Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Testy suchej zgnilizny korzeni ciecierzycy: szczegółowa metodologia

7.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61702

⸱

17 stycznia 2021

 , 
1National Institute of Plant Genome Research

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie przedstawia metodologie badania patomorfologicznych i molekularnych mechanizmów leżących u podstaw interakcji ciecierzyca – Rhizoctonia bataticola. Metoda bibuły jest przydatna do szybkiego badania reakcji genotypu ciecierzycy, podczas gdy metoda oparta na chorej doniczce może być stosowana do jednoczesnego nakładania suszy i infekcji R. bataticola oraz badania przesiewowego pod kątem tolerancyjnych genotypów.

Streszczenie

Choroba suchej zgnilizny korzeni (DRR) jest nowym zagrożeniem dla uprawy ciecierzycy na całym świecie. Jest wywoływana przez patogen grzybowy przenoszony przez glebę, Rhizoctonia bataticola. W literaturze brakuje kompleksowych i szczegółowych protokołów krok po kroku dotyczących testów choroby. Ten artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat kroków związanych z konfiguracją techniki bibuły do szybkiego badania genotypów pod kątem oporności na DRR. Technika bibuły jest łatwa i tańsza. Inna metoda, oparta na podejściu chorej doniczki, jest naśladowaniem naturalnej infekcji i może być stosowana do badania oddziałujących na siebie składników – rośliny, patogenu i środowiska – zaangażowanych w trójkąt chorobowy.

Ponadto, w naturze, DRR występuje głównie na obszarach uprawy ciecierzycy karmionych deszczem, gdzie wilgotność gleby spada wraz z postępem upraw. Wiadomo, że stres związany z suszą predysponuje rośliny ciecierzycy do choroby DRR. Patomorfologiczne i molekularne zrozumienie interakcji między roślinami a patogenami w warunkach stresu związanego z suszą może utorować drogę do identyfikacji elitarnych odmian odpornych na DRR z puli plazmy zarodkowej ciecierzycy. W tym artykule przedstawiono metodologię etapową przygotowania chorego garnka i późniejszego testu choroby. Ogólnie rzecz biorąc, informacje przedstawione w niniejszym dokumencie pomogą naukowcom przygotować inokulum grzyba R. bataticola, utrzymać ten patogen, skonfigurować technikę bibuły, przygotować chorą kulturę i chorą doniczkę oraz ocenić infekcję patogenami w roślinach ciecierzycy.

Wprowadzenie

Sucha zgnilizna korzeni (DRR) jest jedną z ekonomicznie istotnych chorób ciecierzycy1,2. Jest to choroba specyficzna dla korzeni wywoływana przez Rhizoctonia bataticola (teleomorf, Macrophomina phaseolina). Zainfekowane rośliny nie mają korzeni bocznych i mają kruche korzenie palowe oraz żółte liście1,3. Doniesiono, że DRR w warunkach stresu związanego z suszą stanowi nowe zagrożenie dla uprawy ciecierzycy1,2,3. Co więcej, częstość występowania DRR nasila się pod wpływem stresu suszy w warunkach polowych1,2,3. DRR jest bardziej rozpowszechniony na obszarach deszczowych niż na nawadnianych polach4. Wykorzystanie odpornych odmian jest sposobem na pokonanie choroby i obejście stosowania fungicydów1,13. Ponieważ plazma zarodkowa ciecierzycy dostępna na całym świecie zawiera zmienność genetyczną dla cechy 5, badania przesiewowe i identyfikacja odpornych/podatnych genotypów mają kluczowe znaczenie dla hodowli molekularnej w celu poprawy upraw.

Solidne, łatwe i opłacalne testy chorób są niezbędne do zbadania wzorców infekcji R. bataticola u ciecierzycy. Podstawowym testem choroby stosowanym do obserwacji odpowiedzi genotypów ciecierzycy na zakażenie R. bataticola jest technika bibuły1,4. Jest to prosta technika i może być wykonana przy użyciu płynnego inokulum grzybów, sadzonek z korzeniami i sterylnej bibuły. Jednak technika ta nie została wykorzystana w maksymalnym stopniu, ponieważ w literaturze nie jest dostępny żaden protokół krok po kroku.

