Artykuł metodologiczny

Przedkliniczny, kontrolowany model oddziaływania kory mózgowej w przypadku krwotoku pourazowego, stłuczenia i zapalenia nerwów

DOI:

10.3791/61393

⸱

10 czerwca 2020

 ,  , 
1Department of Neurosurgery, Cheng Hsin General Hospital, 2Graduate Institute of Physiology, College of Medicine, National Taiwan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok śródmiąższowy i zapalenie nerwów, któremu towarzyszy stłuczenie mózgu, mogą spowodować poważne wtórne uszkodzenie mózgu. Protokół ten szczegółowo opisuje model kontrolowanego wpływu kory mózgowej (CCI) na myszy, umożliwiając naukowcom badanie kontuzji krwotoku i pourazowych odpowiedzi immunologicznych oraz badanie potencjalnych terapii.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uraz mózgu to poważny problem medyczny, który dotyka miliony ludzi na całym świecie każdego roku. Istnieje pilna potrzeba zrozumienia mechanizmu patofizjologicznego i opracowania skutecznej strategii terapeutycznej dla tego wyniszczającego zaburzenia neurologicznego. Krwotok śródmiąższowy i pourazowa reakcja zapalna wywołana początkowym uderzeniem fizycznym mogą nasilać aktywację mikrogleju/makrofagów i zapalenie nerwów, co w konsekwencji pogarsza patologię mózgu. Zapewniamy tutaj protokół kontrolowanego uderzenia korowego (CCI), który może odtworzyć eksperymentalne stłuczenie kory mózgowej u myszy za pomocą pneumatycznego systemu uderzeniowego do dostarczania siły mechanicznej o kontrolowanej wielkości i prędkości na powierzchnię opony twardej. Ten model przedkliniczny pozwala naukowcom na wywołanie umiarkowanie ciężkiego ogniskowego stłuczenia mózgu u myszy i zbadanie szerokiego zakresu pourazowych progresji patologicznych, w tym stłuczenia krwotoku, aktywacji mikrogleju/makrofagów, toksyczności żelaza, uszkodzenia aksonów, a także krótko- i długoterminowych deficytów neurobehawioralnych. Niniejszy protokół może być przydatny do badania długoterminowych skutków i potencjalnych interwencji w przypadku kontuzji mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uraz mózgu to forma urazowego uszkodzenia mózgu, która plasuje się wysoko wśród najbardziej śmiertelnych problemów zdrowotnych we współczesnym społeczeństwie1. Jest to spowodowane przede wszystkim przypadkowymi zdarzeniami, takimi jak wypadek drogowy, w wyniku którego siły zewnętrzne wywierają energię mechaniczną na głowę. Urazowe uszkodzenie mózgu dotyka około 3,5 miliona ludzi i stanowi 30% wszystkich zgonów związanych z ostrymi urazami w USA każdego roku2. Pacjenci, którzy przeżyli stłuczenie mózgu, często cierpią z powodu długoterminowych konsekwencji, w tym ogniskowego osłabienia motorycznego, dysfunkcji sensorycznych i chorób psychicznych1.

Główny uraz stłuczenia mózgu jest wywoływany przez czynniki mechaniczne, w tym siły rozciągające i rozrywające, co prowadzi do natychmiastowej deformacji struktury miąższowej i ogniskowej śmierci komórki OUN3. Stłuczenie krwotoku to ogólny termin określający krwotoki do mózgu spowodowane pęknięciem naczyń krwionośnych w miejscu urazu głowy4. W szczególności krwotok śródmiąższowy występuje natychmiast po stłuczeniu mózgu, co prowadzi do opóźnionego tworzenia się krwiaka. W krwiaku hemoglobina i wolne żelazo uwalniane z lizowanych czerwonych krwinek mogą dodatkowo wywoływać toksyczność związaną z krwią5,6, które powodują przepuklinę, obrzęk mózgu i wzrost ciśnienia śródczaszkowego5,6. Funkcje współpracy neuronów (aksonów), gleju, naczyń krwionośnych i tkanek podporowych są również zaburzone przez efekt masy krwiaka7. Dodatkowo, uporczywe i rozlane zapalenie nerwów z postępującą neurodegeneracją trwa miesiącami i powoduje wtórne uszkodzenia mózgu8.

