Method Article

Obrazowanie i kwantyfikacja obszaru szybko poruszających się mikropęcherzyków za pomocą szybkiej kamery i analizy obrazu

DOI:

10.3791/61509

⸱

September 5th, 2020

 ,  ,  , 
1School of Dentistry, University of Birmingham, 2Department of Mathematics, University of Birmingham

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikropęcherzyki kawitacyjne są obrazowane za pomocą szybkiej kamery podłączonej do obiektywu zmiennoogniskowego. Wyjaśniono konfigurację eksperymentalną, a analiza obrazu służy do obliczenia obszaru kawitacji. Analiza obrazu odbywa się za pomocą ImageJ.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiono technikę eksperymentalną i analizę obrazu do obrazowania pęcherzyków kawitacyjnych i obliczania ich powierzchni. Przedstawiona tu eksperymentalna technika obrazowania z dużą szybkością i protokół analizy obrazu mogą być również stosowane do obrazowania mikroskopijnych pęcherzyków w innych dziedzinach badań; W związku z tym ma szeroki zakres zastosowań. Stosujemy to do kawitacji obrazu wokół dentystycznych skalerów ultradźwiękowych. Ważne jest, aby zobrazować kawitację, aby ją scharakteryzować i zrozumieć, w jaki sposób można ją wykorzystać do różnych zastosowań. Kawitacja występująca wokół stomatologicznych skalerów ultradźwiękowych może być stosowana jako nowatorska metoda usuwania płytki nazębnej, która byłaby bardziej skuteczna i powodowałaby mniej uszkodzeń niż obecne techniki terapii periodontologicznej. Przedstawiamy metodę obrazowania chmur pęcherzyków kawitacyjnych występujących wokół końcówek skalera ultradźwiękowego za pomocą szybkiej kamery i obiektywu zmiennoogniskowego. Obliczamy również obszar kawitacji za pomocą analizy obrazu za pomocą uczenia maszynowego. Do analizy obrazu wykorzystywane jest oprogramowanie typu open source. Przedstawiona analiza obrazu jest łatwa do odtworzenia, nie wymaga doświadczenia w programowaniu i może być łatwo modyfikowana w celu dopasowania do aplikacji użytkownika.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie ruchu pęcherzyków jest ważne dla różnych zastosowań, ponieważ kontroluje hydrodynamikę systemu. Istnieje wiele zastosowań, w których może to być przydatne: w reaktorach ze złożem fluidalnym1,2, lub do czyszczenia za pomocą pęcherzyków kawitacyjnych3,4. Celem obrazowania pęcherzyków jest lepsze zrozumienie dynamiki pęcherzyków lub kierunku i ruchu chmury pęcherzyków. Można to osiągnąć poprzez obserwację zobrazowanych struktur, a także poprzez wykorzystanie analizy obrazu do uzyskania informacji ilościowych, takich jak rozmiar pęcherzyków.

Pęcherzyki kawitacji to jednostki gazowe lub parowe, które pojawiają się w płynie, gdy ciśnienie spada poniżej wartości ciśnienia nasyconego5. Mogą wystąpić, gdy pole akustyczne zostanie przyłożone do płynu o częstotliwościach ultradźwiękowych. Wielokrotnie rosną i zapadają się, a po zapadnięciu się mogą uwalniać energię w postaci szybkich mikrodżetów i fal uderzeniowych6,7. Mogą one usuwać cząstki z powierzchni za pomocą sił ścinających i powodować czyszczenie powierzchni8. Bąbelki kawitacyjne są badane pod kątem czyszczenia powierzchni w różnych branżach, takich jak półprzewodniki, żywność i czyszczenie ran9,10,11,12. Mogą być również używane do czyszczenia płytki nazębnej z zębów i biomateriałów, takich jak implanty dentystyczne12,13. Kawitacja występuje wokół obecnie używanych narzędzi dentystycznych, takich jak skalery ultradźwiękowe i pilniki endodontyczne i wykazuje potencjał jako dodatkowy proces czyszczenia za pomocą tych narzędzi14.