Tymczasem, technika chorego garnka polega na przygotowaniu potencjalnej choroby i nałożeniu stresu związanego z suszą. Biorąc pod uwagę, że stres związany z suszą nasila występowanie choroby DRR3, konieczne jest zbadanie interakcji roślina-patogen w warunkach stresu związanego z suszą6,7. Technika chorej doniczki stanowi platformę dla takich jednoczesnych badań, promując lepsze możliwości badań przesiewowych plazmy zarodkowej i zrozumienia mechanistycznych podstaw interakcji. Zmiany patomorfologiczne, takie jak zwiększenie długości korzenia i zmniejszenie liczby korzeni bocznych - nieodłącznie związane z chorobą DRR - można rozwiązać za pomocą techniki chorego garnka1,3,7.

Tutaj przedstawiono szczegółowy protokół dla technik bibuły i garnków do bibuły, który może być wykorzystany do badania interakcji między ciecierzycą a R. bataticola i plazmą zarodkową ciecierzycy. Szczegółowe informacje na temat materiałów wykorzystanych w badaniu znajdują się w Tabeli Materiałów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Izolacja R. bataticola i przechowywanie

  1. Szczegółowe informacje na temat genotypu ciecierzycy i objawów DRR
    1. Używaj roślin ciecierzycy (genotyp, JG 62), które generalnie wykazują typowe objawy DRR, takie jak suchy, kruchy korzeń pierwotny bez korzeni bocznych i mikrosklerocja pod korą i wewnątrz rdzenia1,3.
  2. Zbieranie i mycie
    1. Wyrwij rośliny wykazujące objawy, takie jak suche, słomiane liście i kruchy korzeń pierwotny z mikrosklerocją, pod warstwą naskórka. Podczas wyrywania z korzeniami większa część korzeni pozostanie w glebie, ponieważ zainfekowane korzenie są kruche. Usuń gruboziarniste resztki gleby przyczepione do korzenia. Korzenie należy pokroić osobno i zebrać w papierowych kopertach (27,5 cm x 12 cm) z odpowiednią etykietą i umieścić w pojemniku na próbki.
    2. Po przetransportowaniu próbek do laboratorium umieść korzenie w zlewce o pojemności 200 ml i przykryj siatką (siatka nylonowa o średnicy porów 3 mm), a następnie dokładnie umyj korzenie bieżącą wodą z kranu, aby usunąć przylegające cząstki gleby.
    3. Użyj wody z odwróconej osmozy (RO), aby spłukać raz na końcu.
  3. Sterylizacja powierzchni
    1. Połam korzenie na cztery części o długości 2 cm każdy za pomocą ostrza skalpela i umieść je w czystej zlewce o pojemności 200 ml.
    2. Zmontuj autoklawowaną wodę RO, 2% NaOCl, słoik do wyrzucania i autoklawowaną bibułę (5 cm2) w komorze laminarnej.
    3. Umyj korzenie trzykrotnie 50 ml autoklawizowanej wody RO, a następnie 50 ml 2% NaOCl przez 10 minut. Umyj korzenie 50 ml wody RO trzy razy, aby usunąć NaOCl.
    4. Osusz korzenie, umieszczając je na autoklawowanej bibule i pozostaw do wysuszenia korzeni.
  4. Pożywka i inkubacja
    1. Usuń krawędzie korzeni za pomocą wysterylizowanego ostrza skalpela. Rozłup korzenie za pomocą ostrza i użyj wysterylizowanych kleszczy, aby umieścić je na podłożu z agatorem ziemniaczanym z dekstrozą (PDA) na podłożu Petriego zawierającym siarczan streptomycyny (50 mg L-1) i ampicylinę (50 mg L-1).
    2. Zamknąć płytkę, uszczelnić parafilmem i inkubować w inkubatorze w temperaturze 28 °C przez dwa dni w ciemności.
  5. Metoda końcówki strzępki
    1. Po dwóch dniach inkubacji przenieś płytki do komory laminarnej. Odetnij końcówkę łącznika growth8 pod mikroskopem stereoskopowym (edukacyjny mikroskop stereoskopowy Leica EZ4) i przenieś go na świeżą płytkę PDA z siarczanem streptomycyny i ampicyliną.
    2. Inkubować płytki w inkubatorze w temperaturze 28 °C przez dziesięć dni w ciemności.
  6. Przechowywanie i konserwacja inokulum grzyba R. bataticola
    1. Wykonaj skosy PDA w probówkach i przenieś zatyczkę agarową grzybów z dziesięciodniowej płytki hodowlanej za pomocą sterylizowanej płomieniowo pętli inokulacyjnej. Uszczelnij nakrętkę probówki parafilmem.
    2. Inkubować skosy w temperaturze 28 °C przez dziesięć dni w ciemności.
    3. Ponownie uszczelnić nakrętkę parafilmem i przechowywać ją w temperaturze 4 °C w lodówce do wykorzystania w przyszłości.
    4. Subkultura co sześć miesięcy w celu utrzymania grzyba.
  7. Utrzymanie zjadliwości
    1. Zainfekuj rośliny czystym inokulum grzybów przygotowanym zgodnie z opisem w technice chorej doniczki3. Wyizoluj ten sam grzyb od zainfekowanych roślin (postulaty Kocha)9 i użyj do dalszych eksperymentów.
      UWAGA: W tym badaniu wykorzystano izolowany w terenie szczep grzyba (GenBank: MH509971,1 https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH509971)

