Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

5.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61498

⸱

14 sierpnia 2020

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Arizona, 2Department of Biosystems Engineering, University of Arizona, 3Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano protokół wykorzystania dwutlenku węgla z gazów spalinowych elektrowni na gaz ziemny do hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych. Wtryskiwanie spalin jest kontrolowane za pomocą czujnika pH, a wzrost mikroalg jest monitorowany za pomocą pomiarów gęstości optycznej w czasie rzeczywistym.

Streszczenie

W Stanach Zjednoczonych 35% całkowitej emisji dwutlenku węgla (CO2) pochodzi z przemysłu elektrycznego, z czego 30% to produkcja energii elektrycznej na gaz ziemny. Mikroalgi mogą wiązać CO2 od 10 do 15 razy szybciej niż rośliny i przekształcać biomasę glonów w produkty będące przedmiotem zainteresowania, takie jak biopaliwa. W związku z tym badanie to przedstawia protokół, który pokazuje potencjalne synergie uprawy mikroalg z elektrownią na gaz ziemny zlokalizowaną w południowo-zachodnich Stanach Zjednoczonych w gorącym klimacie półpustynnym. Najnowocześniejsze technologie są wykorzystywane w celu zwiększenia wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla za pośrednictwem gatunku zielonych glonów Chlorella sorokiniana, które można dalej przetwarzać na biopaliwo. Opisujemy protokół obejmujący półautomatyczny otwarty staw torowy i omawiamy wyniki jego działania, gdy był testowany w elektrowni Tucson Electric Power w Tucson w Arizonie. Gazy spalinowe były używane jako główne źródło węgla do kontrolowania pH, a także uprawiano Chlorella sorokiniana. Do uprawy glonów użyto zoptymalizowanego podłoża. Ilość CO2 dodawanego do systemu w funkcji czasu była ściśle monitorowana. Ponadto monitorowano inne czynniki fizykochemiczne wpływające na tempo wzrostu glonów, produktywność biomasy i wiązanie węgla, w tym gęstość optyczną, tlen rozpuszczony (DO), przewodność elektryczną (EC) oraz temperaturę powietrza i stawu. Wyniki wskazują, że możliwy jest plon mikroalg do 0,385 g/l suchej masy bez popiołu, przy zawartości lipidów na poziomie 24%. Wykorzystanie możliwości synergii między podmiotami emitującymi CO2 a hodowcami glonów może zapewnić zasoby niezbędne do zwiększenia wychwytywania dwutlenku węgla, wspierając jednocześnie zrównoważoną produkcję biopaliw i bioproduktów z alg.

Wprowadzenie

Globalne ocieplenie jest jednym z najważniejszych problemów środowiskowych, z którymi świat musi się obecnie zmierzyć1. Badania sugerują, że główną przyczyną jest wzrost emisji gazów cieplarnianych (GHG), głównie CO2 , w atmosferze spowodowany działalnością człowieka2,3,4,5,6,7. W Stanach Zjednoczonych największa gęstość emisji CO2 pochodzi głównie ze spalania paliw kopalnych w sektorze energetycznym, a konkretnie w elektrowniach3,7,8,9. W związku z tym technologie wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla (CCU) stały się jedną z głównych strategii redukcji emisji gazów cieplarnianych2,7,10. Należą do nich systemy biologiczne, które wykorzystują światło słoneczne do przekształcania CO2 i wody w procesie fotosyntezy, w obecności składników odżywczych, w biomasę. Zastosowanie mikroalg zostało zaproponowane ze względu na szybkie tempo wzrostu, wysoką zdolność wiązania CO2 i wysoką zdolność produkcyjną. Ponadto mikroalgi mają szeroki potencjał bioenergetyczny, ponieważ biomasa może być przekształcana w produkty będące przedmiotem zainteresowania, takie jak biopaliwa, które mogą zastąpić paliwa kopalne7,9,10,11,12.

