Artykuł metodologiczny

Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni

6.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61311

⸱

9 lipca 2020

 ,  ,  ,  , 
1Pre-Clinical Research and Development, Kent Scientific Corporation, 2Weldon School of Biomedical Engineering, Purdue University, 3Marketing Research and Development, Kent Scientific Corporation

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół bezpiecznego i skutecznego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie ze zintegrowanym respiratorem i modułami monitorowania fizjologicznego.

Streszczenie

Cyfrowe waporyzatory o niskim przepływie zwykle wykorzystują pompę strzykawkową do bezpośredniego podawania lotnych środków znieczulających do strumienia gazu nośnego. Zgodnie z zaleceniami dotyczącymi dobrostanu zwierząt, zwierzęta są ogrzewane i monitorowane podczas zabiegów wymagających znieczulenia. Powszechny sprzęt do anestezjologii i monitorowania fizjologicznego obejmuje zbiorniki gazu, parowniki i stojaki anestezjologiczne, kontrolery i podkładki grzewcze, respiratory mechaniczne i pulsoksymetry. Komputer jest również niezbędny do zbierania danych i uruchamiania oprogramowania sprzętowego. W mniejszych przestrzeniach lub podczas wykonywania prac terenowych skonfigurowanie całego tego sprzętu w ograniczonej przestrzeni może być trudne.

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie najlepszych praktyk korzystania z cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie, wykorzystującego zarówno sprężony tlen, jak i powietrze w pomieszczeniu, wraz ze zintegrowanym wentylatorem mechanicznym, pulsoksymetrem i ogrzewaniem dalekiej podczerwieni jako kompleksowego zestawu do znieczulenia i monitorowania fizjologicznego, idealnego dla gryzoni.

Wprowadzenie

Badania z udziałem modeli zwierzęcych często wymagają specjalistycznego sprzętu do zbierania danych. Istnieją dwa popularne rodzaje waporyzatorów anestezjologicznych powszechnie stosowanych w chirurgii małych zwierząt. Tradycyjne waporyzatory anestezjologiczne opierają się na pasywnym odparowywaniu lotnych środków znieczulających w oparciu o ciśnienie atmosferyczne i przepływ gazu1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Są zaprojektowane do pracy z natężeniami przepływu od 0,5 l/min do 10 l/min, co czyni je idealnymi dla dużych modeli zwierzęcych11.

Niedawno pokazaliśmy efekty działania cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie w porównaniu z tradycyjnym waporyzatorem12,13. Cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie może być używany do utrzymywania zwierzęcia na stożku nosowym przy bardzo niskich natężeniach przepływu 1,5-2,2 razy większej niż objętość zwierzęcia na minutę14,15,16.

Istnieje wiele korzyści z korzystania z cyfrowego systemu znieczulenia. Zawiera wbudowaną pompę, która zasysa powietrze z otoczenia, które jest używane jako gaz nośny. Dzięki temu użytkownik może podać znieczulenie bez użycia sprężonego gazu. Ostatnie badania17,18 sugerują, że użycie powietrza zamiast tlenu jako gazu nośnego może być korzystne dla wielu procedur.

Monitorowanie fizjologiczne i funkcje ogrzewania mogą być również zainstalowane w cyfrowym systemie znieczulenia o niskim przepływie. W większości instytucji ocieplanie zwierząt i monitorowanie fizjologiczne są wymagane przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt19,20,21,22. Badania porównujące fizjologiczne działanie środków znieczulających wykazały drastyczne obniżenie temperatury ciała, funkcji serca i funkcji oddechowych23,24,25. Często wymagane jest umieszczenie zwierzęcia na podkładce rozgrzewającej w celu monitorowania i utrzymywania normalnej temperatury ciała. Dostępnych jest wiele metod ogrzewania zwierząt, takich jak podgrzewacze ciepłej wody, elektryczne poduszki grzewcze i lampy grzewcze, ale każda z nich ma istotne wady. W badaniach porównujących różne metody ocieplania zwierząt, stwierdzono, że ocieplenie dalekiej podczerwieni jest najbardziej korzystne26. Waporyzator cyfrowy posiada wbudowane homeotermiczne ogrzewanie dalekiej podczerwieni w celu utrzymania określonej temperatury ciała zwierzęcia. Eliminuje to potrzebę stosowania dodatkowych kontrolerów podkładek grzewczych.

