Zgłoszono tutaj system do obrazowania wapnia u swobodnie zachowujących się Caenorhabditis elegans z dobrze kontrolowanymi, niezlokalizowanymi wibracjami. System ten pozwala naukowcom na wywoływanie niezlokalizowanych wibracji o dobrze kontrolowanych właściwościach przy przemieszczeniu w skali nano oraz na ilościowe określenie prądów wapniowych podczas reakcji C. elegans na wibracje.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Obrazowanie wapnia u swobodnie zachowujących się Caenorhabditis elegans z dobrze kontrolowanymi, niezlokalizowanymi wibracjami
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Niezlokalizowane siły mechaniczne, takie jak wibracje i fale akustyczne, wpływają na szeroką gamę procesów biologicznych, od rozwoju do homeostazy. Zwierzęta radzą sobie z tymi bodźcami, modyfikując swoje zachowanie. Zrozumienie mechanizmów leżących u podstaw takiej modyfikacji behawioralnej wymaga ilościowego określenia aktywności neuronalnej podczas interesującego nas zachowania. W tym miejscu przedstawiamy metodę obrazowania wapnia u swobodnie zachowujących się Caenorhabditis elegans z niezlokalizowanymi drganiami o określonej częstotliwości, przemieszczeniu i czasie trwania. Metoda ta pozwala na wytwarzanie dobrze kontrolowanych, niezlokalizowanych drgań za pomocą przetwornika akustycznego i kwantyfikację wywołanych odpowiedzi wapnia w rozdzielczości pojedynczej komórki. Jako dowód zasadniczy wykazano odpowiedź wapniową pojedynczego interneuronu, AVA, podczas reakcji ucieczki C. elegans na wibracje. System ten ułatwi zrozumienie mechanizmów neuronalnych leżących u podstaw reakcji behawioralnych na bodźce mechaniczne.
Wprowadzenie
Zwierzęta są często narażone na niezlokalizowane bodźce mechaniczne, takie jak wibracje czy fale akustyczne1,2. Ponieważ te bodźce wpływają na homeostazę, rozwój i reprodukcję, zwierzęta muszą modyfikować swoje zachowania, aby sobie z nimi poradzić3,4,5. Jednak obwody neuronalne i mechanizmy leżące u podstaw takiej modyfikacji zachowania są słabo poznane.
Mechanosensoryczne zachowanie nicieni, Caenorhabditis elegans, to prosty paradygmat behawioralny, w którym robaki zwykle zmieniają zachowanie z ruchu do przodu na reakcję ucieczki do tyłu, gdy napotkają niezlokalizowane wibracje6. Obwód neuronalny leżący u podstaw tego zachowania składa się głównie z pięciu neuronów czuciowych, czterech par interneuronów i kilku typów neuronów ruchowych7,8. Dodatkowo, robaki przyzwyczajają się do takich bodźców mechanicznych po treningu w odstępach czasu obejmującym powtarzającą się stymulację9,10,11. Dlatego ta prosta reakcja behawioralna stanowi idealny system do badania mechanizmów neuronalnych leżących u podstaw zarówno niezlokalizowanego zachowania wywołanego wibracjami, jak i pamięci. Przedstawiono protokół obrazowania wapnia u swobodnie zachowujących się robaków pod wpływem drgań niezlokalizowanych. W porównaniu z wcześniej zgłaszanymi systemami, ten system jest prosty, ponieważ nie wymaga dodatkowej kamery do śledzenia; Pozwala nam jednak zmienić częstotliwość, przemieszczenie i czas trwania niezlokalizowanych wibracji. Ponieważ aktywacja interneuronów AVA indukuje reakcję ucieczki wstecznej, jako przykład użyto robaków współeksprymujących GCaMP, wskaźnik wapnia i TagRFP, niewrażliwe na wapń białko fluorescencyjne, pod kontrolą promotora specyficznego dla AVA (szczegóły w Tabeli materiałów). Protokół demonstruje aktywację neuronów AVA, gdy robak przełącza się z ruchu do przodu na ruch do tyłu. Protokół ten ułatwia zrozumienie mechanizmu obwodu neuronalnego leżącego u podstaw zachowań mechanosensorycznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Hodowla robaków do momentu obrazowania wapnia
- Cztery dni przed eksperymentem obrazowania wapnia przenieś dwa dorosłe robaki ST12 na nową płytkę z pożywką wzrostową nicieni (NGM) (Tabela materiałów), na której Escherichia coli OP50 są prążkowane w kwadratowy wzór (około 4 mm x 4 mm) za pomocą rozsiewacza komórek, tak aby robak spędzał większość czasu w bakteriach podczas obrazowania wapnia12.
