Artykuł metodologiczny

Przyrostowe zmiany temperatury dla maksymalnej hodowli i tarła w Astyanax mexicanus

DOI:

10.3791/61708

⸱

14 lutego 2021

 ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Maryland

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia podstawowe warunki laboratoryjne i protokoły dla reżimu przyrostu temperatury w celu stymulowania maksymalnego tarła u meksykańskiej tetra Astyanax mexicanus, która jest nowym modelem do badań rozwojowych i ewolucyjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Meksykańska tetra, Astyanax mexicanus, jest nowym modelowym systemem do badań nad rozwojem i ewolucją. Istnienie u tego gatunku morfów powierzchniowych (ryb powierzchniowych) i ślepych jaskiń (ryb jaskiniowych) stwarza okazję do zbadania mechanizmów leżących u podstaw ewolucji morfologicznej i behawioralnej. Ryby jaskiniowe wykształciły nowe cechy konstrukcyjne i regresywne. Konstruktywne zmiany obejmują wzrost kubków smakowych i szczęk, narządów zmysłów linii bocznej i tkanki tłuszczowej. Zmiany regresywne obejmują utratę lub zmniejszenie wzroku. pigmentacja melaniny, zachowania szkolne, agresja i sen. Aby eksperymentalnie zbadać te zmiany, kluczowe jest uzyskanie dużej liczby zarodków, z których powstało ikrę. Odkąd pierwotne ryby powierzchniowe i jaskiniowe A. mexicanus zostały zebrane w Teksasie i Meksyku w latach 90., ich potomkowie byli rutynowo stymulowani do rozmnażania i składania ikry dużej liczby zarodków co dwa miesiące w laboratorium Jeffery'ego. Chociaż hodowla jest kontrolowana przez obfitość i jakość pożywienia, cykle jasne-ciemne i temperaturę, odkryliśmy, że przyrostowe zmiany temperatury odgrywają kluczową rolę w stymulowaniu maksymalnego tarła. Stopniowy wzrost temperatury z 72 °F do 78 °F w pierwszych trzech dniach tygodnia lęgowego zapewnia dwa-trzy kolejne dni tarła z maksymalną liczbą wysokiej jakości zarodków, po których następuje stopniowy spadek temperatury z 78 °F do 72 °F w ciągu ostatnich trzech dni tygodnia tarłowego. Procedury pokazane w tym filmie przedstawiają przebieg pracy przed i w trakcie tygodnia hodowli laboratoryjnej w celu stopniowego tarła stymulowanego temperaturą.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Teleost Astyanax mexicanus ma formę ryby zamieszkującej powierzchnię (ryby powierzchniowe) i wiele różnych form ślepych zamieszkujących jaskinie (ryby jaskiniowe)1,2. Ryby jaskiniowe ewoluowały w wiecznej ciemności i pod ograniczeniami żywieniowymi, co spowodowało pojawienie się nowych cech konstruktywnych i regresywnych3. Cechy konstruktywne obejmują wzrost kubków smakowych i wielkości szczęki, narządów zmysłów linii bocznej i rezerw tłuszczu. Cechy regresywne obejmują utratę lub zmniejszenie pigmentacji melaniny, oczu i zachowań, takich jak sen, nauka i agresja. Cechą systemu Astyanax jest całkowita płodność między tymi dwiema formami, co pozwala na wykorzystanie mapowania loci cech ilościowych (QTL) w celu określenia regionów genomowych związanych z konstruktywną i regresywną ewolucją4,5,6,7. A. mexicanus oferuje korzystny system do badania rozwoju, ponieważ można go skłonić do częstego tarła w laboratorium. Zarodki A. mexicanus są półprzezroczyste, nieco większe niż u danio pręgowanego, produkowane w dużych ilościach i rozwijają się w dojrzałe płciowo dorosłe osobniki w ciągu około 8-12 miesięcy. Ich okres maksymalnej zdolności tarłowej wynosi około 5 lat. Protokół ten opisuje przebieg pracy potrzebny w ośrodku hodowli A. mexicanus podczas typowego tygodnia hodowlanego i zawiera szczegóły dotyczące konserwacji systemu ryb oraz reżimu kontroli temperatury w celu maksymalnego tarła.