2. Technika bibuły

UWAGA: Technika bibuły polega na przygotowaniu płynnego inokulum grzybów, przygotowaniu sadzonek i ocenie choroby.

  1. Przygotowanie płynnego inokulum R. bataticola
    UWAGA: Płynny inokulum grzybów R. bataticola zawiera zarówno grzybnię, jak i mikrosklerocję. Obie te struktury działają jak inokulum pierwotne.
    1. Przygotuj 500 ml pożywki PDB w kolbie o pojemności 1,000 ml i sterylizuj w autoklawie o wadze 121 funtów przez 15 minut.
    2. Po schłodzeniu pożywki zaszczepić bulion pętlą z grzybowego korka agarowego z pochyłej kultury grzybów i inkubować w temperaturze 28 °C przez pięć dni w wytrząsarce z prędkością 180 obr./min w ciemności.
    3. Na stole zamontuj autoklawowany szklany lub plastikowy lejek (10 cm), jednolitrową kolbę stożkową i dwie warstwy siatki (rozmiar 10 cm2) (siatka nylonowa o średnicy porów 3 mm). Odfiltruj grzybnię grzybów i mikrosklerocję za pomocą siatki. Osusz grzyba w autoklawowanej bibule.
    4. Odważyć 100 g grzybni na 50% inokulum i przechowywać w temperaturze pokojowej.
  2. Przygotowanie rośliny ciecierzycy
    1. Wybierz 50 zdrowych nasion (w tym badaniu użyto genotypu JG 62 wrażliwego na DRR), umieść je w zlewce o pojemności 100 ml i przykryj siatką.
    2. Najpierw umyj nasiona wodą z kranu, aby usunąć resztki gleby.
    3. Weź zlewkę z nasionami do komory laminarnej i umyj ją wysterylizowanymi 50 ml wody RO trzykrotnie przez 1 minutę na mycie.
    4. Sterylizuj nasiona 50 ml 2% wodnego roztworu NaOCl przez 2 minuty przy ciągłym wstrząsaniu i umyj nasiona 50 ml wysterylizowanej wody pięć razy przez 1 minutę każde.
    5. Napełnij worek polietylenowy (47,5 cm x 25 cm) soilrytem (mieszaniną ekspandowanego perlitu klasy ogrodniczej, irlandzkiego mchu torfowego i złuszczonego wermikulitu w równych proporcjach, tj. 1/3:1/3:1/3), wysterylizowanych powierzchniowo 50 nasion na głębokość dwóch cm i trzymaj w komorze wzrostowej/pomieszczeniu o temperaturze 28 °C ± 2 °C, 16 godzin fotoperiodu o natężeniu światła 150 μmol m−2 s−1i wilgotności względnej 70%. Podlewaj je wodą RO i wyrywaj rośliny z korzeniami osiem dni po siewie.
    6. Umyj korzenie w wodzie z kranu, aby usunąć cząsteczki soilrytu. Opłucz korzenie wysterylizowaną wodą RO i trzymaj je w wodzie RO w zlewce o pojemności 1000 ml.
  3. Przygotowanie bibuły w tackach
    1. Weź bibułę i pokrój je na kawałki (30 cm × 23 cm) w wystarczającej ilości, aby sprostać replikacjom.
    2. Zapakuj arkusze w autoklawowalną torbę polietylenową i sterylizuj je w autoklawie o wadze 121 funtów przez 15 minut i przechowuj w piekarniku z gorącym powietrzem do wysuszenia.
    3. Złóż każdy arkusz bibuły na pół.
    4. Umieść papier na czystej, wytartej spirytusem plastikowej tacy, jak pokazano na rysunku Rysunek 2i-iv.
  4. Inokulacja roślin przez zanurzanie
    1. Rozpuścić 100 g inokulum grzybów w 200 ml autoklawowanej wody RO w zlewce o pojemności 200 ml, aby uzyskać 50% inokulum.
    2. Zanurz korzenie roślin w przygotowanym inokulum na 1 minutę z przerywanymi ruchami w górę iw dół, aby zapewnić równomierne przyczepienie inokulum grzybów.
  5. Umieszczanie roślin w bibule
    1. Zwilż dolną stronę bibuły umieszczonej na tacy sterylną wodą RO. Umieść rośliny na papierze w taki sposób, aby tylko korzenie były pokryte papierem, a pędy pozostały pominięte.
    2. Zamknij go, składając górną stronę bibuły i zwilż cały papier, aby zapewnić wystarczającą ilość wody do podtrzymania wzrostu roślin.
    3. Podlewaj tacę raz dziennie i utrzymuj ją w temperaturze 28 °C. Codziennie obserwuj objawy, takie jak martwica, zgnilizna korzeni i żółknięcie liści.

3. Technika chorego garnka

UWAGA: Technika chorego garnka polega na przygotowaniu zjadliwego inokulum i chorego doniczka, utrzymaniu poziomu wilgotności i ocenie objawów choroby.

