Artykuł metodologiczny

Opracowanie systemu selektywnej perfuzji łuku aorty w świńskim modelu wykrwawienia i zatrzymania krążenia

DOI:

10.3791/61573

⸱

25 sierpnia 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1R Adams Cowley Shock Trauma Center, 2Department of Vascular Surgery, The James Cook University Hospital, 3Uniformed Services University of the Health Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie modelu zatrzymania krążenia u świń oraz specjalnie zbudowanego obwodu selektywnej perfuzji łuku aorty do badań translacyjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok stanowi większość możliwych do uniknięcia zgonów z powodu urazu. Rośnie zainteresowanie technikami resuscytacji wewnątrznaczyniowej, takimi jak selektywna perfuzja łuku aorty (SAAP) u pacjentów z zatrzymaniem krążenia. Polega to na aktywnej perfuzji krążenia wieńcowego za pomocą cewnika balonowego do aorty piersiowej i zbliża się do zastosowania klinicznego. Technika ta jest jednak złożona i wymaga udoskonalenia w modelach zwierzęcych, zanim będzie można rozważyć zastosowanie jej u ludzi. W artykule opisano duży model zwierzęcy zatrzymania wykrwawienia serca leczonego za pomocą specjalnego systemu SAAP.

Świnie zostały znieczulone, oprzyrządowane i wykonano splenektomię, zanim zainicjowano kontrolowaną, logarytmiczną wykrwawienie. Zwierzęta poddano heparyniźnie, a przelaną krew zebrano w zbiorniku. Po zaobserwowaniu zatrzymania krążenia krew była pompowana przez obwód pozaustrojowy do oksygenatora, a następnie dostarczana przez cewnik balonowy 10 Fr umieszczony w aorcie piersiowej.

To spowodowało powrót spontanicznego krążenia (ROSC), co wykazano za pomocą EKG i przebiegu ciśnienia w korzeniu aorty. Model ten i towarzyszący mu system SAAP pozwalają na standaryzowany i powtarzalny powrót do zdrowia po wykrwawionym zatrzymaniu krążenia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok stanowi większość potencjalnie możliwych do uniknięcia zgonów spowodowanych urazami1. W końcowych stadiach wykrwawienia perfuzja wieńcowa jest zmniejszona, co prowadzi do zatrzymania akcji serca i śmierci. Obecne strategie – transfuzja dożylna i masaż serca – są nieskuteczne, ponieważ nie rozwiązują problemu niepowodzenia perfuzji wieńcowej.

SAAP to technika resuscytacji oparta na cewniku, która ma na celu rozwiązanie tego problemu poprzez infuzję natlenionego płynu resuscytacyjnego i leków bezpośrednio do bliższej aorty, perfundując krążenie wieńcowe i mózgowe. Ograniczone badania trzody chlewnej wykazały obiecujące wyniki w przywracaniu czynności serca po migotaniu komór i krwotocznym zatrzymaniu krążenia2,3,4. Jednak badania nad SAAP trwają, a technika pozostaje w fazie przedklinicznej.

Istnieje kilka technicznych wyzwań związanych z SAAP. Bardzo ważne jest, aby pewna objętość perfuzatu była dostarczana przez cewnik z precyzyjną szybkością infuzji, a obecnie nie ma komercyjnie dostępnego, zatwierdzonego przez FDA cewnika do stosowania w SAAP. Technika ta wymaga specjalnego obwodu, który jest w stanie efektywnie przechowywać, natleniać i dostarczać perfuzat podczas SAAP. Celem tego badania jest przedstawienie modelu zwierzęcego zatrzymania krążenia bez traumatycznej aktywności elektrycznej bez impulsu (PEA) oraz niestandardowego, niezawodnego systemu SAAP do wykorzystania w badaniach nad wykrwawianiem na zwierzętach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało przeprowadzone w Medical School Teaching Facility (MSTF, University of Maryland, Baltimore, MD, USA), który jest akredytowany przez American Association for Laboratory Animal Science. Protokół badania został zatwierdzony przez lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystywania.