A. mexicanus to tropikalna ryba, która żyje w rzekach pochodzących z wapiennych płaskowyżów (ryby powierzchniowe) oraz w basenach w wapiennych jaskiniach (ryby jaskiniowe)8. Wapień rozpuszcza się, tworząc twardą wodę, a A. mexicanus rozwija się w twardej wodzie. Ryby przystosowane do warunków twardej wody mogą tolerować szereg słonych warunków, ale generalnie rozmnażają się w określonych warunkach9. Indukcja zachowań tarłowych odbywa się poprzez kombinację czynników. Ponieważ ryby są zmiennocieplne i polegają na swoim środowisku w celu utrzymania homeostazy, ich metabolizm jest wrażliwy na zmiany środowiskowe i szybciej reagują na stresory10. A. mexicanus powinien być hodowany w systemach wodnych w starannie regulowanych warunkach przepływu wody, pH, przewodności, ciśnienia osmotycznego, oświetlenia i temperatury wody.

W laboratorium Jeffery'ego, ryby są utrzymywane w dwóch systemach bieżącej wody: (1) "systemie niemowlęcym" dla młodych dorosłych ryb przed osiągnięciem dojrzałości płciowej i (2) systemie dla dorosłych (lub głównych) dla dojrzałych płciowo, rozmnażających się dorosłych. "System baby" składa się ze zbiorników o pojemności 8 l i 15 litrów zasilanych bieżącą wodą. "System niemowlęcy" jest wysiewany przez narybek i młode przeobrażone osobniki młodociane wyhodowane z larw w mniejszych (1-10 L) zbiornikach, w których woda jest wymieniana co tydzień. Larwy, narybek i młode osobniki są niezwykle zależne od pokarmu i muszą być karmione żywym pokarmem (krewetkami solankowymi) raz dziennie, aby zapewnić wysoki wskaźnik przeżycia. Młode osobniki młodociane z "systemu niemowlęcego" umieszcza się w systemie dorosłym po około 1-1,5 roku. Początkowo karmione są sproszkowanymi płatkami tetra, a po dalszym wzroście przenoszone są do regularnego reżimu żywienia dorosłych. Dojrzałość płciową można ocenić na podstawie objętości brzucha u samic, a metody określania płci zostały opisane11. W systemie dla dorosłych woda jest wymieniana automatycznie w zbiornikach o pojemności 42 litrów 3 razy w ciągu 24 godzin. System dla dorosłych jest codziennie monitorowany poprzez kontrolę wzrokową i automatyczne odczyty temperatury, pH i przewodności z sond. Optymalne pH wynosi około 7,4 i może wynosić od 6,8 do 7,5, temperatura podstawowa systemu wynosi 72/73 °F, a idealna przewodność mieści się w zakresie 600-800 mS. Automatyczne odczyty są wyświetlane na ekranie sterownika, a wizualne kontrole ciśnienia wody są odczytywane na przepływomierzach rozmieszczonych w całym systemie. Niezależne kontrole jakości wody są przeprowadzane co tydzień, badając temperaturę i mierząc parametry jakości wody pod kątem pH, amoniaku i azotanów za pomocą testu kolorymetrycznego. Poziomy amoniaku i azotanów są utrzymywane na poziomie zerowym lub bliskim zeru poprzez dodanie do systemu pożytecznych bakterii (np. Nutafin Cycle). Oświetlenie pomieszczenia sterowane jest za pomocą timera dostosowanego do 14-godzinnych okresów światła i 10-godzinnej ciemności. Oprócz wymienionych powyżej ogólnych parametrów jakości wody, podczas tygodnia lęgowego należy zwrócić szczególną uwagę na następujące kwestie.

Pierwszą kwestią jest fotoperiod, ponieważ ryby (nawet jaskiniowe w laboratorium) polegają na cyklach światła, aby ustawić swój zegar dobowy. Rytmy okołodobowe mogą wpływać na wszystko, od hodowli i żywienia po zdrowie układu odpornościowego12,13 i muszą być spójne, aby uzyskać maksymalne korzyści zdrowotne. Ryby są utrzymywane w systemie bieżącej wody w 14-godzinnym świetle i 10-godzinnym ciemnym fotoperiodzie. Ryby powierzchniowe zazwyczaj rozpoczynają tarło godzinę po zaciemnieniu systemu, a światło wprowadzone w tym okresie może zakłócać i przerywać tarło. Tarło ślepych ryb jaskiniowych jest mniej zakłócane przez światło. W porównaniu z tarłem ryb powierzchniowych, tarło ryb jaskiniowych jest opóźnione, zwykle rozpoczyna się od czterech do pięciu godzin po zaciemnieniu systemu.

