kauppinen, R. A. A Magnetic Resonance Imaging Protocol for Stroke Onset Time Estimation in Permanent Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. , e55277(2017).
  25. Uluc, K., Miranpuri, A., Kujoth, G. C., Akture, E., Baskaya, M. K. Focal cerebral ischemia model by endovascular suture occlusion of the middle cerebral artery in the rat. Journal of Visualized Experiments. , e1978(2011).
  26. Boyko, M., et al. The effect of blood glutamate scavengers oxaloacetate and pyruvate on neurological outcome in a rat model of subarachnoid hemorrhage. Neurotherapeutics. 9, 649-657 (2012).
  27. Kuts, R., et al. A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats. Journal of Visualized Experiments. , e58875(2019).
  28. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. , e3564(2012).
  29. Poinsatte, K., et al. Quantification of neurovascular protection following repetitive hypoxic preconditioning and transient middle cerebral artery occlusion in mice. Journal of Visualized Experiments. , e52675(2015).
  30. Rasband, W. S. ImageJ, U. S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from: https://imagej.nih.gov/ij (2018).
  31. Boyko, M., et al. Pyruvate's blood glutamate scavenging activity contributes to the spectrum of its neuroprotective mechanisms in a rat model of stroke. European Journal of Neuroscience. 34, 1432-1441 (2011).
  32. Collins, T. J. ImageJ for microscopy. Biotechniques. 43, 25-30 (2007).
  33. Rasband, W. S. ImageJ, U. S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from: https://imagej.nih.gov/ij (1997).
  34. Kaplan, B., et al. Temporal thresholds for neocortical infarction in rats subjected to reversible focal cerebral ischemia. Stroke. 22, 1032-1039 (1991).
  35. Kumai, Y., et al. Postischemic gene transfer of soluble Flt-1 protects against brain ischemia with marked attenuation of blood-brain barrier permeability. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 27, 1152-1160 (2007).
  36. Schuleri, K. H., et al. Characterization of peri-infarct zone heterogeneity by contrast-enhanced multidetector computed tomography: a comparison with magnetic resonance imaging. Journal of the American College of Cardiology. 53, 1699-1707 (2009).
  37. Singh, A., Kukreti, R., Saso, L., Kukreti, S. Oxidative Stress: A Key Modulator in Neurodegenerative Diseases. Molecules. 24, (2019).
  38. Di Napoli, M. Caplan's Stroke: A Clinical Approach. Journal of the American Medical Association. 302, 2600-2601 (2009).
  39. Deb, P., Sharma, S., Hassan, K. M. Pathophysiologic mechanisms of acute ischemic stroke: An overview with emphasis on therapeutic significance beyond thrombolysis. Pathophysiology. 17, 197-218 (2010).
  40. Simard, J. M., Kent, T. A., Chen, M., Tarasov, K. V., Gerzanich, V. Brain oedema in focal ischaemia: molecular pathophysiology and theoretical implications. Lancet Neurology. 6, 258-268 (2007).
  41. Klatzo, I. Pathophysiological aspects of brain edema. Acta Neuropathology. 72, 236-239 (1987).
  42. Yang, Y., Rosenberg, G. A. Blood-brain barrier breakdown in acute and chronic cerebrovascular disease. Stroke. 42, 3323-3328 (2011).
  43. Lin, T. N., He, Y. Y., Wu, G., Khan, M., Hsu, C. Y. Effect of brain edema on infarct volume in a focal cerebral ischemia model in rats. Stroke. 24, 117-121 (1993).
  44. Liu, C., et al. Increased blood-brain barrier permeability in contralateral hemisphere predicts worse outcome in acute ischemic stroke after reperfusion therapy. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10, 937-941 (2018).
  45. Boyko, M., et al. Establishment of novel technical methods for evaluating brain edema and lesion volume in stroked rats: A standardization of measurement procedures. Brain Research. 1718, 12-21 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zamknięcie środkowej tętnicy mózgowejpomiar strefy zawałuanaliza obrzęku mózgubarwienie TTCanaliza w programie ImageJhomogenizacja kwasem trichlorooctowymspektrofotometria luminescencyjnamodel udaru niedokrwiennego
Pomiar obrzęku mózgu po udarze, strefy zawału i uszkodzenia bariery krew-mózg w jednym zestawie próbek mózgu gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.