1. Selekcja zwierząt i pomieszczenia

  1. Użyj dorosłego samca świni (Sus Scrofa) o wadze 60-80 kg.
  2. Po przybyciu do obiektu dla zwierząt, trzymaj zwierzęta po jednym w klatce, ale z możliwością interakcji ze zwierzętami w sąsiednich klatkach.
  3. Trzymaj zwierzęta w domu przez co najmniej 48 godzin, aby zapewnić aklimatyzację. Pozwól zwierzętom na swobodny dostęp do wody i karm je standardową dietą do nocy poprzedzającej eksperyment, kiedy zwierzęta powinny być na czczo, aby zminimalizować ryzyko zachłyśnięcia podczas intubacji.
  4. Regularnie monitoruj zwierzęta, aby upewnić się, że są w dobrym zdrowiu.

2. Sedacja i indukcja znieczulenia ogólnego

  1. Uspokoić zwierzę, gdy jest jeszcze w pomieszczeniu, poprzez domięśniowe wstrzyknięcie telazolu (4-5 mg/kg)/ksylazyny (1,8-2,2 mg/kg) doogonowo do ucha lub do mięśnia pośladkowego.
  2. Przetransportuj zwierzę z pomieszczenia do sali operacyjnej i ułóż je w pozycji grzbietowej na stole operacyjnym
    3. .
  3. Umieść sondę pulsoksymetryczną na uchu zwierzęcia, umieść maskę na twarz na pysku zwierzęcia i podawaj izofluran w 100%O2, aż żuchwa zostanie rozluźniona, w celu wywołania znieczulenia.
  4. Umieść rurkę dotchawiczą (ET) za pomocą laryngoskopu. Należy to osiągnąć, przytrzymując otwarte szczęki, wyciągając język, identyfikując nagłośnię, wprowadzając końcówkę laryngoskopu do jamy ustnej gardła i przesuwając nagłośnię z podniebienia miękkiego. Przesuń rurkę ET przez fałdy głosowe o 6-10 cm, a następnie obróć ją w pozycji zakrzywionej w dół w stosunku do czubka głowy zwierzęcia.
  5. Napompuj mankiet ET powietrzem za pomocą 10 cm3, przymocuj rurkę ET do pyska zwierzęcia za pomocą opasek z gazy i ocustadź klatkę piersiową zwierzęcia, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie rurki.
  6. Podłączyć rurkę ET do wentylatora mechanicznego za pomocą wymiennika ciepła i wilgoci.
  7. Potwierdź odpowiednie ustawienia respiratora mechanicznego, aby dostarczyć wdychaną frakcję O2 wynoszącą 30%, z objętością oddechową 7-10 ml na kg masy ciała, częstością oddechów 10-15 oddechów/min, dążąc do końcowego napięcia CO2 w stosunku do 38-42 mmHg.
  8. Aby utrzymać znieczulenie, użyj 1,5-3% izofluranu. Regularnie ocenia parametry oddechowe zwierzęcia.

