Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61644

⸱

24 września 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy model zespołu ostrej niewydolności oddechowej wywołanej kwasem solnym (ARDS) u prosiąt otrzymujących sedację środkami chlorowcowanymi, izofluranem i sewofluranem, za pomocą urządzenia używanego do wziewnej sedacji intensywnej terapii. Model ten może być wykorzystany do badania biologicznych mechanizmów działania czynników halogenowych na uszkodzenie i naprawę płuc.

Streszczenie

Zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) jest częstą przyczyną niedotlenienia niewydolności oddechowej i śmierci u krytycznie chorych pacjentów, dlatego istnieje pilna potrzeba znalezienia skutecznych terapii. Badania przedkliniczne wykazały, że wziewne środki chlorowcowane mogą mieć korzystne działanie w zwierzęcych modelach ARDS. Opracowanie nowych urządzeń do podawania środków chlorowcopochodnych z wykorzystaniem nowoczesnych respiratorów na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) znacznie uprościło wydawanie środków chlorowcopochodnych pacjentom na OIT. Ponieważ wcześniejsze badania eksperymentalne i kliniczne sugerowały potencjalne korzyści chlorowcowanych substancji lotnych, takich jak sewofluran lub izofluran, w przypadku uszkodzenia nabłonka pęcherzyków płucnych i zapalenia, dwóch patofizjologicznych punktów orientacyjnych rozlanego uszkodzenia pęcherzyków płucnych podczas ARDS, zaprojektowaliśmy model zwierzęcy, aby zrozumieć mechanizmy wpływu środków chlorowcowanych na uszkodzenie i naprawę płuc. Po znieczuleniu ogólnym, intubacji tchawicy i rozpoczęciu wentylacji mechanicznej, ARDS indukowano u prosiąt poprzez dotchwiacze wkroplenie kwasu solnego. Następnie prosięta zostały uspokojone wziewnym sewofluranem lub izofluranem za pomocą urządzenia typu OIOM, a zwierzęta były wentylowane wentylacją mechaniczną chroniącą płuca przez okres 4 godzin. W okresie badania pobrano próbki krwi i pęcherzyków płucnych w celu oceny utlenowania tętnic, przepuszczalności błony pęcherzykowo-kapilarnej, klirensu płynu pęcherzykowego i zapalenia płuc. W trakcie trwania eksperymentu zbierano również parametry wentylacji mechanicznej. Chociaż model ten spowodował wyraźny spadek natlenienia tętnic ze zmienioną przepuszczalnością pęcherzyków płucnych i naczyń włosowatych, jest powtarzalny i charakteryzuje się szybkim początkiem, dobrą stabilnością w czasie i brakiem śmiertelnych powikłań.

Opracowaliśmy model aspiracji kwasu u prosiąt, który odtwarza większość fizjologicznych, biologicznych i patologicznych cech klinicznych ARDS, i będzie to pomocne dla dalszego zrozumienia potencjalnego ochronnego dla płuc działania środków halogenowych dostarczanych przez urządzenia używane do sedacji wziewnej na OIT.

Wprowadzenie

Zespół ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) jest częstą przyczyną niedotlenienia niewydolności oddechowej i śmierci u pacjentów w stanie krytycznym1. Charakteryzuje się zarówno rozlanymi uszkodzeniami nabłonka pęcherzyków płucnych, jak i śródbłonka, co prowadzi do zwiększonej przepuszczalności i obrzęku płuc, zmienionego klirensu płynu pęcherzykowego (AFC) i pogorszenia niewydolności oddechowej2. Resorpcja obrzęku pęcherzyków płucnych i powrót do zdrowia po ARDS wymaga transportu płynu nabłonkowego przez pęcherzyki płucne, aby pozostał nienaruszony, co sugeruje, że terapia poprawiająca AFC może być przydatna3,4. Chociaż wentylacja chroniąca płuca i restrykcyjna strategia dożylnej terapii płynami okazały się korzystne w poprawie wyników2,5, nadal wiążą się z wysoką śmiertelnością i zachorowalnością6. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania skutecznych terapii tego zespołu i lepszego zrozumienia dokładnych mechanizmów, dzięki którym takie terapie mogą działać.