Oscylacja pęcherzyków kawitacyjnych następuje w ciągu kilku mikrosekund i dlatego potrzebna jest szybka kamera, aby uchwycić ich ruch poprzez obrazowanie z prędkością tysięcy klatek na sekundę8. Przedstawiono metodę obrazowania kawitacji mikropęcherzykowej wokół stomatologicznych skalerów ultradźwiękowych. Celem jest zrozumienie, w jaki sposób kawitacja zmienia się w zależności od różnych skalerów ultradźwiękowych, aby można ją było zoptymalizować jako nowatorski sposób czyszczenia płytki nazębnej.

Poprzednie metody używane do badania kawitacji obejmują sonochemiluminescencję, która wykorzystuje luminol do wykrywania miejsca, w którym wystąpiła kawitacja15,16. Jest to jednak technika pośrednia i nie jest w stanie zwizualizować pęcherzyków kawitacyjnych w czasie rzeczywistym. W związku z tym nie jest w stanie dokładnie określić, gdzie to się dzieje na instrumencie, a także nie można uzyskać żadnych informacji na temat dynamiki pęcherzyków, chyba że jest to połączone z innymi technikami obrazowania17. Szybkie obrazowanie może obrazować nie tylko rosnące i zapadające się pęcherzyki kawitacyjne, ale także rodzaj występującej kawitacji: chmury kawitacyjne, mikrostrumienie i mikrodżety6,7,18. Dają one więcej informacji o tym, w jaki sposób kawitacja może czyścić powierzchnie.

Prezentujemy metodę obrazowania mikropęcherzyków kawitacji za pomocą szybkiej kamery i obliczania średniej powierzchni występującej kawitacji. Metodę tę zademonstrowano na przykładzie kawitacji zachodzącej wokół różnych końcówek dentystycznych skalerów ultradźwiękowych, chociaż etapy eksperymentu i analizy obrazu można wykorzystać do innych zastosowań, takich jak obrazowanie innych makro i mikropęcherzyków.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja instrumentu

  1. Wybierz instrument lub obiekt, który ma zostać zobrazowany. W tym eksperymencie zobrazowano skaler ultradźwiękowy. Pęcherzyki kawitacyjne występują wokół końcówek skalerów ultradźwiękowych w wodzie.
  2. Wybierz stopień mikropozycjonowania dla instrumentu, który ma być obrazowany z translacją i obrotem XYZ. Umieść na podnośniku laboratoryjnym. Przymocuj uchwyt instrumentu do mikro etapu pozycjonowania
  3. Wybierz optycznie przezroczysty pojemnik na wodę do obrazowania. Pojemnik używany w tych eksperymentach został stworzony ze szklanymi szkiełkami mikroskopowymi.
  4. Wybierz stolik XY z platformą obrotową. Umieść na podnośniku laboratoryjnym. Umieść pojemnik na wodę na stoliku i napełnij go przefiltrowaną wodą (odwrócona osmoza lub destylowana).

2. Konfiguracja kamery o dużej szybkości

  1. Wybierz szybką kamerę o żądanej liczbie klatek na sekundę i rozdzielczości oraz źródło światła o dużej intensywności z światłowodem.
  2. Przymocuj przesuwną płytkę do mikropozycjonowania do korpusu szybkiej kamery i podłącz ją do statywu.
  3. Wybierz obiektyw o żądanej rozdzielczości i ogniskowej, a następnie podłącz go do aparatu. W tym eksperymencie użyto obiektywu zmiennoogniskowego o rozdzielczości 8,4 μm/piksel.
  4. Napełnij zbiornik obrazowania wodą i umieść końcówkę instrumentu, który ma być obrazowany, w zbiorniku na wodę w żądanej orientacji.
  5. Po podłączeniu kamery i załadowaniu podglądu na żywo do oprogramowania, użyj małego powiększenia, aby ustawić ostrość na końcówce skalera ultradźwiękowego, w razie potrzeby zmieniając położenie źródła światła. Ustaw instrument i źródło światła przed aparatem i ustaw ostrość. Dostosuj żądaną liczbę klatek na sekundę i jasność.
    UWAGA: Do obrazowania przy dużej liczbie klatek na sekundę, krótkich czasach otwarcia migawki i/lub dużych powiększeniach wymagane jest większe natężenie światła. Oświetlenie może być zapewnione w trybie odbicia lub w trybie transmisji. W tym protokole oświetlenie jest zapewnione w trybie transmisji (jasne pole) za pomocą urządzenia do zimnego oświetlenia o wysokiej intensywności.
  6. Ustaw optymalną liczbę klatek na sekundę i czas otwarcia migawki dla szybkiego aparatu. W tym eksperymencie liczba klatek na sekundę wynosiła 6400 kl./s przy czasie otwarcia migawki 262 nanosekund. W przypadku szybko poruszających się pęcherzyków, takich jak pęcherzyki kawitacyjne, wymagany jest krótki czas otwarcia migawki, aby zapewnić ich ostrość.
  7. Dostosuj powiększenie obiektywu zmiennoogniskowego i intensywność źródła światła, aby tło było białe bez prześwietlenia.