3. Chirurgia

  1. Sterylizacja i przygotowanie miejsca operowanego
    1. Usuń włosy pokrywające miejsce nacięcia laparotomii i miejsca dostępu przezskórnego za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów.
    2. Wyszoruj wszystkie miejsca nacięć i przezskórnych nakłuć betadyną i pozostaw do wyschnięcia.
    3. Umieść sterylne zasłony wokół miejsc operacji, aby zachować sterylne pola operacyjne i zapobiec zanieczyszczeniu. Zabezpiecz je na miejscu za pomocą zszywek.
    4. Cofnij przednie i tylne kopyta z lekkim zgięciem i unieruchomij je liną lub taśmą.
    5. Umieść elektrody adhezyjne EKG na prawej kończynie przedniej, lewej kończynie przedniej, prawej kończynie tylnej i lewej kończynie tylnej oraz nad mieczykowatym. Podłącz odpowiednie przewody EKG do elektrod samoprzylepnych.
  2. laparotomia
    1. Użyj elektrokoagulacji, aby wykonać 20-centymetrowe nacięcie brzucha w linii środkowej
      2. .
    2. Użyj elektrokoagulacji, aby przeciąć tkankę podskórną i linea alba. Wejdź do jamy otrzewnej pod bezpośrednim widzeniem za pomocą nożyczek.
  3. Splenektomia
    1. Usuń śledzionę, aby zapobiec autotransfuzji w odpowiedzi na wykrwawienie.
    2. Dostarczyć śledzionę do rany w linii środkowej, zacisnąć naczynia wnękowe dwoma hemostatami i przeciąć między hemostatami. Podwiązanie przeciętych końców za pomocą 0 jedwabnych wiązań.
    3. Zidentyfikuj głębiej leżące krótkie naczynia żołądkowe, umieść dwa hemostatyki, przeciąć naczynia między hemostatami i podwiązać końce za pomocą 0 jedwabnych wiązań.
    4. Dokładnie sprawdź podwiązane naczynia, aby zapewnić hemostazę. Podwiązać wszelkie krwawiące naczynia.
    5. Zbadaj śledzionę in situ, aby upewnić się, że została wycięta i usuń ją.
  4. Cystostomia
    1. Dostarczyć pęcherz moczowy przez ranę po laparotomii.
    2. Chwyć brzuszną część pęcherza moczowego między dwoma zaciskami DeBakey i wykonaj 1 cm nacięcie za pomocą nożyczek.
    3. Przełóż cewnik ssący do otworu i usuń mocz z pęcherza.
    4. Umieścić 14 Fr inary cewnika moczowego w pęcherzu moczowym. Napełnij balon cewnika 10 ml soli fizjologicznej.
    5. Umieść szew sznurkowy torebki za pomocą nylonowego szwu 3.0, aby zabezpieczyć cewnik w pęcherzu, aby zapobiec rozlaniu moczu.
    6. Podłącz cewnik do worka zbiorczego.
    7. Zamknij ranę po laparotomii ściegiem biegowym za pomocą nylonowego szwu 3'0.

4. Oprzyrządowanie

UWAGA: Zobacz Tabelę 1, aby zapoznać się z kluczowymi krokami w podłączaniu obwodu SAAP.