Aktywacja mikrogleju jest jedną z wielu ważnych patologicznych cech stłuczenia mózgu9,10. Po wykryciu wzorców molekularnych związanych z uszkodzeniem (DAMP) i wycieku krwi w uszkodzonej tkance, aktywowany mikroglej wywołuje zapalenie nerwów, które pogłębia wtórne uszkodzenie mózgu11. Ponadto chemoatraktant uwalniany z mikrogleju wspomaga infiltrację obwodowych komórek odpornościowych do terytorium urazowego, co skutkuje wytwarzaniem reaktywnych form tlenu i cytokin prozapalnych. W ten sposób powstaje samonapędzające się środowisko prozapalne, które wywołuje postępujące uszkodzenie mózgu9,12. Tymczasem mikroglej z alternatywnie aktywowanym fenotypem może przyczyniać się do odbudowy homeostazy tkanek i naprawy mózgu poprzez usuwanie zanieczyszczeń z uszkodzonej tkanki13. Wykazano, że zapobieganie wtórnemu zapaleniu nerwów poprzez zmniejszenie szkodliwych odpowiedzi immunologicznych mikrogleju jest szczególnie przydatne w promowaniu regeneracji mózgu po kontuzji mózgu3,9,10,12.

Opracowano kilka modeli przedklinicznych do badania urazowego uszkodzenia mózgu, w tym model spadku ciężaru, bocznego uszkodzenia płynu i model fali uderzeniowej14,15. Jednak każdy z tych modeli ma swoje słabości, w tym wysoką śmiertelność podczas zabiegu, niską odtwarzalność wyników histologicznych i dużą zmienność zadanych obrażeń między laboratoriami16,17. Dla porównania, model kontrolowanego wpływu korowego (CCI) jest bardziej odpowiedni do badania ogniskowych stłuczonych mięśni mózgowych ze względu na jego precyzyjną kontrolę i wysoką odtwarzalność14,15,18,19.

Ponadto, poprzez manipulowanie parametrami deformacji biomechanicznej, takimi jak prędkość i głębokość uderzenia, można kontrolować dotkliwość wywołanych uszkodzeń, aby wytworzyć szeroki zakres wielkości obrażeń, co pozwala badaczom naśladować różne poziomy upośledzenia często obserwowane u pacjentów17. Model przedkliniczny CCI został po raz pierwszy opracowany w 1896 roku20. Od tego czasu CCI jest najszerszym modelem mającym zastosowanie do modyfikacji do użytku u naczelnych21, swine22, sheep23, rats24 i mice25. Wszystkie te cechy sprawiają, że CCI jest jednym z najbardziej odpowiednich eksperymentalnych modeli kontuzji mózgu26.

Nasze laboratorium korzysta z dostępnego na rynku pneumatycznego systemu uderzeniowego CCI i przetestowanych parametrów deformacji biomechanicznej, aby wywołać umiarkowanie poważne ogniskowe stłuczenie mózgu, które terytorializuje główne obszary czuciowe i motoryczne kory mózgowej bez uszkadzania hipokampa27,28. My i inni wykazaliśmy, że ta procedura CCI może być wykorzystana do badania klinicznych cech stłuczenia mózgu u ludzi, w tym utraty tkanki mózgowej, uszkodzenia neuronów, krwotoku śródmiąższowego, zapalenia nerwów i niedoboru sensomotorycznego24,25,27,28,29,30. W tym miejscu szczegółowo opisujemy standardowy protokół wykonywania CCI u myszy, który pozwala zadawać pytania dotyczące utraty mieliny wywołanej przez CCI, odkładania się żelaza, zapalenia OUN, toksyczności krwotocznej i reakcji mikrogleju / makrofagów w następstwie ogniskowego stłuczenia mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Szpitalu Ogólnym Cheng Hsin oraz National Taiwan University College of Medicine. W tym protokole wykorzystano ośmio- do dziesięciotygodniowych samców myszy typu dzikiego C57BL/6

.

