Artykuł metodologiczny

Ortotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni z wykorzystaniem 24-godzinnego zachowania narządów i ciągłej telemetrii

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61591

⸱

21 sierpnia 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery, University Hospital Muenster, 4Department of Surgery, Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine, University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum, Charité-Universitätsmedizin

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Duże modele zwierzęce odgrywają istotną rolę w badaniach przedklinicznych nad transplantacją. Ze względu na podobieństwa do konfiguracji klinicznej, świński model ortotopowego autotransplantacji nerki opisany w tym artykule stanowi doskonałe warunki in vivo do testowania technik konserwacji narządów i interwencji terapeutycznych.

Streszczenie

W obecnej erze transplantacji narządów z krytycznym niedoborem narządów, stosuje się różne strategie w celu rozszerzenia puli dostępnych alloprzeszczepów do przeszczepu nerki (KT). Mimo że stosowanie przeszczepów allogennych od dawców o rozszerzonych kryteriach (ECD) może częściowo złagodzić niedobór dawców narządów, narządy ECD niosą ze sobą potencjalnie większe ryzyko gorszych wyników i powikłań pooperacyjnych. Dynamiczne techniki konserwacji narządów, modulacja niedokrwienno-reperfuzyjnej i uszkodzenia zachowawczego oraz terapie przeszczepów allogenowych znajdują się w centrum zainteresowania naukowców w wysiłkach na rzecz poprawy wykorzystania przeszczepów allogenicznych i wyników leczenia pacjentów w KT.

Przedkliniczne eksperymenty na zwierzętach odgrywają istotną rolę w badaniach translacyjnych, zwłaszcza w rozwoju urządzeń medycznych i leków. Główna przewaga modelu autotransplantacji ortotopowej świń w porównaniu z badaniami ex vivo lub badaniami na małych zwierzętach polega na chirurgiczno-anatomicznych i fizjologicznych podobieństwach do warunków klinicznych. Pozwala to na badanie nowych metod i technik terapeutycznych oraz zapewnia ułatwione kliniczne przełożenie wyników. Protokół ten zapewnia kompleksowy i zorientowany na problem opis modelu ortotopowego autotransplantacji nerki u świń, wykorzystując czas przechowywania wynoszący 24 godziny i monitorowanie telemetryczne. Połączenie wyrafinowanych technik chirurgicznych z wysoce ustandaryzowanymi i najnowocześniejszymi metodami znieczulenia, trzymania zwierząt, obserwacji okołooperacyjnej i monitorowania zapewnia powtarzalność i sukces tego modelu.

Wprowadzenie

Od czasu pierwszego udanego przeszczepu nerki między bliźniętami jednojajowymi w 1954 roku, przeprowadzonego przez pionierską grupę laureata nagrody Nobla, chirurga Josepha Murraya1, przeszczep nerki (KT) stał się podstawą leczenia pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek (ESRD)2. KT wykazuje lepsze długoterminowe wyniki kliniczne i jakość życia w porównaniu z dializą2. Krótko- i długoterminowe wskaźniki przeżycia po KT stale się poprawiały, dzięki postępowi w technikach chirurgicznych, konserwacji narządów, terapii immunosupresyjnej i intensywnej opiece, dzięki czemu KT stała się powszechnie dostępna na skalę globalną2,3,4.

Ze względu na krytyczny niedobór narządów, istnieje stale rosnąca luka między podażą a popytem na przeszczepy allogeniczne3,5,6. W 2018 r. około 12 031 pacjentów czekało na KT w Niemczech, jednak tylko mniej niż 20% (2 291 pacjentów) mogło otrzymać nerkę od dawcy z powodu skrajnego niedoboru narządów do przeszczepu7. Niestety, w ostatnich dziesięcioleciach nie tylko bezwzględna liczba dawców narządów, ale także ogólna jakość przeszczepów allogennych oferowanych do przeszczepów uległa pogorszeniu8,9. Zaobserwowano tendencję wzrostową w liczbie wstępnie uszkodzonych lub "brzeżnych" alloprzeszczepów nerki, które musiały zostać zaakceptowane do przeszczepienia10. Stosowanie przeszczepów allogenowych ECD może skrócić czas oczekiwania oraz zachorowalność i śmiertelność na listach oczekujących, jednak wiąże się to ze zwiększoną częstością występowania powikłań związanych z przeszczepem, takich jak pierwotna niefunkcja przeszczepu (PNF) i/lub opóźniona funkcja przeszczepu (DGF)8,9,10. Dalsze badania są niezbędne do optymalizacji wykorzystania przeszczepów allogenicznych, rozszerzenia puli dawców oraz ochrony i regeneracji alloprzeszczepów brzeżnych, co ostatecznie może poprawić wyniki leczenia pacjentów3,6.

Ze względu na zasobochłonny i złożony charakter modeli przeszczepiania dużych zwierząt, duża liczba badań jest przeprowadzana na małych zwierzętach lub w warunkach ex vivo11,12,13,14,15. Chociaż modele te mogą dostarczyć ważnych danych naukowych, przełożenie tych wyników na warunki kliniczne jest często ograniczone. Świński model ortotopowego autoprzeszczepu nerki jest dobrze ugruntowanym i powtarzalnym modelem, który pozwala testować nowe innowacyjne podejścia do leczenia w klinicznie istotnych warunkach in vivo, z potencjalnie dłuższymi okresami obserwacji i licznymi możliwościami powtarzalnego pobierania próbek16,17. Poza zaletą porównywalnego rozmiaru, który pozwala na stosunkowo bezpośrednie przełożenie na środowisko kliniczne (szczególnie w przypadku opracowywania wyrobów medycznych i dawkowania leków), podobieństwa chirurgiczno-anatomiczne i fizjologiczne w zakresie odpowiedzi na uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (IRI) i uszkodzenia nerek przemawiają za zastosowaniem tego modelu w badaniach translacyjnych17,18,19. Model ten stanowi również doskonałą okazję do szkolenia młodych chirurgów transplantologów do technicznych wyzwań klinicznych transplantacji narządów20.

Istnieje również wiele różnic w porównaniu z otoczeniem ludzkim, a różne techniczne modyfikacje modelu można znaleźć w literaturze16,17,19,20,21. W tym artykule kompleksowo opisano szczegóły techniczne, pułapki i zalecenia, które mogą pomóc w ustaleniu modelu ortotopowego autotransplantacji nerki u świń. Opisana metoda telemetrii i monitoringu wizyjnego, a także nasz specjalnie zaprojektowany obiekt trzymania pozwalają na ocenę ciężkości i obserwację kliniczną zwierząt. Zastosowanie przezskórnego cewnika moczowego oraz wyznaczonych kamizelek dla świń daje możliwość szczegółowej oceny czynności nerek bez użycia klatek metabolicznych. Te modyfikacje techniczne są opisywane jako potencjalne rozwiązania, które mają sprostać współczesnym wyzwaniom zasady 3R (Replacement, Reduction and Refinement) i usprawnić eksperymenty na zwierzętach przy użyciu dużych modeli zwierzęcych22.

Protokół

Niniejsze badanie zostało zaprojektowane zgodnie z zasadami wytycznych ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)23. Doświadczenia przeprowadzono zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i niemiecką ustawą federalną o ochronie zwierząt. Pełna propozycja etyczna została zatwierdzona przez właściwe organy (Rządowy Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania, LANUV NRW - "Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen", Recklinghausen, Niemcy, ID protokołu: 81-02.04.2018.A051). Wszystkie zwierzęta biorące udział w niniejszym badaniu otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z zasadami "Przewodnika opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych" (wydanie 8, publikacja NIH, 2011, USA) oraz dyrektywy 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych (Dziennik Urzędowy Unii Europejskiej, 2010). Samice niemieckich świń rasy landrace pozyskano z higienicznie zoptymalizowanego zakładu hodowli barierowej (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nadrenia Północna-Westfalia). Rysunek 1 przedstawia podsumowanie opisanego protokołu eksperymentalnego.