  1. Przezskórny dostęp naczyniowy
    1. Kaniulacja prawej i lewej żyły szyjnej wewnętrznej (Rysunek 1)
      1. Za pomocą badań ultrasonograficznych (USG) uwidocznij żyłę szyjną wewnętrzną; zwykle znajduje się ona około 2-3 cm głębokości do skóry w bruździe szyjnej.
      2. Nakłuć skórę igłą 18 G umieszczoną pod kątem 45° do skóry i wprowadzić ją do światła żylnego w zasięgu wzroku USG. Przełóż prowadnik Seldinger 0,035" przez igłę.
      3. Wyjąć igłę, uważając, aby pozostawić prowadnik w świetle żylnym.
      4. Wykonaj 5 mm nacięcie skóry w pobliżu drutu i wkręć osłonę 7 Fr z rozszerzaczem do żyły nad prowadnikiem.
      5. Zdejmij prowadnicę i wprowadzacz, pozostawiając osłonę na swoim miejscu. Zabezpiecz osłonę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą jedwabnych szwów 1,0.
      6. Powtórz powyższe kroki, aby kaniulować przeciwległą żyłę szyjną wewnętrzną.
        UWAGA: Jedna z osłonek żyły szyjnej służy do monitorowania ciśnienia w prawym przedsionku, druga może być używana do podawania leków w zależności od protokołu badania. Alternatywnie do kaniulacji można wykorzystać zewnętrzne żyły szyjne.
    2. Kanituacja tętnicy szyjnej (Rysunek 1)
      1. Zlokalizuj tętnicę szyjną tuż obok tchawicy, korzystając z wskazówek USG.
      2. Nakłuć skórę igłą 18 G umieszczoną pod kątem 45° do skóry i wprowadzić ją do światła tętnicy w zasięgu wzroku USG, przepuścić przez igłę prowadnik Seldingera 0,035".
      3. Wyjąć igłę, uważając, aby pozostawić prowadnik w świetle tętnicy.
      4. Wykonaj 5 mm nacięcie skóry w pobliżu drutu i wkręć osłonkę 7 Fr z rozszerzaczem do tętnicy nad prowadnikiem.
      5. Zdejmij prowadnicę i wprowadzacz, pozostawiając osłonę na swoim miejscu. Zabezpiecz osłonę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą jedwabnych szwów 1,0.
    3. Kaniulacja prawej i lewej tętnicy udowej
      1. Zlokalizuj prawą tętnicę udową w kanale udowym, korzystając ze wskazówek USG.
      2. Nakłuć skórę igłą 18 G pod kątem 45° do skóry i wprowadzić ją do światła tętnicy w zasięgu wzroku USG. Przełóż prowadnik Seldinger 0,035" przez igłę.
      3. Wyjąć igłę, uważając, aby pozostawić prowadnik w świetle tętnicy.
      4. Wykonaj 10 mm nacięcie skóry przylegające do drutu.
      5. Nawlecz osłonkę 14 Fr z rozszerzaczem do tętnicy przez prowadnik.
      6. Zdejmij prowadnicę i wprowadzacz, pozostawiając osłonę na swoim miejscu. Zabezpiecz osłonę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą jedwabnych szwów 1,0.
      7. W przypadku dostępu do lewej tętnicy udowej zlokalizuj lewą tętnicę udową w kanale udowym za pomocą USG.
      8. Nakłuć skórę igłą 18 G pod kątem 45° i wprowadzić ją do światła tętnicy w zasięgu wzroku USG. Przełóż przez igłę prowadnik Seldinger o średnicy 90 cm 0,035".
      9. Wyjąć igłę, uważając, aby pozostawić prowadnik w świetle tętnicy.
      10. Wykonaj 10 mm nacięcie skóry przylegające do drutu.
      11. Przeciągnij kaniulę ECMO o długości 18 cm i pojemności 15 Fr do tętnicy przez prowadnik.
      12. Usuń prowadnik wraz z rozszerzaczem i zaciśnij dystalny koniec kaniuli, aby zapobiec krwawieniu z tyłu.
    4. Kaniulacja żyły udowej
      1. Zlokalizuj żyłę udową w kanale udowym, korzystając z wskazówek USG.
      2. Nakłuć skórę igłą 18 G pod kątem 45° i wprowadzić ją do światła żylnego w zasięgu wzroku USG, przepuścić przez igłę prowadnik Seldingera 0,035".
      3. Wyjąć igłę, uważając, aby pozostawić prowadnik w świetle żylnym.
      4. Wykonaj 5-milimetrowe nacięcie skóry w pobliżu drutu i nawlecz cewnik do żyły centralnej 9 Fr z wprowadzaczem do żyły nad prowadnikiem.
      5. Usuń prowadnik i wprowadzacz, pozostawiając cewnik na miejscu. Zabezpiecz linkę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą jedwabnych szwów 1,0.
  2. Przezskórne monitorowanie naczyń krwionośnych (Rysunek 1)
    1. Ciśnienie w korzeniu aorty
      1. Za pomocą fluoroskopii wprowadzić cewnik mikromanometryczny do osłonki 7 Fr w prawej tętnicy szyjnej.
      2. Upewnij się, że końcówka cewnika znajduje się w łuku aorty, wizualizując przebieg ciśnienia w aorcie przedstawiony na ekranie zbierania danych.
    2. Ciśnienie w prawym przedsionku
      1. Za pomocą fluoroskopii wprowadzić wcześniej skalibrowany cewnik mikromanometryczny do osłonki 7 Fr w prawej żyle szyjnej wewnętrznej.
      2. Potwierdź umieszczenie końcówki cewnika w prawym przedsionku, obserwując przebieg ciśnienia przedstawiony na ekranie zbierania danych.

