Artykuł metodologiczny

Podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do Cisterna Magna jako model krwotoku podpajęczynówkowego

DOI:

10.3791/61322

⸱

30 sierpnia 2020

 ,  ,  ,  , 
1University of Rouen Normandy, INSERM U1239, DC2N, Institute for Research and Innovation in Biomedicine (IRIB), Rouen, France, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Rouen University Hospital, Rouen, France

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisaliśmy w tym protokole standaryzowany model myszy z krwotokiem podpajęczynówkowym (SAH) poprzez podwójne wstrzyknięcie autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Wysoki stopień standaryzacji procedury podwójnej iniekcji stanowi model SAH od średniego do ostrego ze względnym bezpieczeństwem w odniesieniu do śmiertelności.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wśród udarów, krwotok podpajęczynówkowy (SAH) następujący po pęknięciu tętniaka tętnicy mózgowej stanowi 5-9%, ale jest odpowiedzialny za około 30% całkowitej śmiertelności związanej z udarem mózgu z istotną chorobowością pod względem wyniku neurologicznego. Opóźniony skurcz naczyń mózgowych (CVS) może wystąpić najczęściej w połączeniu z opóźnionym niedokrwieniem mózgu. Obecnie stosuje się różne modele zwierzęce SAH, w tym perforację wewnątrznaczyniową i bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do cysterny wielkiej, a nawet spłuczki prechiazmatycznej, z których każdy ma odrębne zalety i wady. W artykule przedstawiono standaryzowany mysi model SAH poprzez dwukrotne bezpośrednie wstrzyknięcie określonych objętości autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Krótko mówiąc, myszy zważono, a następnie znieczulono przez inhalację izofluranu. Następnie zwierzę umieszczono w pozycji półleżącej na podgrzewanym kocu, utrzymując temperaturę w odbycie 37 °C i umieszczono w ramie stereotaktycznej z zgięciem szyjki macicy około 30°. Po umieszczeniu na miejscu, końcówkę wydłużonej szklanej mikropipety wypełnionej homologiczną krwią tętniczą pobraną z tętnicy szyjnej innej myszy w tym samym wieku i tej samej płci (C57Bl/6J) umieszczono pod kątem prostym w kontakcie z błoną atlantyczno-potyliczną za pomocą mikromanipulatora. Następnie wstrzyknięto 60 μl krwi do cisterna magna, a następnie zwierzę przechylono w dół o 30° przez 2 minuty. Drugi wlew 30 μl krwi do cisterna magna wykonano 24 godziny po pierwszym. Indywidualna obserwacja każdego zwierzęcia jest przeprowadzana codziennie (dokładna ocena wagi i samopoczucia). Procedura ta pozwala na przewidywalną i wysoce powtarzalną dystrybucję krwi, której prawdopodobnie towarzyszy wzrost ciśnienia śródczaszkowego, który można naśladować przez równoważne wstrzyknięcie sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), i reprezentuje ostry lub łagodny model SAH powodujący niską śmiertelność.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok podpajęczynówkowy (SAH) stanowi do 5% wszystkich przypadków udaru mózgu i stanowi stosunkowo powszechną patologię z częstością występowania od 7,2 do 9 pacjentów na 100 000 rocznie, ze śmiertelnością 20%-60% w zależności od badania1,2,3. W ostrej fazie śmiertelność jest związana z nasileniem krwawienia, krwawienia ponownego, skurczu naczyń mózgowych (CVS) i/lub powikłań medycznych4. U osób, które przeżyły, wczesne uszkodzenie mózgu (EBI) wiąże się z wydłużeniem krwotoku miąższowego i nagłym wzrostem ciśnienia śródczaszkowego, co może skutkować pierwotnym niedokrwieniem mózgu5 i natychmiastową śmiercią w około 10%-15% przypadków6. Po początkowym "ostrym" stadium SAH rokowanie zależy od wystąpienia "wtórnego" lub opóźnionego niedokrwienia mózgu (DCI), wykrytego u blisko 40% pacjentów za pomocą tomografii komputerowej mózgu i do 80% pacjentów po rezonansie magnetycznym (MRI)7,8. Oprócz CVS występującego od 4 do 21 dni po pęknięciu tętniaka u większości pacjentów z SAH, DCI9 może wynikać z wieloczynnikowych rozlanych zmian w mózgu wtórnych do tworzenia mikrozakrzepicy, zmniejszonej perfuzji mózgowej, zapalenia nerwów i depresji rozprzestrzeniającej się korowo (CSD)10,11,12,13. Dotyczy to 30% osób, które przeżyły SAH i wpływa na funkcje poznawcze, w tym pamięć wzrokową, pamięć werbalną, czas reakcji oraz funkcje wykonawcze, wzrokowo-przestrzenne i językowe14 upośledzając codzienne życie15. Obecne standardowe terapie mające na celu zapobieganie CVS i/lub złym wynikom poznawczym u pacjentów z SAH opierają się na zablokowaniu sygnalizacji Ca2 + i zwężeniu naczyń krwionośnych za pomocą inhibitorów kanału Ca2 + w postaci nimodypiny. Jednak nowsze badania kliniczne ukierunkowane na zwężenie naczyń krwionośnych wykazały dysocjację między wynikiem neurologicznym pacjenta a zapobieganiem CVS16, co sugeruje bardziej złożone mechanizmy patofizjologiczne zaangażowane w długoterminowe konsekwencje SAH. W związku z tym istnieje medyczna potrzeba lepszego zrozumienia liczby zdarzeń patologicznych towarzyszących SAH oraz opracowania ważnych i standaryzowanych modeli zwierzęcych w celu przetestowania oryginalnych interwencji terapeutycznych.