1. Zwierzęta i pomieszczenia

  1. Do tego protokołu użyj samic niemieckich świń rasy landrace (lub porównywalnych). Dostarcz zwierzęta do placówki badawczej na 14 dni przed pierwszą operacją (implantacja telemetryczna) w celu aklimatyzacji i umieść je w środowisku barierowym o kontrolowanej temperaturze i wilgotności z 12-godzinnym cyklem światła i ciemności ( Rysunek 2).
  2. Na suficie pomieszczenia zamontuj dwa odbiorniki telemetryczne, które umożliwiają przesyłanie zarejestrowanych danych bezpośrednio do komputera PC znajdującego się w pomieszczeniu obserwacyjnym. Należy zapewnić, aby zwierzęta były obserwowane wzrokowo podczas regularnych wizyt przez lekarzy weterynarii i opiekuna zwierząt (co 8 godzin i na żądanie).
    UWAGA: Ponadto w tym eksperymencie wykorzystano materiał z kamery działającej w czasie rzeczywistym ze zintegrowanym obrazowaniem termowizyjnym, podłączonej do sieci lokalnej. Szczegóły dotyczące obiektu mieszkalnego wykorzystanego w tym badaniu przedstawiono na Rysunek 2.

2. Podstawowe techniki i typowe procedury

  1. Pościć zwierzęta przez noc przed operacją.
  2. Premedykacja polegająca na początkowym wstrzyknięciu domięśniowym azaperonu (4 mg/kg) i atropiny (0,1 mg/kg), a następnie wstrzyknięciu ketaminy (15 mg/kg) 10 minut później.
  3. Po premedykacji należy zważyć zwierzę i przenieść je bezpośrednio z pomieszczenia do centralnego pomieszczenia do przygotowania anestezjologii na sali operacyjnej.
  4. Kankaniuj jedną z dużych żył usznych za pomocą cewnika do żył obwodowych 18 G. Monitoruj zwierzę za pomocą standardowego EKG i pulsoksymetrii.
  5. Znieczulenie należy rozpocząć od podania propofolu (3 mg/kg).
  6. Odsłoń strunę głosową za pomocą laryngoskopu i włóż rurkę dotchawiczą 7,5 mm. Mankiet jest blokowany powietrzem zgodnie z zaleceniami producenta.
  7. Włóż rurkę drenażową jamy ustnej żołądka, aby usunąć płyn i powietrze z żołądka.
  8. Wprowadzić cewnik moczowy przez cewkę moczową.
  9. Następnie przytnij skórę w obszarze nacięcia chirurgicznego.
  10. Zastosuj maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.
  11. Po intubacji ustno-tchawiczej należy utrzymać znieczulenie izofluranem (końcowy wydech 1,45-2,0 obj.) i fentanylem (3 -7,5 μg/kg/h).
  12. Zapewnić aktywną śródoperacyjną kontrolę temperatury zwierzęcia za pomocą poduszki grzewczej i ogrzanego powietrza. Założyć sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała (temperatura docelowa 36.5 °C - 37.5 °C).
  13. Profilaktycznie stosować antybiotyki za pomocą cefuroksymu (35 mg/kg dożylnie). Wlać roztwór Ringera w dawce 4 ml/kg/h i zwiększyć do 8 ml/kg/h po nacięciu skóry. Należy podać profilaktyczną dawkę pantoprazolu (40 mg dożylnie) przez dostęp do żył usznych.
  14. Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy wykonywać w sterylnych warunkach zgodnie z ogólnymi zasadami aseptyki chirurgicznej i antyseptyki. Zdezynfekować pole operacyjne roztworem jodu powidonu i przykryć obłożeniami chirurgicznymi.

3. Implantacja telemetrii

  1. Przygotować zwierzę do zabiegu zgodnie z krokami opisanymi w punkcie 2 protokołu i potwierdzić prawidłowe znieczulenie poprzez zmniejszenie częstości akcji serca i brak świadomych ruchów zwierzęcia.
  2. Zbierz próbki krwi i moczu, aby określić indywidualne wyjściowe wartości laboratoryjne.
  3. Zaznacz miejsca nacięć za pomocą markera permanentnego.
  4. Aby wszczepić czujnik tętniczy transpondera telemetrycznego, należy wykonać 3-4 cm nacięcie w pachwinie. Odsłoń i wypreparuj tętnicę w sposób 360°.
  5. Za pomocą zacisku Overholt przeciągnij przez pętle dwunaczyniowe poniżej tętnicy i zabezpiecz je zaciskami na komary.
  6. Po wykonaniu arteriotomii za pomocą skalpela z ostrzem #11 włóż czujnik tętniczy. Zamknij arteriotomię za pomocą nici polipropylenowej 5-0 z pojedynczymi szwami węzłowymi i zabezpiecz czujnik tętniczy za pomocą jednego z tych szwów.
  7. Wykonaj nacięcie o wielkości 3-4 cm na lewym boku zwierzęcia i utwórz podskórną torebkę na transponder przez rozwarstwienie.
  8. Przedrąż tunel transpondera telemetrycznego do boku i przymocuj go do powięzi mięśniowej (3-0 polipropylen, pojedynczy węzeł). Tuneluj czerwoną i białą elektrodę EKG po prawej i lewej stronie klatki piersiowej. Wykonaj dwa nacięcia o długości 1 cm i zabezpiecz elektrody w tkance mięśniowej, aby zapewnić dobry sygnał EKG za pomocą pojedynczych szwów węzłowych (poliglaktyna 3-0).
  9. Rozpocznij rejestrację danych telemetrycznych i sprawdź różne sygnały (np. temperaturę ciała zarejestrowaną przez sam korpus transpondera, ciśnienie tętnicze krwi i sygnały EKG).
  10. Zamknij nacięcia w pachwinie, na lewym boku i dwa małe nacięcia klatki piersiowej za pomocą szwów mięśniowych i podskórnych (poliglaktyna 3-0) i zamknij skórę za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego (np. 2-0 Prolene).
  11. Użyj opatrunku z folii w sprayu, aby uszczelnić miejsca nacięć.
  12. W tym momencie należy przygotować zwierzę do noszenia specjalnej kurtki dla świń, którą zwierzę nosi przez resztę okresu badania. Wymień kurtkę na czystą kurtkę po każdej interwencji chirurgicznej.
    UWAGA: Aby zarejestrować stabilne dane wyjściowe, transpondery telemetryczne są wszczepiane 14 dni przed operacją indeksu (nefrektomia lewa, patrz również Dyskusja).

4. Nefrektomia i pobranie przeszczepu nerki

  1. Przygotować zwierzę do zabiegu pobrania przeszczepu zgodnie z procedurami opisanymi w punkcie 2.
  2. Po indukcji znieczulenia kanniulować żyłę szyjną zewnętrzną. Po sterylnej dezynfekcji pola operacyjnego wykonuje się 4 cm nacięcie po prawej stronie w rowku szyjnym.
  3. Wypreparuj tkankę podskórną i mięśnie, aby odsłonić zewnętrzną żyłę szyjną.
  4. Odsłoń i rozkrój żyłę w 360°.
  5. Za pomocą zacisku Overholt przeciągnij przez pętle dwunaczyniowe poniżej żyły i zabezpiecz je zaciskami na komary.
  6. Tunel cewnika szyjnego do tylnej części zwierzęcia. W tym celu ustaw świnię na lewym boku. Użyj metody Seldingera, aby wprowadzić cewnik szyjny.
  7. Zamknij otwór w żyle i zabezpiecz cewnik za pomocą szwu polipropylenowego 5-0.
  8. Zamknij nacięcie w dwóch warstwach (np. 3-0 poliglaktyna na mięśnie i podskórnie oraz 2-0 polipropylen na skórę).
  9. Przymocuj cewnik do skóry za pomocą wielu szwów (polipropylen 2-0).
  10. Przetestuj cewnik do żyły szyjnej pod kątem swobodnego zasysania i wstrzyknięcia. Następnie przełącz linię dożylną z kaniuli żyły usznej na centralną linię żylną.
  11. Po chirurgicznej dezynfekcji i obłożenie należy wykonać laparotomię pośrodkową, aby otworzyć jamę brzuszną (25-30 cm). Użyj standardowego retraktora brzusznego, aby odsłonić pole operacyjne.
  12. Użyj mokrych i ciepłych ręczników brzusznych, aby przykryć okrężnicę i jelito cienkie. Poproś drugiego asystenta, aby przytrzymał jelito w kierunku prawej półkuli brzucha, odsłaniając nerkę i jej struktury naczyniowe.
  13. Otwórz warstwę otrzewnej i wypreparuj lewą nerkę i moczowód z przylegającej tkanki za pomocą kauteryzacji monopolarnej, kleszczyków dwubiegunowych i cienkich nożyczek.
  14. Podwiązać i podzielić lewy moczowód (poliglaktyna 3-0), pozostawiając segment o długości co najmniej 10 do 12 cm.
  15. Zakończ sekcję lewej żyły nerkowej (lewych żył nerkowych) i tętnicy do ich pochodzenia odpowiednio z żyły głównej dolnej i aorty.
    UWAGA: Unikaj urazów i otwierania dużych naczyń limfatycznych w tym obszarze anatomicznym. Należy również pamiętać o potencjalnym uszkodzeniu żyły azygotyczno-lędźwiowej łączącej się z żyłą nerkową w pobliżu jej pochodzenia z żyły głównej.
  16. Wypreparuj i podwiąż żyłę azygotyczno-lędźwiową między dwiema ligaturami (poliglaktyna 3-0).
  17. Przygotuj się do sekcji na tylnym stole, używając miski z lodem i sterylnej pokrywy.
  18. Aby pobrać nerkę przeszczepu, zaciśnij tętnicę nerkową i żyłę nerkową w pobliżu aorty i żyły głównej za pomocą zacisków naczyniowych. Usuń przeszczep nerki, przecinając naczynia nożyczkami w pobliżu zacisków, a następnie przekaż nerkę zespołowi przy tylnym stole.
  19. Zamknij kikut tętnicy nerkowej za pomocą szwu polipropylenowego 5-0. Zamknij żyłę nerkową za pomocą dwuwarstwowego ciągłego szwu z polipropylenu 5-0. Usuń zaciski naczyniowe.
  20. Po sprawdzeniu obszaru pod kątem krwawienia lub wycieku limfy, zamknij brzuch w 4 warstwach.
    UWAGA: Otrzewna: szew biegowy 3-0 poliglaktyny; powięź: 0 poliglaktynowy szew biegowy; warstwa podskórna: szew biegowy 3-0 poliglaktyny; Skóra: zszywacze do skóry po operacji pobrania nerki, aby ułatwić ponowne otwarcie jamy brzusznej następnego dnia oraz szwy z pojedynczym węzłem polipropylenowym 2-0 po zabiegu przeszczepu w celu ostatecznego zamknięcia.
  21. Po założeniu sterylnego opatrunku na ranę należy zwrócić zwierzę do pomieszczenia inwentarskiego i pozostawić je do rekonwalescencji po ekstubacji dotchawiczej. W przypadku analgezji pooperacyjnej buprenorfinę (0,05 - 0,1 mg/kg) należy stosować domięśniowo co 8 godzin, aż do autotransplantacji.