- Inkubować tę płytkę NGM przez 4 dni w temperaturze 20 °C w inkubatorze (tabela materiałów).
2. Konfiguracja sprzętu
- Przygotuj mikroskop wyposażony w urządzenie piezoelektryczne do stymulacji13, soczewkę obiektywu 2x, szybką kamerę sCMOS, optykę z podziałem obrazu, zmotoryzowany stolik x-y, źródło światła LED do wzbudzenia i komputer (Rysunek 1). Podstawowe specyfikacje kamery sCMOS obejmują aktywne piksele 2560 x 2160 o rozmiarze 6,5 μm, z 10-dotykowym łączem kamery jako opcją interfejsu. Kluczowe specyfikacje zmotoryzowanego stolika X-Y obejmują zakres ruchu 110 mm x 75 mm, maksymalną prędkość 250 mm/s, maksymalne przyspieszenie 2 000 mm/s2 i jednokierunkową powtarzalność 0,25 μm.
- Włącz komputer i zmotoryzowany kontroler stage x-y.
- Włącz amplifier i ustaw regulator głośności na 10, a regulator tonów niskich i wysokich na 8.
- Aby wzbudzić GCaMP i TagRFP, włącz światła 488 nm i 560 nm źródła światła LED. Ustaw wskaźniki 470 nm i 550 nm panelu kontrolnego w źródle światła na 5%, aby intensywność światła LED była odpowiednia do obrazowania.
UWAGA: Przy tej intensywności diody LED fotowybielanie fluorescencji GCaMP i TagRFP nie występuje podczas nagrywania.
3. Konfiguracja oprogramowania do obrazowania wapnia
- Pobierz i zainstaluj trzy pakiety oprogramowania w systemie Windows: oprogramowanie makr myszy, oprogramowanie do kontrolowania właściwości drgań, oprogramowanie do uruchamiania oprogramowania śledzącego oraz oprogramowanie do analizy danych (tabela materiałów).
- Kliknij dwukrotnie plik oprogramowania śledzącego.
- Naciśnij przycisk Uruchom i odczekaj 5 minut, aby ustabilizować oprogramowanie (Rysunek 2A).
- Podaj informacje o czasie naświetlania i binningu. Czas naświetlania 0,033 s z binningiem 2 x 2 zapewnia płynną akwizycję obrazu (Rysunek 2B).
UWAGA: Wyświetlany jest tylko co10-ty uzyskany obraz w celu zmniejszenia obciążenia pamięci. - Podaj informacje dotyczące akwizycji obrazu (Rysunek 2C). Na przykład, jeśli 500 obrazów zostanie zarejestrowanych dwukrotnie w interwale 10 s, wprowadź 1 000 w polu Suma obrazów, 500 w polu Obrazy i 10 w polu Interwał (s).
- Włącz przycisk Akwizycja (Rysunek 2D).
- Podziel obraz fluorescencyjny za pomocą układu optycznego dzielącego obraz i dwa obrazy (kanał GCaMP, 500-525 nm (Rysunek 2E); TagKanał RFP, 584-676 nm (Rysunek 2F)) są rzutowane na dwie połówki kamery sCMOS. Skalibruj współrzędne kanałów GCaMP i TagRFP (Rysunek 2G). Zapisz ustawienia oprogramowania.
- Ustaw katalog, w którym ma być wyprowadzany plik danych (Rysunek 2H).
- Wyłącz przycisk Akwizycja (Rysunek 2D).