Pęknięcie tętniaka wewnątrzczaszkowego, głównie odpowiedzialnego za SAH u ludzi, jest prawdopodobnie trudne do naśladowania w przedklinicznych modelach zwierzęcych. Obecnie pęknięcie tętniaka i sytuacja SAH mogą być wstępnie badane przez perforację tętnicy środkowej mózgu (model nakłucia wewnątrznaczyniowego) odpowiedzialną za CVS i dysfunkcje sensitivomotoryczne u myszy17,18. Ze względu na brak jakiejkolwiek możliwej kontroli nad wystąpieniem krwawienia i dyfuzją krwi w tym modelu, u gryzoni opracowano inne metody generowania modeli SAH bez pęknięcia wewnątrznaczyniowego. Dokładniej rzecz ujmując, polegają one na bezpośrednim podaniu krwi tętniczej do przestrzeni podpajęczynówkowej poprzez pojedyncze lub podwójne wstrzyknięcie w magna cisterna19 lub pojedyncze wstrzyknięcie do cysterny prechiazmatycznej 20. Główną zaletą tych modeli mysich bez pęknięcia wewnątrznaczyniowego jest możliwość powtarzalnego opanowania procedury chirurgicznej oraz jakości i ilości wstrzykniętej próbki krwi. Kolejną przewagą tego modelu nad modelem w przypadku perforacji wewnątrznaczyniowej jest w szczególności zachowanie ogólnego dobrostanu zwierzęcia. W rzeczywistości ta operacja jest mniej inwazyjna i technicznie mniej wymagająca niż ta wymagana do spowodowania pęknięcia ściany szyjnej. W tym ostatnim modelu zwierzę musi być zaintubowane i wentylowane mechanicznie, podczas gdy żyłka jest wprowadzana do tętnicy szyjnej zewnętrznej i wprowadzana do tętnicy szyjnej wewnętrznej. Prawdopodobnie prowadzi to do przejściowego niedokrwienia z powodu niedrożności naczynia przez ścieżkę drutu. W związku z tym współzachorowalność (stan agonalny, silny ból i śmierć) związana z zabiegiem chirurgicznym jest mniej istotna w modelu podwójnej iniekcji w porównaniu z modelem perforacji wewnątrznaczyniowej. Oprócz tego, że jest to bardziej spójny SAH, metoda podwójnej iniekcji bezpośredniej jest zgodna z dobrostanem zwierząt w badaniach i testach (skrócony czas pod narkozą, ból spowodowany uszkodzeniem tkanek podczas operacji i dystresu) i prowadzi do minimalnej całkowitej liczby zwierząt wykorzystanych do badania protokołu i szkolenia personelu.