5. Konserwacja tylnego stołu i organów

  1. Po pobraniu przeszczepu należy natychmiast kanniulować tętnicę nerkową za pomocą standardowego cewnika obwodowego 14 G (pomarańczowy) i zamocować go za pomocą opaski uciskowej przygotowanej z poliglaktyny 3-0.
  2. Przepłukać nerkę zimnym roztworem do konserwacji narządów.
  3. Po przepłukaniu 500 ml roztworu do konserwacji narządów, wyjąć kaniulę tętniczą, owinąć przeszczep nerki w sterylne worki narządowe i przechowywać w roztworze do konserwacji narządów z docelowym czasem niedokrwienia narządu wynoszącym 24 godziny w temperaturze 4 °C przy użyciu sterowanego komputerowo obwodu chłodzenia.
    UWAGA: Zaleca się krótkie spłukiwanie po konserwacji przy użyciu 500 ml normalnego roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C.

6. Nefrektomia przeciwległa i autotransplantacja ortotopowa nerki

  1. Podczas operacji biorcy należy dostosować premedykację i znieczulenie początkowe do ograniczonego metabolizmu nerkowego i unikać stosowania ketaminy. Indukcję przeprowadza się za pomocą propofolu (3-5 mg/kg dożylnie), midazolamu (0,25 mg/kg dożylnie) i atropiny (0,1 mg/kg domięśniowo). Następnie przygotowanie przedoperacyjne jest identyczne z procedurami opisanymi w punkcie 2.
  2. Utrzymać znieczulenie izofluranem (końcowy wydech 1,45-2,0 obj.) oraz fentanylem (3 - 7,5 μg/kg/h) i propofolem (2 - 4 mg/kg/h).
  3. Sprawdzaj i stale monitoruj EKG, pulsoksymetrię, temperaturę w odbycie i funkcję transpondera telemetrycznego.
    UWAGA: Ścisłe znieczulenie i kontrola ciśnienia krwi ma kluczowe znaczenie podczas zabiegu implantacji.
  4. W rzadkich przypadkach, gdy sygnał ciśnienia tętniczego krwi zarejestrowany przez transponder telemetryczny nie jest zadowalający ze względu na pozycję zwierzęcia na wznak, należy umieścić kolejny cewnik tętniczy w prawej tętnicy udowej za pomocą przezskórnego nakłucia i techniki Seldingera.
  5. Po sterylnym obciągnięciu należy ponownie otworzyć laparotomię pośrodkową i odsłonić pole operacyjne za pomocą retraktora brzusznego. Okrężnica i jelito cienkie są umieszczone po lewej stronie brzucha, aby odsłonić nienaruszoną prawą nerkę.
  6. Podobnie jak w przypadku procedury dawcy, należy wypreparować przeciwległą nerkę i jej naczynia z otaczającej tkanki. Wyciąć prawą żyłę nerkową i tętnicę nerkową w kierunku wnęki nerki, aby zapewnić wystarczającą długość naczynia do zespolenia.
  7. 5 minut przed zaciśnięciem naczyń należy wstrzyknąć dożylnie heparynę sodową (100 j.m./kg).
  8. Zacisnąć prawą tętnicę nerkową i prawą żyłę nerkową za pomocą zacisków naczyniowych. Prawa nerka zostaje usunięta. Naczynia są sprawdzane pod kątem integralności przed rozpoczęciem zespolenia.
  9. Umieść zachowaną nerkę przeszczepu w jamie brzusznej i rozpocznij zespolenia żylne i tętnicze.
  10. Od tego momentu utrzymuj średnie ciśnienie tętnicze powyżej 80-90 mm Hg, aby zapewnić dobrą wczesną perfuzję przeszczepu nerki po reperfuzji. Osiągnięcie tego celu odbywa się częściowo poprzez odpowiednie zarządzanie objętością, a częściowo poprzez podawanie noradrenaliny (0,1 - 1,0 μg/kg/min w postaci ciągłego wlewu przy użyciu średniego ciśnienia tętniczego krwi i częstości akcji serca w celu monitorowania wydajności).
  11. Wykonać zespolenie end-to-end żyły nerkowej:
    1. Po założeniu dwóch ściegów narożnych za pomocą polipropylenu 5-0, zszyj tylną ścianę w sposób ciągły.
    2. Zawiąż ścieg narożnika czaszki i zwiąż go razem z nicią używaną do tylnej ściany.
    3. Po wykończeniu tylnej ściany za pomocą ściegu narożnika czaszki zszyj przednią ścianę w kierunku czaszkowo-ogonowym. Przepłukać żyłę aheparynizowanym roztworem soli fizjologicznej (100 j.m./ml). Zawiązać ścieg w kąciku ogonowym.
      UWAGA: W przypadku niedopasowania wielkości między stroną dawczą a biorczą można zastosować mały czynnik wzrostu, aby zapewnić szerokie i wystarczające zespolenie. Istnieje wiele możliwych odmian gałęzi żyły nerkowej świni. W przypadku złożonej anatomii żylnej konieczne jest zmodyfikowane podejście do zespolenia (patrz Rysunek 3).
  12. Wykonaj zespolenie end-to-end tętnicy nerkowej:
    1. Użyj polipropylenowego ściegu narożnego czaszki 6-0, aby wykonać zespolenie tętnicze. Umieszczenie kolejnego ogonowego, podtrzymującego ściegu narożnego, który jest później usuwany, jest opcjonalne.
    2. Zszyj tylną ścianę w sposób ciągły techniką spadochronową. Po dotarciu do kącika ogonowego usuń drugi ścieg narożny (jeśli dotyczy).
    3. Zszyj przednią ścianę drugim końcem dwuramiennego szwu polipropylenowego 6-0. Przepłukać tętnicę roztworem soli fizjologicznej z heparyną (100 j.m./ml). Zawiąż dwie nitki w rogu ogonowym.
  13. Zapisz czas potrzebny na wykonanie obu zespoleń przy docelowym czasie ciepłego niedokrwienia <40 min.
  14. Nerkę należy ponownie przeprowadzić, otwierając żylny zacisk naczyniowy, a następnie zacisk tętniczy. Sprawdź, czy nie ma znacznego krwawienia.
  15. Jeśli nie obserwuje się znaczącego krwawienia z zespoleń, należy odwinąć przeszczep nerki i wlać ciepły roztwór soli fizjologicznej do jamy brzusznej pokrywającej przeszczep reperfuzyjny.
  16. W razie potrzeby zmień położenie przeszczepu, aby zapewnić jednorodną reperfuzję i uniknąć przekrwienia.
  17. Papawerynę podawać miejscowo na zewnątrz tętnicy nerkowej i zespolenia tętniczego (5 ml nierozcieńczonego).
  18. Po reperfuzji należy podać w infuzji 250 ml 20% roztworu glukozy w celu wywołania dierezy osmotycznej, a następnie podać pojedynczą dawkę 80 mg furosemidu.
    UWAGA: Następnie można zaobserwować początkowe wydzielanie moczu.
  19. Aby zapewnić drenaż moczu, przeprowadź 12 francuski cewnik do moczu dziecięcego przez ścianę brzucha prawego boku zwierzęcia, zaotrzewnowo.
  20. Zabezpiecz cewnik w moczowodzie za pomocą ligatur (poliglaktyna 2-0) i zatkaj cewnik 2 ml soli fizjologicznej. Dalsze szwy stosuje się w celu dopasowania i zabezpieczenia moczowodu do otrzewnej ściany jamy brzusznej (2-0 polipropylen). Cewnik jest również przymocowany do skóry za pomocą co najmniej dwóch szwów z pojedynczym węzłem (polipropylen 2-0).
  21. Zamknij warstwę otrzewnej nad nerką, aby zapobiec zwichnięciu przeszczepu nerki i załamaniu zespoleń naczyniowych (poliglaktyna 3-0).
  22. Zamknij brzuch w podobny 4-warstwowy sposób, jak opisano wcześniej w celu pobrania przeszczepu.
  23. Po zamknięciu jamy brzusznej należy utrzymać normotermię na sali operacyjnej.
    UWAGA: Średnie ciśnienie tętnicze krwi powinno być utrzymywane powyżej 80 mm Hg, dopóki zwierzę się nie obudzi i nie znajdzie się w pozycji leżącej.
  24. Po zamknięciu jamy brzusznej należy użyć kolorowego USG Dopplera, aby zapewnić odpowiednią perfuzję tętniczą i żylną przeszczepu nerki (Ryc. 4). Uważnie obserwuj zwierzę, aż w pełni się obudzi i będzie mogło spontanicznie chodzić i pić. Zwierzętom podaje się 1 l roztworu Ringera w fazie rekonwalescencji.
  25. Następnie należy umieścić zwierzę z powrotem w jego boksie w pomieszczeniu inwentarskim.