Oprócz monitorowania temperatury ciała, pulsoksymetria jest popularną metodą monitorowania tętna zwierzęcia i nasycenia tlenem. Ta nieinwazyjna metoda jest prosta, dokładna i zapewnia ogólną ocenę zdolności zwierzęcia do regulowania poziomu natlenienia krwi. Czujnik łapy do pulsoksymetrii można podłączyć do systemu anestezjologicznego, jak to już wcześniej pokazaliśmy2.

Wentylacja mechaniczna jest często wymagana, gdy zwierzę jest poddawane dłuższemu znieczuleniu, lub gdy wzorzec oddychania zwierzęcia musi być kontrolowany. Cyfrowy waporyzator o niskim przepływie ma możliwość dostarczania kontrolowanych oddechów z kontrolą ciśnienia lub objętości. Zintegrowany wentylator eliminuje potrzebę stosowania zewnętrznego wentylatora i nadmierne wymagania dotyczące konfiguracji przewodów.

Ponieważ wszystkie te popularne monitory i funkcje są połączone w jeden sprzęt, konfiguracja przewodów jest znacznie uproszczona. Celem tego protokołu jest zademonstrowanie konfiguracji i użytkowania cyfrowego systemu anestezjologicznego typu "wszystko w jednym".

Protokół

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Purdue.

1. Konfiguracja waporyzatora o niskim przepływie

  1. Podawanie izofluranu lub sewofluranu
    1. Wybierz źródło gazu nośnego. Aby skorzystać z wewnętrznej pompy powietrza, zdejmij czerwoną zaślepkę z portu wlotowego z tyłu systemu, umożliwiając systemowi zasysanie powietrza z pomieszczenia. Aby użyć sprężonego gazu, użyj regulatora ciśnienia lub reduktora ciśnienia ustawionego na 15 PSI i podłącz do portu sprężonego gazu z tyłu systemu.
    2. Podłącz pojemnik na węgiel drzewny do portu wylotowego.
    3. Podłącz złącze akcesoriów do portów wdechu i wydechu z przodu systemu. Połącz komorę indukcyjną z gałęziami za pomocą niebieskich klipsów, a stożek nosowy z gałęziami za pomocą białych klipsów (Rysunek 1).
  2. Do wentylacji mechanicznej
    1. Podłącz rurkę złącza intubacyjnego do żółtych zacisków oznaczonych kodem (Rysunek 2).
    2. Skalibruj respirator, wykonując kalibrację martwej przestrzeni. Na ekranie Vent Run (Uruchamianie odpowietrznika) dotknij opcji Setup (Konfiguracja), a następnie Calib & Tests (Calib i testy). Wybierz Deadspace Calibration (Kalibracja martwej przestrzeni) i naciśnij przycisk Dial B.
  3. Do pulsoksymetrii
    1. Podłącz czujnik do portu z tyłu systemu, oznaczonego jako MouseSTAT.
  4. Do ocieplenia
    1. Podłącz podkładkę grzewczą do portu "Pad Power" z przodu systemu.
    2. Podłącz jeden czujnik do portu "Body Sensor", a drugi do portu "Pad Sensor". Przymocuj czujnik podkładki do podkładki grzewczej.

2. Konfiguracja ustawień

  1. Do znieczulenia
    1. Włącz system znieczulający. Na ekranie Anest Run dotknij opcji Konfiguruj.
    2. Wybierz środek znieczulający. Dotknij opcji Wpisz Anest, a następnie obróć pokrętło B, aby wybrać Isoflurane lub Sevoflurane.
    3. Ustawić rozmiar strzykawki. Dotknij opcji Rozmiar strzykawki, a następnie obróć pokrętło B, aby wybrać rozmiar.
    4. Dotknij przycisku Wstecz, aby powrócić do ekranu Anest Run.
    5. Za pomocą adaptera do butelki napełnić strzykawkę środkiem znieczulającym.
    6. Podłączyć strzykawkę do systemu znieczulającego. Dotknij opcji Usuń, aby w razie potrzeby przesunąć blok popychacza do tyłu.
    7. Zalać strzykawkę. Dotknij i przytrzymaj Prime, aby przesunąć blok popychacza do przodu, aż blok popychacza dotknie górnej części tłoka strzykawki. Obracanie B przy przytrzymaniu przycisku Prime reguluje prędkość bloku popychacza.
  2. Do wentylacji mechanicznej
    1. Dotknij karty Vent Run Screen (Ekran uruchamiania odpowietrznika), a następnie opcji Setup (Konfiguracja).
    2. Dotknij opcji Masa ciała i wprowadź wagę zwierzęcia.
    3. Dotknij opcji Priorytet, aby wybrać wentylację sterowaną objętością lub ciśnieniem. Ustawienie masy ciała automatycznie ustawia odpowiednią częstość oddechów i objętość oddechową.
  3. Do pulsoksymetrii
    1. Dotknij karty Oxi Run Screen, a następnie Ustawienia.
    2. Dotknij HR i obróć pokrętło B, aby ustawić minimalny dozwolony odczyt tętna. Dostępne są ustawienia wstępne.
  4. Do ocieplenia
    1. Na ekranie Warm Run (Ciepły przebieg) dotknij opcji Setup (Konfiguracja). Wybierz metodę ogrzewania i ustawienie temperatury docelowej.