Ponadto, pozwala to na implementację tego samego protokołu dla myszy transgenicznych, prowadząc do zoptymalizowanego patologicznego zrozumienia SAH i możliwości testowania porównawczego potencjalnych związków terapeutycznych. Tutaj przedstawiamy standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) poprzez podwójne codzienne kolejne wstrzyknięcie autologicznej krwi tętniczej do cisterna magna u 6-8 tygodniowych samców myszy C57Bl / 6J. Główną zaletą tego modelu jest kontrola objętości krwawienia w porównaniu z modelem perforacji wewnątrznaczyniowej oraz wzmocnienie krwawienia bez drastycznego wzrostu ciśnienia śródczaszkowego21. Ostatnio podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do cisterna magna zostało dobrze opisane w kwestiach eksperymentalnych i fizjopatologicznych u myszy. Rzeczywiście, niedawno wykazaliśmy CVS dużych tętnic mózgowych (tętnice mózgowe podstawne (BA), środkowe (MCA) i przednie (ACA)), odkładanie fibryny mózgowo-naczyniowej i apoptozę komórek od 3 dnia (D3) do 10 (D10), wady krążenia płynu mózgowo-rdzeniowego w stanie okołonaczyniowym, którym towarzyszą zmienione funkcje sensywnomotoryczne i poznawcze u myszy, 10 dni po SAH w tym modelu22. W ten sposób sprawia, że model ten jest opanowany, zwalidowany i scharakteryzowany dla krótkotrwałych i długotrwałych zdarzeń po SAH. Powinien idealnie nadawać się do prospektywnej identyfikacji nowych celów oraz do badań nad silnymi i skutecznymi strategiami terapeutycznymi przeciwko powikłaniom związanym z SAH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone pod nadzorem H. Castela, zgodnie z Francuskim Komitetem Etyki oraz wytycznymi Parlamentu Europejskiego Dyrektywa 2010/63/UE i Rady ds. Ochrony Zwierząt Wykorzystywanych do Celów Naukowych. Projekt ten został zatwierdzony przez lokalną CENOMEXA i krajowe komisje etyczne ds. badań i testów na zwierzętach. Samce myszy C57Bl/6J Rj (Janvier), w wieku 8–12 tygodni, trzymano w kontrolowanych standardowych warunkach środowiskowych: 22 °C ± 1 °C, 12 godzin/12 godzin cyklu jasnego/ciemnego oraz woda i pożywienie dostępne ad libitum.

1. Przygotowanie do operacji SAH i iniekcji

  1. Przed rozpoczęciem operacji należy pobrać odpowiednią liczbę szklanych naczyń włosowatych za pomocą ściągacza do mikropipet. Pipeta iniekcyjna powinna mieć średnicę wewnętrzną 0,86 mm i zewnętrzną 1,5 mm.
  2. Przygotuj sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF) na stan pozorowany.
    1. Przygotować roztwór ze 119 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 1,3 mM MgCl2, 10 mM glukozy, 26,2 mM NaHCO3 w H2O, pH 7,4.
    2. Gaz aCSF o stężeniu 95%O2 i 5% CO2 przez 15 min, a następnie dodaj 2,5 mM CaCl2.
    3. Wysterylizuj natleniony aCSF za pomocą aparatu filtrującego 0,22 μm. Roztwór aCSF może być stabilny przez 3-4 tygodnie w temperaturze 4 °C. Jeśli pojawiło się zanieczyszczenie (mętnienie roztworu) lub tworzenie się osadów, wyrzuć i wykonaj świeży płyn CSF.
  3. Pobranie krwi od homologicznego dawcy myszy
    1. Odizoluj tętnicę szyjną wzdłuż tchawicy i zbierz maksymalną ilość krwi przez nakłucie tętnicy szyjnej.
    2. W praktyce mysz należy umieścić w komorze anestezjologicznej i załadować ją 5% izofluranem, aż zwierzę straci przytomność.
    3. Sprawdź brak odruchów, zaciskając jedną z dwóch tylnych kończyn, aby umożliwić ustawienie chirurgicznego zabiegu eksperymentalnego.
    4. Pokryć strzykawkę o pojemności 1 ml roztworem heparyny za pomocą igły 26 G (heparyna sodowa). Zapobiegnie to krzepnięciu krwi podczas kolejnych kroków.
    5. Umieść zwierzę w odleżynie grzbietowej z rozstawionymi nogami, a nos w masce anestezjologicznej (utrzymanie znieczulenia za pomocą 2 do 2,5% izofluranu).
    6. Odizoluj tętnicę szyjną wzdłuż tchawicy, przecinając mięsień omohyoidalny wzdłużnie. Po wyizolowaniu tętnicy wbij igłę w kierunku serca za pomocą haka do mikropreparacji i kleszczy i zbierz maksimum krwi poprzez nakłucie tętnicy szyjnej (potrzeba 60 μl na mysz SAH).
    7. Znieczuloną mysz dawcy należy poświęcić natychmiast po pobraniu krwi, stosując zwichnięcie szyjki macicy.