5. Wykrwawienie

  1. Przygotowanie konfiguracji
    1. Wstrzyknąć 15 000 j.m. niefrakcjonowanej heparyny przez ramię boczne osłonki IJV.
    2. Załaduj rurkę wykrwawiającą do rolki pompy perystaltycznej używanej do wykrwawiania.
    3. Podłącz jeden koniec rurki do zbiornika obwodu za pomocą standardowego przewodu dożylnego.
    4. Podłącz drugi koniec rurki pompy wykrwawiającej za pomocą prostego łącznika i 2-calowego segmentu rurki ID 1/4" do końca kaniuli 15 Fr ECMO w tętnicy udowej.
    5. Zdejmij zacisk z kaniuli 15 Fr.
    6. Oblicz logarytmiczne przedziały szybkości wykrwawiania za pomocą wzoru5. Długość odstępu między zabiegami i częstotliwość wykrwawiania zależą od protokołu badania.
      Równanie równowagi statycznej, obliczanie natężenia przepływu fi, diagram przybliżenia utraty objętości krwi.
    7. Ustawić żądaną wydajność pompy zgodnie z protokołem za pomocą programowalnego specjalnego oprogramowania komputerowego pompy -PUMPTERM.
    8. Podłącz komputer do programowalnej pompy za pomocą standardowego portu Ethernet. Po zaprogramowaniu sterowanej pompy z aktualnym początkowym natężeniem przepływu wyświetlanym na wyświetlaczu cyfrowym, można ją odłączyć od komputera.
  2. Wykrwawianie sterowane pompą
    1. Rozpocznij wykrwawianie, naciskając przycisk START/STOP na pompie.
    2. Kontynuuj wykrwawianie zgodnie z protokołem, aż PEA wykaże się utratą ciśnienia w aorcie (SBP <10 mmHg) z utratą pulsacji w przebiegu ciśnienia w korzeniu aorty, któremu towarzyszy zatokowy rytm EKG.
    3. Zatrzymaj wykrwawianie, ręcznie naciskając przycisk START/STOP na pompie.