Drugą kwestią jest odżywianie. Dorosłe ryby są zwykle karmione dietą składającą się z płatków tetra raz dziennie. Przed tarłem ryby są karmione dietą bogatą w białko, uzupełnioną dodatkowymi ilościami płatków tetra i innym pokarmem: płatkami żółtek jaj i czasami żywymi czarnymi robakami kalifornijskimi (Lumbriculus variegatus), aby zrekompensować utratę białka spowodowaną produkcją jaj podczas poprzedniego cyklu tarłowego. W tygodniu lęgowym ryby są karmione dwa razy dziennie, raz rano i ponownie po południu/wieczorem. Należy unikać karmienia ryb tylko raz dziennie, ale z jedną bardzo dużą porcją pokarmu, ponieważ może to spowodować niedożywienie14.

Trzecią kwestią jest przestrzeń. Wymagania przestrzenne opierają się na średniej masie ciała osoby dorosłej, a także na względach behawioralnych, takich jak to, czy ryby zachowują się ławicy, czy agresywnie. Zbyt duże lub zbyt małe zatłoczenie zbiorników może prowadzić do zwiększonej agresji i ciągłego stresu, sprawiając, że ryby są podatne na obrażenia od swoich kolegów z akwarium i niechętnie uczestniczą w tarle15. Zazwyczaj trzymamy 10-20 ryb w zbiorniku o pojemności 42 litrów.

Czwartą kwestią jest temperatura. Jak wspomniano powyżej, ryby są zwierzętami zmiennocieplnymi i polegają na środowisku w celu utrzymania temperatury ciała. Ponieważ temperatura ma bezpośredni wpływ na procesy metaboliczne, zmiany temperatury mogą powodować zmiany w zachowaniu ryb16. Ten program hodowlany składa się z dwutygodniowych cykli temperatury: w pierwszym tygodniu następuje skok temperatury do 78 °F, a w następnym tygodniu utrzymuje się statyczna temperatura 72 °F. W pierwszym tygodniu (lęgowym) każdego wieczoru na dnie zbiorników umieszczane są siatki hodowlane z plastikowymi brzegami. Sieci hodowlane służą jako bariera między rybami w zbiornikach a ikrą tarłową, która w przeciwnym razie zostałaby skonsumowana. Temperatura wzrasta o 2 °F dziennie do maksimum 78 °F w połowie tygodnia, a tarło jest indukowane zgodnie z cyklem świetlnym w pierwszych 2-3 wieczorach tego tygodnia. Temperatura jest następnie obniżana o 2 °F do 72 °F w pozostałe dni tygodnia, a temperatura bazowa jest utrzymywana do początku następnego tygodnia lęgowego. Hodowla jest zwykle stymulowana nie częściej niż dwa razy w miesiącu, aby dać rybom czas na regenerację.

Ogólnie rzecz biorąc, ta metoda pozwala na rozmnażanie dużych ilości embrionów najwyższej jakości przez dłuższy okres czasu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta procedura została zatwierdzona przez wytyczne Institutional Animal Care Uniwersytetu Maryland, College Park (obecnie IACUC 469 #R-NOV-18-59; Projekt 1241065-1).

figure-protocol-1
Rysunek 1. Kalendarze w tygodniu lęgowym i tygodniu nielęgowym. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