3. Kalibracja

  1. Zapisz położenie końcówki (obrót w stopniu x-y, kąt obrotu przyrządu w celu zapewnienia odtwarzalności).
  2. Aby upewnić się, że pole widzenia jest spójne dla każdego powtórzenia, wybierz punkt odniesienia i zanotuj współrzędne. W tym przypadku punktem odniesienia była końcówka skalera ultradźwiękowego. Można go następnie przemieścić w przyszłych eksperymentach w to samo miejsce w polu widzenia.
  3. Jeśli rozmiar piksela jest nieznany, zobrazuj siatkę z oznaczeniami 10 μm przy ustawionym powiększeniu i użyj oprogramowania do analizy obrazu, takiego jak Fiji, aby obliczyć rozdzielczość.

4. Nagrywanie wideo z dużą szybkością

  1. Wyobraź sobie instrument bez kawitacji. Zostanie to odjęte od obrazów kawitacji w analizie obrazu podczas obliczania powierzchni pęcherzyków kawitacyjnych. Zapisz filmy w formacie takim jak TIFF, aby nie utracić jakości obrazu.
  2. Wyobraź sobie instrument działający z kawitacją. Upewnij się, że jest wystarczająca liczba klatek do dokładnej analizy, na przykład 5 powtórzeń po 500 klatek każde.

5. Przetwarzanie obrazu

  1. Pobierz Fiji19 ze strony ImageJ (https://imagej.net/Fiji). Dostarczono kod makra ImageJ, który automatycznie wykonuje opisane poniżej kroki analizy obrazu i może być również zmieniony w celu dopasowania do aplikacji. Poszczególne kroki makra są opisane w krokach 5.3-5.5.
  2. W razie potrzeby przytnij obraz, aby usunąć wszelkie ciemniejsze obszary wynikające z nierównomiernego oświetlenia. Upewnij się, że wszystkie obrazy są przycięte do tego samego rozmiaru i w tym samym miejscu obrazu.
  3. Przekonwertuj obrazy na binarne, automatycznie określając progi przy użyciu jednego z progów automatycznych. W tym przykładzie używany jest minimalny próg automatyczny
    4. .
  4. Uruchom polecenie wypełnij otwory, aby usunąć wszystkie czarne piksele z wnętrza bąbelków, które zostały fałszywie podzielone na segmenty.
  5. Oblicz histogram stosu, aby pokazać liczbę pikseli odpowiadającą skalerowi i kawitacji w każdej klatce.
  6. W tym przypadku piksele odpowiadające bąbelkom są białe i mają wartość 255. Zapisz te pomiary.
  7. Powtórz kroki 5.3-5.6, aby wyświetlić film przedstawiający instrument działający bez pęcherzyków.
  8. Oblicz średnią powierzchnię końcówki skalera ultradźwiękowego tylko na podstawie wyników histogramu.
  9. Odejmij średnią powierzchnię instrumentu od każdego z obszarów obliczonych na podstawie filmów z bąbelkami wokół skali. Obszar pęcherzyków pozostawia się do zmierzenia.
  10. Wizualizacja polega na odjęciu obrazu binarnego skalera od obrazu binarnego skalera z bąbelkami za pomocą kalkulatora obrazów na Fidżi.
  11. Oblicz średnią i odchylenie standardowe obszaru pęcherzyków.
  12. Przelicz wartości z liczby pikseli na obszar (w tym przypadku μm2), mnożąc przez kwadrat rozmiaru piksela. Oblicz rozmiar każdego piksela, obrazując siatkę za pomocą szybkiej kamery w tym samym powiększeniu, jakie zostało użyte do obrazowania, i użyj ImageJ, aby ustawić skalę.
  13. Wykreśl dane. Możliwe jest również przeprowadzenie analizy statystycznej w celu wykazania wszelkich istotnych różnic w obszarze pęcherzyków w przypadku porównania różnych warunków.

