Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

6.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61430

⸱

9 lipca 2020

 ,  ,  ,  , 
1UMR BIPAR, INRAE, Ecole Nationale Vétérinaire d'Alfort, ANSES, Université Paris-Est, 2Faculté de Pharmacie, Université de Limoges, 3UMR SPE 6134 CNRS, Université de Corte Pascal Paoli

W tym artykule

Podsumowanie

W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.

Streszczenie

Kleszcze są obowiązkowymi pasożytami odżywiającymi krew na wszystkich etapach rozwoju (z wyjątkiem jaj) i są rozpoznawane jako wektory różnych patogenów. Wykorzystanie modeli mysich w badaniach nad kleszczami ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia ich biologii i interakcji kleszcz-gospodarz-patogen. Tutaj demonstrujemy niepracochłonną technikę karmienia niedojrzałych stadiów twardych kleszczy na myszach laboratoryjnych. Zaletą tej metody jest jej prostota, krótki czas trwania oraz możliwość monitorowania lub zbierania kleszczy w różnych punktach czasowych eksperymentu. Ponadto technika ta umożliwia przyczepienie dwóch pojedynczych kapsułek do tej samej myszy, co jest korzystne dla różnych eksperymentów, w których dwie różne grupy kleszczy są wymagane do żerowania na tym samym zwierzęciu. Niedrażniąca i elastyczna kapsułka wykonana jest z łatwo dostępnych materiałów i minimalizuje dyskomfort zwierząt doświadczalnych. Co więcej, eutanazja nie jest konieczna, myszy całkowicie wracają do zdrowia po eksperymencie i są dostępne do ponownego użycia.

Wprowadzenie

Kleszcze są ważnymi wektorami wielu patogenów i stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia zwierząt i ludzi1. Ustanowienie skutecznego systemu żywienia ma kluczowe znaczenie podczas badania ich biologii, interakcji kleszcz-gospodarz-patogen lub ustanawiania skutecznych środków kontroli. Obecnie dostępnych jest kilka systemów sztucznego żywienia, które unikają wykorzystywania żywych zwierząt, dla kleszczy2,3,4 i powinny być one wykorzystywane, gdy pozwalają na to warunki eksperymentalne. Jednak w różnych warunkach eksperymentalnych systemy te nie są w stanie odpowiednio naśladować określonych cech fizjologicznych, a do osiągnięcia odpowiednich wyników konieczne jest wykorzystanie żywych zwierząt.

Myszy laboratoryjne są powszechnie używane do badania wielu systemów biologicznych i są rutynowo wykorzystywane jako gospodarze do karmienia kleszczy5,6,7,8,9. Dwie najczęstsze metody karmienia niedojrzałych kleszczy na myszach obejmują wolne inwazje i stosowanie komór zamkniętych przymocowanych do myszy. Wolne inwazje są stosowane głównie w stadiach larwalnych, a nabrzmiałe kleszcze mogą spaść do obszaru, w którym można je odzyskać. Komory zamykania składają się zwykle z akrylowych lub polipropylenowych czapek, które są przyklejane do grzbietu myszy. Pierwsza technika to skuteczny naturalny system karmienia kleszczy, ale nie pozwala na ścisłe monitorowanie podczas eksperymentu, ponieważ poszczególne kleszcze są rozproszone w różnych częściach ciała żywiciela. Dodatkowo, nabrzmiałe kleszcze, które spadną do obszaru odzyskiwania, mogą zostać skażone kałem i moczem10,11,12,13,14 które mogą poważnie wpłynąć na kondycję kleszcza lub mogą zostać uszkodzone lub zjedzone przez mysz, jeśli nie ma separacji między zwierzęciem a obszarem odzyskiwania15. Systemy komorowe pozwalają na ograniczenie kleszczy do określonego obszaru, jednak proces klejenia jest pracochłonny, a nakrętki często słabo przylegają do kleju, przez co często odklejają się podczas eksperymentu16,17,18,19. Czapki są również sztywne, niewygodne i prowadzą do reakcji skórnych, które uniemożliwiają ponowne użycie myszy i wymagają ich eutanazji po eksperymencie.