1. Poniedziałek

  1. W godzinach 9-10 wykonaj testy wody i kroki 1.1.1-4 poniżej.
    1. Zapisz temperaturę pomieszczenia, zbiornika i zbiornika za pomocą termometru.
    2. Zapisz poziomy amoniaku, azotanów i azotanów za pomocą zestawu do testu kolorymetrycznego.
    3. Zapisz pH z systemu monitorowania, a także z zestawu do testów kolorymetrycznych.
    4. Zapisz przewodność z monitora gąsiora i głównego monitora systemu.
  2. Zaczynając od 10 rano, nakarm wszystkie ryby.
    1. Nakarm wszystkie ryby w systemie dorosłym płatkami tetra, miażdżąc płatki w zbiornikach z młodymi rybami. Karm tylko tyle płatków, ile akwarium może całkowicie spożyć w ciągu 3-5 minut, około "uszczypnięcia palca".
  3. Sprawdź inkubator używany do przechowywania miseczek na palce rozwijających się zarodków i w razie potrzeby zmień wodę.
    1. Otwórz inkubator zarodków i sprawdź poziom wody we wszystkich zbiornikach. Jeśli zaczyna brakować wody, dodaj wodę z systemu. Sprawdź ustawienia temperatury inkubatora. Hoduj zarodki w temperaturze 73-77 °F (23-25 °C).
  4. Czysty kanał na żywo.
    1. Aby oczyścić czarne robaki, wyjmij odkryte miski Tupperware zawierające ich kultury z lodówki na żywą karmę i wylej nadmiar wody nad skupiskami robaków do zlewu. Używając wody destylowanej, kilkakrotnie zawiesić i opłukać robaki, aż woda z nalewania będzie czysta.
    2. Dodaj tyle czystej wody, aby skupiska robaków były pokryte około połowy. Wymień pozostałe robaki w lodówce na żywą paszę, bez przykrycia.
  5. Nakarm ryby.
    1. Co najmniej 30 minut po pierwszym karmieniu nakarm ryby w zbiornikach, w których pożądana jest hodowla, płatkami żółtka jaja, czarnymi robakami lub jednym i drugim. Dodaj "szczyptę" płatków żółtkowych na zbiornik. Dodaj tyle skupisk czarnych robaków, aby każda ryba w akwarium mogła spożyć około 5-10 robaków.
  6. W godzinach 10-13 ustaw temperaturę wody na 74 °F.
  7. W razie potrzeby wyszoruj zbiorniki hodowlane i ustaw siatki hodowlane.
  8. Oczyść zbiorniki i umieść siatki co najmniej godzinę po ostatnim karmieniu. Wcześniej wyczyść wszystkie zbiorniki, w których umieszczone są siatki. Ostrożnie ustaw siatki hodowlane, aby nie zakłócać dopływu powietrza do zbiornika.

2. Wtorek

  1. Zbierz zarodki i umyj wszystkie siatki hodowlane.
    1. O 9-10 rano usuń siatki hodowlane z dna zbiorników systemu dla dorosłych. Delikatnie opłucz zarodki do ręcznej siatki za pomocą węża dołączonego do gąsiora i odwróć ręczną siatkę do miski na palec z czystą wodą systemową, aby wydalić zarodki.
    2. Zbierz i umyj każdy zestaw zarodków, a następnie umieść w miseczce z czystą wodą systemową zawierającą 0,00003% błękitu metylenowego (niebieska woda). Jeśli w jednym zbiorniku znajduje się wyjątkowo duża liczba zarodków, należy je rozdzielić do wielu misek. Stężenie żywych zarodków powinno wynosić około 100 na 200 ml niebieskiej wody w każdej misce na palec.
    3. Oszacuj czas zapłodnienia, umieszczając zarodki pod mikroskopem, korzystając z opublikowanej tabeli czasu rozwoju A. mexicanus 17.
    4. Często monitoruj miseczki z palcami zawierające zarodki. Usuń martwe lub zdeformowane zarodki i resztki, takie jak niezjedzone jedzenie lub kał, za pomocą pipety Pasteura. Często zmieniaj niebieską wodę w miskach na palce.
    5. Umieść miseczki w inkubatorze na 5-7 dni. W tym czasie żółtko zostało zużyte, a karmienie kultur żywymi krewetkami solankowymi jest niezbędne do dalszego rozwoju.
  2. Weź dane o odradzaniu się.
    1. Dla każdego zbiornika, w którym upuszczane są zarodki, zapisz następujące informacje.
      1. Zapisz datę i numer zbiornika.
      2. Zapisz przybliżoną liczbę upuszczonych zarodków (Rysunek 2):
        Wysoki (500+)
        Średni (200-500)
        Niski(<200)
      3. Rejestruj jakość upuszczonych zarodków (Rysunek 2):
        Wysoki (>75% życia)
        Średni (25-50% żywy)
        Niski (<25% przy życiu)
      4. Oszacuj pierwotny czas tarła, korzystając z tabeli inscenizacji Astyanax mexicanus17.
      5. Zapisz temperaturę, na którą system został ustawiony podczas tarła ryb.
  3. Nakarm wszystkie ryby.
  4. Ustaw temperaturę wody na 76 °F.
  5. Przygotuj transmisję na żywo.
  6. Nakarm ryby #2.
  7. Zbierz nadmiar jedzenia i zanieczyszczeń ze zbiorników i wyszoruj przed zresetowaniem sieci.