Mikroalgi mogą rosnąć i osiągać biologiczną konwersję w różnych systemach uprawy lub reaktorach, w tym w otwartych stawach torowych i zamkniętych fotobioreaktorach13,14,15,16,17,18,19. Naukowcy zbadali zalety i ograniczenia, które decydują o powodzeniu procesu biologicznego w obu systemach uprawy, zarówno w warunkach wewnętrznych, jak i zewnętrznych5,6,16,20,21,22,23,24,25. Otwarte stawy torowe są najpowszechniejszymi systemami uprawy do wychwytywania i utylizacji dwutlenku węgla w sytuacjach, gdy spaliny mogą być rozprowadzane bezpośrednio z komina. Ten rodzaj systemu uprawy jest stosunkowo niedrogi, łatwo go zwiększyć, ma niskie koszty energii i ma niskie zapotrzebowanie na energię do mieszania. Ponadto systemy te można łatwo ulokować w tym samym miejscu co elektrownia, aby proces CCU był bardziej wydajny. Istnieją jednak pewne wady, które należy wziąć pod uwagę, takie jak ograniczenie w przenoszeniu masy gazu/cieczy CO2. Chociaż istnieją ograniczenia, otwarte stawy bieżniowe zostały zaproponowane jako najbardziej odpowiedni system do produkcji biopaliw z mikroglonów na zewnątrz5,9,11,16,20.

W tym artykule szczegółowo opisujemy metodę hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych, która łączy wychwytywanie dwutlenku węgla ze spalin elektrowni na gaz ziemny. Metoda składa się z półautomatycznego systemu, który kontroluje wtryskiwanie spalin w oparciu o pH hodowli; system monitoruje i rejestruje stan hodowli Chlorella sorokiniana w czasie rzeczywistym za pomocą czujników gęstości optycznej, tlenu rozpuszczonego (DO), przewodności elektrycznej (EC) oraz temperatury powietrza i stawu. Dane dotyczące biomasy glonów i wtrysku spalin są zbierane przez rejestrator danych co 10 minut w elektrowni Tucson. Utrzymanie szczepu glonów, zwiększanie skali, pomiary kontroli jakości i charakterystyka biomasy (np. korelacja między gęstością optyczną, g / L i zawartością lipidów) są wykonywane w warunkach laboratoryjnych na Uniwersytecie Arizony. Poprzedni protokół opisywał metodę optymalizacji ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroglonów w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowej26. Prezentowany tutaj protokół jest wyjątkowy, ponieważ wykorzystuje otwarte stawy torowe i jest przeznaczony do wdrożenia na miejscu w elektrowni na gaz ziemny w celu bezpośredniego wykorzystania wytwarzanych spalin. Dodatkowo częścią protokołu są pomiary gęstości optycznej w czasie rzeczywistym. Opisany system jest zoptymalizowany pod kątem gorącego klimatu półpustynnego (Köppen BSh), który charakteryzuje się niskimi opadami, znaczną zmiennością opadów z roku na rok, niską wilgotnością względną, wysokim tempem parowania, czystym niebem i intensywnym promieniowaniem słonecznym27.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. System wzrostu: ustawienia otwartego stawu na torze wyścigowym na zewnątrz

  1. Ustawić otwarte zbiorniki bieżni w pobliżu źródła spalin (zawierających 8–10% CO2 ). Upewnij się, że woda i energia elektryczna są dostępne w miejscu reaktora stawowego i że reaktor nie znajduje się w cieniu przez większość dnia (Rysunek 1).
  2. Wychwytuj spaliny podczas procesu dopalania za pomocą węża paliwowego o długości 0,95 cm, kilka metrów przed tym, jak spaliny dostaną się do komina w celu odprowadzenia do atmosfery (Rysunek 2).
  3. Usuń wodę ze spalin za pomocą syfonu o pojemności 20 l i skraplacza (długość wężownicy ~12 m) między kominem a sprężarką (Rysunek 2).
    UWAGA: Spaliny zazwyczaj zawierają około 9\u201213.8% wody28. Ponadto skraplacz i rurociąg chłodzą spaliny16.
  4. Podłącz następujące czujniki do rejestratora danych, aby monitorować wzrost glonów: (1) czujnik gęstości optycznej w czasie rzeczywistym29, który mierzy absorbancję przy dwóch długościach fal - 650 i 750 nm - i może wykryć maksymalne stężenie komórek glonów 1,05 g/l; 2) czujnik tlenu rozpuszczonego; (3) termopary powietrzne i stawowe; 4) czujnik pH; oraz (5) czujnik EC.
    UWAGA: Dodatkowo czujniki pH i EC są podłączone do przetwornika. Konfiguracja rejestratora danych jest pokazana w Rysunek 3.
  5. Upewnij się, że wszystkie elementy systemu wzrostu glonów są skalibrowane i prawidłowo działają przed inokulacją.