7. Kontynuacja, próbka i zbieranie danych

  1. Dostarczaj zwierzętom wodę ad libitum, gdy tylko będą w stanie spontanicznie pić. Dostarczaj stały pokarm od 1. dnia po operacji.
  2. W przypadku analgezji pooperacyjnej buprenorfinę (0,05 - 0,1 mg/kg) podawać domięśniowo co 8 godzin przez 72 godziny, podawać pantozol (40 mg dożylnie) raz dziennie przez 72 godziny. Należy zapewnić antybiotykoterapię (cefuroksym 35 mg/kg dożylnie 2x dziennie) i profilaktykę zakrzepicy (500 mg kwasu acetylosalicylowego od 1. dnia po operacji) przez cały okres obserwacji do końca eksperymentu.
    UWAGA: Jeśli wystąpią powikłania krwotoczne, aspirynę odstawia się.
  3. Rejestrowanie ciągłych danych telemetrycznych przez cały okres obserwacji. Zapewnić, że zwierzęta są odwiedzane co najmniej raz na 8 godzin przez lekarza weterynarii i/lub doświadczonego technika weterynarii><, a ich stan kliniczny jest oceniany przy użyciu arkusza wyników, który służy jako podstawa do przedwczesnego zakończenia doświadczenia, jeśli wymaga tego stan kliniczny zwierzęcia. UWAGA: Te tak zwane kryteria humanitarnego punktu końcowego są zdefiniowane zgodnie z opisem wcześniej24.
  4. Wykonuj codzienne pobieranie próbek za pomocą centralnej linii żylnej i przezskórnego cewnika moczowego. Zmieniaj worki na mocz (2 000 ml) 2 razy dziennie.
  5. Po pobraniu próbki lub podaniu płynów lub leków, zablokuj cewnik do żyły centralnej heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej (100 j.m./ml) między każdym użyciem, aby uniknąć okluzji i przykryj go nową sterylną nasadką.
  6. Po odpowiednim okresie obserwacji trwającym od 5 do 7 dni, należy uśmielić zwierzęta w głębokim znieczuleniu po relaparotomii, pobraniu próbki i eksplantacji przeszczepu nerki. Ofiarowanie odbywa się za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia pentobarbitalu (50 - 60 mg/kg dożylnie).
    UWAGA: Zgodnie z zasadą 3R, pozostałe narządy i tkanki zwierząt uśmierconych mogą być wykorzystywane do różnych celów badawczych i edukacyjnych ex vivo w instytutach wewnętrznych.

Wyniki

Nasza grupa posiada wieloletnie doświadczenie w modelach transplantacji narządów stałych u małych i dużych zwierząt i wykorzystała model ortotopowego autotransplantatu nerki u świń, uzyskując powtarzalne wyniki w różnych warunkach eksperymentalnych16,25,26,27. W zależności od układu eksperymentalnego zalecamy przeprowadzenie od 3 do 5 autotransplantacji jako eksperymentów wstępnych, co zapewni odpowiednią krzywą uczenia się całego zespołu badawczego. W niniejszym przypadku do przeszkolenia chirurga, posiadającego 8-letnie doświadczenie w chirurgii eksperymentalnej i 5-letnie doświadczenie w chirurgii klinicznej w dziedzinie transplantologii, w przeprowadzaniu tych eksperymentów wymaganych było 5 transplantacji. Liczba ta może się różnić w zależności od wcześniejszego doświadczenia chirurga w stosowaniu tych technik.

W ramach niniejszego protokołu zaprezentowano wyniki zestawu 5 eksperymentów z ortotopowym autotransplantacją nerek u świń. Implantacja transpondera przebiegła pomyślnie u każdego zwierzęcia, zapewniając wystarczające sygnały telemetryczne przez cały okres obserwacji (z wyjątkiem jednego zwierzęcia z częściową dysfunkcją transpondera). Czas od pierwszego nacięcia skóry do zakończenia implantacji transpondera wyniósł 85 min. ± 5 min (Tabela 1). Po pobraniu przeszczepu wszystkie zwierzęta dobrze regenerowały się w pomieszczeniu dla zwierząt doświadczalnych. Czas od nacięcia skóry do zakończenia operacji pobrania wyniósł 135 min ± 32 min (w tym około 30–45 min na wprowadzenie, tunelizację i zabezpieczenie cewnika żylnego wewnętrznego). Lewą nerkę przechowywano w kąpieli wodnej w niskiej temperaturze z docelowym czasem zimnego niedokrwienia wynoszącym 24 h (24 h ± (30 min). Następnego dnia, po indukcji znieczulenia i relaparotomii, usunięto przeciwstronną (prawą) nerkę, a następnie przeprowadzono ortotopowy autotransplant przymrożonego przeszczepu lewej nerki zgodnie z wcześniejszym opisem. Czas trwania operacji autotransplantacji (od pierwszego nacięcia skóry) wyniósł 168 min. ± 27 min (wliczając eksplantację prawej nerki). Czas ciepłego niedokrwienia wynosił 34 min ± 7 min. W każdym przypadku wszczepionego przeszczepu nerki po reperfuzji odnotowano minimalną, lecz bezpośrednią produkcję moczu. Po zamknięciu powłok brzusznych badanie kolorowym Dopplerem wykazało zadowalającą perfuzję tętniczą i żylną nerki we wszystkich przypadkach (Rysunek 4). Wszystkie zwierzęta wybudziły się z narkozy i w całym okresie obserwacji nie zaobserwowano istotnych powikłań. Codziennie pobierano próbki krwi i moczu. Wszystkie świnie pozostawały w dobrym stanie klinicznym podczas obserwacji i zostały uśpione po 5 dniach. Stężenia kreatyniny i potasu w surowicy osiągnęły wartości szczytowe w 3. i 4. dobie po operacji (POD3-4). pH krwi utrzymywało się w granicach normy (Rysunek 5). Diureza powróciła do prawidłowych wartości w ciągu pierwszych czterech dni po operacji. Liczba białych krwinek była lekko podwyższona pod koniec okresu obserwacji (Rysunek 5). Temperatura ciała, mierzona za pomocą ciągłego monitoringu telemetrycznego, wykazywała niewielkie wahania w okresie pooperacyjnym.