- Kliknij dwukrotnie na oprogramowanie systemowe makr myszy (Rysunek 3A) i ustaw właściwości wibracji (Rysunek 3B). Odczytaj plik Assay.txt za pomocą systemu makr myszy, tak aby kursor myszy był sterowany na podstawie współrzędnych i harmonogramu w tym pliku (Rysunek 3A). Ustaw współrzędne kursora myszy (purpurowe kwadraty w Rysunek 3A) i poczekaj czas na stymulację po rozpoczęciu nagrywania (magenta w Rysunek 3A). Ustaw wartości częstotliwości i amplitudy w oprogramowaniu do kontroli drgań (Rysunek 3B).
4. Przygotowanie robaków do obrazowania wapnia
- Przenieść pojedynczego robaka wykazującego ekspresję zarówno GCaMP, jak i TagRFP z inkubowanej płytki na nową świeżą płytkę NGM, na której umieszczono prążki E. coli OP50.
- Przymocuj płytkę NGM do piezoelektrycznego przetwornika akustycznego za pomocą przezroczystej taśmy klejącej (Rysunek 4). Nie należy dociskać płytki do siłownika, ponieważ zmienia to częstotliwość wibracji.
5. Obrazowanie wapnia pod kontrolą określonych właściwości drgań
- Włącz przycisk Akwizycja (Rysunek 2D).
- Znajdź robaka w jasnym świetle i świetle wzbudzenia (488 nm i 560 nm).
- Ustaw wartość powiększenia mikroskopii na 2,5x. Pole widzenia wynosi 1,1 mm x 1,1 mm przy rozdzielczości 2,6 μm/piksel.
- Wyłącz jasne światło i włącz przycisk Homing (Rysunek 2I), aby śledzić fluorescencyjną plamkę robaka. Ten przycisk bazowania rozpoczyna ruch stolika X-Y, aby utrzymać obszar maksymalnej intensywności robaka w środku pola widzenia na obrazie TagRFP.
UWAGA: Jeśli chodzi o promotor flp-18, intensywność fluorescencji neuronów AVA jest najsilniejsza, a te z innych neuronów są słabe lub nie są wykrywane. W związku z tym system małego powiększenia nie jest wymagany do śledzenia, a stolik porusza się przez cały czas trwania nagrania. - Upewnij się, że wartości słupków intensywności w Rysunek 2E i 2F wynoszą około 1,000. Jeśli tak nie jest, dostosuj wskaźniki 470 nm i 550 nm panelu kontrolnego w źródle światła.
- Naciśnij przycisk Uruchom w systemie makr myszy, aby umożliwić sterowanie kursorem myszy zgodnie z harmonogramem opisanym w Rysunek 3A. Zaczyna się nagrywanie za pomocą oprogramowania śledzącego i stymulowanie przez oprogramowanie genów fal podczas śledzenia robaka.
- Sprawdź, czy wyjściowy plik BMP został prawidłowo utworzony.
6. Analiza danych
- Utwórz folder na pulpicie i nazwij go CalciumImaging.
- Utwórz folder w folderze CalciumImaging i nadaj mu nazwę CIResult, aby uzyskać wyjściowe pliki wyników.
- Kliknij dwukrotnie plik DualViewImaging.nb napisany w oprogramowaniu do analizy danych dla systemu Windows.
- Wstaw ścieżkę do pliku do folderu CIResult (np. DirectoryName[/Users/Sugi0911/Desktop/CalciumImaging/CIResult/test.rtf]) (Rysunek 5).
- Wstaw ścieżkę do folderu zawierającego plik BMP (np. SetDirectory[/Users/Sugi0911/Desktop/XXX/]) (Rysunek 5), w którym XXX oznacza nazwę folderu zawierającą pliki BMP.
- Naciśnij jednocześnie Shift i Return, aby rozpocząć automatyczną analizę. W tej analizie wykorzystano wartość obszaru pola widzenia o maksymalnej intensywności na obrazie TagRFP (patrz legenda Rysunek 6, aby zapoznać się ze szczegółową procedurą obliczeniową w programie).
- Sprawdź, czy następujące pliki wyjściowe zostały prawidłowo utworzone w folderze CIResult.