2. System kontroli pH

  1. Zarządzaj wtryskiem spalin za pomocą sprężarki, systemu zaworów sterujących i programu rejestratora danych, jak pokazano na Rysunek 2 i Rysunek 3 (materiał uzupełniający A).
  2. Za pomocą rurki skieruj spaliny z zaworu sterującego na dno stawu bieżni przez kamienny dyfuzor.
  3. Wstrzyknąć spaliny do systemu wzrostu w oparciu o pH. Gdy wartość pH jest większa niż 8,05, system będzie wtryskiwał spaliny, natomiast gdy pH będzie mniejsze niż 8,00, system zatrzyma wtryskiwanie spalin w okresach braku wzrostu. Natężenie przepływu jest mierzone w standardowych litrach na minutę (SLPM).
    UWAGA: W zaworze regulacyjnym ciśnienie spalin na wlocie jest ograniczone do maksymalnie 50 psi.

3. Selekcja glonów i utrzymanie szczepu (światło i temperatura)

UWAGA: Zielone algi Chlorella sorokiniana DOE 1412 zostały wyizolowane przez Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 i wybrane przez National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); jego wybór opierał się na poprzednich badaniach charakterystyki szczepu przeprowadzonych przez Huesemann et al.32,33 . Ich badania dotyczące badań przesiewowych glonów, produktywności biomasy i symulowanej pod kątem klimatu hodowli (np. temperatury i światła) w regionie południowo-zachodnim przy użyciu zewnętrznych otwartych stawów torowych dostarczyły informacji na temat metody zastosowanej w tym projekcie.

  1. Utrzymuj kultury w temperaturze pokojowej (25 °C) w cyklu 12 godzin/12 godzin światła/ciemności.
  2. Utrzymuj natężenie światła na poziomie 200 μM/m2/s w celu utrzymania kultur uprawianych na płytkach i w małych kulturach płynnych (od 50 ml do 500 ml).
  3. Utrzymuj intensywność światła do uprawy na dużą skalę w kulturach płynnych od 50 ml do 500 ml przy 400 μM/m2/s i kulturach płynnych od 5 l do 20 l przy 600\u2012800 μM/m2/s.