Znieczulenie halogenowe, takie jak izofluran czy sewofluran, były szeroko stosowane do znieczulenia ogólnego na sali operacyjnej. Sewofluran jest związany ze zmniejszeniem stanu zapalnego w płucach u pacjentów poddawanych zabiegom chirurgicznym klatki piersiowej oraz ze zmniejszeniem pooperacyjnych powikłań płucnych, takich jak ARDS7. Podobne wyniki uzyskano w metaanalizie pacjentów po operacji kardiochirurgicznej8. Chlorowcowane substancje lotne mają również działanie rozszerzające oskrzela9,10 i być może niektóre właściwości chroniące kilka narządów, takie jak serce8,11 i nerki12,13,14. W ostatnim czasie wzrosło zainteresowanie klinicznym zastosowaniem wziewnych środków znieczulających jako środków uspokajających na oddziałach intensywnej terapii (OIOM). Zarówno badania na zwierzętach, jak i na ludziach potwierdzają ochronne działanie wstępnego leczenia środkami chlorowcowiecznymi przed przedłużonym niedokrwieniem wątroby15, brain16, lub heart11. Środki chlorowcowane mają również potencjalne zalety farmakokinetyczne i farmakodynamiczne w porównaniu z innymi środkami podawanymi dożylnie w sedacji pacjentów w stanie krytycznym, w tym szybki początek działania i szybkie przesunięcie ze względu na niewielką akumulację w tkankach. Wziewne środki halogenowe skracają czas intubacji w porównaniu z sedacją dożylną u pacjentów poddawanych zabiegom kardiochirurgicznym17. Kilka badań potwierdza bezpieczeństwo i skuteczność środków chlorowcowanych w sedacji pacjentów OIT18,19,20. W eksperymentalnych modelach ARDS, wziewny sewofluran poprawia wymianę gazową21,22, zmniejsza obrzęk pęcherzyków płucnych21,22, oraz łagodzi zarówno zapalenie płuc, jak i ogólnoustrojowe23. Izofluran poprawia również naprawę płuc po urazie, utrzymując integralność bariery pęcherzykowo-kapilarnej, prawdopodobnie poprzez modulację ekspresji kluczowego białka ścisłego połączenia24,25,26. Ponadto makrofagi myszy, które były hodowane i leczone izofluranem, miały lepsze działanie fagocytarne na neutrofile niż makrofagi, które nie były leczone izofluranem27.

Jednak dokładne biologiczne szlaki i mechanizmy odpowiedzialne za właściwości chroniące płuca lotnych środków znieczulających pozostają do tej pory w dużej mierze nieznane, co wymaga dalszych badań18. Uzasadnione są również dodatkowe badania w celu zbadania dokładnego wpływu sewofluranu na uszkodzenie płuc i sprawdzenia, czy dowody eksperymentalne można przełożyć na pacjentów. Pierwsze randomizowane badanie kontrolne przeprowadzone przez nasz zespół wykazało, że podawanie wziewnego sewofluranu pacjentom z ARDS wiązało się z poprawą natlenienia i obniżeniem poziomu zarówno cytokin prozapalnych, jak i markerów uszkodzenia nabłonka płuc, co oceniano za pomocą rozpuszczalnych receptorów osocza i pęcherzyków płucnych dla zaawansowanych produktów końcowych glikacji (sRAGE)28. Ponieważ sRAGE jest obecnie uważany za marker uszkodzenia komórek pęcherzyków płucnych typu 1 i kluczowy mediator zapalenia pęcherzyków płucnych, wyniki te mogą sugerować pewne korzystne skutki sewofluranu na uszkodzenie nabłonka pęcherzyków płucnych21,29,30.

Stosowanie środków halogenowych do sedacji wziewnej na OIOM-ie od dawna wymagało zastosowania na OIOM-ie respiratorów anestezjologicznych i parowników gazowych na sali operacyjnej. Od tego czasu opracowano reflektory anestezjologiczne odpowiednie do stosowania z nowoczesnymi respiratorami do intensywnej terapii do konkretnych zastosowań na OIOM31. Urządzenia te są wyposażone w zmodyfikowane filtry wymieniające ciepło i wilgoć umieszczone między częścią Y obwodu oddechowego a rurką dotchawiczą. Pozwalają one na podawanie środków chlorowcopochodnych, przy czym najczęściej stosuje się izofluran i sewofluran, a składają się z porowatego pręta parownika z polipropylenu, do którego uwalniany jest płynny środek, dostarczany przez specjalną pompę strzykawkową. Czynnik halogenowy jest absorbowany podczas wydechu przez medium odbijające światło zawarte w urządzeniu i jest uwalniany podczas następnego wdechu, umożliwiając recyrkulację około 90% przeterminowanego środka halogenowego31,32. Niedawno opracowano zminiaturyzowaną wersję urządzenia z instrumentalną martwą przestrzenią o pojemności 50 ml, dzięki czemu jest ono jeszcze bardziej odpowiednie do stosowania podczas wentylacji ultraochronnej u pacjentów z ARDS, z objętościami oddechowymi, które mogą wynosić nawet 200 ml31. Takie zminiaturyzowane urządzenie nigdy nie było badane w eksperymentalnym modelu ARDS dla prosiąt