1. Indukcja znieczulenia

  1. Znieczulić mysz ~4% izofluranem zmieszanym z powietrzem w pomieszczeniu w ilości ~0,2 l/min w komorze indukcyjnej podłączonej do parownika izofluranu.
  2. Upewnij się, że wzorzec oddechowy jest gładki. Sprawdź głębokość znieczulenia, potwierdzając brak odruchu szczypania palców u zwierzęcia.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Ogol głowę myszy za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia w kierunku od ogonowego do rostralnego. Nie przycinaj wąsów myszy.
    UWAGA: Utrata wąsów może mieć wpływ na dokładność kolejnych wyników testów behawioralnych.
  2. Umieść mysz w ramce stereotaktycznej. Ostrożnie włóż nauszniki do kanałów słuchowych. Upewnij się, że głowica myszy jest stabilizowana równomiernie przez oba nauszniki.
  3. Wprowadzić stożek nosowy i utrzymywać znieczulenie na poziomie 1% - 2% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu.
  4. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu. Trzymaj zwierzę na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała 37 °C.
  5. Zdezynfekuj ogoloną głowę betadyną, a następnie 70% alkoholem za pomocą sterylnych wacików. Powtórz trzy razy.

3. Chirurgia CCI

  1. Przed nacięciem należy podać podskórnie 100 μl bupiwakainy (0,25%) za pomocą igły insulinowej o stężeniu 31 g. Delikatnie wmasuj miejsce wstrzyknięcia, aby uzyskać lepsze wchłanianie.
    UWAGA: Ten znieczulenie miejscowe zapewnia ulgę w bólu bezpośrednio w miejscu zabiegu.
  2. Wykonaj podłużne nacięcie (~1,5 cm) wzdłuż linii środkowej na skórze głowy za pomocą skalpela lub nożyczek. Użyj hemostatu, aby przytrzymać skórę na prawą stronę i pozostaw odsłoniętą czaszkę do wyschnięcia na 1 minutę. Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby usunąć resztki krwi i tkanek z czaszki.
  3. Sprawdź, czy głowica myszy jest wypoziomowana w płaszczyźnie poziomej.
    1. Zidentyfikuj anatomiczne punkty orientacyjne Bregma i Lambda i zaznacz oba miejsca sterylnym markerem chirurgicznym/ołówkiem.
    2. Upewnij się, że głowa zwierzęcia jest wypoziomowana w kierunku rostralno-ogonowym. W tym celu należy zmierzyć współrzędne Z zarówno leku Bregma, jak i Lambda za pomocą igły insuliny o sile 31 G przymocowanej do ramy stereotaktycznej.
      UWAGA: W razie potrzeby wyreguluj nausznik w pionie.
    3. Wykonaj ustawienie głowy zwierzęcia w poziomie, postępując zgodnie z tą samą procedurą, sprawdzając współrzędne Z na linii środkowej wraz z dwoma odpowiadającymi jej miejscami po lewej i prawej stronie linii środkowej i w razie potrzeby wyreguluj nauszniki.
      UWAGA: Równe i stabilne ułożenie głowy zwierzęcia ma kluczowe znaczenie dla odtwarzalności i wiarygodności modelu CCI.
  4. Użyj tej samej igły do insuliny 31 G, aby zidentyfikować miejsce kraniektomii. Ustawić początek układu współrzędnych XY na Bregma i przesunąć igłę w bok o 3 mm w prawo. Zaznacz to miejsce jako miejsce kraniektomii i narysuj okrąg o średnicy 4 mm na czaszce za pomocą sterylnego markera chirurgicznego/ołówka.
  5. Użyj szybkoobrotowego mikrowiertła z trepanacją (średnica 4 mm), aby wyciąć wzdłuż okręgu obrysowanego ołówkiem, aby utworzyć otwarty otwór o średnicy 4 mm. Użyj ustawienia prędkości 20 000 obr./min. Unikaj stosowania nadmiernego ciśnienia.
    UWAGA: Wykonaj ten krok szybko (zwykle w ciągu 30 s do 1 minuty), aby zapobiec uszkodzeniom termicznym mózgu. Wywieranie nadmiernego nacisku podczas wiercenia może prowadzić do przypadkowej penetracji, która może ściskać i uszkodzić powierzchnię mózgu.
  6. Ostrożnie usuń płat kostny za pomocą pęsety i tymczasowo przechowuj go w lodowatym roztworze soli fizjologicznej. Delikatnie spłucz otwór zwykłą solą fizjologiczną, a następnie wyciśnij nacisk na powierzchnię mózgu końcówką bawełnianego wacika, aby zatrzymać krwawienie.
  7. Ustawić zaokrągloną końcówkę udaru o średnicy 2.5 mm na urządzeniu CCI pod kątem 22.5°. Wyzeruj końcówkę udarową do powierzchni opony twardej. Ustaw parametry uderzenia na skrzynce sterowniczej na prędkość 4 m/s i głębokość odkształcenia 2 mm. Schowaj metalową końcówkę.
    UWAGA: Zerowanie końcówki, gdy jest ona statycznie i lekko dociśnięta do powierzchni opony twardej w pozycji pełnego skoku, poprawia dokładność punktu zerowego i odtwarzalność poziomu urazu.
  8. Wypuścić tłok, aby wytworzyć zakleszczenie w mózgu. Umieść sterylny bawełniany wacik na zranionym obszarze, aby zatrzymać krwawienie.
  9. Umieść płat kostny z powrotem w mózgu myszy i zabezpiecz cementem dentystycznym. Zamknij skórę głowy za pomocą kleju tkankowego (np. 3M Vetbond).