4. Zwiększanie skali i kontrola jakości

  1. Przygotować pożywkę hodowlaną BG11 przy użyciu wody dejonizowanej i następujących soli, dla makroskładników pokarmowych, w g/l: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 na2CO3 ; dodać 1 ml/l roztworu pierwiastków śladowych, który zawiera następujące mikroelementy w g/l: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    UWAGA: Do inokulacji płytki i/lub długotrwałego przechowywania dodać 7,5 g/l agaru Bacto; Do inokulacji hodowli nie jest potrzebne dodawanie agaru. Sterylizować pożywkę hodowlaną w autoklawie przez 21 minut w temperaturze 121 °C.
  2. Wlać pożywkę BG11 z agarem na szalki Petriego w sterylnym okapie z przepływem laminarnym lub komorze bezpieczeństwa biologicznego. Gdy płytki są twarde i stygnące, odpipetować 500 μl z ponownie zawieszonej zamrożonej kultury glonów i dodać ampicylinę (100 μg/ml); Inkubuj płytki glonów w stole do wytrząsania (120 obr./min) przez 1 do 2 tygodni.
  3. Użyj sterylnej pętli, aby wybrać pojedynczą kolonię glonów z płytki hodowlanej i zaszczepić ją w probówce o pojemności 50 ml zawierającej sterylną pożywkę wzrostową w czystej komorze bezpieczeństwa biologicznego. Hoduj małą płynną kulturę na stole do wytrząsania (120 obr./min) przez tydzień.
  4. Przenieść 50 ml kultury glonów (liniowa faza wzrostu, OD750nm ≥ 1) do kolby o pojemności 1 l z 500 ml płynnego podłoża. Wyposaż każdą kolbę w gumowy korek i rurkę ze stali nierdzewnej, aby zapewnić napowietrzenie. Filtruj powietrze za pomocą filtrów sterylizacyjnych 0,2 μm. Pozwól kulturze rosnąć przez jeden do dwóch tygodni. Monitoruj gęstość komórek za pomocą spektrofotometru (OD750nm).
  5. Umieścić płynną kulturę o pojemności 500 ml w 10-litrowym balonie zawierającym 8 litrów niesterylnej pożywki hodowlanej i wstrzyknąć mieszaninę 5% CO2 i 95% powietrza. Następnie uprawiaj glony w takich samych warunkach, jak w kroku 4.4.
  6. Monitoruj kultury talerzowe i płynne (w krokach 4.2\u20124.5) raz w tygodniu. Weź porcję i obserwuj ją pod mikroskopem przy powiększeniu 10x i 40x, aby zapewnić wzrost pożądanego szczepu. Utrzymywano kultury do czasu, aż zostaną naruszone lub wykorzystane do eksperymentów. Wyrzuć skażone kultury.

5. Skoncentrowane podłoże do uprawy w otwartym stawie

  1. Aby przygotować roztwór pierwiastków śladowych, należy częściowo napełnić kolbę miarową o pojemności 1 l wodą destylowaną (DW). Włóż mieszadło magnetyczne i dodawaj kolejno substancje chemiczne pokazane w Tabeli 1. Upewnij się, że każdy składnik rozpuści się przed dodaniem następnego składnika. Usunąć magnes i napełnić kolbę do oznaczenia objętości 1 l.
  2. Częściowo napełnij szklaną butelkę o pojemności 1 l DW i włóż mieszadło magnetyczne. Umieść pojemnik na wierzchu płyty mieszadła magnetycznego i dodaj chemikalia do końcowej objętości reaktora, dodając je sekwencyjnie, upewniając się, że każdy z nich całkowicie się rozpuści. Tabela 2 zawiera listę substancji chemicznych do przygotowania 1 l pożywki, więc pomnóż wszystkie wartości przez ostateczną objętość reaktora. Napełnij szklaną butelkę do 1 l.

6. Inokulacja otwartego stawu wyścigowego na zewnątrz

  1. Dokładnie wyczyść reaktor przy użyciu 30% wybielacza przed każdym zaszczepieniem i po zbiorach. Zaleca się pozostawienie wybielacza na noc. Dobrze wypłucz reaktor, aby usunąć cały wybielacz.
  2. Skalibruj wszystkie czujniki przed inokulacją glonów zgodnie z odpowiednią procedurą kalibracji.
  3. Rozcieńczyć skoncentrowane podłoże (w kroku 5) za pomocą źródła wody, wypełniając staw bieżni do 80%.
  4. Zaszczepić reaktor za pomocą 10-litrowego balonu wypełnionego glonami (liniowa faza wzrostu OD750nm > 2) i doprowadzić go do ostatecznej objętości.
  5. Aklimatyzacja mikroalg poprzez częściowe zacienienie stawu z bieżnią drewnianymi paletami przez ~ 3 dni (Rysunek 4), po upływie fazy wykładniczej, jako strategia adaptacyjna w celu uniknięcia fotoinhibicji.
    UWAGA: W tym okresie mikroalgi będą miały również czas na przystosowanie się do stresu spowodowanego bezpośrednim wtryskiem spalin.