6. SAAP

  1. Przygotowanie obwodu SAAP
    1. Zbuduj rurkę obwodu za pomocą kolczastych łączników Y i prostych oraz rurki ID 3/8", aby włączyć kończynę reperfuzyjną, główną kończynę perfuzyjną, kończynę perfuzyjną SAAP i kończynę perfuzyjną obwodową (Rysunek 2). Zabezpiecz połączenia opaskami kablowymi.
    2. Podłącz rurkę proksymalną do zbiornika krwi.
    3. Podłącz rurkę do pompy odśrodkowej.
    4. Podłącz rurkę do natleniacza.
    5. Podłącz natleniacz do źródła tlenu za pomocą standardowej rurki tlenowej, wkładając ją do portu infuzji tlenu w oksygenatorze.
    6. Załaduj główną kończynę perfuzyjną obwodu do głowicy pompy perystaltycznej.
    7. Dostarczyć tlen z prędkością 6 l/min, obracając pokrętło na butli z tlenem.
    8. Dodać 15 000 j.m. niefrakcjonowanej heparyny do zbiornika obwodu.
    9. Upewnij się, że kończyna perfuzyjna obwodu jest zaciśnięta, a kończyna reperfuzyjna jest otwarta, gdy przelana krew jest pompowana do zbiornika krwi podczas wykrwawiania. Uruchomić pompę odśrodkową w obiegu SAAP, naciskając przycisk START/ STOP i ustawić przepływ na dowolnym poziomie. Umożliwi to krążenie krwi, zapobiegając krzepnięciu.
    10. Zaznacz długość wsunięcia balonu, umieszczając go na zewnątrz względem anatomicznych punktów orientacyjnych. Celuj w to, aby balon znajdował się w bliższej aorcie piersiowej.
    11. Przepłucz cewnik SAAP i upewnij się, że ma 3-kierunkowy kran przymocowany do piasty cewnika.
    12. Upewnij się, że balon jest całkowicie opróżniony i upewnij się, że cewnik ma 2-kierunkowy kran w porcie balonu.
    13. Napełnij strzykawkę o pojemności 60 ml roztworem 0,1 mg epinefryny (w 1 ml), 10 ml kontrastu i 49 ml soli fizjologicznej. Tym rozwiązaniem jest bolus zamykający zastawkę aortalną (AV), który zostanie wstrzyknięty bezpośrednio przed perfuzją SAAP, aby zapobiec wstecznemu wypełnieniu lewej komory.
    14. Napełnij kolejną strzykawkę 15 ml roztworu soli fizjologicznej/roztworu kontrastowego (1:1). Zostanie on wykorzystany do napompowania balonu cewnika.
    15. Ustaw pompę perystaltyczną w obwodzie SAAP, aby dostarczała perfuzat (natlenioną krew) z szybkością 10 ml/kg masy ciała zwierzęcia, ręcznie programując pompę za pomocą przycisków "w górę" i "w dół" na pokrętle pompy.
  2. Dostawa SAAP
    1. Wprowadzić cewnik SAAP do osłonki 14 Fr w tętnicy udowej na wcześniej ustaloną długość, podłączyć strzykawkę wstępnie napełnioną 15 ml roztworu kontrastowego soli fizjologicznej do portu balonu (ryc. 2) i wstrzyknąć objętość strzykawki, aby napompować balon.
    2. Potwierdź umieszczenie balonu za pomocą fluoroskopii.
    3. Połącz kończynę perfuzyjną SAAP z cewnikiem SAAP, a kończynę perfuzji obwodowej z cewnikiem żylnym (Rysunek 3).
    4. Zamknij kończynę reperfuzyjną obwodu SAAP, przykładając do niej zacisk i otwórz kończynę perfuzyjną, zdejmując z niej zacisk (Rysunek 2).
    5. Przymocować uprzednio napełnioną strzykawkę o pojemności 60 ml z bolusem zamykającym AV do bocznego portu trójdrożnego zaworu odcinającego w świetle tętnicy cewnika SAAP (Rysunek 3) i szybko ręcznie wstrzyknąć całą objętość strzykawki, a następnie zamknąć boczny port strzykawki.
    6. Natychmiast otwórz port końcowy zaworu odcinającego portu tętniczego.
    7. Uruchom pompę perystaltyczną w obwodzie SAAP, naciskając przycisk RUN/STOP.
    8. Po sześćdziesięciu sekundach zatrzymaj pompę perystaltyczną, naciskając przycisk RUN/STOP.
    9. Opróżnij balon SAAP, zasysając cały wolumin z portu balonu SAAP.
    10. Zamknąć dopływ do cewnika zaworem odcinającym w świetle tętnicy cewnika.
    11. Oceń rytm SBP i EKG.
      UWAGA: Jeśli po 2 minutach od uruchomienia SAAP SBP < 90 mmHg, można podać do 7 bolusów po 200 ml heparynizowanej krwi rozlanej lub wcześniej zakupionej krwi pełnej cytrynianu za pośrednictwem SAAP w celu utrzymania SBP >90 mmHg.
      1. Jeśli przechowywana krew jest używana do SAAP, konieczne jest jednoczesne napar z glukonianem wapnia, aby zapobiec wiązaniu się cytrynianu wapnia w mięśniu sercowym. Glukonian wapnia należy wstrzyknąć bezpośrednio przed perfuzją SAAP za pomocą strzykawki podłączonej do bocznego portu 3-drogowego kranu podłączonego do cewnika SAAP. Użyj 1 grama glukonianu wapnia na zapakowaną jednostkę RBC i 3 gramy na jednostkę krwi pełnej5.
      2. Jeżeli u zwierzęcia rozwinie się migotanie komór lub częstoskurcz komorowy, należy podjąć próbę defibrylacji, umieszczając łopatki na mostku i wierzchołku oraz, po uzyskaniu zezwolenia personelu, nie kontaktować się ze zwierzęciem.
        1. Kontynuuj wentylację, bezpośrednio przed dostarczeniem wstrząsów odłącz przetworniki ciśnienia od jednostek kondycjonowania sygnału - podłącz je ponownie natychmiast po dostarczeniu wstrząsu.
        2. Dostarcz wstrząs za pomocą dwufazowego defibrylatora, zaczynając od 150 J, ponownie oceń rytm przez maksymalnie jedną minutę. Jeśli występuje częstoskurcz komorowy lub migotanie, po każdej minucie oceny rytmu należy dostarczyć do dwóch dodatkowych wstrząsów o stężeniu 200 J.
          UWAGA: Zastosowany tutaj algorytm defibrylacji dotyczy defibrylatora dwufazowego, defibrylatory jednofazowe zwykle wymagają mniej energii. W przypadku stwierdzenia innych rytmów serca – migotanie przedsionków, PEA itp. nie należy podejmować prób defibrylacji, a zwierzę powinno być leczone zgodnie ze specjalnym protokołem badania.