2. Przygotowanie zwierząt (8-10-tygodniowe samce myszy C57BL/6J)

  1. Zważ każdą mysz precyzyjnie za pomocą wagi elektronicznej. W obecnym badaniu myszy miałyby masę ciała w zakresie od 20 do 25 gramów tuż przed operacją.
  2. Jak wyjaśniono wcześniej (patrz kroki 1.3.2 i 1.3.3), wywołaj znieczulenie myszy do operacji.
  3. Ogol szyję i przestrzeń między uszami za pomocą odpowiedniej elektrycznej maszynki do strzyżenia.
  4. Zamontuj zwierzę znajdujące się w brzusznym odleżynie z rozstawionymi nogami i nosem w masce anestezjologicznej (utrzymanie znieczulenia 2 i 2,5% izofluranem) na ramie stereotaktycznej.
  5. Sprawdź, czy mysz śpi i czy jej głowa jest prawidłowo zablokowana.
  6. Podskórnie wstrzyknąć 100 μl buprenorfiny (0,1 mg/kg) za pomocą igły 26 G w dolną część pleców, aby uniknąć bólu po przebudzeniu.
  7. Zapobiegaj suchości oczu, stosując żel ochronny w płynie i utrzymuj temperaturę doodbytniczą 37 °C za pomocą automatycznie regulowanego koca elektrycznego.
  8. Potraktuj ogolony obszar tylnej szyi roztworem antyseptycznym (jodon lub chlorheksydyna za pomocą sterylnej bawełnianej drogi).
  9. Wstępnie wysterylizuj wszystkie narzędzia mające kontakt z przygotowaną skórą/tkanką podskórną (podgrzewanie do 200 °C przez 2 godziny) i postępuj z nimi w sposób aseptyczny.

3. Indukcja SAH

  1. W pierwszym dniu (D-1)
    1. Wytnij 1 cm nacięcie cienkimi nożyczkami w tylnej części szyi, a następnie oddziel mięśnie wzdłuż linii środkowej, aby uzyskać dostęp do cisterna magna.
    2. Odetnij końcówkę pustej szklanej pipety cienkimi nożyczkami. Następnie dostosuj do strzykawki podłączonej do elastycznego silikonowego łącznika.
    3. Przenieść 60 μl krwi lub aCSF (odpowiednio dla SAH lub stanu pozorowanego) w probówce o pojemności 0,5 ml za pomocą precyzyjnej mikropipety.
    4. Odssać do szklanej pipety 60 μl krwi w przypadku stanu SAH lub 60 μl aCSF w przypadku stanu pozorowanego.
    5. Do wstrzykiwania należy zamontować pipetę na ramie stereotaktycznej za pomocą pierścienia lub pinezki i powoli przyłożyć końcówkę pipety do membrany na styku z cisterna magna.
    6. Powoli wprowadzić końcówkę pipety przez błonę atlanto-potyliczną do cisterna magna, używając mikromanipulatora ramy stereotaktycznej.
    7. Podłączyć pipetę uprzednio napełnioną krwią lub płynem mózgowo-rdzeniowym do strzykawki gotowej do indukcji ciśnienia.
    8. Wstrzykiwać, naciskając tłok z małą szybkością około 10 μl/min, aby uniknąć ostrego ciśnienia śródczaszkowego.
    9. Podczas wstrzykiwania należy ściśle monitorować częstość oddechów i temperaturę w odbycie.
    10. Po zakończeniu iniekcji ostrożnie zdjąć pipetę za pomocą mikromanipulatora i upewnić się, że podczas pobierania nie ma wycieku.
    11. Osiągnij hemostazę za pomocą wchłanialnego hemostatu i uruchom dwa szwy z plecionką, niewchłanialną nicią do szycia.
    12. Bezpośrednio po zabiegu należy odizolować i ustawić mysz w zmniejszającym się odleżynie i przykryć ją kocem ratunkowym w otwartym pudełku na czas rekonwalescencji.
  2. Drugi dzień indukcji (D0)
    1. Po 24 godzinach wywołać znieczulenie (patrz kroki 1.3.2 i 1.3.3). Ponownie wstrzyknąć podskórnie 100 μl buprenorfiny (0,1 mg/kg) i zapobiec suchości oczu za pomocą ochronnego żelu w płynie (patrz kroki 2.7 i 2.8).
    2. Zamontuj zwierzę na ramie stereotaktycznej, tak jak dzień wcześniej.
    3. Ostrożnie usuń szwy za pomocą mikronożyczek.
    4. Przygotować błonę atlanto-potyliczną jak poprzednio i nanieść preparat antyseptyczny na ogolony obszar szyi za pomocą sterylnego bawełnianego pręta.
    5. Wstrzyknąć 30 μl krwi lub płynu mózgowo-rdzeniowego z małą szybkością (patrz kroki 3.1.2 do 3.1.8). Monitoruj częstość oddechów i temperaturę w odbycie.
    6. Pod koniec wstrzyknięcia ostrożnie zdejmij pipetę i sprawdź, czy podczas pobierania krwi nie ma wycieku.
    7. Osiągnij hemostazę i uruchom dwa szwy z plecioną wchłanialną nicią do szycia.