W naszym poprzednim badaniu udało nam się stworzyć skuteczny system wykorzystujący komory wykonane z pianki etylenowo-octanu winylu (EVA) do karmienia kleszczy na królikach laboratoryjnych20. W tym przypadku dostosowaliśmy ten system do modelu myszy i zaproponowaliśmy prostą i czystą metodę karmienia niedojrzałych stadiów kleszczy twardych w zamkniętych kapsułkach wykonanych z pianki EVA. W szczególności nasz system wykorzystuje elastyczne kapsułki z pianki EVA przyklejone do grzbietu ogolonych myszy za pomocą szybkoschnącego (3 min), niedrażniącego kleju lateksowego. Technika ta pozwala na mocne i długotrwałe przyklejenie kapsułek do myszy doświadczalnej, a także skuteczne zarażenie/zbieranie kleszczy przez cały czas trwania eksperymentu. Płaska kapsułka wykonana jest z elastycznych materiałów i nie utrudnia manipulacji myszą w celu pobrania krwi lub innych celów. System nadaje się głównie do stadiów nimfalnych kleszczy, ale z niewielką modyfikacją może być również stosowany do karmienia larw. Metoda może być wykonana przez jedną doświadczoną osobę i nie jest wymagane intensywne szkolenie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Proszę zauważyć, że ten protokół może być stosowany tylko wtedy, gdy wszystkie środki bezpieczeństwa i dobrostanu są spełnione w laboratorium. Protokół ten otrzymał pozwolenie na wykorzystanie myszy do karmienia kleszczy od Komitetu Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach ComEth Anses/ENVA/UPEC, numery zezwoleń E 94 046 08. Jako punkt końcowy zwierzęta były narażone na działanie CO2 przez 9 minut w dwóch fazach po 4 i 5 minut każda.

1. Przygotowanie kapsułki

  1. Sklej ze sobą piankę EVA o grubości 2 mm i podwójnie lepką piankę samoprzylepną (Rysunek 1A).
  2. Za pomocą skórzanego dziurkacza o średnicy 20 mm wytnij okrąg z przyklejonych kawałków pianki. Następnie, za pomocą dziurkacza o średnicy 12 mm, wytnij wnętrze, aby utworzyć podwójny okrąg z pianki (Rysunek 1B).
    UWAGA: Grubość ramki kapsułki powinna być większa niż 3 mm, aby zagwarantować wystarczającą powierzchnię do procesu przyklejania do skóry gospodarza (patrz poniżej).
  3. Oderwij ochronny pasek papieru od samoprzylepnej podwójnej lepkiej pianki (Rysunek 1C) i przymocuj przezroczysty okrągły plastik o średnicy 20 mm (Rysunek 1D).
    UWAGA: W przypadku karmienia larw nie należy usuwać papierowego paska ochronnego z pianki klejącej i bezpośrednio przejść do kroku 2 w protokole. Przyklej do myszy podwójny pierścień piankowy, w tym ochronny pasek papieru.
  4. Zrób ~ 1 cm szczelinę w przezroczystym plastiku (Rysunek 1E).
  5. Stwórz co najmniej 10 małych otworów za pomocą entomologicznej szpilki (Rysunek 1F), aby umożliwić nadmierne odparowanie wilgoci podczas eksperymentu.
    UWAGA: Kapsułka (Rysunek 1G) ma całkowitą wysokość 4 mm (2 mm pianka EVA wraz z 2 mm pianką samoprzylepną) i może być używana do karmienia nimf i larw wszystkich gatunków kleszczy twardych. Rozmiar kapsułki (Rysunek 1H) o średnicy zewnętrznej 20 mm jest odpowiedni dla większości szczepów myszy, ale w razie potrzeby można go zmienić.

2. Przygotowanie myszy przed inwazją kleszczy

UWAGA: W tym badaniu, 10 - 12 tygodniowe samice myszy eksperymentalnych (szczep C57BL/6 i BALB/cByJ) były trzymane w standardowych klatkach z jedzeniem i wodą oferowanymi ad libitum (wentylowane stojaki zielonej linii przy -20 Pa) w akredytowanych przez Francuską Agencję ds. Żywności, Środowiska i Bezpieczeństwa i Bezpieczeństwa (ANSES) w Maisons-Alfort, Francja. Zwierzęta były monitorowane dwa razy dziennie przez doświadczonych techników pod kątem wszelkich nieprawidłowych reakcji skórnych, problemów zdrowotnych lub powikłań.