4. Rekonwalescencja pooperacyjna

  1. Umieść mysz w czystej klatce regeneracyjnej z pościelą pod lampą grzewczą aż do pełnego wyzdrowienia.
  2. Zapewnij zwilżony pokarm i podawaj podskórnie ketoprofen (5 mg/kg) przez dwa kolejne dni po zabiegu.
  3. Powyższe procedury należy wykonać, z wyjątkiem kroków 3.7 i 3.8 w odniesieniu do pozorowanych zwierząt kontrolnych.

5. Eutanazja myszy

  1. Eutanazja myszy w dniu badania przez przedawkowanie izofluranu, a następnie dekapitacja.
    UWAGA: W celu eutanazji zwierząt doświadczalnych przed pobraniem próbki można zastosować kilka strategii.
  2. Zbierz próbki mózgu do analizy histologicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ilustracja stereotaktycznego rozmieszczenia i procedury kraniotomii.

Model CCI jest znany ze swojej stabilności i powtarzalności w powodowaniu obrażeń od łagodnych do ciężkich18. Właściwa technika stereotaktyczna i procedura kraniotomii są głównymi determinantami w wytwarzaniu stabilnego i powtarzalnego uszkodzenia mózgu wywołanego przez CCI (Rysunek 1A,B). Idealny zabieg kraniotomii spowodowałby minimalne uszkodzeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół CCI powoduje wysoce powtarzalne mechaniczne uszkodzenia mózgu do badań nad stłuczeniami mózgu. Poniższe kroki mają kluczowe znaczenie dla generowania konsekwentnego uszkodzenia mózgu u zwierząt przy użyciu tego protokołu CCI.