6. Makro ImageJ

  1. W menu ImageJ/Fiji przejdź do opcji Plugins > New > Macro. Upewnij się, że makro IJ1 jest zaznaczone w menu języka, a następnie skopiuj i wklej następujący kod. Kliknij przycisk Uruchom, aby uruchomić makro (plik uzupełniający).

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kroki analizy obrazu można zobaczyć w Rysunek 1 dla jednej z testowanych końcówek skalera ultradźwiękowego. Końcówka FSI 1000 i końcówka 10P zostały sfotografowane wewnątrz zbiornika na wodę z wyłączoną wodą chłodzącą (ilustracja 2). Kawitacja wystąpiła w pobliżu zagięcia końcówki FSI 1000 przy maksymalnej mocy oraz w pobliżu swobodnego końca końcówki 10P (Rysunek 3 i Rysunek 4). Średnia powierzchnia kawitacji wynosiła 0,1 ± 0,07mm2 dla końcówki FSI 1000 i 0,50 ± 0,25mm2 dla końcówki 10P (Rysunek 5).

figure-results-1
Rysunek 1: Etapy szybkiej konfiguracji obrazowania i analizy obrazu (a) Schemat zestawu szybkiego obrazowania zastosowanego w badaniu. (b) Schemat etapów analizy obrazu zastosowanych w badaniu, przedstawiający surowe obrazy tylko po lewej stronie końcówki skalera i z kawitacją, które następnie zostały zbinaryzowane i odjęte od siebie w celu obliczenia powierzchni chmur kawitacyjnych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Porównanie różnych końcówek Szybkie zdjęcia obrazowe pokazujące kawitację zachodzącą wokół dwóch testowanych końcówek skalera ultradźwiękowego (a) FSI 1000 (b) 10P. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Ilustracja 3: Szybkie obrazy z końcówki 10P: szybkie zdjęcia z końcówki 10P, z filmu nagranego z szybkością 6400 klatek na sekundę. Kawitację można zaobserwować wokół wolnego końca końcówki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Ilustracja 4: Wskazówka FSI1000 szybkie obrazy: szybkie zdjęcia z końcówki FSI 1000 z filmu nagranego z szybkością 6400 klatek na sekundę. Kawitację można zobaczyć mniej więcej w połowie końcówki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Wyniki analizy obrazu obszaru kawitacji. Średnia powierzchnia kawitacji występująca wokół końcówek skalera ultradźwiękowego FSI 1000 i 10P obliczona przy użyciu opisanej techniki analizy obrazu. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Plik uzupełniający. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technika opisana w niniejszej pracy umożliwia obrazowanie szybko poruszających się mikropęcherzyków z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową. Może potencjalnie przynieść korzyści wielu dyscyplinom naukowym, takim jak inżynieria chemiczna, stomatologia i medycyna. Zastosowania inżynieryjne obejmują obrazowanie pęcherzyków kawitacyjnych do czyszczenia powierzchni lub do obrazowania pęcherzyków w reaktorach ze złożem fluidalnym. Zastosowania biomedyczne obejmują obrazowanie kawitacji wokół instrumentów medycznych i dentystycznych oraz obrazowanie oczyszczania biofilmu z tkanek twardych i miękkich za pomocą pęcherzyków kawitacyjnych. W tym badaniu zademonstrowaliśmy tę technikę, obrazując kawitację wokół dwóch różnych końcówek dentystycznego skalera ultradźwiękowego. Wielkość kawitacji różni się między dwiema końcówkami testowanymi w tym badaniu, przy czym więcej chmur kawitacji zaobserwowano wokół wolnego końca końcówki 10P. Wcześniej wiązano to z amplitudądrgań wynoszącą 20. Filmy z dużą prędkością pokazują, że końcówka FSI 1000 ma mniejsze wibracje, co prawdopodobnie jest powodem, dla którego wokół tej końcówki jest mniejsza kawitacja.