  1. Przygotowanie podłoża
    1. Weź jeden kg wszelkich dostępnych w handlu nasion ciecierzycy. Usuń zainfekowane nasiona (nasiona z naroślami grzybów, plamami infekcji i uszkodzeniami owadów). Umieść je w plastikowej zlewce o pojemności 5 l i dokładnie umyj wodą z kranu 3–4 razy, aby usunąć główne zanieczyszczenia.
    2. Umyj nasiona trzykrotnie 2 l wody RO i namocz 1 kg nasion w zlewce o pojemności 5 l z trzykrotnie większą ilością wody przez pięć godzin.
    3. Gdy nasiona wchłoną wodę, umyj je trzykrotnie wodą RO, aby usunąć wysięk z nasion.
    4. Całkowicie usuń wodę i zapakuj nasiona do butelek z dżemem (300 ml, 12 cm wysokości, 6 cm średnicy i 155 g wagi) do około 1/4 pojemności (100 g na butelkę dżemu) i zamknij butelki nakrętkami. Zapakuj dziesięć butelek dżemu w plastikową torbę do sterylizacji w autoklawie (48 cm x 30 cm), autoklaw dwa razy po 121 funtów przez 15 minut bez przerwy.
    5. Wysuszyć nasiona w temperaturze 40 °C w piekarniku przez noc, aby usunąć kropelki wody z butelki.
  2. Przygotowanie chorej kultury
    1. Włącz komorę przepływu laminarnego poziomu BSL-2. Dokładnie przetrzyj podłogę 70% etanolem i włącz UV na 15 minut. Następnie trzymaj nasiona w komorze z przepływem laminarnym.
    2. Weźmy 10-dniową, świeżo wyizolowaną kulturę R. bataticola (część 1). Następnie za pomocą sterylnej końcówki do pipet lub świdra korkowego należy pobrać trzy zatyczki agarowe z grzybami (o średnicy 4 mm) i aseptycznie włożyć je do butelek z dżemem. Przykryj butelki nakrętkami i zamknij parafilmem.
    3. Wstrząśnij butelkami, aby równomiernie wymieszać krążek grzybów z nasionami ciecierzycy.
    4. Inkubować butelki w temperaturze 30 °C przez 15 dni w ciemności.
    5. Weź butelki z dżemem z czarnym wzrostem grzybów (Rysunek 4iii) i przenieś chorą kulturę (nasiona z mikrosklerocją) z butelek po dżemie na szklaną płytkę Petriego za pomocą sterylnych kleszczy. Suszyć je w temperaturze pokojowej przez dwa dni na szklanej szalce Petriego.
    6. Sproszkować masę grzybową za pomocą moździerza i tłuczka, a następnie przechowywać proszek w temperaturze 4 °C.
    7. Autoklaw Soilrite dwa razy przy 121 funtach przez 15 min.
    8. Wysuszyć autoklawowaną mieszankę Soilrite pod parasolem przeciwsłonecznym.
    9. Wymieszaj proszek grzybowy z soilrytem w stężeniu 50% w/w, napełnij doniczki mieszanką i trzymaj je w temperaturze pokojowej przez jeden dzień.