Po pierwsze, głowica myszy powinna być stabilnie zamontowana na ramie stereotaktycznej, a anatomiczne punkty orientacyjne Bregma i Lambda zawsze w tej samej płaszczyźnie poziomej. Niestabilne lub nierówne ułożenie głowy często skutkuje różnym poziomem obrażeń u z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Danye Jiang za redakcję manuskryptu i wnikliwy wkład. Dziękujemy Jhih Syuan Lin za pomoc w przygotowaniu manuskryptu. Prace te były wspierane przez Ministerstwo Nauki i Technologii Tajwanu (MOST 107-2320-B-002-063-MY2) na rzecz CFC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Krótka wiertarka trepancyjna 4 mmSalvin Dental Specialties, Inc.TREPH-SHORT-4
przeciwciało anty-Iba1Wako chemicals#019-19741
przeciwciało anty-Ly76abcamab91113
cement karboksylowy3M70201136010
impaktor kontuzji kory mózgowejNiestandardowy projekt i Fabrykacja, Inc.S / N 49-2004-C, eCCI Model 6.3Urządzenie CCI (S / N 49-2004-C, eCCI Model 6.3)
octan fioletu krezylowegoSigma-AldrichC5042
zestaw do barwienia DABVectorSK-4105
kozie przeciwciało anty-królicze IgG, Alexa Fluor 488InvitrogenA11034
kozie przeciwciało anty-szczurze IgG, Alexa Fluor 594InvitrogenA11007
Pęseta Mayer's HematoxylinScyTekHMM500
narzędzia do nauki precyzyjnej11252-20 NO. 5
izofluranPanion & BF Biotech Inc.
Bupiwakaina 0,25%Hospira
węglan lituSigma-Aldrich62470
steriotektyczne nożyczkido strzyżenia
precyzyjne narzędzia naukowe14068-12
rozpuszczalnik niebieski 38Sigma-AldrichS3382
ramy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Maas, A. I. R., et al. Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research. The Lancet Neurology. 16 (12), 987-1048 (2017).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. Morbidity and Mortality Weekly Report Surveillance Summaries. 66 (9), 1-16 (2007).
  3. Pearn, M. L., et al. Pathophysiology Associated with Traumatic Brain Injury: Current Treatments and Potential Novel Therapeutics. Cellular and Molecular Neurobiology. 37 (4), 571-585 (2017).
  4. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14 (5), 494-505 (2017).
  5. Zhao, M., et al. Iron-induced neuronal damage in a rat model of post-traumatic stress disorder. Neuroscience. 330, 90-99 (2016).
  6. Cepeda, S., et al. Contrecoup Traumatic Intracerebral Hemorrhage: A Geometric Study of the Impact Site and Association with Hemorrhagic Progression. Journal of Neurotrauma. 33 (11), 1034-1046 (2016).
  7. Robicsek, S. A., Bhattacharya, A., Rabai, F., Shukla, K., Dore, S. Blood-Related Toxicity after Traumatic Brain Injury: Potential Targets for Neuroprotection. Molecular Neurobiology. 57 (1), 159-178 (2020).
  8. Morganti-Kossmann, M. C., Semple, B. D., Hellewell, S. C., Bye, N., Ziebell, J. M. The complexity of neuroinflammation consequent to traumatic brain injury: from research evidence to potential treatments. Acta Neuropathologica. 137 (5), 731-755 (2019).
  9. Ramlackhansingh, A. F., et al. Inflammation after trauma: microglial activation and traumatic brain injury. Annals of Neurology. 70 (3), 374-383 (2011).
  10. Wang, G. H., et al. Microglia/macrophage polarization dynamics in white matter after traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (12), 1864-1874 (2013).
  11. Karve, I. P., Taylor, J. M., Crack, P. J. The contribution of astrocytes and microglia to traumatic brain injury. British Journal of Pharmacology. 173 (4), 692-702 (2016).
  12. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  13. Russo, M. V., McGavern, D. B. Inflammatory neuroprotection following traumatic brain injury. Science. 353 (6301), 783-785 (2016).
  14. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  15. Johnson, V. E., Meaney, D. F., Cullen, D. K., Smith, D. H. Animal models of traumatic brain injury. Handbook of Clinical Neurology. 127, 115-128 (2015).
  16. Albert-Weissenberger, C., Siren, A. L. Experimental traumatic brain injury. Experimental & Translational Stroke Medicine. 2 (1), 16(2010).