.

Ponieważ poprzednie badania potwierdzają obiecującą rolę halogenowanych substancji lotnych w zapaleniu i uszkodzeniu pęcherzyków płucnych podczas ARDS, zaprojektowaliśmy eksperymentalny model zwierzęcy, aby osiągnąć translacyjne zrozumienie mechanizmów wpływu czynników halogenowych na uszkodzenie i naprawę płuc33,34,35. W tym badaniu opracowaliśmy model ARDS indukowanego kwasem solnym (HCl) u prosiąt, u których sedacja wziewna może być podawana przy użyciu zminiaturyzowanej wersji urządzenia do oszczędzania środków znieczulających, urządzenia typu OIOM. Ten duży model zwierzęcy ARDS może zostać wykorzystany do pogłębienia naszej wiedzy na temat potencjalnego wpływu wdychanych środków halogenowych na ochronę płuc

.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół badania został zatwierdzony przez Komisję Etyki Zwierząt francuskiego Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (numer zatwierdzenia 01505.03) przed rejestracją w preclinicaltrials.eu (identyfikator rejestru przedklinicznego PCTE0000129). Wszystkie zabiegi zostały wykonane w Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Francja, zgodnie z wytycznymi Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt

  1. Tryb prosiąt
    1. Upewnij się, że protokół eksperymentalny jest zgodny z wytycznymi dotyczącymi doświadczeń na zwierzętach, w tym z zasadami 3R (zastępowanie, redukcja i udoskonalanie) oraz przepisami krajowymi/międzynarodowymi.
    2. Przed rozpoczęciem stosowania protokołu należy uzyskać zgody komisji bioetycznej na opiekę i użytkowanie zwierząt doświadczalnych w odpowiedniej instytucji.
    3. Użyj samca białego prosiącia Landrace (w wieku 2–4 miesięcy, o wadze 10–15 kg).
    4. Umieścić prosię w pozycji leżącej na plecach po premedykacji za pomocą domięśniowego azaperonu (opisanego w 1.2.2).
  2. Indukcja znieczulenia
    1. Ogranicz zwierzętom możliwość jedzenia na noc, jednocześnie umożliwiając swobodny dostęp do wody.
    2. Podaj prosięciu premedykację przeciwlękową za pomocą domięśniowego azaperonu (2 mg.kg-1) za uchem.
    3. Uciskaj palcem tkanki miękkie podstawy małżowiny usznej prosiącia, aby zidentyfikować żyłę uszną przyśrodkową i boczną
      4. .
    4. Wprowadzić obwodowy cewnik dożylny 22 G do żyły usznej przyśrodkowej lub bocznej prosiąt. Podążaj za cewnikiem pod płytkim kątem 45° przez skórę i przesuwaj się, aż przez cewnik pojawi się krew.
    5. Wywołaj znieczulenie ogólne za pomocą dożylnego propofolu (3 mg.kg-1) i sufentanylu (0,3 μ g.kg-1)37. Sprawdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na odruch pedałowania.
  3. Intubacja tchawicy38,39
    1. Przygotuj laryngoskop za pomocą prostego ostrza laryngoskopu Miller w rozmiarze 4.
    2. Przełóż laryngoskop do jamy gardłowej i wciśnij język ostrzem laryngoskopu, uwidoczniając nagłośnię.
    3. Wizualizuj otwór krtani prosiąt przed intubacją ustno-tchawiczą.
    4. Włóż rurkę dotchawiczą z mankietem o średnicy wewnętrznej 6 mm.
    5. Napompuj mankiet rurki dotchawiczej, aby osiągnąć ciśnienie w mankiecie około 20–30 cmH2O.
    6. Przymocuj rurkę dotchawiczą do nosa prosiąt za pomocą taśmy chirurgicznej z mikroporami.
    7. Podłączyć do wentylatora i uruchomić wentylację mechaniczną zgodnie z ustawieniami opisanymi w rozdziale 3.
  4. Utrzymanie sedacji