XXX-GCaMP.tif (plik graficzny ilustrujący ślady intensywności GCaMP dla wszystkich obrazów)
XXX-GCaMP.xls (plik arkusza kalkulacyjnego z listą intensywności GCaMP na wszystkich obrazach)
XXX-TagRFP.tif (plik graficzny ilustrujący ślady intensywności TagRFP dla wszystkich obrazów)
XXX-TagRFP.xls (plik arkusza kalkulacyjnego z listą intensywności TagRFP na wszystkich obrazach)
XXX-Ratio.tif (plik graficzny ilustrujący ślady wartości współczynnika dla wszystkich obrazów)
XXX-Ratio.xls (plik arkusza kalkulacyjnego z wartością współczynnika na wszystkich obrazach)
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W tym przypadku przykładem obrazowania wapnia u swobodnie poruszających się C. elegans jest nicień wykazujący ekspresję zarówno GCaMP, jak i TagRFP pod kontrolą promotora specyficznego dla interneuronów AVA. Dane z kanałów GCaMP i TagRFP uzyskano w postaci serii obrazów, z których część przedstawiono na Rysunku 6 oraz w formie filmu (Supplemental Movie 1). Ilościowo określono również przemieszczenie szalki Petriego wywołane przez nasz system wibracji nielokalnych (<...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ogólnie rzecz biorąc, kwantyfikacja aktywności neuronalnej wymaga wprowadzenia sondy i/lub ograniczeń ruchów ciała zwierzęcia. Jednak w przypadku badań nad zachowaniami mechanosensorycznymi inwazyjne wprowadzenie sondy i ograniczenia same w sobie stanowią bodźce mechaniczne. C. elegans dostarcza system do obejścia tych problemów, ponieważ jego cechy są przezroczyste i ponieważ ma prosty, zwarty obwód neuronowy składający się tylko z 302 neuronów. Łącząc te zalety z wcześniej opracowaną metodą wywoływania niezlok...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Centrum Genetyki Caenorhabditis za dostarczenie szczepów użytych w tym badaniu. Publikacja została zrealizowana przy wsparciu finansowym JSPS KAKENHI Grant-in-Aid for Scientific Research (B) (Grant no. JP18H02483), w ramach projektu "Obszary innowacyjne "Nauka o miękkim robocie" (nr grantu). JP18H05474), PRIME z Japońskiej Agencji Badań i Rozwoju Medycznego (numer grantu 19gm6110022h001) oraz fundacji Shimadzu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Oprogramowanie do analizy danych | |||
| DualViewImaging.nb | autor | Do analizy pozyskanych danych | |
| Mathematica12 | Wolfram | Do uruchamiania oprogramowania do analizy danych DualViewImaging | |
| Escherichia coli i C. elegans szczepy | |||
| E. coli OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | OP50 | Pokarm dla C. elegans. Uracil auxotroph. E. coli B. |
| lite-1(ce314) szczep | Caenorhabditis Genetics Center | KG1180 | Niewrażliwy na światło zmutowany |
| szczeplite-1(ce314) eksprymujący NLS-GCaMP-NLS i TagRFP pod kontrolą autora promotora specyficznego dla AVA | ST12 | lite-1(ce314) przenoszącego geny eksprymujące NLS-GCaMP5G-NLS (NLS; sygnał lokalizacji jądrowej) i TagRFP pod kontrolą promotor flp-18 jako układ pozachoromosomalny | |
| Laserowy wibrometr dopplerowski | |||
| Lase Wibrometr dopplerowski | Polytec Japan | IVS-500 | Do określania ilościowego częstotliwości i przemieszczenia generowanych przez przetwornik akustyczny |
| Mouse macrosystem | |||
| Assay.txt | Autor | Skrypt do czasowego i specjalnego sterowania cursol myszy w systemie Windows | |
| HiMacroEx | Vector | https://www.vector.co.jp/download/file/winnt/util/fh667310.html | Darmowe oprogramowanie do pobrania do sterowania kursorem myszy na podstawie płytki do wzrostu skrypty |