3. Rozpocznij podawanie znieczulenia

  1. Znieczulenie myszy
    1. Na ekranie Anest Run dotknij opcji Start Induction (Rozpocznij indukcję), aby rozpocząć przepływ powietrza. Domyślne natężenie przepływu indukcji wynosi 500 ml/min. Przekręcanie pokrętła A dostosowuje natężenie przepływu w razie potrzeby.
    2. Umieść mysz w komorze indukcyjnej, szczelnie zamykając pokrywę. Ustaw pokrętło stężenia środka znieczulającego na 3% dla izofluranu.
    3. Monitoruj, aż mysz osiągnie pożądaną płaszczyznę znieczulenia, określoną przez zmniejszenie częstości oddechów i utratę odruchu prostowania, gdy komora jest przechylona. W razie potrzeby wyreguluj pokrętło stężenia środka znieczulającego.
    4. Gdy zwierzę utraci odruch prostowania i zostanie odpowiednio znieczulone, dotknij opcji Zatrzymaj indukcję.
    5. W razie potrzeby dotknij komory spłukiwania, aby opróżnić komorę z resztkowego gazu znieczulającego.
    6. Otwórz zaciski prowadzące do stożka nosowego i zamknij zaciski prowadzące do komory.
    7. Dotknij opcji Start Nose Cone (Rozpocznij stożek nosowy). Ustawienie masy ciała określa natężenie przepływu stożka nosowego, chociaż można je regulować ręcznie, obracając pokrętło A.
    8. Natychmiast dopasuj stożek nosowy i wyśrodkuj zwierzę na podkładce grzewczej na podczerwień.
    9. Włóż czujnik zwierząt jako sondę doodbytniczą.

4. Rozpocznij wentylację mechaniczną

  1. Zaintubuj zwierzę.
    1. Przenieś zwierzę do etapu intubacji, utrzymując zwierzę w stanie znieczulenia.
    2. Zawiesić zwierzę na górnych siekaczach za pomocą nici przymocowanej do pionowego etapu intubacji (ryc. 3).
    3. Delikatnie przesuń język zwierzęcia na bok i uwidocznij tchawicę za pomocą świateł dołączonych do zestawu do intubacji.
    4. Ostrożnie włóż rurkę dotchawiczą i sprawdź prawidłowe umieszczenie, podłączając mały pęcherz powietrzny do rurki i sprawdzając, czy płuca się napełniają.
  2. Podłącz rurkę dotchawiczą do rurki wentylacyjnej.
  3. Dotknij opcji Zatrzymaj stożek nosowy, a następnie dotknij opcji Uruchom wentylator.
    UWAGA: Ustawienie masy ciała automatycznie określa prawidłowe tempo oddychania i objętość oddechową. Aby przeprowadzić wentylację sterowaną ciśnieniem, należy ustawić docelowe ciśnienie wdechowe w zakresie 15-18 cm H2O. W razie potrzeby należy dostosować ustawienia respiratora zgodnie z protokołami chirurgicznymi.

5. Rozpocznij monitorowanie fizjologiczne

  1. Umieść czujnik nad tylną łapą zwierzęcia (Rysunek 4). Pulsoksymetr automatycznie rozpocznie odczyt HR i SpO2. Dotknij karty Oxi Run Screen Tab, aby view dane pulsoksymetrii.

Wyniki

Do badania wykorzystano dziesięciotygodniowe samce myszy typu dzikiego C57Bl6j o masie 25,41 ± 0,8 g. Myszy znieczulono i utrzymywano przy użyciu maski nosowej lub intubowano i podłączono do zintegrowanego respiratora mechanicznego z użyciem 1,5-2,5% izofluranu, monitorując jednocześnie częstotliwość akcji serca oraz saturację tlenem. Zwierzęta kwaterowano grupowo w klatkach do mikroizolacji, zapewniając im swobodny dostęp do standardowej karmy dla gryzoni oraz wody z poidełek.