    1. Utrzymuj znieczulenie ciągłym wlewem dożylnym propofolu (5 mg.kg-1.h-1) przed uszkodzeniem płuc wywołanym kwasem. Wlew propofolu zostanie przerwany po rozpoczęciu stosowania środków chlorowcowanych.
    2. Dodać ciągły wlew dożylny remifentanylu (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1.min−1) w celu leczenia bólu.
    3. Dodać ciągły wlew dożylny cisatracurium (0,2 mg.kg-1.h-1) w celu uzyskania blokady nerwowo-mięśniowej.
    4. Utrzymuj temperaturę ciała prosiąt na poziomie około 38 °C za pomocą ciepłych.
    5. Monitoruj aktywność elektrokardiogramu, nasycenie tlenem obwodowym (SpO2) i ciśnienie tętnicze w sposób ciągły za pomocą zewnętrznego monitora.
  5. chirurgia
    1. Wstawić centralny dostęp żylny za pomocą chirurgicznego odsłonięcia prawej żyły szyjnej wewnętrznej i metody Seldingera w celu wprowadzenia cewnika 3-kanałowego (7 francuskich, 16 cm).
      1. Wykonaj nacięcie skórnej linii środkowej na brzusznej stronie szyi, 2 cm z boku od tchawicy. Użyj kleszczy chirurgicznych, aby wypreparować tkanki.
      2. Zlokalizuj żyłę szyjną wewnętrzną (o głębokości około 1–2 cm, boczną do tętnicy szyjnej wewnętrznej) i za pomocą igły (18 G, 6,35 cm) wykonaj nakłucie w kierunku czaszkowo-ogonowym.
      3. Ręką przełóż prowadnik "J" (średnica 0,81 mm, 60 cm) przez igłę. Delikatnie wyjmij igłę i szybko wprowadź cewnik żylny z trzema liniami do żyły szyjnej wewnętrznej wzdłuż prowadnika "J". Usuń prowadnik "J", utrzymując cewnik żylny na miejscu.
      4. Odessać krew przez każdą linię cewnika żylnego, aby usunąć powietrze z różnych linii i przepłukać 5 ml roztworu soli fizjologicznej (0,9% NaCl), aby przepłukać trzy linie.
      5. Zszyj skórę niewchłanialną nicią szwu 3,0 zgodnie z ciągłym wzorem Lemberta i przymocuj cewnik do skóry za pomocą pojedynczego szwu i potrójnych węzłów na każdej bocznej perforacji cewnika do żyły centralnej.
    2. Wprowadzić linię tętniczą poprzez chirurgiczne odsłonięcie prawej tętnicy udowej i za pomocą metody Seldingera wprowadzić cewnik termorozcieńczalny (3–5 Francuzów, 20 cm).
      1. Umieść prawą przednią kończynę prosiącia w wyprostu.
      2. Wykonaj nacięcie skórne w prawej okolicy pachwiny prosiaka. Użyj kleszczy chirurgicznych, aby wypreparować tkankę podskórną i mięśniową.
      3. Zlokalizuj prawą tętnicę udową, badając palpacyjnie tętno udowe (na głębokość około 3–4 cm) i za pomocą igły (19 G, 54 mm) wykonaj nakłucie w kierunku ogoniastym.
      4. Przełóż prowadnik "J" przez igłę. Delikatnie wyjmij igłę i szybko wprowadź cewnik tętniczy do tętnicy udowej wzdłuż prowadnika. Usuń prowadnik, utrzymując cewnik na miejscu.
      5. Usuń powietrze z cewnika tętniczego i przepłucz roztworem soli fizjologicznej, aby przepłukać linię.
      6. Zszyj skórę niewchłanialną nicią szwu 3,0 zgodnie z ciągłym wzorem Lemberta i przymocuj cewnik do skóry za pomocą pojedynczego szwu i potrójnych węzłów na każdej bocznej perforacji cewnika tętniczego.
      7. Podłącz cewnik do rurki przewodu tętniczego, aby umożliwić pobieranie seryjnych próbek krwi i ciągłe monitorowanie hemodynamiczne (ciśnienie tętnicze, indeks serca i pozanaczyniowa woda w płucach, indeksowane do masy ciała) za pomocą urządzenia monitorującego kontur tętna i pojemność minutową serca.