Jednym z ograniczeń metody analizy obrazu jest to, że technika odejmowania obrazu w celu usunięcia obszaru skalera nie jest całkowicie dokładna, ponieważ skaler oscyluje, a zatem odejmowanie może pozostawić niektóre obszary skalera fałszywie podzielone na segmenty jako bąbelki. Zostało to jednak uwzględnione poprzez uśrednienie powierzchni z dużej liczby klatek (n=2000). Nie stanowiłoby to problemu w przypadku zastosowań, w których obiekt, który ma zostać odjęty, jest nieruchomy. W przypadku badań, w których poruszający się obiekt, który ma zostać odjęty, ma znacznie większą wariancję, zalecamy zsynchronizowanie ruchów w obu filmach przed odjęciem w celu uzyskania dokładnych wyników. W obecnym badaniu nie zsynchronizowaliśmy oscylacji, ale ponieważ wibracje były niskie, możemy założyć, że oscylacje dobrze sobie odpowiadają w tych dwóch pomiarach.

Progowanie obrazu jest dokładne, ponieważ oświetlenie w jasnym polu zapewnia jednolite tło o dobrym kontraście. Bardzo ważne jest, aby upewnić się, że tło jest jednolite i nie zawiera żadnych innych obiektów, które mogłyby zostać błędnie podzielone na segmenty. Metodę progowania można modyfikować przy użyciu innych progów automatycznych w zależności od zastosowania. Ręczne progowanie, w którym użytkownik ustawia wartość progową, jest również możliwe, ale nie jest zalecane, ponieważ zmniejsza odtwarzalność wyników, ponieważ różni użytkownicy wybierają różne wartości progowe.

Analiza obrazu została wykorzystana w wielu innych badaniach obrazowania pęcherzyków. Wykorzystują one również podobną metodę podświetlania, aby uzyskać optymalny kontrast między bąbelkami a tłem, oraz progowania w celu segmentacji bąbelków 21,22,23,24. Metodę przedstawioną w obecnym badaniu można również uogólnić i można ją zastosować do wielu różnych zastosowań obrazowania pęcherzykowego, które nie ograniczają się tylko do obrazowania z dużą prędkością. Szybkie obrazowanie zostało wykorzystane do pęcherzyków kawitacyjnych generowanych w wodzie, a także wokół narzędzi takich jak pilniki endodontyczne i skalery ultradźwiękowe 12,25,26,27,28. Na przykład Rivas i wsp. oraz Macedo i wsp. użyli szybkiej kamery przymocowanej do mikroskopu, z oświetleniem zapewnianym przez źródło zimnego światła, do czyszczenia obrazu za pomocą kawitacji oraz do obrazowania kawitacji wokół pilnika endodontycznego17,29. Oświetlenie jasnym polem zapewnia większy kontrast między tłem a pęcherzykami, umożliwiając zastosowanie prostych technik segmentacji, takich jak progowanie, jak wykazano przez Rivasa i in., do obrazowania i ilościowego określania erozji kawitacyjnej i czyszczenia w czasie29. Oświetlenie ciemnego pola utrudnia progowanie ze względu na większą zmienność skal szarości 4,30. Analiza obrazu została wykorzystana w innych badaniach w celu zebrania większej ilości informacji na temat pęcherzyków 1,2. Vyas i in. wykorzystali podejście uczenia maszynowego do segmentacji pęcherzyków kawitacyjnych wokół skalera ultradźwiękowego20. Metoda opisana w niniejszym artykule jest szybsza, ponieważ wykorzystuje proste progowanie, dzięki czemu jest mniej intensywna obliczeniowo, a pęcherzyki występujące powyżej i poniżej skalera mogą być analizowane. Jednak metoda progowania zastosowana w obecnym artykule jest dokładna tylko wtedy, gdy tło jest jednolite. Jeśli nie jest możliwe uzyskanie jednolitego tła podczas obrazowania, można zastosować inne techniki przetwarzania obrazu, takie jak odejmowanie tła za pomocą promienia toczącej się kuli w celu skorygowania nierównomiernego oświetlenia, filtrowanie za pomocą filtrów medianowych lub gaussowskich w celu usunięcia szumu, a także stosowanie technik opartych na uczeniu maszynowym20,31.