7. Eksperyment z przyrostem partii w elektrowni

  1. Sprawdzaj i rejestruj wszelkie codzienne zmiany, w tym parowanie wody, silnik koła łopatkowego, funkcjonalność czujnika i wszystko, co nietypowe.
  2. Codziennie opróżniaj i sprawdzaj sprężarkę i syfon, aby usunąć nadmiar wody i zminimalizować korozję, ponieważ spaliny są silnie34.
  3. Skonfiguruj rejestrator danych tak, aby skanował każdy pomiar czujnika co 10 s i zapisywał średnie dane co 10 minut. Należą do nich DO, pH, EC, gęstość optyczna w czasie rzeczywistym, a także temperatura powietrza i reaktora.

8. Dyskretne pobieranie próbek i monitorowanie

  1. Upewnij się, że poziom wody pozostaje stały w końcowej objętości reaktora, w przeciwnym razie wpłynie to na pomiar gęstości optycznej.
  2. Po uzupełnieniu wody w reaktorze należy pobrać próbkę o objętości 5 ml do pomiarów masy komórek za pomocą gęstości optycznej (540, 680 i 750 nm) za pomocą spektrofotometru w ultrafiolecie widzialnym. Powtarzaj ten proces codziennie.
  3. Pobieraj próbkę o objętości 500 ml trzy razy w tygodniu do obserwacji mikroskopowych i zatężania biomasy w oparciu o suchą masę bez popiołu (AFDW).
    1. Wykonuj obserwacje mikroskopowe za pomocą soczewek obiektywowych 10x i 40x. Dodatkowo te powiększenia mikroskopowe są wykorzystywane w ramach kontroli jakości glonów opisanej w kroku 4.6.
    2. Użyj 400 ml próbki w kroku 8.3 dla AFDW
      1. Umieść każdy filtr z włókna szklanego o wielkości porów 0,7 μm w tacy z folii aluminiowej i poddaj wstępnej obróbce każdą tackę/filtr z folii aluminiowej w piecu przez 4 godziny w temperaturze 540 °C.
      2. Oznacz każdą tackę z folii aluminiowej za pomocą ołówka #2, zapisz jej wagę (A) i umieść ją w aparacie filtrującym próżniowo.
      3. Energicznie wymieszaj próbkę glonów przed odmierzeniem objętości do przefiltrowania. Przefiltrować wystarczającą ilość próbki glonów, aby uzyskać różnicę masy przed i po popiele między 8 a 16 mg. Wybierz różnicę masy, która będzie używana przez cały czas trwania eksperymentu i utrzymuj tę wartość na stałym poziomie.
      4. Umieścić każdy filtr zawierający próbkę glonów w foliowej tacce w suszarce w temperaturze 105 °C na co najmniej 12 godzin.
      5. Wyjmij tackę/filtr foliowy z suszarki i umieść go w szklanym eksykatorze, aby zapobiec wchłanianiu wody. Zapisz wagę każdej tacki foliowej/filtra (B).
      6. Umieścić tackę/filtr foliowy w piecu muflowym o temperaturze 540 °C na 4 godziny.
      7. Wyłącz piec muflowy, ostudź tacki/filtry foliowe, umieść je w eksykatorze i zapisz wagę każdej tacki foliowej/filtra (C).
      8. Obliczać AFDW za pomocą analizy grawimetrycznej:
        % AFDW = C – A x 100 / B
  4. Przytrzymaj 2 litry glonów przed zbiorem w celu analizy ekstrakcji lipidów za pomocą ekstrakcji mikrofalowej (MAE) przy użyciu rozpuszczalników.
    1. Odwirować próbkę glonów przy względnej sile odśrodkowej (RFC) 4 400 x g przez 15 minut. Weź granulki glonów i susz je w suszarce w temperaturze 80 °C przez co najmniej 24 godziny.
    2. Zmiel próbkę glonów i zważ proszek z glonów (zalecana biomasa wynosi od 0,3 g do 0,5 g).
    3. Dodaj proszek z glonów (suchą biomasę glonów) do naczyń Xpress systemu przyspieszonej reakcji mikrofalowej (MARS), dodaj 10 ml roztworu rozpuszczalnika chloroform:metanol (2:1, v/v) pod maską, zamknij naczynia i odstaw na noc.
    4. Umieścić naczynia w maszynie MARS za pomocą czujnika rozpuszczalnika na 60 minut w temperaturze 70 °C i mocy 800 W.
    5. Wyjmij naczynia z MARS i pozwól im ostygnąć pod maską.
    6. Użyj lejka i waty szklanej, aby oddzielić płynną część zawierającą chloroform, metanol i lipidy, przenosząc każdą płynną próbkę do wstępnie zważonej szklanej probówki i utrzymując ciała stałe (biomasę wolną od lipidów) do innych analiz.
    7. Zanieś probówki zawierające lipidy do parownika azotu, wyjmij je po odparowaniu cieczy, a następnie pozostaw probówki na noc pod maską, aby zapewnić całkowitą suchość.
    8. Obliczyć zawartość lipidów (% wag.) za pomocą analizy grawimetrycznej:
      Zawartość lipidów (% wag.) = sucha biomasa lipidów x 100/ sucha masa glonów