2. Ostre uszkodzenie płuc wywołane kwasem

UWAGA: Używaj rękawiczek i okularów podczas tego kroku, aby uniknąć ryzyka kontaktu kwasu ze skórą lub oczami)

  1. Przygotować 100 ml HCl w temperaturze 0,05 M i pH 1,4.
  2. Korzystając z anatomicznego punktu orientacyjnego ostatniego segmentu mostka, zmierz odległość między końcówką rurki dotchawiczej a cariną prosiącia.
  3. Zaznacz tę odległość czarnym pisakiem na cewniku ssącym Ch14.
  4. Przełóż cewnik ssący przez rurkę dotchawiczą do czarnego punktu orientacyjnego.
  5. Delikatnie wkraplać 4 mL.kg-1 (masa ciała) kwasu przez cewnik ssący przez ponad 3 minuty.
  6. Usuń cewnik ssący.

3. Wentylacja mechaniczna

  1. Stosować wentylację z regulacją objętości w respiratorze intensywnej terapii.
  2. Użyj objętości oddechowej 6 mL.kg-1, dodatniego ciśnienia wydechowego (PEEP) 5 cmH2O i wdychanej frakcji tlenu (FiO2) 40%.
  3. Dostosuj częstość oddechów, aby utrzymać schyłkowo-oddechowy dwutlenek węgla w zakresie od 35 do 45 mmHg.
    UWAGA: Na podstawie wcześniejszych badań37,40,41, uraz płuc uważa się za ustalony, gdy stosunek tętniczego ciśnienia tlenu (PaO2) do FiO2 spada do 25% w stosunku do wartości wyjściowej, około 1 godziny po wkropleniu HCl z dróg oddechowych.

4. Znieczulenie halogenowe

UWAGA: Rozpocznij sedację za pomocą halogenowych środków znieczulających (sewofluran lub izofluran) po osiągnięciu uszkodzenia płuc wywołanego kwasem. Następnie należy przerwać sedację dożylną za pomocą propofolu.

  1. Napełnianie strzykawki (Rysunek 1A): Podłącz adapter do napełniania dostarczony przez producenta do butelki z chlorowcowanym środkiem o pojemności 250 ml, a strzykawkę o pojemności 60 ml do adaptera do napełniania. Obrócić butelkę do góry dnem i napełnić strzykawkę, naciskając i pociągając tłok. Obrócić butelkę do góry nogami i wyjąć strzykawkę.
  2. Oczyszczanie (Rysunek 1B)
    1. Umieść filtr węglowy, używany do usuwania chlorowcowanych węglowodorowych gazów znieczulających, w pobliżu wentylatora.
    2. Zdejmij nasadkę ochronną z filtra węglowego.
    3. Podłącz filtr węglowy do zaworu wydechowego wentylatora za pomocą elastycznej rurki.
  3. Należy użyć urządzenia oszczędzającego środki znieczulające (urządzenie używane do sedacji wziewnej na OIT) (Rysunek 1C) zgodnie z poniższym opisem.
    1. Podłączyć przewód osuszacza membranowego jonomeru do portu pobierania próbek gazu urządzenia do konserwacji środka znieczulającego.
    2. Podłączyć jedną stronę przewodu do pobierania próbek gazu do przewodu osuszacza membranowego jonomerowego.
    3. Podłączyć drugą stronę przewodu do pobierania próbek gazu do analizatora gazu.
    4. Włożyć urządzenie oszczędzające środek znieczulający między część Y obwodu oddechowego a rurkę dotchawiczą.
    5. Upewnij się, że urządzenie do oszczędzania środka znieczulającego jest czarną stroną do góry i jest nachylone w dół w kierunku prosiaka.
  4. Podać sedację wziewną za pomocą urządzenia oszczędzającego środki znieczulające (Rysunek 2).
    1. Umieścić odpowiednią strzykawkę w pompie strzykawkowej.
    2. Podłączyć przewód środka znieczulającego do strzykawki.
    3. Zalać przewód środka bolusem 1,5 ml środka chlorowcowcowanego.
    4. Dostosuj początkową szybkość pompowania w ml.h-1 (początkowe ustawienia szybkości pompowania strzykawki dla izofluranu i sewofluranu wynoszą odpowiednio 3 i 5 ml/h) do docelowej frakcji sewofluranu wydychanej (FEsevo) lub wartości wydchanej frakcji izofluranu (FEiso), zgodnie z wyświetlaniem na analizatorze gazów.
    5. Upewnij się, że analizator gazu wyświetla FEsevo %–FEiso % lub równoważną minimalną wartość stężenia w pęcherzykach płucnych większą od zera. W razie potrzeby podać dodatkowy bolus 0,3 ml środka chlorowcowcowanego.
      6. Dostosuj szybkość pompy strzykawki niezbędną do osiągnięcia określonego stężenia w zależności od objętości minutowej i stężenia docelowego, przy czym dawki 2–7 mL.h-1 i 4–10 mL.h-1 są na ogół związane z wydychanymi frakcjami 0,2%–0,7% i 0,5%–1,4% dla isofluranu42 i sevoflurane28,43,
    6. odpowiednio.
    7. W trakcie eksperymentu należy kontynuować podawanie środków chlorowcopochodnych o docelowych wartościach ISOF Esevo iF Ewynoszących odpowiednio 0,8–1,1 i 0,5–0,8.