4. Obserwacja pooperacyjna i zakończenie eksperymentu

  1. Natychmiast po zabiegu należy odizolować i umieścić mysz w pogarszającym się odleżynie z kocem przetrwania na grzbiecie w otwartym pudełku podczas rekonwalescencji.
  2. Waż i uważnie obserwuj codziennie zachowanie każdej myszy aż do złożenia w ofierze (np. D7 po operacji).
  3. Wśród humanitarnych punktów końcowych klasycznie zauważa się znaczną utratę masy ciała (>15% masy). Postawa "zgarbionych pleców", powolne ruchy, pokłony, nieprawidłowe wokalizacje bólu i/lub znaczące agresywne zachowanie są również ważnymi oznakami cierpienia zwierząt. Jeśli pojawi się którykolwiek z tych objawów lub kombinacja objawów, monitorowanie zwierzęcia jest wzmocnione w ciągu kilku godzin od ich pojawienia się. Jeśli dobrostan zwierzęcia pogorszy się lub nie poprawi się w ciągu 48 godzin, uznaje się, że osiągnięto poziom cierpienia nie do zniesienia i przeprowadza się eutanazję.
  4. W momencie wyboru należy złożyć w ofierze znieczulone myszy przez dekapitację i pobrać mózgi do dalszych analiz.
  5. Przeprowadzić eutanazję (dekapitację) po znieczuleniu izofluranem (5%).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Harmonogram eksperymentu, procedura, obserwacja i śmiertelność
Rysunek 1A i Rysunek 1B podsumowuje protokół modelu SAH poprzez podwójne wstrzyknięcie krwi do wnętrzełka. Krótko mówiąc, w pierwszym dniu indukcji SAH (D-1) 60 μl krwi pobranej od myszy homologicznej lub 60 μl sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF) wstrzyknięto do cisterna magna w warunkach odpowiednio SAH lub pozorowanych. Następnego dnia (D0) 30 μl krwi pobranej od myszy homologicznej lub 30...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomimo intensywności badań w dziedzinie SAH i rozwoju strategii terapeutycznych, takich jak opcje leczenia wewnątrznaczyniowego i farmakologicznego, które wzrosły w ciągu ostatnich dwudziestu lat, śmiertelność utrzymuje się na wysokim poziomie w ciągu pierwszego tygodnia od przyjęcia do szpitala i osiąga około 50% w ciągu kolejnych 6 miesięcy24,25. Ten obecny model przedkliniczny polegający na codziennym podwójnym wstrzyknięciu homologicznej krwi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy platformie PRIMACEN (Uniwersytet Normandie Rouen, Francja) za sprzęt do obrazowania oraz Panu Arnaud Arabo, Pani Julie Maucotel i Pani Martine Dubois za trzymanie i opiekę nad zwierzętami. Dziękujemy Pani Celeste Nicola za użyczenie swojego głosu w nagraniu protokołu na wideo. Prace te były wspierane przez program dojrzewania Seinari Normandy, Fundację AVC pod egidą FRM, Uniwersytet Normandie Rouen i Inserm. Region Normandii i Unia Europejska (projekt 3R). Europa angażuje się w Normandii w ramach Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego (EFRR).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
wchłanialny hemostatAticonwchłanialna
EthiconVicryl 5.0
Aparat Harvard50-7087-F
bluetack do mocowania kapilarnegoWagaUHU Patafix
Denver InstrumentMXX-2001
kapilary szklaneAparat HarvardaGC150F-15średnica wewnętrzna 0,86 mm
średnica zewnętrzna 1,5 mm
parownik izofluranowyPhymepV100
igła Sutter Instrument CompanyP-97
26 GMikrowaga BD300300
niewchłanialna nić do szyciaPeters surgicalFilapeau 4.0
rama stereotaktycznaInstrumenty Davida KopfaModel 902
Sprzęt chirurgicznyKent naukowyzacisk, mikronożyczki, cienkie
strzykawka 20 ml TERUMOThermofisher11866071
, nić do szycia Ethicon Surgicel Koc elektryczny z automatyczną regulacją elektroniczna ściągacz do mikropipet nożyczki

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342(2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, Pt 12 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845(2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945(2016).
  26. Lin, C. -L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. Á, et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121(2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366(2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23(2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366(2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85(2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wstrzykni cie do cysterny wielkiejmodel mysikrew autologicznanaczyniowy skurcz m zgurama stereotaktycznamikromanipulatorszklana mikropipetaci nienie wewn trzczaszkowe

Powiązane artykuły