Częstość akcji serca oraz SpO2 monitorowano podczas utrzymywania zwierząt przy życiu za pomocą pulsoksymetrii (Rycina 5, Rycina 6 oraz Rycina 7). Temperaturę ciała utrzymywano na poziomie 36,5-37,5 °C przy użyciu podgrzewania na podkładce na podczerwień oraz lampy grzewczej. Zwierzęta wentylowane otrzymywały ciągłą dawkę izofluranu podczas procedury intubacji za pomocą statywu do intubacji z zintegrowanym stożkiem nosowym. Każda mysz była skutecznie wentylowana lub utrzymywana na stożku nosowym przy niskich przepływach powietrza pokojowego (RA) lub tlenu (O2) nieprzekraczających 141 mL/min przez 15 minut. Częstość akcji serca oraz wysycenie krwi tlenem u zwierząt pozostały stabilne, przy niewielu istotnych zmianach w obu pomiarach we wszystkich grupach. SpO2 utrzymało się w przedziale 82-99% dla wszystkich grup, natomiast temperaturę ciała utrzymano w przedziale 36,5-37,5 °C. Zaobserwowano, że zarówno położenie pulsoksymetru, jak i temperatura ciała wpływały na pomiary SpO2. W przypadku stwierdzenia błędnego odczytu z pulsoksymetru korygowano umiejscowienie czujnika oraz poziom ogrzewania, aby utrzymać stabilną temperaturę głęboką ciała.

W celu określenia istotności danych przedstawionych na Rysunku 5, Rysunku 6 oraz Rysunku 7 przeprowadzono dwuczynnikową analizę wariancji (ANOVA) z korektą Bonferroniego. Wartość p mniejsza niż 0,05 uznano za istotną.

figure-results-1
Rycina 1: Schemat układu drenów do indukcji znieczulenia i utrzymania maski nosowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-2
Rycina 2: Schemat układu drenów do indukcji znieczulenia, intubacji i wentylacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Myszy otrzymywały ciągłą podaż izofluranu podczas procedury intubacji za pomocą statywu do intubacji z zintegrowanym stożkiem nosowym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Umiejscowienie zintegrowanego czujnika pulsoksymetru na tylnej łapie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rycina 5: Średnia częstość akcji serca w ciągu 15 minut ± SD przy podawaniu powietrza pokojowego (RA) lub 100% tlenu (O2) przez stożek nosowy lub wentylację przez rurkę tchawiczą (n=5/grupa). Nie zaobserwowano istotnych różnic między grupami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić rycinię w większym rozmiarze.

figure-results-6
Rysunek 6: Wartości tętna (bpm) zarejestrowane po wstępnej indukcji znieczulenia z zastosowaniem systemu znieczulenia niskoprzepływowego. Średnie wartości tętna obliczone z 30-sekundowych odstępów czasu w ciągu 15 minut. Każdy punkt danych reprezentuje średnią ± SD dla wszystkich zwierząt w każdej grupie (n=5). W żadnej z grup nie zaobserwowano istotnych zmian tętna w ciągu 15 minut. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rycina 7: Poziomy wysycenia tkanek tlenem (%) po wstępnej indukcji znieczulenia przy użyciu systemu znieczulenia niskoprzepływowego. Średnie wartości SpO2 obliczone z 30-sekundowych odstępów czasu w okresie 15 minut. Każdy punkt danych reprezentuje średnią ± SD dla wszystkich zwierząt w każdej grupie (n=5). W żadnej z grup nie zaobserwowano istotnych zmian SpO2 w ciągu 15 minut. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Ten cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie integruje systemy anestezjologii, wentylacji, ogrzewania i monitorowania fizjologicznego w jednym urządzeniu. Dodatkowo system zawiera wewnętrzną pompę, dzięki czemu może zasysać powietrze z otoczenia do wykorzystania jako gaz nośny, eliminując potrzebę korzystania ze źródła sprężonego gazu.

W tej procedurze system jest używany jako jedyny element wyposażenia zastępujący parownik znieczulający, wentylator mechaniczny, pulsoksymetr i podkładkę rozgrzewającą. Wcześniej zademonstrowaliśmy podawanie środka znieczulającego przy natężeniu przepływu 100 ml / min2 . Ustawienia natężenia przepływu mają kluczowe znaczenie dla tej techniki podawania środka znieczulającego, ponieważ natężenie przepływu bezpośrednio kontroluje objętość użytego płynnego środka znieczulającego. Wcześniej pokazaliśmy również, w jaki sposób przy niskich natężeniach przepływu można zaoszczędzić płyn znieczulający 1,2. Gdy tradycyjny waporyzator jest podłączony do wentylatora mechanicznego, parownik musi pracować w sposób ciągły, podczas gdy wentylator wpuszcza próbki ze strumienia gazu. W przypadku parownika cyfrowego ze zintegrowanym wentylatorem, tylko gaz niezbędny do wentylacji jest odprowadzany przez wentylator. Zmniejsza to koszty związane z płynem znieczulającym, gazami nośnymi i filtrami węglowymi.