5. Pomiary

  1. monitoring
    1. Zbieraj różne parametry mierzone przez monitor zewnętrzny: tętno, ciśnienie krwi i nasycenie tlenem obwodowym.
    2. Rejestruj parametry mierzone przez respirator: objętość oddechowa, częstość oddechów, ustawiony PEEP, auto-PEEP (poprzez zastosowanie manewru wstrzymania wydechu przez 5 s na respiratorze), podatność układu oddechowego, opór dróg oddechowych, ciśnienie plateau wdechowego (poprzez zastosowanie manewru zatrzymania wdechu przez 2 s na respiratorze), szczytowe ciśnienie wdechowe i ciśnienie napędowe.
    3. Obliczyć funkcjonalną pojemność resztkową płuc przy użyciu metody wymywania azotem, jeśli jest zintegrowany z respiratorem.
    4. Użyj wskaźnika termicznego umieszczonego wcześniej w tętnicy udowej, aby zmierzyć objętość wody pozanaczyniowej w płucach, indeks sercowy i ogólnoustrojowy opór naczyniowy.
  2. Pobieranie próbek płynu z obrzęku płuc w postaci nierozcieńczonego w celu pomiaru wskaźnika AFC netto.
    1. Wprowadzić miękki cewnik ssący 14 Fr do zaklinowanej pozycji w dystalnym oskrzelu przez rurkę dotchawiczą.
    2. Pobrać próbkę płynu obrzękowego do pułapki ssącej, stosując delikatne odsysanie.
    3. Odwirować wszystkie próbki w temperaturze 240 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut w wirówce z chłodzeniem.
    4. Zebrać supernatanty.
      UWAGA: Całkowite stężenie białka w nierozcieńczonym płynie obrzękowym płuc mierzy się metodą kolorymetryczną. Ponieważ szybkość usuwania płynu obrzękowego z przestrzeni pęcherzykowej jest znacznie szybsza niż szybkość usuwania białka, wskaźnik netto AFC obliczono jako procent AFC = 100 × [1 - (początkowe białko obrzękowe/końcowe białko całkowite obrzęku)], a następnie podano jako %/h37. Nierozcieńczone próbki płynu z obrzęku płuc są pobierane od zwierząt na początku badania i 4 godziny później, zgodnie z wcześniejszym opisem34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini pobieranie próbek z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego.
    1. Wprowadzić miękki cewnik ssący 14 Fr do pozycji zaklinowanej w dystalnym oskrzelu przez rurkę dotchawiczą.
    2. Wkroplić 50 ml 0,9% roztworu chlorku sodu do cewnika ssącego.
    3. Niezwłocznie pobrać próbkę płynu do syfonu ssącego.
    4. Zbierz mini płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe.
      UWAGA: Całkowite stężenie białka w mini BAL mierzy się metodą kolorymetryczną i na przykład poziomy cytokin prozapalnych, takich jak TNF-α, IL-6, IL-1β i IL-18, mierzy się metodą multipleksowego testu immunologicznego. Próbki pobiera się 4 godziny po uszkodzeniu płuc wywołanym kwasem.
  4. Gazometria krwi
    1. Gazometrię krwi tętniczej należy pobrać przez linię tętniczą w strzykawce o pojemności 3 ml BD Preset z końcówką BD Luer-Lok na początku badania. Natychmiast zmierz PaO2/FiO2, PaCO2, pH, mleczan w surowicy i kreatyninę w surowicy za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi w miejscu opieki nad pacjentem.
    2. Powtarzaj ten krok co godzinę przez 4 godziny po wkropleniu kwasu.
  5. Pobieranie próbek z płuc
    1. Uśmierc prosię, podając dożylnie zastrzyk pentobarbitalu (150 mg.kg-1) pod koniec eksperymentu (4 godziny po uszkodzeniu płuc wywołanym kwasem).
    2. Wypreparuj i usuń całe płuca. Napraw formaliną octaną alkoholu.
    3. Zanurzyć w parafinie i pokroić w plastry o grubości 10 μm.
    4. Barwienie hematoksyliną i eozyną.
      UWAGA: Histologiczne dowody uszkodzenia płuc można ocenić za pomocą standaryzowanej oceny urazów histologicznych50.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym eksperymencie 25 prosiąt poddano znieczuleniu i podzielono na dwie grupy: 12 prosiąt do grupy kontrolnej (grupa SHAM) oraz 13 prosiąt do grupy z uszkodzeniem kwasowym (grupa HCl). Żadne z prosiąt nie padło przed zakończeniem eksperymentu. Dwukierunkowa analiza wariancji z powtarzanymi pomiarami (RM-ANOVA) wykazała istotną interakcję czasu i grupy (P < 10−4), wskazując na niekorzystny wpływ ARDS indukowanego HCl na stosunek PaO2/FiO2 w porównaniu do zwierząt z grupy kontrolnej bez...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule opisano powtarzalny model doświadczalny ARDS indukowany przez dotchawicze wkroplenie HCl u prosiąt w celu zbadania ochronnego wpływu halogenowanych substancji lotnych, takich jak sewofluran lub izofluran, na płuca, podawanych za pomocą urządzenia oszczędzającego środki znieczulające.