    10. Wysiewaj wysterylizowane powierzchniowo nasiona ciecierzycy podatne na DRR w doniczce (okrągłe doniczki 10 cm) (tabela materiałów) i utrzymuj wilgotność na poziomie 80% pojemności pola (FC).
    11. Obserwuj objawy, takie jak nekroza i zgnilizna korzeni, wyrywając rośliny po wykiełkowaniu.
  3. Ocena wydajności chorego doniczka
    UWAGA: Rośliny wykazują objawy żółtych liści, gdy korzenie są całkowicie zgniłe.
    1. Opracuj ocenę choroby na podstawie liczby zmian (martwiczych plam) (rysunek uzupełniający 2C) i nasilenia zgnilizny korzeni. Chore doniczki wykazujące 90% śmierci roślin mogą być używane dalej.
  4. Badania przesiewowe genotypu
    1. Przygotuj chorą kulturę w dużych ilościach i wymieszaj ją ze sterylizowanym soilrytem lub ziemią polową (5% w/w) w doniczkach o wysokości 30 cm. Podlewaj doniczki, aby zwilżyć powierzchnię i pozostaw je w spokoju przez siedem dni.
    2. Wysiewaj jedno wysterylizowane powierzchniowo nasiona na okrągłą doniczkę o średnicy 10 cm i trzy nasiona na okrągłe doniczki o średnicy 30 cm i odpowiednio je podlej.
    3. Obserwuj objawy żółtej zgnilizny liści i korzeni
      4. .
  5. Połączona susza i zakażenie R. bataticola
    1. Nałóż stres związany z suszą, postępując zgodnie z protokołami wymienionymi w Sinha i in. (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Celem niniejszego badania było zaprezentowanie technik, takich jak metoda papieru filtracyjnego oraz technika doniczki do roślin chorych, w celu ułatwienia patomorfologicznego i molekularnego zrozumienia interakcji między rośliną a patogenem w warunkach stresu suszowego. W tym celu z pola ciecierzycy pobrano rośliny wykazujące objawy DRR1,3,4, a grzyba wyizolowano metodą wierzchołka strzępki8. Kultura grz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Technika bibuły zapewnia proste podejście do badania genotypów ciecierzycy w warunkach laboratoryjnych. Inokulacja zanurzeniowa umożliwia badanie interakcji w czasie z łatwą kontrolą obciążenia inokulum (rysunek uzupełniający 1) i ułatwia badania przesiewowe in vitro. Co więcej, można użyć nawet młodych sadzonek. Pięciodniowa kultura grzybów (ryc. 1B) może dać wystarczającą ilość inokulum, aby zainfekować rośliny. Płynne inokulum zawiera zarówno grzybnię, jak i mikrosklerocj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia

Podziękowania

Projekty w laboratorium M.S.K są wspierane przez główny fundusz Narodowego Instytutu Badań nad Genomem Roślinnym. VI uznaje DBT-JRF (DBT/2015/NIPGR/430). Dziękujemy studentom-stażystom, pani Rishice, panu Jayachendrayanowi i pannie Durgadevi za pomoc techniczną podczas kręcenia filmu oraz panu Sandeepowi Dixitowi, pannie Anjali i dr Avanish Rai za krytyczną ocenę surowych danych i plików rękopisów. Dziękujemy Panu Rahimowi H. Tarafdarowi i Panu Sunderowi Solanki za ich pomoc w laboratorium. Dziękujemy Konsorcjum DBT-eLibrary (DeLCON) i Bibliotece NIPGR za zapewnienie dostępu do e-zasobów i NIPGR Plant Growth Facility w celu wsparcia/przestrzeni wzrostu roślin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Grzyb- Rhizoctonia bataticolaPathogen inoculumIndian Type Culture Collection No. 8365GenBank: MH509971.1, ITCC 8635 (https://www.iari.res.in/index.php?option=com_content&view=article&
id=1251&Itemid=1370)
Mieszanka soilrytuPożywka glebowa w laboratoriumKeltech Energies Limited, Bangalore, Indiehttp://www.keltechenergies.com/
Bibuła filtracyjnaBibuła wspomagająca wzrost roślinDoniczka Himediahttp://himedialabs.com/catalogue/chemical2017/index.html#374
Uprawa roślindoniczkach o rozmiarach 10 i 30 cmRutynowo używane doniczki szkółkarskie, na przykład https://dir.indiamart.com/impcat/nursery-pots.html
Agar / bulion z dekstrozy ziemniaczanejHodowla i utrzymanie grzyba Kot# 213400, DifcoTM, MD, USAhttps://www.fishersci.com/shop/products/bd-difco-dehydrated-culture-media-potato-dextrose-agar-3/p-4901946
InkubatorHodowla grzybaLOM-150-2, S/N AI13082601-38, MRC, inkubator i wytrząsarkahttp://www.mrclab.com/productDetails.aspx?pid=91131
Komora wzrostowaUprawa roślin w kontrolowanych warunkachModel nr A1000, Conviron, Kanadahttps://www.conviron.com/products/gen1000-reach-in-plant-growth-chamber
Laminarny przepływ powietrzaPrzeprowadzanie ćwiczeń aseptycznychTelstar, Bio II advance, Szafa klasy II, EN-12469-2000https://www.telstar.com/lab-hospitals-equipment/biological-safety-cabinets/bio-ii-advance-plus/, http://www.atlantisindia.co.in/laminar-air-flow.html
MeshFiltrowanie grzybniNylonowa moskitieraMesh o średnicy porów 0,6-1 mm
AutoklawPożywki do autoklawowania i nasiona ciecierzycyAutoklawhttp://www.scientificsystems.in/autoclave
MikroskopyWizualizacja infekcji i grzybniSMZ25 / SMZ18, Stereoskopy badawcze, Edukacyjny mikroskop stereoskopowyLeica EZ4https://www.microscope.healthcare.nikon.com/products/stereomicroscopes-macroscopes/smz25-smz18