  1. Znieczulić mysz izofluranem w komorze indukcyjnej. Po znieczuleniu umieść mysz na podkładce manipulacyjnej i przymocuj ją do stożka nosowego, aby zapewnić ciągły dopływ izofluranu (Rysunek 2A). Monitoruj częstość oddechów i zmniejsz poziom izofluranu, aby upewnić się, że jest mniejszy niż 80 oddechów na minutę.
    UWAGA: Przed manipulacją oznacz pojedynczą mysz tatuażem lub chipem identyfikacji radiowej, jeśli to konieczne. Zaleca się trzymanie pojedynczych myszy w oddzielnych klatkach, aby uniknąć uszkodzenia kapsułki przez gryzienie.
  2. Ogol przednią część myszy od tyłu łopatek do obszaru tuż za uszami (Rysunek 2A).
    UWAGA: Ogolony obszar powinien być większy niż powierzchnia kapsułki.
  3. Nałóż niedrażniący klej lateksowy na całe miejsce pianki EVA przygotowanej kapsułki i odczekaj 1 minutę (Rysunek 2B).
  4. Przyklej kapsułkę do pleców myszy, lekko naciskając palcami przez 3 minuty (palce) (Rysunek 2C), szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Lekko unieś kapsułkę, aby wizualnie sprawdzić jej przyleganie do skóry. Jeśli zostaną znalezione nieprzyczepione obszary, nałóż więcej kleju za pomocą szpatułki i dociskaj przez kolejne 3 minuty.

3. Inwazja kleszczy

  1. W przypadku inwazji nimf wprowadź poszczególne nimfy do kapsułki za pomocą nacięcia wykonanego w kroku 1.4 (Rysunek 2D).
    UWAGA: W przypadku gatunków kleszczy Ixodes zaleca się maksymalnie 20 nimf na jedną kapsułkę.
  2. Lekko ściśnij kapsułkę z dwóch stron, aby przezroczysty plastik mógł się zgiąć w celu łatwiejszego wprowadzania poszczególnych nimf za pomocą drobnych kleszczy preparacyjnych (Rysunek 2D). Przepchnij poszczególne nimfy przez nacięcie wewnątrz kapsułki. Po wejściu do środka obróć kleszcze pod kątem 90° i wyciągnij kleszcze, aby zdeponować kleszcze w kapsułce.
  3. W przypadku inwazji larw wyjmij papierową kartkę z dołączonej kapsułki (Rysunek 2E). Umieścić strzykawkę zawierającą larwy (Rysunek 2F) bezpośrednio wewnątrz kapsułki i umieścić kleszcze, naciskając tłok strzykawki. Delikatnie obrócić tłok w kierunku skóry, aby usunąć pozostałe larwy.
    UWAGA: Przed eksperymentem umieść larwy w strzykawce o pojemności 1 ml z odciętym końcem zatkanym kawałkiem bawełny.
  4. Gdy larwy zostaną osadzone na skórze, zamknij kapsułkę, dołączając przezroczysty plastik (Rysunek 2G).
  5. Nałóż plastikową opaskę ochronną wokół kapsułki (Rysunek 2H).
    UWAGA: Plastikowa opaska ochronna znacznie poprawiła trwałość kapsuły przez cały czas trwania eksperymentu (Rysunek 2I,J). Możliwe jest dołączenie dwóch kapsuł do jednej myszy (Rysunek 2K). W takim przypadku wymagany jest odstęp co najmniej 3 mm między kapsułkami, a ogolony obszar należy odpowiednio zwiększyć.
  6. Umieść myszy z powrotem w klatce.

4. Kolekcja kleszczy

  1. Znieczulij mysz jak w kroku 2.1 powyżej.
  2. Wykonaj nacięcie w kształcie krzyża (Rysunek 3A) do plastiku za pomocą skalpela.
    UWAGA: To cięcie w kształcie krzyża umożliwia łatwe zbieranie nabrzmiałych kleszczy lub odłączanie żerujących kleszczy, jeśli to konieczne.
  3. W razie potrzeby ponownie zamknij kapsułkę, przyklejając samoprzylepną plastikową łatkę do przezroczystego plastiku (średnica 20 mm, Rysunek 3B).
    UWAGA: Jeśli pożądane jest zbieranie znaczników w wielu punktach czasowych, można użyć tej samej lepkiej plastikowej łatki. Jeśli wymaga tego protokół, można również poddać mysz eutanazji, wyjąć kapsułkę i zebrać/odłączyć kleszcze (Rysunek 3C).