Głównym celem tego badania było opracowanie eksperymentalnego modelu ARDS, w którym środki lotne mogłyby być dostarczane przez urządzenie oszczędzające środki znieczulające, takie jak te stosowane u pac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować pracownikom GreD, Université Clermont Auvergne i Centre International de Chirurgie Endoscopique (wszystkie w Clermont-Ferrand, Francja).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Intubacja tchawicy
Rurka dotchawicza 6 mmCovidien18860
Preparat dla zwierząt
Cewnik do żyły centralnej Cewnik 3-lumenowy (7 francuski - 16 cm)StrzałkaCV-12703
Monitor konturu tętna i pojemności minutowej serca Cewnik PiCCO (3-5 francuskich - 20 cm)CewnikGetinge Pulsion Medical System
Ciepłe koce WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
Monitor zewnętrzny IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Analizator parametrów krytycznych krwi w miejscu opieki nad pacjentem Epoc® System Analizy KrwiSiemens20093
Kontur tętna Monitor rzutu serca Urządzenie PiCCO Monitor PulsioFlexSystem medyczny Getinge Pulsion Pulsio PulsioFlex
Wentylacja mechaniczna
Ventilator Engströ m CarestationGeneralElectrics Engströ m
Halogenowe środki znieczulające
Anaconda StrzykawkaSedanaMedical26022
Urządzenie do oszczędzania środków znieczulających AnaConDa-SSedanaMedical26050
Filtr węglowy FlurAbsorbSedanaMedical26096
Adaptery do napełnianiaSedanaMedical26042
Linia do osuszania membranowego jonomerów NafionSedanaMedical26053
Produkty
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996
69252651

Bibliografia

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31(2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213(2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373(2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208(2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857(2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412(2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227(2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919(2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610(2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59(2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503(2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218(2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18(2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554(2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Respirator do OIOMinstylacja kwasu solnegowentylacja mechanicznapodawanie sewofluranupodawanie izofluranuklirens płynu pęcherzykowegoanaliza gazometryczna krwi
Podawanie środka chlorowcowanego w świńskim modelu zespołu ostrej niewydolności oddechowej za pomocą urządzenia typu oddział intensywnej terapii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.