3. Środa

  1. Powtórz kroki 2.1-2.2. Zbierz zarodki i umyj wszystkie siatki hodowlane.
  2. Weź dane o odradzaniu się jak poprzednio.
  3. Wykonaj testy wody jak poprzednio.
  4. Nakarm wszystkie ryby.
  5. Ustaw temperaturę wody na 78 °F.
  6. Przygotuj kanał na żywo.
  7. Sprawdź zarodki w inkubatorze.
    1. Oczyść i wymień wodę z zarodków w miskach na palce, które ostatecznie zostaną wykorzystane do uzupełnienia ogólnego dorosłego stada hodowlanego. Używaj wody systemowej uzdatnionej błękitem metylenowym.
  8. Ponownie nakarm ryby.
  9. W razie potrzeby wyczyść zbiorniki i zresetuj siatki.

4. Czwartek

  1. Powtórz kroki 2.1-2.2. Zbieraj zarodki oraz pierz i przechowuj siatki hodowlane.
  2. Weź dane o odradzaniu się jak poprzednio.
  3. Ustaw temperaturę wody na 76°F.
  4. Wyczyść kanał na żywo.
  5. Wyczyść wszystkie pojedyncze zbiorniki.
  6. Sprawdź zarodki w inkubatorze.
  7. Nakarm ryby #2.

5. Piątek

  1. Nakarm wszystkie ryby.
  2. Ustaw temperaturę wody na 74 °F.
  3. Wyczyść kanał na żywo.
  4. Sprawdź zarodki w inkubatorze.

6. Sobota

  1. Nakarm ryby.

7. Niedziela

  1. Nakarm ryby.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Generalnie hodujemy i rozmnażamy potomków ryb powierzchniowych pierwotnie zebranych w Nacimiento del Rio Choy w San Luis Potosi w Meksyku (ryby powierzchniowe Rio Choy) i San Solomon Springs w Parku Stanowym Balmorhea w Teksasie (ryby powierzchniowe z Teksasu) oraz ryby jaskiniowe pochodzące z Cueva de El Pachón (ryba jaskiniowa Pachón) w Tamaulipas, Meksyk oraz Cueva de los Sabinos (ryba jaskiniowa Los Sabinos) i Sotano de la Tinaja (ryba jaskiniowa Tinaja) w San Luis Potosi w Meksyku.  

Prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Astyanax mexicanus to nowy model biologiczny, który często składa ikrę i może być łatwo rozmnażany w laboratorium 1,2. Ponieważ interesują nas mechanizmy rozwojowe, które leżą u podstaw zmian ewolucyjnych u ryb jaskiniowych A. mexicanus, produkcja i wykorzystanie zarodków ma kluczowe znaczenie dla naszych celów badawczych. Podstawowym celem utrzymania dorosłego stada ryb jest produkcja zarodków i młodego narybku do wykorzystania w doświadczeniac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Davidowi Martasianowi, Diedre Heyser, Amy Parkhurst, Craigowi Foote'owi i Mandy Ng za cenny wkład w ośrodek hodowli A. mexicanus w laboratorium Jeffery'ego. Badania w laboratorium Jeffery'ego są obecnie wspierane przez grant NIH EY024941.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
BlackwormsEastern Aquatics, Lancaster, PABrak
Siatki hodowlaneWykonane na zamówienie
jaja krewetek solankowychAquaCave Lake Forest, IL.Brak
Zestaw do testów kolorymetrycznychPetcoSKU:11916API Zestaw do badania pH słodkowodnego
Płatki żółtka jajaPentair, Minneapolis, MNBrak
Miseczki na palceCarolina Zaopatrzenie biologiczne741004Naczynia hodowlane, 4,5 cala, 250 ml
Siatki ręczneDowolny sklep
Inkubator dla zarodkówFisher Scientific51-029-321HPM405 L
Instant Ocean Sole morskieSpectrum Brands, Blacksburg, VABrak
Methylene BlueSigma-Aldrich, St. Louis, MOM9140
Pipety PasteuraFisher Scientific13-678-205.75 in.
Roztwór do namaczania siatkiDowolny sklep
Cykl NutrafinAmazonBrakWzmocnienie bakteryjne
Lodówka do karmienia na żywoDowolne źródło
Mikroskop stereoskopowyDowolne źródło
TermometrDowolne źródło
Tetra Tropical CrispsSpectrum Brands, Blacksburg, VABrak
zoologicznyzoologiczny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jeffery, W. R. Cavefish as a model system in evolutionary developmental biology. Developmental Biology. 231, 1-12 (2001).
  2. Jeffery, W. R. Emerging model systems in evo-devo: cavefish and mechanisms of microevolution. Evolution & Development. 10, 265-272 (2008).
  3. Jeffery, W. R. Evolution and development in the cavefish Astyanax. Current Topics in Developmental Biology. 86, 191-221 (2009).
  4. Protas, M. E., et al. Genetic analysis of cavefish reveals molecular convergence in the evolution of albinism. Nature Genetics. 38, 107-111 (2006).
  5. Protas, M., Conrad, M., Gross, J. B., Tabin, C. J., Borowsky, R. Regressive evolution in the Mexican cave tetra, Astyanax mexicanus. Current Biology. 17, 452-454 (2007).
  6. O'Quin, K. E., Yoshizawa, M., Doshi, P., Jeffery, W. R. Quantitative genetic analysis of retinal degeneration in the blind cavefish. PLoS ONE. 8 (2), 57281(2013).
  7. Yoshizawa, M., et al. Distinct genetic architecture underlies the emergence of sleep loss and prey-seeking behavior in the Mexican cavefish. BMC Biology. 13, 15(2015).
  8. Elliot, W. R. The Astyanax caves of Mexico. Cavefishes of Tamaulipas, San Luis Potosi, and Guerrero. Association for Mexican Cave Studies Bulletin. 26, 1(2018).
  9. Luo, S., Wu, B., Xiong, X., Wang, J. Effects of total hardness and calcium:magnesium ratio of water during early stages of rare minnows (Gobiocypris rarus). Comparative Medicine. 66, 181-187 (2016).
  10. Balasch, J. C., Tort, L. Netting the stress responses in fish. Frontiers in Endocrinology. 10, 62(2019).
  11. Borowsky, R. Determining the sex of adult Astyanax mexicanus. , Cold Spring Harbor Protocols. (2008).
  12. Paschos, G. Circadian clocks, feeding time, and metabolic homeostasis. Frontiers in Pharmacology. 6, 112(2015).
  13. Scheiermann, C., Kunisaki, Y., Frenette, P. S. Circadian control of the immune system. Nature Reviews Immunology. 13, 190-198 (2013).
  14. Williams, M. B., Watts, S. A. Current basis and future directions of zebrafish nutrigenomics. Genes & Nutrition. 14, 34(2009).
  15. Harper, C., Wolf, J. C. Morphologic effects of the stress response in fish. ILAR Journal. 50, 387-396 (2009).
  16. Neubauer, P., Andersen, K. H. Thermal performance in fish is explained by an interplay between physiology, behavior and ecology. Conservation Physiology. 7 (1), 025(2019).
  17. Hinaux, H., et al. Developmental staging table for Astyanax mexicanus. Zebrafish. 8 (4), (2011).
  18. Borowsky, R. In vitro fertilization of Astyanax mexicanus. , Cold Spring Harbor Protocols. (2008).
  19. Simon, V., Hyacinthe, C., Rétaux, S. Breeding behavior in the blind Mexican cavefish and its river-dwelling conspecific. PLoS One. 14 (2), 0212591(2019).
  20. Harvey, B. J., Carolsfield, J. Induced Breeding in Tropical Fish Culture. International Development Research Centre. , (1993).
  21. Ma, L., Parkhurst, A., Jeffery, W. R. The role of a lens survival pathway including sox2 and aA-crystallin in the evolution of cavefish eye degeneration. EvoDevo. 5, 28(2014).
  22. Krishnan, J., Rohner, N. Cavefish and the basis for eye loss. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 5 (372), 20150487(2017).
  23. Bilandžija, H., Abraham, L., Ma, L., Renner, K., Jeffery, W. R. Behavioral changes controlled by catecholaminergic systems explain recurrent loss of pigmentation in cavefish. Proceedings of the Royal Society. 285, (2018).
  24. Ma, L., Jeffery, W. R., Essner, J. J., Kowalko, J. E. Genome editing using TALENs in blind Mexican cavefish. PLoS ONE. 1093, 0119370(2015).
  25. Klaassen, H., Wang, Y., Adamski, K., Rohner, N., Kowalko, J. E. CRISPR mutagenesis confirms the role of oca2 in melanin pigmentation in Astyanax mexicanus. Developmental Biology. 441, 313-318 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Surface FishCave FishEmbryo CollectionBreeding ProtocolSpawning StimulationEmbryo StagingIncubator SetupWater Temperature

Powiązane artykuły