| Nematode growth | |||
| Agar oczyszczony, proszek | Nakarai tesque | 01162-15 | Dla przygotowanie płytek NGM |
| Bacto pepton | Becton Dickinson | 211677 | przygotowania płytek NGM |
| Chlorek wapnia | Wako | 036-00485 | Do przygotowania płytek NGM |
| Cholesterol | Wako | 034-03002 | Do przygotowania płytek NGM |
| wodorofosforan di-Photassium | Nakarai tesque | 28727-95 | Do przygotowania płytek NGM |
| Rosół LB, Lennox | Nakarai tesque | 20066-95 | Do hodowli E. coli OP50 |
| Siarczan magnezu bezwodny | TGI | M1890 | Do przygotowania płytek NGM |
| Diwodorofosforan potasu | Nakarai tesque | 28720-65 | Do przygotowania płytek NGM |
| Chlorek sodu | Nakarai tesque | 31320-05 | Do przygotowania płytek NGM |
| Szalki Petriego (60 mm) | Nunc | 150270 | Do przygotowania płytek NGM |
| Niezlokalizowane urządzenie wibracyjne | |||
| Amplifier | LEPY | LP-A7USB | Do stymulacji z kontrolowanymi wibracjami |
| Przetwornik akustyczny | MinebeaMitsumi | LVC25 | Do stymulacji za pomocą kontrolowanych wibracji |
| WaveGene Ver. 1.5 | Thrive | http://efu.jp.net/soft/wg/down_wg.html | Bezpłatne oprogramowanie do pobierania do kontrolowania właściwości wibracji |
| < silny> Nieinwazyjne obrazowanie wapnia | |||
| 2-kanałowy stacjonarny 3-fazowy bezszczotkowy sterownik serwo DC | Sterownik kompatybilny z Thorlabs | BBD202 | do stopni MLS203-1 |
| 479/585 nm BrightLine dwuzakresowy filtr pasmowo-przepustowy | Semrock | FF01-479/585-25 | Do akwizycji obrazów dwukanałowych (GCaMP i TagRFP) |
| 505/606 nm BrightLine dwukrawędziowy standardowy epi-fluorescencyjny dichroiczny beamsplitter | Semrock | FF505/606-Di01-25x36 | Do akwizycji obrazów dwukanałowych (GCaMP i TagRFP) |
| 512/25 nm Jednopasmowy filtr pasmowoprzepustowy BrightLine | Semrock | FF01-512/25-25 | Do akwizycji obrazów dwukanałowych (GCaMP i TagRFP) |
| Jednozakresowy filtr pasmowo-przepustowy BrightLine 630/92 nm | Semrock | FF01-630/92-25 | Do akwizycji obrazów dwukanałowych (GCaMP i TagRFP) |
| Komputer | Dell | Precision T7600 | Windows7 z procesorem Intel Xeon ES-2630 i 8 GB pamięci RAM |
| Szybki stopień zmotoryzowany x-y | Thorlabs | MLS203-1 | Szybki stolik skanujący XY |
| Optyka dzieląca obraz | Hamamatsu photonics | A12801-01 | Do akwizycji obrazów dwukanałowych (GCaMP i TagRFP) generowanych przez W-VIEW GEMINI Optyka dzieląca obraz |
| Źródło światła LED | CoolLED | pE-4000 | Do generowania światła wzbudzającego 470 nm i 560 nm |
| Mikroskop | Olympus | MVX10 | |
| Kamera sCMOS | Andor | Zyla | |
| x 2 Soczewka obiektywowa | Olympus | MVPLAPO2XC | Odległość robocza 20 mm i numeryczna apertura 0,5 |
| Plasmid | |||
| pKDK66 autor plazmidu | pKDK66 | Marker koiniekcyjne | |
| pTAK83 autor plazmidu | pTAK83 | Plazmid do ekspresji TagRFP pod kontrolą promotor flp-18 promotor | |
| pTAK144 autor plazmidu | pTAK144 | Plazmid do ekspresji NLS-GCaMP5G-NLS pod kontrolą flp-18 promotor | |
| Tracking software | |||
| homingback.vi | autor | Plik SubVi do śledzenia fluorescencji robaka poprzez sterowanie zwrotne kamery sCMOS i zmotoryzowanego stolika x-y | |
| LabVIEW | Instrumenty krajowe | Do uruchamiania oprogramowania śledzącego | |
| Zyla Control ver.2.6CI.vi | autor | Do śledzenia fluorescencyjnej plamki robaka poprzez sterowanie ze sprzężeniem zwrotnym kamery sCMOS i zmotoryzowanego stolika x-y |
Bibliografia
- Hill, P. S. M., Wessel, A. Biotremology. Current Biology. 26 (5), 187-191 (2016).