  17. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  18. Osier, N. D., Korpon, J. R., Dixon, C. E. Brain Neurotrauma: Molecular, Neuropsychological, and Rehabilitation Aspects. Frontiers in Neuroengineering. Kobeissy, F. H. , (2015).
  19. Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  20. Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
  21. King, C., et al. Brain temperature profiles during epidural cooling with the ChillerPad in a monkey model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 27 (10), 1895-1903 (2010).
  22. Costine, B. A., et al. Neuron-specific enolase, but not S100B or myelin basic protein, increases in peripheral blood corresponding to lesion volume after cortical impact in piglets. Journal of Neurotrauma. 29 (17), 2689-2695 (2012).
  23. Anderson, R. W., Brown, C. J., Blumbergs, P. C., McLean, A. J., Jones, N. R. Impact mechanics and axonal injury in a sheep model. Journal of Neurotrauma. 20 (10), 961-974 (2003).
  24. Chen, S., Pickard, J. D., Harris, N. G. Time course of cellular pathology after controlled cortical impact injury. Experimental Neurology. 182 (1), 87-102 (2003).
  25. Lee, H. F., Lin, J. S., Chang, C. F. Acute Kahweol Treatment Attenuates Traumatic Brain Injury Neuroinflammation and Functional Deficits. Nutrients. 11 (10), 2301(2019).
  26. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  27. Hung, T. H., et al. Deletion or inhibition of soluble epoxide hydrolase protects against brain damage and reduces microglia-mediated neuroinflammation in traumatic brain injury. Oncotarget. 8 (61), 103236-103260 (2017).
  28. Wu, C. H., et al. Post-injury treatment with 7,8-dihydroxyflavone, a TrkB receptor agonist, protects against experimental traumatic brain injury via PI3K/Akt signaling. PLoS One. 9 (11), 113397(2014).
  29. Chen, S. F., Su, W. S., Wu, C. H., Lan, T. H., Yang, F. Y. Transcranial Ultrasound Stimulation Improves Long-Term Functional Outcomes and Protects Against Brain Damage in Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 55 (8), 7079-7089 (2018).
  30. Su, W. S., Wu, C. H., Chen, S. F., Yang, F. Y. Low-intensity pulsed ultrasound improves behavioral and histological outcomes after experimental traumatic brain injury. Scientific Reports. 7 (1), 15524(2017).
  31. Chen, S. F., et al. Salidroside improves behavioral and histological outcomes and reduces apoptosis via PI3K/Akt signaling after experimental traumatic brain injury. PLoS One. 7 (9), 45763(2012).
  32. Chen, C. C., et al. Berberine protects against neuronal damage via suppression of glia-mediated inflammation in traumatic brain injury. PLoS One. 9 (12), 115694(2014).
  33. Furmanski, O., Nieves, M. D., Doughty, M. L. Controlled Cortical Impact Model of Mouse Brain Injury with Therapeutic Transplantation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Cells. Journal of Visualized experiments. (149), e59561(2019).
  34. Romine, J., Gao, X., Chen, J. Controlled cortical impact model for traumatic brain injury. Journal of Visualized experiments. (90), e51781(2014).
  35. Saatman, K. E., Feeko, K. J., Pape, R. L., Raghupathi, R. Differential behavioral and histopathological responses to graded cortical impact injury in mice. Journal of Neurotrauma. 23 (8), 1241-1253 (2006).
  36. Robertson, C. L., et al. Cerebral glucose metabolism in an immature rat model of pediatric traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (24), 2066-2072 (2013).
  37. Adelson, P. D., Fellows-Mayle, W., Kochanek, P. M., Dixon, C. E. Morris water maze function and histologic characterization of two age-at-injury experimental models of controlled cortical impact in the immature rat. Child's Nervous System. 29 (1), 43-53 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Urazowe uszkodzenie m zgust uczenie m zgutechnika stereotaktycznaprocedura kraniotomiiaktywacja mikroglejukrwotok wewn trzczaszkowytoksyczno elazauszkodzenie aksonalne

Powiązane artykuły