figure-results-1
Rysunek 1: Schemat badania i protokół. Stosowane skróty: POD – dzień pooperacyjny; ECG – elektrokardiografia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Pomieszczenie do utrzymania zwierząt z systemem ciągłego monitorowania telemetrycznego w czasie rzeczywistym dla maksymalnie 6 zwierząt. (A) Schematyczny rzut naszej placówki przystosowanej do utrzymania i monitorowania telemetrycznego do 6 zwierząt. Rozmiar pojedynczych klatek został określony na podstawie wytycznych dyrektywy UE 2010/63 oraz ETS 123 Appendix A. Panele A-E przedstawiają reprezentatywne zdjęcia organizacji naszej placówki. (B) Pomieszczenie dla zwierząt przeznaczone do utrzymania 6 osobników. (C) Pokój obserwacyjny z komputerem PC służącym do ciągłej rejestracji danych telemetrycznych. (D) Nagrania wideo i termowizyjne zwierząt w czasie rzeczywistym. (E) Indywidualne klatki zapewniające zwierzętom kontakt akustyczny i zapachowy z towarzyszami w celu uniknięcia izolacji społecznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Ortotopowy autotransplantat nerki oraz warianty anatomiczne i możliwości rekonstrukcji. (A,B) Kroki modelu ortotopowego autotransplantatu nerki w przypadku „standardowej” anatomii naczyniowej. (C) Wariant 1: w przypadku, gdy z nerką dawcy związana jest jedna większa żyła, a po stronie biorcy znajdują się dwie żyły. Postępowanie: mniejszą żyłę zamyka się za pomocą ligatury, a anastomozę wykonuje się koniec do końca między żyłami nerkowymi. (D) Wariant 2: w przypadku, gdy z nerką dawcy związana jest jedna większa żyła, po stronie przeciwległej brakuje odpowiedniego naczynia biorcy (np. niedopasowanie rozmiaru). Postępowanie: anastomosis koniec do boku żyły nerkowej do żyły głównej dolnej. (E) Wariant 3: dwie żyły o podobnej wielkości po obu stronach. Postępowanie: rekonstrukcja za pomocą dwóch anastomoz żylnych. (F) Wariant 4: w przypadku, gdy z nerką dawcy związane są dwie żyły o podobnej wielkości, a po stronie przeciwległej brakuje odpowiedniego naczynia biorcy. Postępowanie: anastomosis koniec do boku żyły nerkowej do żyły głównej dolnej w przypadku dwóch żył nerkowych. (G) Wariant 5: nerka dawcy posiada żyłę z wczesną bifurkacją, podczas gdy po stronie przeciwległej znajduje się jedna duża żyła. Postępowanie: anastomosis koniec do końca krótkiego wspólnego odcinka żyły nerkowej dawcy z jedną dużą żyłą po stronie biorcy. (H) Wariant 6: w przypadku, gdy nerka dawcy posiada pojedynczą żyłę nerkową z wczesną bifurkacją, a po stronie przeciwległej brakuje odpowiedniego naczynia biorcy. Postępowanie: anastomosis koniec do boku krótkiego wspólnego odcinka żyły nerkowej dawcy do żyły głównej dolnej. Rysunek ten przedstawia kilka z częstszych wariantów i nie jest statystycznie wyczerpujący pod kątem wszystkich wariantów możliwych u niemieckich świń rasowych. Stosowane skróty: KG–przeszczep nerki; RK–prawą nerka; IVC–żyła główna dolna; AO–aorta Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Reprezentatywne obrazy kolorowego Dopplera, wykonane bezpośrednio po ortotopowym autotransplantacie nerki i zamknięciu powłok brzusznych. (A) Badanie kolorowym Dopplerem wykonuje się bezpośrednio po implantacji nerki i zamknięciu powłok brzusznych, aby upewnić się co do prawidłowej perfuzji tętniczej i żylnej przeszczepu nerki oraz wykluczyć ewentualne jatrogenne załamania naczyń. Ultrasonografia była również stosowana codziennie i w razie potrzeby, w zależności od stanu klinicznego zwierzęcia, w celu wykrycia różnych powikłań. (B-E) Reprezentatywne obrazy ultrasonograficzne przeszczepionej nerki po implantacji. Obraz przeszczepu nerki z i bez kolorowym Dopplerem (B,C) wykazuje doskonałą perfuzję tętniczą (D) i żylną (E). Na rysunku przedstawiono reprezentatywne obrazy pochodzące od tego samego zwierzęcia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rycina 5: Reprezentatywne wyniki laboratoryjne i dane telemetryczne modelu ortotopowego autotransplantacji nerki przy czasie zimnego niedokrwienia wynoszącym 24 h. (A) Wartości potasu w surowicy (B) Wartości kreatyniny w surowicy (C) pH (D) Liczba białych krwinek (WBC) (E) Diureza. (F) Średnia temperatura ciała rejestrowana za pomocą monitorowania telemetrycznego w całym okresie obserwacji u czterech kolejnych zwierząt po transplantacji nerki (brak danych z 5-tego zwierzęcia z powodu częściowej dysfunkcji transpondera). Stosowane skróty: POD – dzień pooperacyjny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

figure-results-6
Rycina 6: Przykłady możliwych powikłań i błędów okołoperacyjnych. (A-C) Pooperacyjna zastój w przeszczepionej nerce w 3. dobie po operacji (POD3) po ortotopowej autotransplantacji nerki. (D) Przyczyną zastoju było zagięcie cewnika spowodowane zbyt mocno zaciśniętym szwem na poziomie skóry. Po skorygowaniu szwu zastój ustąpił niemal całkowicie w ciągu 24 h. (E) Przedstawiono inny przeszczep nerki w 2. dobie po operacji (POD2) po ortotopowej autotransplantacji nerki. Gwiazdka (*) wskazuje gromadzenie się płynu wokół dolnego bieguna przeszczepu (gromadzenie krwi vs. limfocela). Ze względu na zastosowaną technikę z zamknięciem otrzewnej nad nerką, gromadzenia te są zazwyczaj samoograniczające dzięki korzystnym efektom kompresji miejscowej. Zwierzęta powinny być ściśle monitorowane pod kątem zmian miejscowych, oznak krwawienia lub infekcji. (F) Wykwalifikowane badanie ultrasonograficzne z użyciem Dopplera kolorowego, wykonywane codziennie (oraz w razie potrzeby) w pomieszczeniu dla zwierząt, poza zastosowaniami akademickimi (np. dokumentacja, rejestracja wskaźników oporu tętniczego), odgrywa kluczową rolę diagnostyczną w rozpoznawaniu potencjalnych powikłań we wczesnej fazie subklinicznej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Zadanie/krok eksperymentalnyDniCzas (min)ChirurgLekarz weterynarii urzędowyTechnik weterynariiTechnik laboratoryjnyDoktorantSuma 
Nr
Opieka przedoperacyjnaD-29 do D-15W przypadku braku treści źródłowej do przetłumaczenia, prosimy o dostarczenie tekstu, który ma zostać przełożony na język polski.1113
Operacja implantacji telemetriiD-1585±5111115
Opieka pooperacyjna po implantacji telemetriiD-15 do D-1Tekst źródłowy nie został dostarczony. Proszę o przesłanie treści do tłumaczenia.1113
Operacja pobrania przeszczepuD-1135±32121228
Operacja autotransplantacji nerkiD 0168 ±27121228
Opieka pooperacyjna po autotransplantacji nerkiD0 do D5Proszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.2125
UśmiercenieD 5Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.2114

Tabela 1. Opis wymaganych zasobów ludzkich i harmonogramów czasowych dla poszczególnych etapów eksperymentalnych modelu autotransplantacji nerki świni.

Dyskusja

Świński model KT pozwala na badanie nowych podejść terapeutycznych i wyrobów medycznych w klinicznie istotnych warunkach dużych zwierząt 15,17,21. Anatomiczne, patofizjologiczne i chirurgiczno-techniczne podobieństwa między środowiskiem świńskim a ludzkim mogą ułatwić kliniczną interpretację danych oraz szybkie przełożenie wyników i technik na badania kliniczne 15,16,17,18,19,21.