- Fettiplace, R., Hackney, C. M. The sensory and motor roles of auditory hair cells. Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 19-29 (2006).
- Vogel, V., Sheetz, M. Local force and geometry sensing regulate cell functions. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 7 (4), 265-275 (2006).
- Katta, S., Krieg, M., Goodman, M. B. Feeling force: physical and physiological principles enabling sensory mechanotransduction. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 31, 347-371 (2015).
- Orr, A. W., Helmke, B. P., Blackman, B. R., Schwartz, M. A. Mechanisms of mechanotransduction. Developmental Cell. 10 (1), 11-20 (2006).
- Goodman, M. B., Sengupta, P. How Caenorhabditis elegans senses mechanical stress, temperature, and other physical stimuli. Genetics. 212 (1), 25-51 (2019).
- Chalfie, M., et al. The neural circuit for touch sensitivity in Caenorhabditis elegans. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 5 (4), 956-964 (1985).
- Wicks, S. R., Rankin, C. H. The integration of antagonistic reflexes revealed by laser ablation of identified neurons determines habituation kinetics of the Caenorhabditis elegans tap withdrawal response. Journal of Comparative Physiology. A Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 179 (5), 675-685 (1996).
- Rankin, C. H., Beck, C. D., Chiba, C. M. Caenorhabditis elegans: a new model system for the study of learning and memory. Behavioural Brain Research. 37 (1), 89-92 (1990).
- Bozorgmehr, T., Ardiel, E. L., McEwan, A. H., Rankin, C. H. Mechanisms of plasticity in a Caenorhabditis elegans mechanosensory circuit. Frontiers in Physiology. 4, 88(2013).
- Sugi, T., Ohtani, Y., Kumiya, Y., Igarashi, R., Shirakawa, M. High-throughput optical quantification of mechanosensory habituation reveals neurons encoding memory in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (48), 17236-17241 (2014).
- Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , 1-11 (2006).
- Sugi, T., Okumura, E., Kiso, K., Igarashi, R. Nanoscale mechanical stimulation method for quantifying C. elegans mechanosensory behavior and memory. Analytical Sciences: The International Journal of the Japan Society for Analytical Chemistry. 32 (11), 1159-1164 (2016).
- Brownell, P. H. Compressional and surface waves in sand: used by desert scorpions to locate prey. Science. 197 (4302), 479-482 (1977).
- Clark, D. A., Gabel, C. V., Gabel, H., Samuel, A. D. T. Temporal activity patterns in thermosensory neurons of freely moving Caenorhabditis elegans encode spatial thermal gradients. Journal of Neuroscience. 27 (23), 6083-6090 (2007).
- Tsukada, Y., et al. Reconstruction of spatial thermal gradient encoded in thermosensory neuron AFD in Caenorhabditis elegans. Journal of Neuroscience. 36 (9), 2571-2581 (2016).
- Piggott, B. J., Liu, J., Feng, Z., Wescott, S. A., Xu, X. Z. S. The neural circuits and synaptic mechanisms underlying motor initiation in C. elegans. Cell. 147 (4), 922-933 (2011).
- Nguyen, J. P., et al. Whole-brain calcium imaging with cellular resolution in freely behaving Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (8), 1074-1081 (2016).
- Schrodel, T., Prevedel, R., Aumayr, K., Zimmer, M., Vaziri, A. Brain-wide 3D imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans with sculpted light. Nature Methods. 10 (10), 1013-1020 (2013).
- Prevedel, R., et al. Simultaneous whole-animal 3D imaging of neuronal activity using light-field microscopy. Nature Methods. 11, 727-730 (2014).
- Nichols, A. L. A., Eichler, T., Latham, R., Zimmer, M. A global brain state underlies C. elegans sleep behavior. Science. 356 (6344), (2017).
- Zheng, M., Cao, P., Yang, J., Xu, X. Z. S., Feng, Z. Calcium imaging of multiple neurons in freely behaving C. elegans. Journal of Neuroscience Methods. 206 (1), 78-82 (2012).
- Sugi, T., Ito, H., Nishimura, M., Nagai, K. H. C. elegans collectively forms dynamical networks. Nature Communications. 10 (1), 1-9 (2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