5. Odzyskanie myszy

  1. Trzymaj myszy w klatce przez dodatkowy tydzień.
  2. Pozwól kapsułce odłączyć się w sposób naturalny.
    UWAGA: W takim przypadku odpadnięcie kapsułek zajmuje około 8-9 dni. Po wyjęciu kapsułki ważne jest, aby sprawdzić, czy na skórze myszy nie ma nieprawidłowych reakcji. W przypadku podrażnienia zastosuj balsam emolientowy, chociaż zwykle nie jest wymagane żadne leczenie. Jeśli protokół etyczny na to pozwala, odzyskane myszy (Rysunek 3D) mogą być ponownie wykorzystane do kolejnej inwazji kleszczy lub innego eksperymentu (eksperymentów).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proponujemy szczegółową metodę krok po kroku karmienia niedojrzałych stadiów kleszczy twardych w kapsułkach z pianki EVA przymocowanych do grzbietu myszy (Rysunek 2). Ten niewymagający dużego nakładu pracy protokół nadaje się do różnych rodzajów eksperymentów, w których wymagane jest precyzyjne monitorowanie i zbieranie kleszczy. Głównymi zaletami tej metody są jej prostota, łatwo dostępne i tanie materiały oraz krótki czas trwania. Ponadto udało nam się przymocować dwie kapsułki do jednego ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszym krokiem w protokole jest mocne przyklejenie kapsułki do skóry myszy. Dlatego klej lateksowy należy równomiernie nakładać na całą powierzchnię pianki EVA kapsułki i stosować stały nacisk przez 3 minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Zalecamy również umieszczenie kapsułki jak najdalej do przodu na grzbiecie, aby uniknąć jej wyjęcia przez mysz za pomocą tylnych łap. W naszych eksperymentach potwierdzono tylko przyczepność pianki EVA i kleju lateksowego do skóry myszy i nie możemy zagwarantow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy za pomoc techniczną Alaina Berniera, Francuskiego Narodowego Instytutu Badań Rolniczych (INRAE) oraz Océane Le Bidel (ANSES). Badanie było wspierane przez DIM One Health - Région Île-de-France (akronim projektu: NeuroPaTick). Myszy zostały zakupione przez ANSES. Dr Jeffrey L. Blair jest znany z recenzji wcześniejszej wersji manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pianka EVA o grubości 2 mm (niska gęstość)Sklep CosplayEVA-45kg (950/450/2 mm)Można go również zamówić za pośrednictwem Amazon (nr ref. B07BLMJDXD)
Rurka termokurczliwa Elektryczna osłona drutowa 31 mm / 1,22 calaAmazonB0848S3S6TRóżne średnice rurek termokurczliwych są dostępne za pośrednictwem Amazon.
Myszy BALB/cByJCharles River Kod szczepu 627
Myszy C57BL/6Charles RiverKod szczepu 664
Nietoksyczny klej lateksowyTear menderTkanina i Klej do skóryDostępny również za pośrednictwem Amazon (nr ref. B001RQCTUU)
Narzędzie do dziurkowania Narzędzie do sztuki ręcznejAmazonB07QPWNGBFSprzedawane przez amazon jako skórzane narzędzia robocze 1-25mm Okrągły stalowy skórzany nóż rzemieślniczy pracujący do paska
Osłony wiązań PVC PrzezroczysteAmazonB078BNLSNPOdpowiedni jest dowolny przezroczysty arkusz PVC o grubości od 0,150 mm do 0,180 mm
Samoprzylepna gąbka Podwójnie powlekana taśma piankowaAmazonB07RHDZ35JSprzedawane przez amazon jako 2 rolki dwustronnej taśmy piankowej, super mocna biała taśma montażowa Pianka
Przezroczyste naklejki uszczelniające (koła o średnicy 20 mm)AmazonkaB01DAA6X66
paska

Bibliografia

  1. Sonenshine, D. E., Roe, M. Biology of Ticks. , Oxford University Press. (2014).
  2. Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
  3. Bonnet, S., et al. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
  4. Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
  5. Kohls, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. Culture methods for invertebrate animals. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publishing Co. Ithaca, N.Y. 246-256 (1937).
  6. Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
  7. Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
  8. Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. Maramorsch, K., Mahmood, F. , Science Publishers Inc. Enfield NH. 57-82 (1999).
  9. Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
  10. Almazán, C., et al. Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization. Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).
  11. Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae). Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).
  12. Almazán, C., et al. Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations. Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).
  13. Levin, M. L., Ross, D. E. Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal. Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).
  14. Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs. Parasites & Vectors. 6 (5), 26(2012).
  15. Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice. Journal of Visualized Experiments. (123), e55286(2017).
  16. Wada, T., et al. Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks. Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).
  17. Saito, T. B., Walker, D. H. A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis. The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).
  18. Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells. Parasites & Vectors. 2 (1), 47(2009).
  19. Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus. Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39(2013).
  20. Almazán, C., et al. A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits. Journal of Visualized Experiments. (140), e57994(2018).
  21. Zhijun, Y., et al. The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions. Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).
  22. Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats. Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).
  23. Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).
  24. Chen, X., et al. Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA. Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).
  25. Jin, S. W., et al. Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions. Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).
  26. Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions. Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).
  27. Breuner, N. E., et al. Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto. Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Infestacja kleszczami twardymimodel ywienia kleszczymocowanie kapsu ekkapsu ka z pianki EVAmonitorowanie kleszczyzbieranie kleszczyponowne wykorzystanie myszybiologia kleszczytransmisja patogen w
Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.