Podsumowując, przedstawiamy protokół szybkiego obrazowania i analizy do obrazowania i obliczania obszaru mikroskopijnego poruszającego się obiektu. Zademonstrowaliśmy tę metodę, obrazując pęcherzyki kawitacyjne wokół skalera ultradźwiękowego. Może być używany do obrazowania kawitacji wokół innych instrumentów dentystycznych, takich jak pilniki endodontyczne, i może być łatwo dostosowany do innych zastosowań obrazowania pęcherzykowego innych niż dentystyczne.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy są wdzięczni za finansowanie od Rady Badań Nauk Inżynieryjnych i Fizycznych EP/P015743/1.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Nasadka 0,25xNavitar1-50011
12x z precyzyjną ostrością 12 mm
Obiektyw zmiennoogniskowy mikroskopu dalekiego		zasięgu Adapter Navitar1-50486
2x z mocowaniem fNavitar1-62922
Skaler ultradźwiękowy Cavitron PlusDentsply Sirona8184003
Wkładka ultradźwiękowa Cavitron FSI 1000FSI 1000Dentsply SironaUCAFTHD
Światłowód światłowodowy. Wiązka włókien 8 mm o długości 1500 mm. Zestaw soczewki skupiającej do światła Hayashi, gwint statywowy 1/4"-20
do montażu.		HayashiLGC1-
8L1500
Głowica z przekładniąManfrottoMN405Udźwig 7,5 kg
HDF7010 Źródło światła endoskopowego LED o dużej mocy
. Dioda LED o mocy 150 W zapewnia zimną moc odpowiadającą ksenonowi 250 W
.		HayashiLA-HDF710
Ciężki statywManfrottoMN475BKolumna środkowa z przekładnią, udźwig 12 kg
Szybka kameraPhotron103526FASTCAM Mini AX200 900K M3 (pamięć 16 GB)
Wysoka precyzja obrotu  StolikThorlabsPR01/M
Podnośniki laboratoryjneCamlab1194083
Płyta przesuwna do mikropozycjonowaniaManfrottoSKU 454
Stolik do mikropozycjonowania 3DThorlabsPT3/M Rotacja
stolika do mikropozycjonowaniaThorlabsOCT-XYR1/M OCT-XYR1/M - stolik XY z solidną płytą górną
NEWTRON P5 XS Skaler ultradźwiękowy ActeonF62118
Wkładka ultradźwiękowa 10PActeonF00253