Chociaż korzystanie z waporyzatora cyfrowego o niskim przepływie ma wiele zalet, istnieją również ograniczenia. System ten jest przeznaczony do pracy przy niskich natężeniach przepływu, idealnych dla gryzoni i innych małych ssaków, ale nie dostarcza znieczulenia powyżej natężenia przepływu 1000 ml / min. Ten konkretny system jest zatem odpowiedni tylko dla małych gatunków zwierząt. Zintegrowany pulsoksymetr zawiera czujnik przeznaczony wyłącznie do użytku na łapach. Czujnik nie jest zalecany do stosowania na ogonie, co może stanowić ograniczenie w przypadku niektórych zabiegów chirurgicznych. Ponadto, chociaż częstość oddechów może być monitorowana za pomocą tego systemu za pomocą czujnika łapy, uzyskanie spójnych zapisów oddechowych przez dłuższy czas może być trudne. Wreszcie, w przeciwieństwie do tradycyjnego waporyzatora, ten cyfrowy system wymaga energii elektrycznej. Baterie są dostępne do użytku w przypadkach, gdy energia elektryczna jest niedostępna lub w przypadku przerwy w dostawie prądu i mogą zasilać system przez kilka godzin użytkowania.

Ta konfiguracja i protokół demonstrują bezpieczne i skuteczne wykorzystanie cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie ze zintegrowanym respiratorem i modułami monitorowania fizjologicznego. Ta konfiguracja będzie przydatna we wszystkich laboratoriach z ograniczoną przestrzenią stołową lub tam, gdzie nie jest możliwe umieszczenie wielu elementów sprzętu i rurek w pobliżu pola operacyjnego. System typu "wszystko w jednym" ma wiele zalet, w tym eliminację zbiorników ze sprężonym gazem i oddzielnych urządzeń do monitorowania fizjologicznego. Ogólnie rzecz biorąc, ten zintegrowany system może być rozważany przez grupy, w których korzystanie z tradycyjnego waporyzatora nie jest idealne.

Oświadczenia

Projekt ten został wsparty sprzętem i funduszami przez Kent Scientific Corporation. Autorzy, Krista Bigiarelli i Dave FitzMiller, są pracownikami firmy Kent Scientific Corporation, która produkuje sprzęt używany w tym artykule. Publikacja tego artykułu w otwartym dostępie jest sponsorowana przez Kent Scientific Corporation.

Podziękowania

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zestaw do intubacjiKent Scientific CorporationETM-MSEZawiera etap intubacji, rurkę intubacyjną, światło LED
Izofluran Płynna inhalacja 99,9%Henry Schein, Inc.1182097Szklana butelka 250 ml
Pulsoksymetr MouseSTATScientific CorporationSS-03SomnoSuite
Indiana Oxygen Company23-160246Klasa medyczna O2
Automatyczny wentylator 99% RoVentKent Scientific CorporationSS-04zintegrowany z SomnoSuite
SomnoSuite Low Flow Digital System anestezjologicznyKent Scientific CorporationSS-01Zawiera homeotermiczny regulator ogrzewania RightTemp, podkładkę i czujniki temperatury
Zestaw startowy myszy SomnoSuiteKent Scientific CorporationSOMNO-MSEKITZawiera stożek nosowy, strzykawki, komorę indukcyjną i kanister na węgiel drzewny
Kent zintegrowany ze zbiornikiem tlenu

Bibliografia

  1. El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
  2. Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
  3. Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).
  4. Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
  5. Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
  6. Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
  7. Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
  8. Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
  9. Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
  10. Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
  11. Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
  12. Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
  13. Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).
  14. Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
  15. Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
  16. Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).
  17. Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
  18. Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).
  19. Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
  20. Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
  21. McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
  22. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
  23. Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
  24. Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
  25. Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
  26. Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

parownik niskoprzep ywowyzintegrowany respiratorpulsoksymetrogrzewanie dalek podczerwienipodawanie znieczuleniawentylacja mechanicznaznieczulenie gryzoniredukcja odpad w gazowychkonfiguracja do ograniczonej przestrzeni

Powiązane artykuły