Model ortotopowego autotransplantacji nerki nie tylko jest zgodny z zasadą 3R poprzez zmniejszenie liczby wymaganych zwierząt w porównaniu z allotransplantacją, np. nie jest wymagane oddzielne zwierzę dawcy, ale także daje wyjątkową możliwość zbadania skutków IRI i uszkodzenia konserwującego bez zakłócających skutków odpowiedzi immunologicznej i leków immunosupresyjnych17, Lokal mieszkalny 21.

Niewielkie modyfikacje protokołu pozwalają na modelowanie szerokiego spektrum sytuacji klinicznych. Aby naśladować KT za pomocą nerek po śmierci krążeniowej (DCD), struktury naczyniowe są zaciskane na 30 do 60 minut in situ przed pobraniem nerki, podczas gdy przedłużony czas zimnego niedokrwienia (24 godziny i dłużej) można zastosować do modelowania rozległego uszkodzenia zachowawczego 16,17,28,29.

Chociaż model KT u świń jest z chirurgicznego punktu widzenia mniej wymagający niż modele przeszczepiania narządów litych u małych zwierząt (np. szczurów i myszy)26, istnieje wiele aspektów technicznych i pułapek, o których należy pamiętać, aby poprawić wyniki i uniknąć określonych powikłań17.

Nieuniknięcie dużych naczyń limfatycznych wokół żyły głównej dolnej i aorty podczas pobierania przeszczepu lub implantacji z powodu błędu technicznego lub zmian anatomicznych może prowadzić do wysokiej wydajności przetoki limfatycznej i pooperacyjnego pobrania płynu brzusznego, infekcji i potencjalnie awarii technicznej. Podczas operacji należy całkowicie unikać naczyń limfatycznych lub zamykać je szwami polipropylenowymi 5-0 lub 6-0. Rozsądnie jest również unikać stosowania bipolarnego lub innego urządzenia do krzepnięcia w przypadku wycieków limfatycznych. Zwykle prowadzi to do pogorszenia sytuacji. W przypadku wycieku limfatycznego o niskiej wydajności, nasz zespół ma dobre doświadczenia w stosowaniu plastrów kolagenowych na bazie fibryny (np. Tachosil)30, jednak ich wysoki koszt ogranicza ich zastosowanie w tym ustawieniu.

W niniejszym protokole demonstrujemy podejście przeotrzewnowe do pobrania nerki i autotransplantacji. Jest to zasadnicza różnica techniczna w porównaniu z sytuacją kliniczną, w której przeszczepy nerkowe są zwykle wszczepiane do dołu biodrowego przy użyciu dostępu pozaotrzewnowego. Chociaż większość grup stosuje podejście przedotrzewnowe i ortotopowe w modelu świń, przeszczep heterotopowy do dołu biodrowego jest również możliwy u świń31. Jednak ze względu na stosunkowo małą średnicę tętnicy biodrowej zewnętrznej u świń o wadze 30-40 kg i jej skłonność do skurczu naczyń krwionośnych czasami utrudnia wykonanie zespolenia koniec do boku tętnicy nerkowej z tętnicą biodrową zewnętrzną31. Biorąc pod uwagę fakt, że pobieramy lewą nerkę za pomocą dostępu przezotrzewnowego, aby wykonać późniejszy autotransplantację, bardziej wykonalne jest wykonanie implantacji poprzez ponowne otwarcie tego samego nacięcia i zastosowanie prostego podejścia ortotopowego, zwłaszcza że zgodnie z protokołem wymagane jest również usunięcie natywnej prawej nerki, aby zapewnić, że zwierzę wyzdrowieje tylko z jednym wstępnie uszkodzonym kindey. Wyczerpujący opis wszystkich możliwych wariantów technicznych modelu wykracza poza zakres niniejszego protokołu i został podsumowany przez innych w obszernych artykułach przeglądowych31.

Zwichnięcie przeszczepionego przeszczepu nerki i wynikające z niego załamanie zespoleń naczyniowych jest głównym źródłem niepowodzenia w modelu KT świni, szybko prowadzącym do niedrożności naczyń i całkowitego niepowodzenia eksperymentu z powodu powikłań chirurgicznych. Aby tego uniknąć, po autotransplantacji zamykamy warstwę otrzewnej nad nerką za pomocą szwu biegnącego przy użyciu poliglaktyny 3-0. Ponadto ultrasonografia z kolorowym Dopplerem jest wykonywana bezpośrednio po implantacji nerki i zamknięciu jamy brzusznej, aby zapewnić dobrą perfuzję tętniczą i żylną przeszczepu nerki. Ultradźwięki są również stosowane codziennie i na żądanie, w oparciu o wyniki kliniczne zwierzęcia, do badań przesiewowych w kierunku perfuzji nerek, problemów pozanerkowych (np. niedrożność lub załamanie cewnika moczowego) oraz pobierania płynów z powodu przetoki limfatycznej, krwawienia lub infekcji (ryc. 4 i ryc. 6).

Ponieważ 24-godzinne zimne niedokrwienie często prowadzi do upośledzenia funkcji i opóźnionej funkcji przeszczepu, zwierzęta mogą wymagać terapii medycznej na żądanie, jeśli zostanie to uznane za konieczne przez lekarza weterynarii. Może to obejmować terapię infuzyjną z użyciem 5% glukozy i (lub) roztworu Ringera podawanego przez centralną linię żylną, wstrzyknięcia w bolusie furosemidowym (w przypadku skąpomoczu/bezmoczu w zależności od stanu klinicznego i wyników badań laboratoryjnych, 60-80 mg wstrzyknięć w bolusie do 200 mg / dobę) oraz doustne podawanie sulfonianu polistyrenu sodu (Resonium A) w przypadku ciężkiej hiperkaliemii32. W celu uniknięcia błędu systematycznego, lekarz weterynarii odpowiedzialny za opiekę weterynaryjną nad zwierzętami po przeszczepieniu przeszczepu musi być zaślepiony przed zastosowanym leczeniem i grupowaniem.

Chociaż anatomia tętnicy nerkowej jest dość prosta u niemieckich świń rasy landrace, które zwykle mają jedną tętnicę do rekonstrukcji, istnieje szerokie spektrum anatomicznych odmian gałęzi żyły nerkowej, które wymagają pewnej kreatywności chirurgicznej podczas rekonstrukcji żylnej. Często dwie (lub więcej) gałęzie żyły nerkowej łączą się na różnych poziomach między wnęką nerki a żyłą główną dolną. Najczęściej obserwowane odchylenia i możliwe warianty rekonstrukcji17 przedstawiono na rysunku 3.

Po pierwszej interwencji chirurgicznej (dzień -15, implantacja telemetryczna) wszystkie zwierzęta otrzymują świńską kurtkę, którą noszą przez cały okres eksperymentów. Zapewnia to doskonałą ochronę przed przypadkowymi urazami i przemieszczeniem wszczepionych cewników oraz zapewnia miejsce do przechowywania worków do zbierania moczu. Zastosowanie tych kurtek jest również wykonalnym rozwiązaniem w celu wyeliminowania potrzeby stosowania klatek metabolicznych do oceny klirensu kreatyniny jako metody udoskonalania zgodnie z zasadą 3R.

Nasz obiekt mieszkalny integruje wykorzystanie telemetrii i monitoringu okołooperacyjnego opartego na wideo. Chociaż metody te nie mogą zastąpić regularnych wizyt lekarza weterynarii i techników, ułatwiają szybkie interwencje i poprawiają ocenę ciężkości, aby jeszcze bardziej udoskonalić nasze warunki eksperymentalne na przyszłość. Istnieje szerokie spektrum wskazań do stosowania wszczepialnego urządzenia telemetrycznego w dużych modelach zwierzęcych33. Chociaż ścisłe monitorowanie parametrów klinicznych po poważnych operacjach, takich jak EKG, ciśnienie krwi, temperatura, jest uważane za standard w warunkach klinicznych człowieka na oddziale intensywnej i pośredniej terapii chirurgicznej, w chirurgii eksperymentalnej monitorowanie jest w większości przerywane, gdy zwierzę budzi się ze znieczulenia 33,34,35 . Dlatego telemetria zapewnia realny sposób ciągłego monitorowania tych zwierząt. Wierzymy, że wszystkie te dane przyczyniają się do wczesnego wykrywania ewentualnych powikłań pooperacyjnych w odpowiednim czasie (np. wstrząsu krwotocznego, czyli sepsy wykrywanej przez wzrost temperatury, hipotonię i tachykardię). Może to ułatwić szybką interwencję (np. wprowadzenie antybiotykoterapii terapeutycznej, substytucję płynów, przerwanie leczenia przeciwzakrzepowego lub poświęcenie zwierzęcia w celu uniknięcia cierpienia). Oprócz aspektu monitorowania "w czasie rzeczywistym", nasza grupa skupia się obecnie na ocenie dotkliwości i doskonaleniu eksperymentów na zwierzętach 36,37,38. Retrospektywna analiza dużej ilości danych telemetrycznych zebranych w tych eksperymentach może pozwolić nam na lepsze rozwarstwienie ciężkości tego rodzaju interwencji chirurgicznych i optymalizację opieki okołooperacyjnej (np. analgezji) u zwierząt laboratoryjnych.