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Investigation of bubble behavior in fluidized beds with and without immersed horizontal tubes using a digital image analysis technique. Journal of Power Technologies. 210 (3), 248-260 (2011).">Asegehegn, T. W., Schreiber, M., Krautz, H. J. Investigation of bubble behavior in fluidized beds with and without immersed horizontal tubes using a digital image analysis technique. Journal of Power Technologies. 210 (3), 248-260 (2011).
  2. Analysis of the bubbling behaviour of 2D gas solid fluidized beds: Part I. Digital image analysis technique. Chemical Engineering Journal. 140 (1), 398-413 (2008).">Busciglio, A., Vella, G., Micale, G., Rizzuti, L. Analysis of the bubbling behaviour of 2D gas solid fluidized beds: Part I. Digital image analysis technique. Chemical Engineering Journal. 140 (1), 398-413 (2008).
  3. High-speed imaging in fluids. Experiments in Fluids. 54 (2), 1-35 (2013).">Versluis, M. High-speed imaging in fluids. Experiments in Fluids. 54 (2), 1-35 (2013).
  4. Visualization of irrigant flow and cavitation induced by Er: YAG laser within a root canal model. Journal of Endodontics. 37 (6), 839-843 (2011).">Matsumoto, H., Yoshimine, Y., Akamine, A. Visualization of irrigant flow and cavitation induced by Er: YAG laser within a root canal model. Journal of Endodontics. 37 (6), 839-843 (2011).
  5. Cavitation. , World Scientific. (1999).">Young, F. R. Cavitation. , World Scientific. (1999).
  6. Cavitation and Bubble Dynamics. , Cambridge University Press. (2013).">Brennen, C. E. Cavitation and Bubble Dynamics. , Cambridge University Press. (2013).
  7. The acoustic bubble. , Academic Press. (2012).">Leighton, T. The acoustic bubble. , Academic Press. (2012).
  8. Measuring cavitation and its cleaning effect. Ultrasonics Sonochemistry. 29, 619-628 (2016).">Verhaagen, B., Rivas, D. F. Measuring cavitation and its cleaning effect. Ultrasonics Sonochemistry. 29, 619-628 (2016).
  9. The development of an ultrasonic apparatus for the non-invasive and repeatable removal of fouling in food processing equipment. Letters in Applied Microbiology. 30 (1), 47-52 (2000).">Oulahal-Lagsir, N., Martial-Gros, A., Boistier, E., Blum, L., Bonneau, M. The development of an ultrasonic apparatus for the non-invasive and repeatable removal of fouling in food processing equipment. Letters in Applied Microbiology. 30 (1), 47-52 (2000).
  10. Roles of cavitation and acoustic streaming in megasonic cleaning. Particulate Science and Technology. 17 (3), 229-238 (1999).">Gale, G. W., Busnaina, A. A. Roles of cavitation and acoustic streaming in megasonic cleaning. Particulate Science and Technology. 17 (3), 229-238 (1999).
  11. Microbial biofilm modulation by ultrasound: Current concepts and controversies. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 15-22 (2014).">Erriu, M., et al. Microbial biofilm modulation by ultrasound: Current concepts and controversies. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 15-22 (2014).
  12. Passive ultrasonic irrigation of the root canal: a review of the literature. International Endodontic Journal. 40 (6), 415-426 (2007).">Van der Sluis, L., Versluis, M., Wu, M., Wesselink, P. Passive ultrasonic irrigation of the root canal: a review of the literature. International Endodontic Journal. 40 (6), 415-426 (2007).
  13. A quantitative method to measure biofilm removal efficiency from complex biomaterial surfaces using SEM and image analysis. Scientific Reports. 6, 32694(2016).">Vyas, N., Sammons, R. L., Addison, O., Dehghani, H., Walmsley, A. D. A quantitative method to measure biofilm removal efficiency from complex biomaterial surfaces using SEM and image analysis. Scientific Reports. 6, 32694(2016).
  14. Mapping cavitation activity around dental ultrasonic tips. Clinical Oral Investigations. 17 (4), 1227-1234 (2013).">Walmsley, A. D., Lea, S. C., Felver, B., King, D. C., Price, G. J. Mapping cavitation activity around dental ultrasonic tips. Clinical Oral Investigations. 17 (4), 1227-1234 (2013).
  15. Sonochemical characterisation of ultrasonic dental descalers. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 2052-2060 (2014).">Price, G. J., Tiong, T. J., King, D. C. Sonochemical characterisation of ultrasonic dental descalers. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 2052-2060 (2014).
  16. Cavitation occurrence around ultrasonic dental scalers. Ultrasonics Sonochemistry. 16, 692-697 (2009).">Felver, B., King, D. C., Lea, S. C., Price, G. J., Damien Walmsley, A. Cavitation occurrence around ultrasonic dental scalers. Ultrasonics Sonochemistry. 16, 692-697 (2009).
  17. Sonochemical and high-speed optical characterization of cavitation generated by an ultrasonically oscillating dental file in root canal models. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 324-335 (2014).">Macedo, R. G., et al. Sonochemical and high-speed optical characterization of cavitation generated by an ultrasonically oscillating dental file in root canal models. Ultrasonics Sonochemistry. 21, 324-335 (2014).
  18. Membrane cleaning with ultrasonically driven bubbles. Ultrasonics Sonochemistry. 37, 542-560 (2017).">Reuter, F., Lauterborn, S., Mettin, R., Lauterborn, W. Membrane cleaning with ultrasonically driven bubbles. Ultrasonics Sonochemistry. 37, 542-560 (2017).
  19. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).">Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  20. High-speed Imaging of Cavitation around Dental Ultrasonic Scaler Tips. PLoS One. 11 (3), 0149804(2016).">Vyas, N., et al. High-speed Imaging of Cavitation around Dental Ultrasonic Scaler Tips. PLoS One. 11 (3), 0149804(2016).
  21. Bubble dynamics in 2D bubble column: comparison between high-speed camera imaging analysis and 4-point optical probe. Chemical Engineering Communications. 202 (1), 85-95 (2015).">Ahmed, F. S., Sensenich, B. A., Gheni, S. A., Znerdstrovic, D., Al Dahhan, M. H. Bubble dynamics in 2D bubble column: comparison between high-speed camera imaging analysis and 4-point optical probe. Chemical Engineering Communications. 202 (1), 85-95 (2015).
  22. Reconstruction of three-dimensional bubble surface from high-speed orthogonal imaging of dilute bubbly flow. Proceedings of Computational Methods in Multiphase Flow V, New Forest, UK. , 469-480 (2009).">Honkanen, M. Reconstruction of three-dimensional bubble surface from high-speed orthogonal imaging of dilute bubbly flow. Proceedings of Computational Methods in Multiphase Flow V, New Forest, UK. , 469-480 (2009).
  23. Image processing techniques for high-speed videometry in horizontal two-phase slug flows. Flow Measurement and Instrumentation. 33, 257-264 (2013).">do Amaral, C. E., et al. Image processing techniques for high-speed videometry in horizontal two-phase slug flows. Flow Measurement and Instrumentation. 33, 257-264 (2013).
  24. Development of an image measurement technique for size distribution in dense bubbly flows. Chemical Engineering Science. 94, 20-29 (2013).">Lau, Y., Deen, N., Kuipers, J. Development of an image measurement technique for size distribution in dense bubbly flows. Chemical Engineering Science. 94, 20-29 (2013).
  25. Behaviour of a bubble cluster in an ultrasound field. International Journal for Numerical Methods in Fluids. 47 (6-7), 591-601 (2005).">Matsumoto, Y., Yoshizawa, S. Behaviour of a bubble cluster in an ultrasound field. International Journal for Numerical Methods in Fluids. 47 (6-7), 591-601 (2005).
  26. Visualization of removal of trapped air from the apical region of the straight root canal models generating 2-phase intermittent counter flow during ultrasonically activated irrigation. Journal of Endodontics. 40 (6), 857-861 (2014).">Peeters, H. H., Iskandar, B., Suardita, K., Suharto, D. Visualization of removal of trapped air from the apical region of the straight root canal models generating 2-phase intermittent counter flow during ultrasonically activated irrigation. Journal of Endodontics. 40 (6), 857-861 (2014).
  27. Synergistic effect of microbubble emulsion and sonic or ultrasonic agitation on endodontic biofilm in vitro. Journal of Endodontics. 38 (11), 1530-1534 (2012).">Halford, A., et al. Synergistic effect of microbubble emulsion and sonic or ultrasonic agitation on endodontic biofilm in vitro. Journal of Endodontics. 38 (11), 1530-1534 (2012).
  28. High-speed imaging of ultrasound driven cavitation bubbles in blind and through holes. Ultrasonics Sonochemistry. 48, 39-50 (2018).">Kauer, M., Belova-Magri, V., Cairós, C., Linka, G., Mettin, R. High-speed imaging of ultrasound driven cavitation bubbles in blind and through holes. Ultrasonics Sonochemistry. 48, 39-50 (2018).
  29. Localized removal of layers of metal, polymer, or biomaterial by ultrasound cavitation bubbles. Biomicrofluidics. 6 (3), 034114(2012).">Rivas, D. F., et al. Localized removal of layers of metal, polymer, or biomaterial by ultrasound cavitation bubbles. Biomicrofluidics. 6 (3), 034114(2012).
  30. Cavitation Bubble Cluster Activity in the Breakage of Kidney Stones by Lithotripter Shockwaves. Journal of Endourology. 17 (7), 435-446 (2003).">Pishchalnikov, Y. A., et al. Cavitation Bubble Cluster Activity in the Breakage of Kidney Stones by Lithotripter Shockwaves. Journal of Endourology. 17 (7), 435-446 (2003).
  31. Biomedical image processing. Computer. (1), 22-34 (1983).">Sternberg, S. R. Biomedical image processing. Computer. (1), 22-34 (1983).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

High Speed CameraImage AnalysisCavitation BubblesDental Ultrasonic ScalerMicrobubble AreaOpen Source SoftwareZoom LensMicropositioning StageHigh Intensity LightBubble Dynamics

Related Articles