7. Perfuzja obwodowa

UWAGA: Po udanej reanimacji SAAP, w zależności od protokołu badania, dalsza wymiana objętości może być kontynuowana peryferyjnie przy użyciu obwodu SAAP.

  1. Zacisnąć kończynę perfuzyjną SAAP głównej kończyny perfuzyjnej.
  2. Upewnij się, że obwodowa kończyna perfuzyjna obwodu SAAP jest połączona z bocznym ramieniem cewnika w żyle udowej, a krany i rurki są otwarte.
  3. Upewnij się, że w zbiorniku SAAP znajduje się odpowiedni płyn i objętość płynu do resuscytacji.
  4. Upewnij się, że kończyna recyrkulacyjna obwodu SAAP jest zaciśnięta.
  5. Wlej płyn zgodnie z potrzebami protokołu, ustawiając odpowiednie ustawienia przepływu na pompie perystaltycznej.

8. Eutanazja

  1. Pod koniec eksperymentu należy poddać zwierzę eutanazji, wstrzykując >2 mmol/kg chlorku potasu do żyły centralnej i odczekać 1 minutę asystolii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ciśnienie krwi w korzeniu aorty wynosiło 83/58 mmHg na początku badania i stopniowo spadało do 0-10 mmHg podczas wykrwawiania. Po wystąpieniu bezpulsacyjnej aktywności elektrycznej (PEA) przeprowadzono SAAP, podczas którego skurczowe ciśnienie krwi gwałtownie wzrosło do 120 mmHg na czas trwania SAAP (Rysunek 4). Po zaprzestaniu SAAP i opróżnieniu balonu aortalnego BSP spadł do około 60 mmHg, jednak stopniowo ponownie wzrósł w okresie po SAAP do poziomów wyjściowych z kilkoma skokami reprezentującymi d...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odpowiednie natlenienie perfuzyjne jest krytyczną zdolnością SAAP12. Używamy filtra, który jest zintegrowany ze zbiornikiem. Filtr jest podłączony do butli tlenowej za pomocą standardowego przewodu tlenowego. Przepływ tlenu jest dostarczany do natleniacza z prędkością 6 l/min. Pompa odśrodkowa wbudowana w obwód napędza krew, która jest filtrowana przez dotleniacz. Odpowiednie natlenienie można potwierdzić, wykonując analizę gazometrii próbki z ramienia perfuzyjnego obwodu. Próbka gazometrii krwi w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JJ Morrison jest klinicznym członkiem rady doradczej Prytime Medical Inc. Wszyscy pozostali autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poglądy wyrażone w tym artykule są poglądami autora (autorów) i nie odzwierciedlają oficjalnej polityki Departamentu Armii/Marynarki Wojennej/Sił Powietrznych, Departamentu Obrony czy Rządu USA.