9. Zbiór glonów i płodozmian

  1. Zbierz 75% całkowitej objętości hodowli glonów, gdy kultura jest bliska osiągnięcia fazy stacjonarnej. Weź 2\u20125 l kultury, aby przeprowadzić analizy produktywności biomasy w laboratorium. Przetwórz i przekształć resztę glonów w pożądane produkty z alg.
  2. Ponownie wyhoduj otwarty staw z bieżnią, używając 25% glonów pozostałych jako inokulum. Dodaj wodę do 80% całkowitej objętości reaktora, dodaj skoncentrowane media, a następnie dokończ napełnianie do końcowej objętości reaktora, jeśli to konieczne.
  3. Uprawiaj odpowiednią odmianę glonów w zależności od pory roku, w oparciu o warunki temperatury i natężenia światła.

10. Zarządzanie danymi

  1. Zapisz dane w rejestratorze danych i zbierz je do analizy, jak w kroku 7.3.
  2. Rozważ zapisanie surowych i przeanalizowanych danych na dysku udostępniania Regional Algal Feedstock Testbed (RAFT). Partnerzy projektu RAFT udostępniają swoje dane w celu symulacji i modelowania produktywności glonów oraz walidacji uprawy na zewnątrz.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wcześniejsze wyniki eksperymentalne uzyskane w naszym laboratorium wskazują, że hodowla mikroalg w półautomatycznym otwartym kanale typu raceway może być powiązana z procesami wychwytywania dwutlenku węgla. Aby lepiej zrozumieć synergię między tymi dwoma procesami (Rysunek 2), opracowaliśmy protokół dostosowany do hodowli gatunku zielonych alg Chlorella sorokiniana w warunkach zewnętrznych w gorącym klimacie półpustynnym. Spaliny z gazu ziemnego pobrano ze stacji przemysłowej wytwar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym badaniu wykazaliśmy, że synergiczne sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla ze spalin i uprawy mikroalg jest możliwe w gorącym klimacie półpustynnym. Protokół eksperymentalny dla półautomatycznego systemu stawów torowych integruje najnowocześniejszą technologię w celu monitorowania odpowiednich parametrów w czasie rzeczywistym, które korelują ze wzrostem glonów podczas wykorzystywania gazów spalinowych jako źródła węgla. Proponowany protokół ma na celu zmniejszenie niepewności w uprawie glonów, która jest jedną z ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez projekt Regional Algal Feedstock Testbed, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Dziękujemy również Estebanowi Jimenezowi, Jessice Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisnerosowi, RAFT Team, Markowi Mansfieldowi, pracownikom elektrowni UA i pracownikom elektrowni TEP za wszelką pomoc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Silnik o regulowanej prędkości (system kół łopatkowych)Leeson174307Lesson 174307.00, typ: SCR Napięcie; Ampery:10
Aluminiowe łodzie wagoweFisher Scientific08-732-102Fisherbrand Aluminiowe naczynia wagowe
Żelazo amonowe (III) (NH?)? [Fe(C?H? O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Średni preparat. Cytrynian amonu żelaza(III)
Fosforan amonuSigma-Aldrich7722-76-1Ta substancja chemiczna jest stosowana do zoptymalizowanego podłoża
Sól sodowa ampicylinySigmaAldrich A9518-5GTa substancja chemiczna jest stosowana w celu uniknięcia zanieczyszczenia glonami
AutoklawAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Agar BactoFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Granulowany wybielacz agarowy
Wybielacz bakteriobójczy, skoncentrowany kwasclorox
(H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Śladowe elementy: Kwas borowy
Chlorek wapnia dwuwodny (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Średni preparat. Dwuwodny chlorek wapnia
Carboys (20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKPolipropylenowy balon z uchwytami
WirówkaBeckman Coulter, IncJ2-21
ChloroformSigma-Aldrich67-66-3Ta substancja chemiczna jest używana do ekstrakcji lipidów
Citraplex 20% IronLoveland ProductsSDS nr 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Sześciowodny azotan kobaltu (II) (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Pierwiastki śladowe: Sześciowodny azotan kobaltu (II)
SprężarkaMakitaMAC700To urządzenie służy do wtrysku systemu CO2
Zawór sterującySierra InstrumentsSmartTrak 100Ten element musi być dostosowany do Twojej aplikacji. W naszym przypadku użyto mieszanki 5% CO2 i 95% powietrza.
Pięciowodny siarczan miedzi (II) (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Pierwiastki śladowe: Pięciowodny siarczan miedzi (II)
Rejestrator danych: Jednostka Campbell CR3000Scientific CampbellCR3000To urządzenie służy do sterowania całym systemem, motoryzacji i rejestrowania danych
Rozpuszczony roztwór tlenuCampbell Scientific14055Roztwór elektrolitu tlenu rozpuszczonego DO6002 - Nr partii. 211085
sonda tlenu rozpuszczonegoSensorex?Czujnik tlenu rozpuszczonego DO6400/T z komunikacją cyfrową
Roztwór do kalibracji przewodności elektrycznejRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Wzorzec przewodności, 5000 uS/cm przy 25C (2620 ppm TDS jako NaCl)
Sonda elektrokonduktometrycznaHanna InstrumentsHI3003/DSonda przewodności przepływowej - Czujnik NTC, złącze DIN, 3m
Sól disodowa kwasu etylenodiaminotetraoctowego dwuwodian (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Podłoże Przygotowanie: Dwuwodna sól disodowa kwasu etylenodiaminotetraoctowego
FiltryFisher Scientific09-874-48Filtry z mikrofibry szklanej bez spoiwa Whatman
Fisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach Kolby
PiecHogentoglerModel: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Szklany
eksykatormuflowyVWR International LLC75871-430Typ 150, średnica 140 mm
Lejek szklanyFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Szklane lejki wielokrotnego użytku z długim trzpieniem
Okap z przepływem laminarnymFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Stainless Kaptur hume Safeair
Siarczan magnezu siedmiowodny (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Średni Preparat: Magnez siarczan siedmiowodny
MetanolSigma-Aldrich67-56-1Rozpuszczalnik do ekstrakcji lipidów
Dyfuzor mikropęcherzykowyPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075To urządzenie służy do wtryskiwania systemu CO2
Mikroalgi: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MikroskopCarl Zeiss 4291097
Asystent mikrofalowy ekstrakcjaMARS, CEM KorportacjaCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Mikrofalowy przyspieszony system reakcyjny. Model: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Moździerze czterowodne chlorku manganu(II)
Fisher ScientificFB961BMoździerze porcelanowe Fisherbrand
Parownik azotuOrganomationN-EVAP 112 Parownik azotu (system grzewczy OA-SYS)
PiekarnikVWR International LLC89511-410Piekarnik z wymuszonym obiegiem powietrza
Koło8-łopatkowe śmigło o osi poziomej. Zwykle jest to część reaktora z kołem łopatkowym.
Silnik koła łopatkowegoLeesonM1135042.00Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 KM; Napięcie 90; FR 34; 62 obr./min.
TłuczkiFisher ScientificFB961MTłuczki porcelanowe Fisherbrand
Przetwornik pH i EC HannaInstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 Przetwornik pH i EC z izolacją galwaniczną 0-4V.
Roztwory do kalibracji pHFisher Scientific13-643-003Thermo Scientific Orion Butelki buforowe pH
Czujnik sondy pHHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Teflonowa elektroda pH z pasującym pinem 5m.
Końcówki do pipetFisher Scientific1111-28211000 ul TipOne z podziałką niebieską końcówką w stojakach
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Pipety o zmiennej regulacji objętości: jednokanałowe
Kuwety plastikoweFisher scientific14377017BrandTech BRAND Plastikowe kuwety
Fisher scientific08-757-100DCorning Falcon Bakteriologiczne szalki Petriego z pokrywką
PotażTa substancja chemiczna jest używana do zoptymalizowanego przygotowania podłoża. Został zakupiony w lokalnej firmie nawozowej
Fosforan potasu dwuzasadowy (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Przygotowanie: Fosforan potasu dwuzasadowy
Butelki do przechowywania multimediów wielokrotnego użytkuFisher scientific06-414-2AButelki 1 L i 2 L - PYREX GL45 Nakrętki z uszczelkami zaślepkowymi
Raceway PondPodobny sprzęt można kupić pod adresem https://microbioengineering.com/products
Czujnik gęstości optycznej w czasie rzeczywistymUniversity of ArizonaTen sprzęt został zaprojektowany i zbudowany przez członka grupy
RS232Sabrent Sabrentkonwertera RS-2.0 USB 2.0 na szeregowy (9-pinowy) DB-9, chipset Prolific, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 i nowsze] 2,5 stopy (CB-DB9P)
Stółdo wytrząsaniaMieszanie glonów 150 obr./min
Węglan sodu (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Węglan sodu
Molibdenian sodu dwuwodny (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Podłoże Preparat: Molibdenian sodu dwuwodny
Azotan sodu (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Medium Preparat: Spektrofotometr azotanu sodu
Fisher Scientific Firma14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spektrofotometr cylindryczny uchwyt na ogniwa o długiej ścieżce; wewnętrzny dektecor odniesienia, ksenonowa lampa błyskowa; podwójna fotodioda krzemowa; 240 V, 50 do 60 Hz wybierane automatycznie.
ProbówkiFisher Scientific14-961-27Jednorazowe probówki ze szkła borokrzemianowego Fisherbrand ze zwykłym końcem (10 ml)
Termopary typu KOmegaKMQXL-125G-6
MocznikSigma-Aldrich2067-80-3Mocznik
filtracji próżniowejFisher ScientificXX1514700Szklany uchwyt filtra próżniowego MilliporeSigma, 47 mm. W skład systemu wchodzą: nasadka do kolby ze szkła szlifowanego, wspornik filtra ze szkła gruboziarnistego i kolba
Pompa próżniowaGraingerMarathon Elektryczny silnik prądu przemiennego Zabezpieczony termicznie G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Siarczan siedmiowodny (ZnSO4*7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Siarczan siedmiowodny
Clorox borowy łopatkowe System

Bibliografia

  1. The Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018).
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3(2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718(2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268(2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), Chapter 4 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

gazy spalinoweotwarta p yta kaskadowaChlorella sorokinianasystem kontroli pHczujnik g sto ci optycznejproduktywno biomasywi zanie w glaprodukcja biopaliw
Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.