Jeśli chodzi o telemetrię wszczepialną, zaleca się okres co najmniej 12 dni po implantacji systemu pomiarowego, aby zapewnić stabilne i optymalne dane pomiarowe (w oparciu o komunikację osobistą). Po przedyskutowaniu tego problemu z różnymi producentami dostarczającymi rozwiązania telemetryczne dla dużych zwierząt, a także z innymi grupami badawczymi wykorzystującymi te systemy w różnych warunkach eksperymentalnych, zdecydowaliśmy się zintegrować 14-dniowy okres między implantacją telemetryczną a przeszczepem nerki. We wcześniejszych dniach nadal mogą występować odchylenia spowodowane ruchem zwierzęcia, ponieważ procesy bliznowacenia i gojenia są nadal niezakończone.

Pomimo swoich zalet, wyżej opisany model ma pewne ograniczenia. Złożoność oraz wymagane zasoby i infrastruktura to najważniejsze ograniczenia modelu. Czasochłonny protokół eksperymentalny, złożone techniki i intensywna obserwacja okołooperacyjna wymagają dostępności znacznej pojemności pomieszczenia i sali operacyjnej oraz wymagają zaangażowania większego zespołu, w tym doktorantów, chirurgów, lekarzy weterynarii i techników (Tabela 1). Dlatego, na podstawie naszych obserwacji empirycznych, zwykle niewykonalne jest wykonanie więcej niż dwóch zabiegów dziennie. Kolejną wadą modelu świńskiego w porównaniu z modelami małych zwierząt jest ograniczona możliwość badań mechanistycznych i molekularno-biologicznych. W niniejszym protokole zgłoszono jedynie 5-dniowy okres obserwacji. Było to odpowiednie do zademonstrowania najważniejszych cech eksperymentalnych modelu, jednak ta stosunkowo krótka obserwacja może nie wystarczyć do udzielenia odpowiedzi na pewne konkretne pytanie badawcze (np. długotrwałe przywrócenie funkcji vs. ostre uszkodzenie). W związku z tym konieczne może być rozszerzenie działań następczych w związku z projektem. Niniejszy manuskrypt opisuje naszą obecną "najlepszą praktykę" w warunkach eksperymentalnych ortotopowego autotransplantacji nerki u świń. Chociaż pewne kroki są obowiązkowe, aby pomyślnie ustalić ten model, drobne aspekty (np. śródoperacyjne użycie cewnika do pęcherza moczowego, umieszczenie cewnika tętniczego na tętnicy udowej lub szyjnej) są fakultatywne i można ich uniknąć/zmienić według uznania badaczy. Opis i uzasadnienie każdego aspektu metodycznego wykraczałoby poza zakres niniejszego protokołu i zostało omówione w innym miejscu31. Wreszcie, trudno jest również odtworzyć dokładną sytuację kliniczną ECD KT w modelu świńskim, w którym dawcy w podeszłym wieku, przeszczepy allogeniczne z ostrym uszkodzeniem nerek oraz dawcy z wieloma chorobami współistniejącymi i chorobami przewlekłymi, takimi jak nadciśnienie, cukrzyca lub miażdżyca, stanowią główną część puli dawców marginalnych 8,9.

Niezależnie od wyżej wymienionych ograniczeń, a także wyzwań technicznych i logistycznych, ten dobrze znany i powtarzalny model dużego zwierzęcia KT stanowi wyjątkową okazję do zbadania nowych terapii i technik w celu poprawy zachowania narządów i wyników klinicznych oraz stanowi doskonałą platformę dla młodszych chirurgów do opanowania technik przeszczepiania narządów w dużym modelu zwierzęcym.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną wyrazić swoją wdzięczność Pascalowi Paschendzie, Mareike Schulz, Brittie Bungardt, Annie Kümmecke za ich umiejętną pomoc techniczną.