Fundusze na to badanie otrzymał University of Maryland, School of Medicine.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
3/8" Rurka IDSaint-GobainE-3603Ta rurka jest używana w całym obwodzie.
Rurka 1/4"TygonE-3603Segment 2" do łącznika między rurką Exsanguination a kaniulą ECMO
2-drożny kranAparat Harvarda72-2650standardowy kran
3-drogowyaparat Harvarda72-2658
łączniki kolczaste kranaAparat Harvarda72-1587Złącza Y Łączniki
kolczasteAparat Harvard72-1575Złącza proste
Zbiornik krwiLivaNova50715Jest sprzedawany razem z utleniaczem
Opaski kabloweCommercial ElectricGT-200STStandardowe opaski kablowe.
Pompa odśrodkowa BVP-ZISMATECISM 446Pompa odśrodkowa służąca do recyrkulacji krwi
Kontrolowana perystaltyczna pompa dozującaSystemy pomp nowej eryNE-9000BPompa perystaltyczna do wysypki
Kaniula ECMOMedtronic96570-015Kaniula wykrwawiająca
Rurki gazoweAirLife1302Standardowe rurki
tlenoweŹródło tlenuAirGasOX USP300Standardowy zbiornik tlenu z przepływomierzem
DotleniaczLivaNova50715Jest sprzedawany razem ze zbiornikiem
Pompa perystaltyczna 1 MCPISMATECISM 405Pompa perystaltyczna SAAP
Cewnik SAAPnie dotyczyOpatentowany cewnik zaprojektowany przez dr Manninga
Cewnik żylnyTeleflexCDC-29903-1A9 francuski cewnik jednokanałowy
Standardowe

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kauvar, D. S., Lefering, R., Wade, C. E. Impact of Hemorrhage on Trauma Outcome: An Overview of Epidemiology, Clinical Presentations, and Therapeutic Considerations. Journal of Trauma-Injury Infection. 60 (6), 3-11 (2006).
  2. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion using serial infusions of perflubron emulsion. Academic Emergency Medicine. 4 (9), 883-890 (1997).
  3. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion during cardiac arrest: a new resuscitation technique. Annals of Emergency Medicine. 21 (9), 1058-1065 (1992).
  4. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion during cardiac arrest: enhanced resuscitation using oxygenated perflubron emulsion, with and without aortic arch epinephrine. Annals of Emergency Medicine. 29 (5), 580-587 (1997).
  5. Madurska, M. J., et al. The Cardiac Physiology Underpinning Exsanguination Cardiac Arrest. Shock. , (2020).
  6. Manning, J. E., et al. Selective aortic arch perfusion with hemoglobin-based oxygen carrier-201 for resuscitation from exsanguinating cardiac arrest in swine. Critical Care Medicine. 29 (11), 2067-2074 (2001).
  7. Madurska, M. J., Sachse, K. A., Jansen, J. O., Rasmussen, T. E., Morrison, J. J. Fibrinolysis in trauma: a review. European Journal of Trauma & Emergency Surgery. 44 (1), 35-44 (2018).
  8. Ontaneda, A., Annich, G. M. Novel Surfaces in Extracorporeal Membrane Oxygenation Circuits. Frontiers of Medicine (Lausanne). 5, 321(2018).
  9. Barnard, E. B. G., et al. A comparison of Selective Aortic Arch Perfusion and Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for the management of hemorrhage-induced traumatic cardiac arrest: A translational model in large swine. PLoS Medicine. 14 (7), 1002349(2017).
  10. Hoops, H. E., et al. Selective aortic arch perfusion with fresh whole blood or HBOC-201 reverses hemorrhage-induced traumatic cardiac arrest in a lethal model of noncompressible torso hemorrhage. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 87 (2), 263-273 (2019).
  11. Manning, J. E., Ross, J. D., McCurdy, S. L., True, N. A. Aortic Hemostasis and Resuscitation: Preliminary Experiments Using Selective Aortic Arch Perfusion With Oxygenated Blood and Intra-aortic Calcium Coadministration in a Model of Hemorrhage-induced Traumatic Cardiac Arrest. Academic Emergency Medicine. 23 (2), 208-212 (2016).
  12. Frankel, D. A. Z., et al. Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage. Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Selective Aortic Arch PerfusionExsanguination Cardiac ArrestPorcine ModelThoracic Aortic Balloon CatheterExtracorporeal CircuitOxygenatorReturn of Spontaneous CirculationSplenectomyHeparinizationLogarithmic Exsanguination
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły