Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pobieranie biopsji mięśni szkieletowych z górnego przedziału mięśnia piszczelowego ludzkiego mięśnia piszczelowego przedniego w celu oceny mechanicznej

6.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61598

⸱

27 września 2020

 ,  , 
1Faculty of Sport Science, Human Movement Science, Ruhr University Bochum, 2School of Human Movement and Nutrition Sciences, The University of Queensland, 3Faculty of Sport Science, Sports Medicine and Sports Nutrition, Ruhr University Bochum, 4Institute of Physiology II, University of Muenster

W tym artykule

Podsumowanie

Ten raport techniczny opisuje odmianę zmodyfikowanej techniki Bergströma do biopsji mięśnia piszczelowego przedniego, która ogranicza uszkodzenia włókien.

Streszczenie

Właściwości mechaniczne kurczących się włókien szkieletowych są kluczowymi wskaźnikami ogólnego zdrowia, funkcji i wydajności mięśni. W tym celu często pobiera się biopsje ludzkich mięśni szkieletowych. Dostępnych jest jednak stosunkowo niewiele technicznych opisów procedur biopsyjnych, poza powszechnie stosowanym mięśniem obszernym bocznym. Chociaż techniki biopsji są często dostosowywane do charakterystyki każdego badanego mięśnia, niewiele raportów technicznych dzieli się tymi zmianami z szerszą społecznością. W ten sposób tkanka mięśniowa od ludzi jest często marnowana, gdy operator wymyśla koło na nowo. Poszerzenie dostępnego materiału na temat biopsji z różnych mięśni może zmniejszyć liczbę nieudanych biopsji. Niniejszy raport techniczny opisuje odmianę zmodyfikowanej techniki Bergströma na mięśniu piszczelowym przednim, która ogranicza uszkodzenia włókien i zapewnia długość włókien odpowiednią do oceny mechanicznej. Zabieg jest zabiegiem ambulatoryjnym, który można wykonać w ciągu godziny. Okres rekonwalescencji w przypadku tej procedury jest natychmiastowy w przypadku lekkiej aktywności (tj. chodzenia), do trzech dni w przypadku wznowienia normalnej aktywności fizycznej i około jednego tygodnia w przypadku leczenia ran. Wyekstrahowaną tkankę można wykorzystać do eksperymentów z siłami mechanicznymi i tutaj przedstawiamy reprezentatywne dane aktywacyjne. Protokół ten jest odpowiedni dla większości celów pobierania, potencjalnie można go dostosować do innych mięśni szkieletowych i można go ulepszyć poprzez modyfikacje igły do pobierania.

Wprowadzenie

Badanie fizjologii mięśni człowieka w celach klinicznych lub badawczych często wymaga biopsji mięśni. Na przykład głównym wyzwaniem w fizjologii i biomechanice mięśni człowieka jest rozróżnienie i zrozumienie różnych adaptacji wydajności mięśni do ćwiczeń. Adaptacje wydajności obejmują nie tylko adaptacje strukturalne (np. zmiany w białkach kurczliwych, architekturze mięśni), ale także adaptacje neuronalne1, które są bardzo trudne, jeśli nie niemożliwe, do oceny oddzielnie podczas testowania nienaruszonych mięśni ludzkich in situ. Eksperymenty na poziomie włókien usuwają te składniki wyższego rzędu i pozwalają na bardziej bezpośrednią ocenę skurczu mięśni i mogą być pobierane za pomocą technik biopsji. Biopsje mięśni są pobierane od co najmniej 1868 roku2. Obecnie dominującą techniką pobierania biopsji mięśni jest zmodyfikowana technika Bergströma3,4,5, chociaż dostępne są inne techniki, w tym użycie konchotomu Weila-Blakesleya6 lub tzw. fine-needle7,8. Wszystkie te techniki wykorzystują specjalne narzędzia przypominające igły, które są zaprojektowane tak, aby przejść do mięśni i przeciąć kawałek tkanki. W szczególności zmodyfikowana technika Bergströma wykorzystuje dużą zmodyfikowaną igłę (tutaj rozmiar igły 5 mm; Rysunek 1) Ma okienko w pobliżu końcówki igły i mniejszy wewnętrzny trokar, który porusza się w górę iw dół igły, przecinając mięsień podczas przechodzenia przez okienko igły. Wewnątrz tego uświęconego trokaru znajduje się pręt, który porusza się w górę iw dół trzonu trokaru i popycha biopsję w kierunku okienka igły. Aby wciągnąć mięsień do okienka igły, podłącza się wąż ssący, który zasysa powietrze z igły i wciąga mięsień do okienka igły za pomocą podciśnienia.

Biopsje mięśni są często wykonywane w celu zbadania zmian w zawartości białka, ekspresji genów lub morfologii spowodowanych chorobą lub w odpowiedzi na program ćwiczeń1,9,10,11. Innym krytycznym zastosowaniem biopsji mięśni są eksperymenty mechaniczne, takie jak pomiar siły kurczliwości włókien, sztywności włókien mięśniowych i właściwości mięśni zależnych od historii12,13,14,15,16. Mechanika pojedynczego włókna lub wiązki włókien jest mierzona poprzez dołączenie włókien między silnikiem długości a przetwornikiem siły na specjalistycznych platformach, które kontrolują długość włókna, jednocześnie mierząc siłę. Poprzez przepuszczalność (np. skórowanie) włókien, membrana sarcolemma staje się przepuszczalna dla substancji chemicznych zawartych w roztworze kąpieli, co pozwala na kontrolę aktywacji poprzez zmianę stężenia wapnia. Ponadto wpływ właściwości kurczliwych na chemikalia/farmaceutyki/inne białka można łatwo ocenić, dodając dany odczynnik do roztworu kąpieli. Jednakże, podczas gdy technika ta jest często stosowana w innych modelach zwierzęcych, zauważalnie mniej badań przeprowadziło testy mechaniczne na włóknach skóry z biopsji mięśni ludzkich17,18,19. Jednym z powodów jest to, że narzędzia i protokoły biopsji są zaprojektowane tak, aby usunąć jak najwięcej tkanki mięśniowej, przy mniejszym uwzględnieniu poziomu uszkodzeń strukturalnych odniesionych podczas ekstrakcji tkanki. Rzeczywiście, niedawny protokół biopsji sugeruje wbicie igły biopsyjnej w mięsień i pobranie 2-4 kawałków mięśnia3. Sam proces w niewielkim stopniu uszkadza DNA lub materiał białkowy, ale często niszczy struktury włókniste i sarkomerowe w taki sposób, że aktywacja włókien mięśniowych staje się niestabilna lub niemożliwa. Co więcej, względna długość włókien w biopsji jest zazwyczaj krótka (<2 mm) i nie jest łatwa do przeprowadzenia w testach mechanicznych. Do badań mechanicznych idealne włókna są długie (3-5 mm) i nie są uszkodzone strukturalnie.

Bardziej zaawansowane techniki ekstrakcji tkanek mogą być stosowane w celu ograniczenia uszkodzeń włókien. Na przykład jedna z grup20 skorzystała z wcześniej zaplanowanych "otwartych operacji" przedramion (np. naprawa złamań kości), gdzie mięśnie były w pełni odsłonięte, a chirurg był w stanie uwidocznić strukturę mięśniową i dokładnie wypreparować stosunkowo duże i strukturalnie nieuszkodzone próbki tkanki mięśniowej (15 mm x 5 mm x 5 mm). Ta technika "otwartej biopsji" jest preferowana, gdy uczestnicy przechodzą wcześniej zaplanowaną procedurę, a tym samym ogranicza pulę potencjalnych uczestników, szczególnie w przypadku zdrowych osób dorosłych, u których w przeciwnym razie nie odbyłyby się żadne operacje. W związku z tym wiele biopsji przeprowadzanych w celach badawczych jest wykonywanych w trybie ambulatoryjnym, a miejsce nacięcia jest utrzymywane jak najmniej, aby ograniczyć ryzyko infekcji, blizny i czas gojenia. Dlatego większość biopsji jest pobierana na ślepo (tj. operator nie jest w stanie zobaczyć igły pobranej, gdy przechodzi ona przez powięź do mięśnia). Oznacza to, że jakość biopsji opiera się prawie wyłącznie na umiejętnościach i doświadczeniu operatora. Każdy mięsień ma swoje własne trudności podczas pobierania tkanki, takie jak ryzyko naruszenia nerwów i naczyń krwionośnych, wybór idealnej głębokości i miejsca pobierania oraz decydowanie o odpowiedniej pozycji ciała, aby mięsień był jak najbardziej luźny. Niestety, większość zestawów umiejętności specyficznych dla mięśni nie jest zapisana, więc każdy lekarz musi "wynaleźć koło na nowo" podczas wykonywania biopsji na mięśniach, które są dla niego nowe. Ten brak doświadczenia zwykle prowadzi do kilku kolekcji o niskiej jakości, dopóki lekarz nie określi najlepszych praktyk w zakresie biopsji tego mięśnia. Początkujący lekarze często uczą się tej umiejętności poprzez rozmowy z bardziej doświadczonymi kolegami, ale istnieje stosunkowo niewiele pouczających i recenzowanych tekstów na ten temat, zwłaszcza w przypadku mięśni, które nie są tradycyjnie używane do pobierania biopsji. Jeśli weźmiemy pod uwagę powyższe informacje, wraz z trudnościami w rekrutacji ochotników do biopsji, jasne jest, że potrzeba więcej informacji dydaktycznych, które maksymalizują szanse na sukces dla każdego uczestnika.

Tak więc, celem tego artykułu było przedstawienie techniki biopsji mięśni, która dostarcza protokoły do udanego zbierania biopsji mięśni z długimi, nieuszkodzonymi fragmentami włókien do testów mechanicznych. Biopsje mięśni ludzkich są zwykle przeprowadzane na mięśniu obszernym bocznym, a większość materiału treningowego z biopsji znajduje się na mięśniu obszernym bocznym. Jego stosunkowo duży rozmiar mięśni i powierzchowne położenie względem skóry pozwala na zebranie odpowiedniej tkanki mięśniowej, jednocześnie minimalizując dyskomfort pacjenta i uraz fizyczny1,21. Istnieją jednak pewne ograniczenia w używaniu mięśnia obszernego bocznego do badań treningu podłużnego. Na przykład podczas protokołów eksperymentalnych, które obejmują program szkoleniowy, uczestnicy muszą powstrzymać się od dodatkowego szkolenia poza badaniem przez okres, który często obejmuje 2-6 miesięcy. W przypadku sportowców często nie jest to możliwe, ponieważ obszerny boczny jest zwykle trenowany podczas typowych ćwiczeń (np. przysiady, skoki) lub jest zwykle używany do uprawiania sportu (np. bieganie, jazda na rowerze). Te oddzielne doświadczenia treningowe z dala od celu badania mogą powodować adaptacje mięśniowe, które zmieniają mechanikę, architekturę i fizjologię mięśni w taki sposób, że poznanie prawdziwego wpływu eksperymentalnego protokołu badania na właściwości mięśni jest trudne lub niemożliwe. W przypadku tego typu badań idealnie byłoby wybrać mięsień docelowy, który często nie jest przedmiotem treningów. Mięsień piszczelowy przedni (TA) jest idealnym mięśniem docelowym, który spełnia powyższe wymagania. Ponadto interwencje szkoleniowe mogą być ukierunkowane na pomoc techniczną przy użyciu kontrolowanych podejść, takich jak użycie dynamometru. Nie ma prawie żadnych materiałów szkoleniowych dotyczących biopsji mięśni TA. Dlatego opracowaliśmy zmodyfikowany protokół pobierania stosunkowo nieuszkodzonych biopsji mięśni z TA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Poniżej przedstawiamy protokół pobierania nieuszkodzonych mechanicznie włókien od ochotników, którzy zostali włączeni do oddzielnego trwającego badania. Protokół ten jest podobny do opisanego przez Shanely'ego i wsp.3, którzy opisali zmodyfikowaną technikę Bergströma w vastus lateralis. Przedstawione tutaj informacje zostały udoskonalone przez naszą grupę badawczą, ale mogą nie być idealne dla wszystkich grup laboratoryjnych lub konfiguracji organizacyjnych. Podajemy jedynie wytyczne i zdecydowanie zalecamy, aby laboratoria rozpoczynające przygodę z pobieraniem biopsji skonsultowały się z doświadczonymi grupami laboratoryjnymi przed przystąpieniem do jakichkolwiek badań na ludziach.

Wszystkie badania przeprowadzone w tym artykule zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Wydziału Nauk o Sporcie Uniwersytetu Ruhry w Bochum. Uczestnicy wyrazili dobrowolną pisemną świadomą zgodę przed wzięciem udziału w badaniu.

1. Przygotowanie eksperymentalne

  1. Oceń kryteria wykluczenia, biorąc pod uwagę szczegółową historię medyczną uczestnika podczas konsultacji z uczestnikiem (patrz poniżej).
    1. Wyklucz uczestników, jeśli doznali urazu mięśnia docelowego w ciągu 6 tygodni poprzedzających biopsję. Upewnij się, że uczestnicy są ogólnie zdrowi, świadomi braku zaburzeń mięśni lub krzepnięcia i nie przyjmują obecnie leków powodujących rozrzedzenie krwi (np. aspiryny).
      UWAGA: Tutaj wybraliśmy uczestników, którzy byli umiarkowanie aktywni i poinstruowaliśmy ich, aby powstrzymali się od intensywnych lub nieprzyzwyczajonych ćwiczeń nóg co najmniej 3 dni przed biopsją. Jednak w przypadku innych pytań badawczych kryteria te mogą ulec zmianie.
  2. Przestrzegaj technik sterylizacji i aseptyki, zgodnie z niemieckim prawem i powszechną praktyką oraz nadzorowanych przez lekarza zespołu22,23. Zabieg ten może być często przeprowadzany "przy łóżku" lub w ambulatoryjnym bloku operacyjnym. Skonsultuj się z lokalnym organem regulacyjnym w celu uzyskania wskazówek.
  3. Skomponuj zespół biopsji. Sugerujemy, aby zespół biopsyjny składał się z 4 osób. Lekarz (lub osoba przeszkolona w zakresie pobierania biopsji), jeden asystent medyczny współpracujący z lekarzem, jeden asystent, który monitoruje i wchodzi w interakcję z uczestnikiem, oraz jeden asystent, który zajmuje się biopsją mięśni natychmiast po ekstrakcji. Dzięki tym numerom można zapewnić szybką opiekę nad pacjentem, jeśli podczas zabiegu wystąpi nagły wypadek medyczny. Jeśli procedura jest w porządku, zespół może składać się tylko z dwóch osób: lekarza i asystenta medycznego, którzy razem zajmą się opieką nad pacjentem i przetwarzaniem tkanek jednocześnie.
  4. Poproś uczestnika o spotkanie z kierownikiem projektu/lekarzem w celu przejrzenia, omówienia i podpisania formularza zgody użytkownika. Zbierz szczegółowy wywiad medyczny (alergie, urazy lub operacje kończyny dolnej i TA) i wyklucz uczestnika, jeśli spełnia którekolwiek z kryteriów wykluczenia. Dokładnie omów rekonwalescencję i higienę nacięć.
    1. Wyjaśnij uczestnikowi, że będzie obolały, ale będzie w stanie chodzić natychmiast po zabiegu; schodzenie po zboczach lub schodach jest często niewygodne przez pierwsze 48 godzin, a pełna aktywność zwykle powraca po 72 godzinach. Na koniec wyjaśnij, że aby ograniczyć infekcje i otarcia mechaniczne, miejsce nacięcia powinno pozostać zabandażowane przez co najmniej 1 tydzień i utrzymywane w czystości.

2. Wizualizacja przedniej kości piszczelowej za pomocą ultrasonografii w trybie B

  1. Poinstruuj uczestnika, aby położył się w wygodnej pozycji leżącej na plecach i rozluźnił mięśnie nóg tak bardzo, jak to możliwe. Użyj specjalnie przygotowanego urządzenia (patrz poniżej) lub poproś asystenta, aby przytrzymał kostkę w lekko zgiętej grzbietowo pozycji, aby naśladować to, co zostanie wykonane podczas biopsji.
    UWAGA: Ważne jest, aby uczestnik miał rozluźnioną TA, aby odtworzyła ona charakterystykę mięśni podczas zabiegu. Podczas badania poproś uczestnika o skurczenie i rozluźnienie mięśnia, aby można było zauważyć zmiany w architekturze mięśni.
  2. Użyj sondy ultradźwiękowej, aby uwidocznić powierzchowne i głębokie przedziały TA, aby zbadać architekturę mięśni i zdecydować o głębokości wprowadzenia i kącie natarcia igły (Rysunek 2A-B). Wskaż punkty orientacyjne na skórze.
    1. Zwróć szczególną uwagę na wybór obszaru docelowego, który omija główne żyły, tętnice lub nerwy.
    2. Oceń przekrój poprzeczny mięśnia w celu zidentyfikowania centralnego rozcięgna w obrębie mięśnia TA brzucha (około 1/3 nogi, dystalnie do kolana i 2 cm po boku grzebienia piszczelowego) (Rysunek 2B). Zapisać położenie i głębokość centralnego rozcięgna (zwykle 1,5-3 cm), aby można było zachować ostrożność, aby nie przebić igły pobierania (Bergströma) poza ten punkt.
    3. Ustaw sondę ultrasonograficzną w orientacji proksymalno-dystalnej nad lokalizacją docelową i zwizualizuj pręć pęczka i grubość mięśni (Rysunek 2A). Wykorzystaj te informacje, aby skutecznie wbić (na ślepo) igłę zbierającą w brzuch mięśniowy. Zapisz obrazy miejsca docelowego w obu płaszczyznach do wykorzystania w przyszłości podczas zabiegu chirurgicznego.
  3. Na podstawie tych informacji należy stworzyć plan ruchu igły w kierunku obszaru docelowego.
    1. Zaplanuj wykonanie nacięcia w odległości 1-3 cm od docelowego obszaru biopsji. Po wprowadzeniu igły do mięśnia, należy obrócić igłę pod kątem ~45% do skóry wzdłuż długiej osi kończyny, a następnie wbić proksymalnie w kierunku obszaru biopsji. Ta strategia ogranicza ryzyko wbicia igły w centralne rozcięgno, jeśli igła zostanie wciśnięta zbyt mocno. Ponadto igła może być wbijana dystalnie lub proksymalnie, w zależności od ręczności operatora igły.

3. Procedura biopsji

  1. Poinstruuj uczestnika, aby położył się na stole operacyjnym na wznak i rozluźnił mięśnie nóg. Upewnij się, że linia wzroku uczestnika do miejsca biopsji jest zasłonięta zasłoną.
    1. Usuń bierne napięcie z mięśnia brzucha, umieszczając kończynę uczestnika w urządzeniu, które ustala kostkę w pozycji lekko zgiętej grzbietowo (0-5° od neutralnej; Rysunek 3). Zapytaj pacjenta, czy nadal może rozluźnić mięśnie, ponieważ zbyt duże zgięcie grzbietowe może potencjalnie utrudnić rozluźnienie.
      UWAGA: Odkryliśmy, że pobieranie biopsji ze stopy zgiętej grzbietowo, nie więcej niż 5° neutralnego (tj. podeszwa stopy prostopadła do trzonu) daje bardziej spójne i większe biopsje niż bardziej zgięte podeszwowo kąty kostki. Urządzenie, które utrzymuje kostkę zgiętą grzbietowo, jest urządzeniem wykonanym na zamówienie. Można jednak wyprodukować dowolną liczbę (tanich) urządzeń, które nadal dają pożądany rezultat.
  2. Ogol, oczyść i zdezynfekuj wybrany obszar nacięcia, zgodnie ze standardowymi praktykami24.
    UWAGA: "Czysty" obszar uczestnika to około 20 cm proksymalno-dystalny i 10 cm przyśrodkowo-boczny od proponowanego miejsca nacięcia. Jednak zawsze należy zapoznać się z przepisami instytucji i/lub krajowymi (jeśli takie istnieją) na ten temat. Protokół dezynfekcji obejmuje szorowanie skóry do czysta, a następnie czterokrotną dezynfekcję przy użyciu sprayu do dezynfekcji klasy medycznej. Jeśli uczestnik z jakiegokolwiek powodu odejdzie od stołu, protokół dezynfekcji musi zostać ponownie uruchomiony.
  3. Podać wstrzyknięcie nadpowięziowe 1,5 cm3 2% ksylozytyny z epinefryną w miejscu biopsji, która działa jako środek miejscowo znieczulający i zwężający naczynia krwionośne. Poczekaj na wyznaczony czas afektu ~20-30 min.
    UWAGA: Leki te są miotoksyczne i dlatego nigdy nie wolno ich wstrzykiwać do mięśni, a jedynie do tkanki podskórnej. W reakcji na zwężenie naczyń krwionośnych obszar miejsca wstrzyknięcia może zmienić kolor na biały (w przypadku jaśniejszych odcieni skóry) lub szary (ciemniejsze odcienie skóry).
  4. Potwierdź działanie leku za pomocą pitchingu skóry i delikatnych szturchnięć sterylnym skalpelem.
  5. W zaznaczonym wcześniej miejscu biopsji należy wykonać 1 cm nacięcie proksymalne-dystalne sterylnym skalpelem, który przecina skórę i powięź, odsłaniając mięsień brzucha. Uważaj, aby całkowicie przeciąć powięź, ponieważ igła jest i nie przejdzie przez powięź.
  6. Wbić igłę do biopsji 0,5-1,0 cm w mięsień o orientacji prostopadłej do skóry (Rysunek 2C, 2E).
    UWAGA: Operator odczuje zmianę napięcia potrzebnego do przebicia igły przez różne typy tkanek. Tkanka tłuszczowa jest łatwa, powięź jest najtwardsza, a mięsień znajduje się pomiędzy (ale może być zmienny, w zależności od uczestnika).
  7. Ustaw igłę w pozycji ~45° pod kątem do skóry, wzdłuż długiej osi nogi (Rysunek 2D, 2F). Wsuń igłę kolejne 1-2 cm w mięsień, aż końcówka igły znajdzie się w docelowym miejscu w mięśniu.
    UWAGA: Lekarz powinien wykorzystać zapisane obrazy ultrasonograficzne, aby uwzględnić indywidualne zmiany wymiarów mięśni. Ponieważ nacięcie jest wystarczająco duże, aby wprowadzić igłę, lekarz wbija igłę na ślepo przez skórę. Istnieje "wyczucie", które operator biopsji zyskuje wraz z doświadczeniem. Nowicjusz musi nauczyć się tej umiejętności od przeszkolonego operatora biopsji (więcej na ten temat w dyskusji).
  8. Podłącz strzykawkę i wąż o pojemności 100 ml do igły do biopsji (Rysunek 1G). Zastosować ssanie do igły Bergström, pociągając tłok strzykawki o około 15-20 ml w celu wytworzenia podciśnienia w igle i zasysając tkankę mięśniową do okienka igły. Następnie wyciąć mięsień poprzez szybkie naciśnięcie trokaru przez okienko igły.
    UWAGA: Przed i w trakcie odsysania czasami pomocne jest lekkie naciśnięcie na skórę bezpośrednio nad okienkiem igły, aby pomóc wepchnąć mięsień do igły.
  9. Delikatnie wyjmij igłę z nogi, obracając ją powoli. Podczas wyjmowania igły powinien być tylko lekki opór. Jeśli opór jest większy, może to wskazywać na częściowe cięcie biopsyjne. Jeśli tak się stanie, przywróć potrzebę do lokalizacji docelowej i ponów próbę pobrania tkanki.
  10. Popchnąć wyciętą tkankę w kierunku okienka igły za pomocą wewnętrznego pręta.
  11. Ostrożnie wyjąć próbkę z igły.
    UWAGA: Zanurzenie igły w roztworze do pobierania (patrz rozdział dotyczący przygotowania błonnika) często powoduje usunięcie biopsji z igły. Dodatkowo strzykawka może być używana do przepuszczania powietrza przez igłę i wypychania próbki. Techniki te eliminują potrzebę fizycznego dotykania biopsji pęsetą i zmniejszają możliwość uszkodzenia. Jeśli narzędzia, ręce (w rękawiczkach lub bez) lub niesterylne roztwory wejdą w kontakt z igłą, igła nie może być dalej używana podczas zabiegu. Tak więc, jeśli potrzebna jest druga natychmiastowa biopsja, należy użyć nowej sterylnej igły. Zdarza się to często, dlatego najlepszą praktyką jest trzymanie kilku sterylnych igieł w rezerwie.
  12. Zidentyfikuj tkankę jako mięśnie, a nie tkankę tłuszczową lub łączną. Tkanka mięśniowa jest łatwa do odróżnienia od innych tkanek ze względu na jej głęboki czerwony kolor (Rysunek 4A). Zdarza się, że pobrana tkanka to nie mięśnie, ale tłuszcz lub tkanka łączna.
    1. Jeśli zostanie pobrana odpowiednia ilość tkanki mięśniowej, należy kontynuować protokół. Jeśli nie ma wystarczającej ilości mięśni, spróbuj ponownie wykonać biopsję.
    2. Jeśli potrzebna jest druga biopsja, uważnie monitoruj uczestnika, ponieważ wciśnięcie drugiej igły czasami sprawia, że uczestnik czuje się bardziej niekomfortowo niż pierwszy.
  13. Natychmiast umyj próbki mięśni w roztworze zbiorczym i przygotuj się do eksperymentów z pojedynczymi włóknami (patrz obchodzenie się i przechowywanie biopsji mięśni).
    1. Poproś doświadczonego asystenta, aby sprawdził jakość próbki (patrz poniżej) i ocenił potrzebę wykonania drugiej biopsji. Oddzielny asystent pobiera biopsję do przetworzenia, podczas gdy reszta zespołu kontynuuje pracę z uczestnikiem.
  14. Zamknij miejsce nacięcia.
    1. Zamknij ranę po nacięciu sterylną taśmą Leukospin. Użyj jednego lub więcej elementów, aby połączyć krawędzie miejsca nacięcia, układając je prostopadle do długiej osi nacięcia, a następnie ułóż kolejne paski w kształcie gwiazdy, aby zabezpieczyć się przed wielokierunkowym obciążeniem.
      UWAGA: Właściwe postępowanie z tym krokiem zmniejszy blizny. Szycie rany można wykonać, ale nie jest to konieczne. Inne opcje obejmują klej do nawijania.
    2. Umieść sterylny opatrunek na ranę (np. Leucomed T plus) w miejscu nacięcia, aby chronić przed zakażeniem.
    3. Owiń nogę spójnymi bandażami elastycznymi (np. Unihaft), aby ograniczyć początkowe krwawienie i chronić przed zewnętrznymi uderzeniami mechanicznymi.
    4. Owiń nogę akrylowymi bandażami uciskowymi, aby zapobiec krwawieniu i chronić głębsze bandaże przed poluzowaniem lub zniszczeniem.

4. Opieka po biopsji

  1. Poproś uczestnika, aby natychmiast po zabiegu przeszedł się po okolicy. Pojawi się miejscowa bolesność. Poinstruuj uczestnika, aby chodził tak normalnie, jak to możliwe.
  2. Poinstruuj uczestnika, aby nie zdejmował bandaży ani nie pozwolił, aby woda nasiąkła bandażami. Muszą być one założone przez co najmniej: jeden dzień w przypadku bandaża akrylowego, trzy dni w przypadku bandaża elastycznego i siedem dni w przypadku opatrunku na rany. Poinformuj uczestnika, że w razie potrzeby można go ponownie zabandażować.
    1. Dostosuj opiekę po biopsji uczestnika do jego potrzeb. Poproś przeszkolonego asystenta lub lekarza, aby ocenił uczestnika i opracował odpowiedni plan opieki po biopsji. W przypadku tej procedury sugerujemy, aby wszelkie dalsze badania nerwowo-mięśniowe TA in vivo były oddzielone od biopsji o co najmniej tydzień.

5. Obsługa i przechowywanie biopsji mięśni

  1. Po ekstrakcji tkanek natychmiast umieścić tkankę w fiolce o pojemności 5 ml zawierającej roztwór do pobierania rygorów (w mM: Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl2 (2), EGTA (1), tabletka inhibitora proteazy (1), pH 7,0) i lekko wstrząsać przez 4-6 minut, aby wypłukać krew.
  2. Roztwór Rigor należy wymienić na świeży, lekko wstrząsać przez 4-6 minut, a następnie przechowywać w temperaturze 4 °C przez 4-6 godzin, aby umożliwić wymianę roztworu do przechowywania inhibitora proteazy i krwi.
  3. Wymienić roztwór Rigor na rygor nocny (w mM: Tris (50), KCl (2), NaCl (100), MgCl2 (2), EGTA (1), tabletka inhibitora proteazy (1), glicerol 50:50, pH 7,0) i przechowywać w temperaturze 4 °C przez 12-18 godzin.
  4. Wymień rygor na noc na rygor zbiórki 50:50: glicerol i przechowuj w temperaturze -20 °C do 3 miesięcy lub jednego roku w zamrażarce -80 °C.
    UWAGA: Proces ten przenika przez błonę włóknistą, co pozwala na ręczne dodawanie wapnia do i z komórki. Proces ten wymaga czasu i może być różny w zależności od mięśni i gatunków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Całkowity czas zaangażowania uczestnika wynosił około jednej godziny (10 min konsultacji, 10 min badania ultrasonograficznego, 20 min przygotowania do zabiegu i podania znieczulenia, 10 min operacji oraz 10 min rekonwalescencji). Uczestnicy często nieświadomie napinali mięsień TA i wymagali stałych przypomnień, aby utrzymywali mięsień w możliwie największym rozluźnieniu. Gdy igła do biopsji znajdowała się wewnątrz mięśnia, uczestnicy zazwyczaj zgłaszali specyficzne odczucie „ucisku” w obszarze wokół igły, z okresowymi ep...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W niniejszym raporcie opisaliśmy technikę biopsji nieuszkodzonej strukturalnie tkanki mięśniowej z TA. Stwierdziliśmy, że procedura ta pozwala uzyskać akceptowalną zawartość użytecznych włókien mięśniowych (5-10 preparatów wiązek włókien na 50 mg pobranej tkanki) do badań mechanicznych. Co więcej, mieliśmy wystarczająco dużo tkanki do dalszych eksperymentów mechanicznych, genetycznych i proteomicznych.

Istnieje kilka metod zwykle stosowanych do pobierania biopsji mięśni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Michaeli Rau, Lea-Fedii Rissmann, Michaelowi Marsh, Janinie-Sophie Tennler, Kilianowi Kimmeskampowi i Wolfgangowi Linke za pomoc w realizacji projektu. Finansowanie tego projektu zostało przekazane przez Fundację MERCUR (ID: An-2016-0050) na rzecz DH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igła podskórna 26 ml ze szklaną strzykawką 2 mlB. Braun Melsungen AG
Carl-Braun-Straß ê 1
34212 Melsungen, Hessen
Niemcy
 		4606027VPodajnik leków
5mm Berstö m igładomowej roboty/AKolekcja tkanek. Podobnie jak inne Berstö m igły
AkrylstyczneBSN medical GmbH
22771 Hamburg		269700elastyczny bandaż uciskowy
Kompletny koktajl inhibitorów proteazyRoche Diagnostics, Mannheim, Niemcy11836145001Inhibitory proteazy dodawane do wszystkich roztworów utrzymujących tkankę mięśniową.
CutaseptPAUL HARTMANN AG
Paul-Hartmann-Straß ê 12
89522 Heidenheim
Niemcy		9805630Środek przeciwdziałający w sprayu do skóry
Leucomed T plusBSN medical GmbH
22771 Hamburg		7238201Przezroczysty opatrunek na ranę z opryszką do uszczelnienia rany i ochrony przed zakażeniem
LeukostripSmith and Nephew medical Limitied 101 Hessle road,
Hull
Wielka Brytania		66002876zamykanie ran
Chirurgiczne skalpele jednorazoweAesculap AG
Am Aesculap-Platz
78532 Tuttlingen
Niemcy Seria		BA200Nacięcie
Unihaft kohezyjny bandaż elastycznyBSN medical GmbH
22771 Hamburg		4589600kohezyjny bandaż elastyczny chroniący przed uderzeniami mechanicznymi
Xylocitin 2% z epinefrynąMilbe GmbH
Mü nchner Straß e 15
06796 Brehna
Niemcy		Nie dotyczySubstancja kontrolowana znieczulenie, zwężenie naczyń krwionośnych
N

Bibliografia

  1. Franchi, M., et al. Architectural, functional and molecular responses to concentric and eccentric loading in human skeletal muscle. Acta Physiologica. 210 (3), 642-654 (2014).
  2. Duchene, G. B. A. De la paralysie musculaire pseudo-hypertrophique, ou paralysie myo-sclérosique / par le Dr Duchenne (de Boulogne). Archives of General Internal Medicine. 11 (30), (1868).
  3. Shanely, R. A., et al. Human skeletal muscle biopsy procedures using the modified Bergström technique. Journal of Visualized Experiments. (91), e51812(2014).
  4. Evans, W. J., Phinney, S. D., Young, V. R. Suction applied to a muscle biopsy maximizes sample size. Medicine and Science in Sports and Exercise. 14 (1), 101-102 (1982).
  5. Bergstrom, J. Percutaneous needle biopsy of skeletal muscle in physiological and clinical research. Scandinavian Journal of Clinical and Laboratory Investigation. 35 (7), 609-616 (1975).
  6. Baczynska, A. M., et al. Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome. Journal of Visualized Experiments. (109), e53075(2016).
  7. Pesta, D., Gnaiger, E. High-resolution respirometry: OXPHOS protocols for human cells and permeabilized fibers from small biopsies of human muscle. Methods in Molecular Biology. 810, 25-58 (2012).
  8. Buck, E., et al. High-resolution respirometry of fine-needle muscle biopsies in pre-manifest Huntington's disease expansion mutation carriers shows normal mitochondrial respiratory function. Plos One. 12 (4), 01175248(2017).
  9. Murgia, M., et al. Single Muscle Fiber Proteomics Reveals Fiber-Type-Specific Features of Human Muscle Aging. Cell Reports. 19 (11), 2396-2409 (2017).
  10. Friedmann-Bette, B., et al. Effects of strength training with eccentric overload on muscle adaptation in male athletes. European Journal of Applied Physiology. 108 (4), 821-836 (2010).
  11. McPhee, J. S., et al. The contributions of fibre atrophy, fibre loss, in situ specific force and voluntary activation to weakness in sarcopenia. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 73 (10), 1287-1294 (2018).
  12. Nocella, M., Cecchi, G., Bagni, M. A., Colombini, B. Force enhancement after stretch in mammalian muscle fiber: no evidence of cross-bridge involvement. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 307 (12), 1123-1129 (2014).
  13. Patel, J. R., McDonald, K. S., Wolff, M. R., Moss, R. L. Ca2+ binding to troponin C in skinned skeletal muscle fibers assessed with caged Ca2+ and a Ca2+ fluorophore. Invariance of Ca2+ binding as a function of sarcomere length. The Journal of Biological Chemistry. 272 (9), 6018-6027 (1997).
  14. Hessel, A. L., Joumaa, V., Eck, S., Herzog, W., Nishikawa, K. C. Optimal length, calcium sensitivity and twitch characteristics of skeletal muscles from mdm mice with a deletion in N2A titin. The Journal of Experimental Biology. 222, Pt 12 (2019).
  15. Joumaa, V., Herzog, W. Calcium sensitivity of residual force enhancement in rabbit skinned fibers. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 307 (4), 395-401 (2014).
  16. Joumaa, V., Rassier, D. E., Leonard, T. R., Herzog, W. The origin of passive force enhancement in skeletal muscle. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 294 (1), 74-78 (2008).
  17. Hilber, K., Galler, S. Mechanical properties and myosin heavy chain isoform composition of skinned skeletal muscle fibres from a human biopsy sample. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 434 (5), 551-558 (1997).
  18. Miller, M. S., et al. Chronic heart failure decreases cross-bridge kinetics in single skeletal muscle fibres from humans. The Journal of Physiology. 588, Pt 20 4039-4053 (2010).
  19. Pinnell, R. A. M., et al. Residual force enhancement and force depression in human single muscle fibres. Journal of Biomechanics. 91, 164-169 (2019).
  20. Einarsson, F., Runesson, E., Fridén, J. Passive mechanical features of single fibers from human muscle biopsies--effects of storage. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 3, 22(2008).
  21. Flann, K. L., LaStayo, P. C., McClain, D. A., Hazel, M., Lindstedt, S. L. Muscle damage and muscle remodeling: no pain, no gain. The Journal of Experimental Biology. 214, Pt 4 674-679 (2011).
  22. Commission for Hospital Hygiene and Infection Prevention (KRINKO), Federal Institute for Drugs and Medical Devices (BfArM). Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten [Hygiene requirements for the reprocessing of medical devices]. Bundesgesundheitsblatt, Gesundheitsforschung, Gesundheitsschutz. 55 (10), 1244-1310 (2012).
  23. Koch-Institut, R. Ergänzung zur Empfehlung Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten. RKI-Bib1. , Robert Koch-Institut. (2018).
  24. Rutala, W. A., Weber, D. J. Disinfection and sterilization in healthcare facilities. Practical Healthcare Epidemiology. , 58-81 (2018).
  25. Rassier, D. E., MacIntosh, B. R. Sarcomere length-dependence of activity-dependent twitch potentiation in mouse skeletal muscle. BMC Physiology. 2, 19(2002).
  26. Mounier, Y., Holy, X., Stevens, L. Compared properties of the contractile system of skinned slow and fast rat muscle fibres. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 415 (2), 136-141 (1989).
  27. Henriksson, K. G. Semi-open muscle biopsy technique. A simple outpatient procedure. Acta Neurologica Scandinavica. 59 (6), 317-323 (1979).
  28. Dietrichson, P., et al. Conchotome and needle percutaneous biopsy of skeletal muscle. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 50 (11), 1461-1467 (1987).
  29. Iachettini, S., et al. Tibialis anterior muscle needle biopsy and sensitive biomolecular methods: a useful tool in myotonic dystrophy type 1. European Journal of Histochemistry. 59 (4), 2562(2015).
  30. Cotter, J. A., et al. Suction-modified needle biopsy technique for the human soleus muscle. Aviation, Space, and Environmental Medicine. 84 (10), 1066-1073 (2013).
  31. Edwards, R. H., Round, J. M., Jones, D. A. Needle biopsy of skeletal muscle: a review of 10 years experience. Muscle & Nerve. 6 (9), 676-683 (1983).
  32. Gibreel, W. O., et al. Safety and yield of muscle biopsy in pediatric patients in the modern era. Journal of Pediatric Surgery. 49 (9), 1429-1432 (2014).
  33. Cuisset, J. M., et al. Muscle biopsy in children: Usefulness in 2012. Revue Neurologique. 169 (8-9), 632-639 (2013).
  34. Nilipor, Y., et al. Evaluation of one hundred pediatric muscle biopsies during a 2-year period in mofid children and toos hospitals. Iranian Journal of Child Neurology. 7 (2), 17-21 (2013).
  35. Schiaffino, S., Reggiani, C. Fiber types in mammalian skeletal muscles. Physiological Reviews. 91 (4), 1447-1531 (2011).
  36. Wang, K., Wright, J. Architecture of the sarcomere matrix of skeletal muscle: immunoelectron microscopic evidence that suggests a set of parallel inextensible nebulin filaments anchored at the Z line. The Journal of Cell Biology. 107 (6), 2199-2212 (1988).
  37. Ma, W., Gong, H., Irving, T. Myosin head configurations in resting and contracting murine skeletal muscle. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), (2018).
  38. Ma, W., Gong, H., Kiss, B., Lee, E. J., Granzier, H., Irving, T. Thick-Filament Extensibility in Intact Skeletal Muscle. Biophysical Journal. 115 (8), 1580-1588 (2018).
  39. Bonafiglia, J. T., et al. A comparison of pain responses, hemodynamic reactivity and fibre type composition between Bergström and microbiopsy skeletal muscle biopsies. Current Research in Physiology. 3, 1-10 (2020).
  40. Wickiewicz, T. L., Roy, R. R., Powell, P. L., Edgerton, V. R. Muscle architecture of the human lower limb. Clinical Orthopaedics and Related Research. (179), 275-283 (1983).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Biopsja mi nia szkieletowegotechnika Bergstromaizolacja w kien mi niowychprowadzenie pod kontrol USGprzetwarzanie tkankianaliza d ugo ci w kienzamkni cie ranyznieczulenie miejscowe
Pobieranie biopsji mięśni szkieletowych z górnego przedziału mięśnia piszczelowego ludzkiego mięśnia piszczelowego przedniego w celu oceny mechanicznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.