https://www.leica-microsystems.com/products/stereo-microscopes-macroscopes/p/leica-ez4/

https://www.microscopyu.com/museum/eclipse-80i
WagaWażenie grzybów i chemikaliówElektroniczna waga wagowa Sartorius, BSA 4202S-CWhttps://www.sartorius.com/en/products/weighing/laboratory-balances
WGA-FITCBarwienie grzybówSigmahttps://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/l4895?lang=en®ion=IN
Błękit anilinowyBarwienie grzybówHimediahttp://www.himedialabs.com/intl/en/products/Chemicals/Dyes-Indicators-and-Stains/Aniline-blue-Water-soluble-Practical-grade-GRM901
w

Bibliografia

  1. Sharma, M., Ghosh, R., Pande, S. Dry root rot (Rhizoctonia bataticola (Taub.) Butler): an emerging disease of chickpea - where do we stand. Archives of Phytopathology and Plant Protection. 48 (13-16), 797-812 (2015).
  2. Srinivas, P. Studies on dry root rot of chickpea (Cicer arietinum L.). , Available from: http://krishikosh.egranth.ac.in/handle/1/93135 (2016).
  3. Sinha, R., Irulappan, V., Mohan-Raju, B., Suganthi, A., Senthil-Kumar, M. Impact of drought stress on simultaneously occurring pathogen infection in field-grown chickpea. Scientific Reports. 9 (1), (2019).
  4. Nene, Y., Haware, M., Reddy, M. Chickpea diseases: resistance screening techniques, information bulletins No. 10. Patancheru. Information Bulletin No. 10. Patancheru, A.P., India: International CroDS Research Institute for the Semi-Arid Tropics. , 1-10 (1981).
  5. Pande, S., Krishna Kishore, G., Upadhyaya, H. D., Narayana Rao, J. Identification of sources of multiple disease resistance in mini-core collection of chickpea. Plant Disease. , (2006).
  6. Pandey, P., Irulappan, V., Bagavathiannan, M. V., Senthil-Kumar, M. Impact of combined abiotic and biotic stresses on plant growth and avenues for crop improvement by exploiting physio-morphological traits. Frontiers in Plant Science. 8, (2017).
  7. Irulappan, V., Senthil-Kumar, M. Morpho-physiological traits and molecular intricacies associated with tolerance to combined drought and pathogen stress in plants. Biotechnologies of Crop Improvement, Volume 3: Genomic Approaches. , (2018).
  8. Jensen, A. B., et al. Standard methods for fungal brood disease research. Journal of Apicultural Research. 52 (1), 1-39 (2013).
  9. Agrios, G. Plant Pathology: Fifth Edition. , 9780080473(2004).
  10. Coley-Smith, J. R., Cooke, R. C. Survival and germination of fungal sclerotia. Annual Review of Phytopathology. , (1971).
  11. Nagamma, G., Saifulla, M., Sab, J., Pavitra, S. Screening of chickpea genotypes against dry root rot caused by Macrophomina phaseolina (tassi) goid. 10 (4), 1795-1800 (2015).
  12. Infantino, A., et al. Screening techniques and sources of resistance to root diseases in cool season food legumes. Euphytica. 147 (1-2), 201-221 (2006).
  13. Khaliq, A., et al. Integrated control of dry root rot of chickpea caused by Rhizoctonia bataticola under the natural field condition. Biotechnology Reports. 25, 00423(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Technika papierowych filtr wtest chorych doniczekgenotypy ciecieorkiRhizoctonia bataticolainokulum grzyboweprzesiewanie pod k tem odporno ci na chorobystres suszyinterakcja patogen ro linaprzesiewanie zasob w genetycznych
Testy suchej zgnilizny korzeni ciecierzycy: szczegółowa metodologia
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.