Autorzy deklarują finansowanie częściowo z programu START Wydziału Lekarskiego Uniwersytetu RWTH w Akwizgranie (#23/19 do Z.C.), z Fundacji B.Brauna, Melsungen, Niemcy (BBST-S-17-00240 do Z.C.), Niemieckiej Fundacji Badawczej (Deutsche Forschungsgemeinschaft - DFG; DLA-2591, DO 542/5-1, DO 542/6-1; 2016 do R.T. i SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 do P.B.) oraz niemieckie Ministerstwo Edukacji i Badań Naukowych (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A do P.B.), bez udziału grantodawców w projektowaniu badań, gromadzeniu danych, analizie danych, przygotowywaniu manuskryptów lub podejmowaniu decyzji o publikacji.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały znieczulające, leki i leki
Aspirin 500mg i.v., proszek do sporządzania roztworu do wstrzykiwań Bayer Vital AG, Leverkusen, Niemcy4324188leki przeciwpłytkowe
Siarczan atropiny roztwór do wstrzykiwań, 100 mgDr. Franz Kö hler Chemie GmbH, Bensheim, Niemcy 1821288środek parasympatykolityczne, premedykacja
Maść Bepanthen do oczu i nosaBayer Vital AG, Leverkusen, Niemcy1578675maść do oczu
Strzykawki BD Discardit II, 2ml, 5ml, 10ml, 20mlBecton Dickinson GmbH, Heidelberg, Niemcy300928, 309050,309110, 300296 Strzykawki
BD Micolance 3 (20G żółty) KaniulaBecton Dickinson GmbH, Heidelberg, Niemcy305888cewnik żylny
BD Venflon Pro Safety (20G różowy)Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Niemcy4491101cewnik żylny
Buprenorfina (Buprenovet)Bayer Vital AG, Leverkusen, Niemcy794-996analgezja
Cefuroksym 750mg, proszek do przygotowania  roztwór do wstrzykiwańFRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, NiemcyJ01DC02antybiotyki
Covidien Hi-Contour, rurka dotchawicza 7,5 z mankietem Murphy EyeCovidien Deutschland GmbH, Neustadt/Donau, NiemcyCOV-107-75Erurka dotchawicza
FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica roztwór do wstrzykiwań Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Niemcy4993593opioidowy środek przeciwbólowy
Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml roztwór do wstrzykiwańRatiopharm GmbH, Ulm, Niemcy1479542diuretyki pętlowe
Glukoza 5% roztwór do infuzji (500ml, 250ml)B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 3705273,03705422płyn infuzyjny
Glukoza 20% roztwór do infuzjiB. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 4164483diureza osmotyczna
Heparyna-Sód 5000 I.E./mlB. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 15782698antykoagulant
Isoflurane-Piramal (Isoflurane)Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Niemcy9714675lotny środek znieczulający
Ketamina (chlorowodorek ketaminy) 10%Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Niemcy0004230środek do znieczulenia ogólnego
MIDAZOLAM 15mg/3mlRotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Niemcy828093hybnotica, środek uspokajający
NaCl 0,9% roztwór do infuzji (500ml,1000ml)B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 864671.8779płyn infuzyjny
Noradrenalina (Arterenol)Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Niemcy16180wzrost ciśnienia krwi 
Roztwór do konserwacji narządów (np. HTK)Dr. Franz Kö hler Chemie GmbH, Bensheim, Niemcy należy podjąć decyzję na podstawie preferencji i projektu eksperymentalnegokonserwacja narządów
Pantoprazol 40 mg / roztwór do wstrzykiwańLaboratorios Normon, Madryt, Hiszpania11068inhibitor pompy protonowej
Paveron N 25 mg/ml roztwór do wstrzykiwań (chlorowodorek papaweryny)LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Niemcy2748990środek spazmolityczny do rozszerzania naczyń krwionośnych
Pentobarbital ( Narcoren)Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Niemcy1,204,924,565stosowany do eutanazji
Propofol 1% (10mg/ml) MCT FreseniusFRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Niemcy654210znieczulający ogólny
Roztwór RingeraB. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 1471411płyn infuzyjny
Sterofundin ISO roztwór do infuzji (1000ml)B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 1078961Płyn infuzyjny
Stresnil (Azaperon) 40mg/mlElanco797-548uspokajający
Cewnik do moczu ruffle 12CH Wirutec Rü sch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Niemcy		RÜ SCH-180605-12przezcewkowy cewnik do moczu
Materiały chirurgiczne
Appose ULC Skin StaplerCovidien Deutschland GmbH, Neustadt/Donau, Niemcy8886803712zszywacz do skóry
Cavafix Certo 375 B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Niemcy 4153758cewnik do żyły centralnej
EMKA Easytel + Transponder L-EPTAemka TECHNOLOGIES S.A.S,Paryż,FrancjaTransponder telemetrycznyL-EEEETA 100
odbioru i analizatora danychEMKA emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paryż,FrancjaReviever Odbiornik telemetrii
Feather Disposable Scapel (11)(21)Feather, Japonia8902305.395scapel
Prolene 2-0, niebieski monofil VISI-BLACK, igła FSJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyEH7038Hskóry
Prolene 3-0, niebieski monofil, igła FS1Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyEH7694Hskóry
Prolene 5-0 (po prostu kątowany, igła C1) niebieski monofil VISI-Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyEH7227H
Prolene naczyniowy 5-0 (dwuramienny, igła C1) 60cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyKBB5661HProlene naczyniowy
6-0 (dwuramienny, igła C1) 60cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyEH7228Hrękawice
chirurgiczne naczyniowe Sempermed derma PF Seril Gr. 7, 7.5, 8 Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapur4200782,4200871,4200894rękawice chirurgiczne
Sentinex® Fartuchy chirurgiczne PRO Spunlace XL 150cmLohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Niemcy19302fartuch chirurgiczny
TachosilTakeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, NiemcyMAXI 9,5 x 4,8 cmhemostaza
Chusteczki do brzucha Telasorp (zielone 45x45cm)PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Niemcy4542437ręcznik brzuszny
Cewnik do moczu dla dzieciUromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, NiemcyPZN 03280856stosowany do Stomia moczowodowo-skórna
VICRYL- 0 MH PlusJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyV324zamknięcie powięziowe
VICRYL - 3-0, igła SH1 Plus, 75cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyW9114szew podskórny, szew otrzewnowy, 
VICRYL - igła 3-0, SH1 Plus, 4*45cmJohnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyV780szew podskórny, szew otrzewnowy, 
VICRYL - ligatury Sutupak fioletowe plecione, 3-0Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, NiemcyZagrożenia V1215Edla ligatury
3M™ Standardowa maska chirurgiczna 1810F3M Deutschland GmbH, Neuss, Niemcy3M-ID  7000039767maska chirurgiczna
Narzędzia chirurgiczne
Kleszcze anatomiczne StandardASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy Kleszcze anatomicznePZ0260
Pęseta atraumatyczna stalowa, De Bakey Tip 1,5mm 8"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy GF0840anatmiczne kleszcze atraumatyczne
Kleszcze bipolarne 16 cm proste, gałąź 0,30 mm spiczaste, uniwersalnedopasowanie Bü hler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Niemcy08/0016-Akleszcze biopolarne
Bulldog zacisk atraumatyczny,zakrzywiony,De bakey 78 mm, 3"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy GF0900zaciski bulldog
Zacisk naczyniowy DE BAKEY-SATINSKY 215mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy GF1661zacisk naczyniowy
Nożyczki preparacyjne Mayo,250 mm,10"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy SC2232  Nożyczki do preparacji
Nożyczki preparacyjne Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy SC2290Nożyczki do rozwarstwiania
Maszyna anestezjologiczna Draeger CATO z monitorem PM8050 Drä ger, Drä gerwerk AG & Co. KGaA, Lü beck, Niemcy 106782System wentylacji
  Pęseta drobnoziarnista, ADSON 180 mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy ADSONPZ0571drobne kleszcze
Rozsiewacz ścian brzucha GossetCHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl, Niemcy09-621512retraktor brzucha
HALSTEAD MOSQUITO, zakrzywiony, chirurgiczny 125mmASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy KL2291zaciski mosquite
Urządzenie chirurgiczne HF ICC 300, ElektrokoagulacjaErbe Elektromedizin Gmbh; Tü bingen, Niemcy20132-043kauteryzacja, biopolarna
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, zakrzywionaASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy KL2187zaciski mosquite Mikro
stalowy uchwyt igły prosty 0,5mm, z blokadą sprężynowąASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy MN1324DMikrochirurgiczny uchwyt na igły
Pęseta mikrochirurgiczna/do wytwornicy wody LINZ 150mm 6" Ergo okrągła rączkaASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy MN0087cienki uchwyt na igły kleszczy mikrochirurgicznych
Mayo-hegar,190 mm,190"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy Uchwyt na igłęNH1255
Overhold Slimline Rys. 0 8 1/2"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy KL4400przetrzymuje
Sterylna gaza 10X10Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Niemcy401725sterylna gaza
Końcówka ssąca OP-Flex Rękojeść YankauerPfm Medical AG, Kö ln, Niemcy33032182ssawne
kleszcze chirurgiczne Standard 5 3/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy Kleszcze chirurgicznePZ1260
nożyczki chirurgiczne standardowe spiczasto-(nożyczki nici/tkaniny)175 mm, 7"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy SC1522Nożyczki chirurgiczne
Nożyczki naczyniowe Titanit POTTS-SMITH, 185 mm, 71/4"60°ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy SC8562Nożyczki Pott
Przyrząd do drążenia tuneliMarina Medical Instruments Inc,Davies,USMM-TUN06025tunelowanie podskórne
Pętle naczyńMedline International Germany GmbH,Kleve, NiemcyVLMINBprzytrzymaj i wyreguluj naczynie
Rozrzutniki ran Weitlander, Stump,110 mm, 41/4"ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Niemcy WH5210Wound Care
Dalsze materiały
Poduszka grzewczaEickemeyer - Medizintechnik fü r Tierä rzte KG, Tuttlingen, Niemcy 
648050 MHP-E1220		utrzymuj temperaturę ciała podczas operacji
Laryngoskop, dostosowanyWittex GmbH, Simbach, Niemcy333222230  odsłonić strunę głosową
Sonda temperatury doodbytnicyAsmuth Medizintechnik, Minden, NiemcyASD-RA4pomiar temperatury ciała
Folia nawinięta sprayemMepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Niemcy2830  utrzymywać sterylny stan
Sterylna torba na organyRaguse Gesellschaft fü r medizinische Produkte, Ascheberg, Niemcy800059kurtka dla świń do konserwacji narządów
mała, dorosła świnia Landrasse 30-50kg, dostosowana do telemetrii Emka i cewnikowania moczu Lomir Biomedical Inc., Wielka BrytaniaSS J1LAPMPkurtki dla świń do ochrony wszczepionych cewników i przechowywania worka na mocz
  Aparat ultrasonograficzny, Sonosite Edge-IIFUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, NiemcyV21822ultrasonografia i kolorowy Doppler
Worek na mocz 2000ml ObjętośćASID BONZ GmbH, Herrenberg, Niemcy 2062578jednorazowy worek na mocz połączony z cewnikiem przetoki moczowodowo-skórnej
, środek System

Bibliografia

  1. Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987(2011).
  2. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  3. Jochmans, I., O'Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
  4. Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
  5. Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
  6. Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
  7. DSO. DSO Jahresbericht. , Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018).
  8. Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622(2019).
  9. Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673(2019).
  10. Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
  11. Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. Journal of Visualized Experiments. (105), e52848(2015).
  12. Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897(2019).
  13. Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
  14. Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
  15. Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  16. Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
  17. Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765(2016).
  18. De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
  19. Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
  20. Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, Suppl 25 6-15 (2013).
  21. Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
  22. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. , Methuen. (1959).
  23. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
  24. Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
  25. Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
  26. Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
  27. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376(2013).
  28. Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
  29. Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
  30. Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
  31. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
  33. Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
  34. Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
  35. Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
  36. van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141(2020).
  37. Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
  38. Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16(2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ortotopowy przeszczep nerkiświński model autotransplantacji24-godzinna konserwacja organuciągłe monitorowanie telemetrycznetechnika anastomozy naczyniowejroztwór do konserwacji organówkolorowy doppler ultrasonograficznyheparynowany roztwór soli fizjologicznejkaniulacja tętnicy udowejkateteryzacja żyły szyjnej
Ortotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni z wykorzystaniem 24-godzinnego zachowania narządów i ciągłej telemetrii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.