Tradycyjne modele udaru fotozakrzepowego (PTS) głównie indukują gęste agregaty płytek krwi o wysokiej odporności na tkankowe leczenie aktywatorem plazminogenu (tPA)-litycznym. Tutaj zmodyfikowany mysi model PTS jest wprowadzany przez jednoczesne wstrzykiwanie trombiny i barwnika światłoczułego w celu fotoaktywacji. Model PTS wzmocniony trombiną wytwarza mieszane skrzepy płytkowo-fibrynowe i jest bardzo wrażliwy na trombolizę tPA.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wzbogacony fibryną i wrażliwy na tPA model udaru fototrombotycznego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Idealny model udaru zakrzepowo-zatorowego wymaga pewnych właściwości, w tym stosunkowo prostych procedur chirurgicznych o niskiej śmiertelności, stałego rozmiaru i lokalizacji zawału, wytrącania się skrzepów krwi mieszanych płytkami krwi i fibryną podobnych do tych u pacjentów, oraz odpowiedniej wrażliwości na leczenie fibrynolityczne. Model udaru fotozakrzepowego na bazie barwnika różowego bengalu (RB) spełnia pierwsze dwa wymagania, ale jest wysoce oporny na leczenie lityczne za pośrednictwem tPA, prawdopodobnie ze względu na bogaty w płytki krwi, ale ubogi w fibrynę skład skrzepu. Uważamy, że połączenie barwnika RB (50 mg / kg) i podzakrzepowej dawki trombiny (80 U / kg) do fotoaktywacji skierowanej na bliższą gałąź tętnicy środkowej mózgu (MCA) może powodować powstawanie skrzepów wzbogaconych w fibrynę i wrażliwych na tPA. Rzeczywiście, model fotozakrzepicy w połączeniu z trombiną i RB (T + RB) wywołał mieszane zakrzepy krwi płytkowo-fibrynowe, jak wykazano za pomocą barwienia immunologicznego i immunoblotów, i utrzymywał stałe rozmiary i lokalizacje zawałów oraz niską śmiertelność. Ponadto dożylne wstrzyknięcie tPA (Alteplase, 10 mg/kg) w ciągu 2 godzin po fotoaktywacji istotnie zmniejszyło rozmiar zawału w fotozakrzepicy T+RB. W związku z tym model udaru fotozakrzepowego wzmocniony trombiną może być użytecznym modelem eksperymentalnym do testowania nowych terapii trombolitycznych.
Wprowadzenie
Trombektomia wewnątrznaczyniowa i tromboliza za pośrednictwem tPA to jedyne dwie zatwierdzone przez amerykańską Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) terapie ostrego udaru niedokrwiennego, który dotyka ~700 000 pacjentów rocznie w Stanach Zjednoczonych1. Ponieważ zastosowanie trombektomii jest ograniczone do niedrożności dużych naczyń (LVO), podczas gdy tromboliza tPA może łagodzić niedrożność małych naczyń, obie są cennymi terapiami ostrego udaru niedokrwiennego2. Co więcej, połączenie obu terapii (np. rozpoczęcie trombolizy tPA w ciągu 4,5 godziny od wystąpienia udaru, a następnie trombektomia) poprawia reperfuzję i wyniki funkcjonalne3. W związku z tym optymalizacja trombolizy pozostaje ważnym celem badań nad udarem mózgu, nawet w erze trombektomii.
Modele zakrzepowo-zatorowe są niezbędnym narzędziem do przedklinicznych badań nad udarem, mających na celu poprawę terapii trombolitycznej. Dzieje się tak dlatego, że mechaniczne modele okluzji naczyń krwionośnych (np. okluzja MCA szwu śródświetlnego) nie wytwarzają skrzepów krwi, a jego szybkie odzyskanie przepływu krwi w mózgu po usunięciu mechanicznej okluzji jest nadmiernie wyidealizowane4,5. Do tej pory główne modele choroby zakrzepowo-zatorowej obejmują fotozakrzepicę6,7,8, miejscowe zastosowanie chlorku żelaza (FeCl3)9, mikroiniekcja trombiny do gałęzi MCA10,11, wstrzyknięcie ex vivo (mikro)zatoru do MCA lub tętnicy szyjnej wspólnej (CCA)12,13,14, oraz przejściowe niedotlenienie-niedokrwienie (tHI)15,16,17,18. Te modele udaru różnią się składem histologicznym powstałych skrzepów i wrażliwością na terapie lityczne za pośrednictwem tPA (Tabela 1). Różnią się one również wymogiem chirurgicznym kraniotomii (potrzebnym do wstrzyknięcia trombiny in situ i miejscowego stosowania FeCl3), spójnością wielkości i lokalizacji zawału (np. Wlew CCA mikrozatorów daje bardzo zróżnicowane wyniki) oraz globalnym wpływem na układ sercowo-naczyniowy (np. tHI zwiększa częstość akcji serca i pojemność minutową serca, aby skompensować rozszerzenie naczyń obwodowych wywołane niedotlenieniem).
Model udaru fotozakrzepowego (PTS) na bazie barwnika RB ma wiele atrakcyjnych cech, w tym proste zabiegi chirurgiczne bez kraniotomii, niską śmiertelność (zazwyczaj < 5%) oraz przewidywalny rozmiar i lokalizację zawału (na terytorium dostarczającym MCA), ale ma dwa główne ograniczenia. 8 Pierwszym zastrzeżeniem jest słaba lub zerowa odpowiedź na leczenie trombolityczne za pośrednictwem tPA, co jest również wadą modelu FeCl37,19,20. Drugim zastrzeżeniem modeli udarowych PTS i FeCl3 jest to, że powstałe skrzepliny składają się z gęsto upakowanych agregatów płytek krwi z niewielką ilością fibryny, co nie tylko prowadzi do jej odporności na terapię tPA-lityczną, ale także odbiega od wzorca mieszanych zakrzepów płytkowych:fibrynowych u pacjentów z ostrym udarem niedokrwiennym21,22. Natomiast model mikroiniekcji trombiny in situ obejmuje głównie spolimeryzowaną fibrynę i niepewną zawartość płytek krwi10.
Biorąc pod uwagę powyższe rozumowanie, postawiliśmy hipotezę, że domieszka RB i podzakrzepowej dawki trombiny do fotoaktywacji ukierunkowanej na MCA przez przerzedzoną czaszkę może zwiększyć zawartość fibryny w powstałym skrzeplinie i zwiększyć wrażliwość na leczenie lityczne za pośrednictwem tPA. Potwierdziliśmy tę hipotezę,23 i w niniejszym artykule opisujemy szczegółowe procedury zmodyfikowanego modelu udaru fotozakrzepowego (T+RB).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół został zatwierdzony przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) na Uniwersytecie Wirginii i jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Rysunek 1A przedstawia sekwencję zabiegów chirurgicznych w tym protokole.
1. Konfiguracja operacji
- Na adapterze dla małych zwierząt umieścić wkładkę rozgrzewającą z ustawioną temperaturą 37 °C co najmniej 15 minut przed zabiegiem. Przygotuj rolkę z klipsem na nos do adaptera, który umożliwia obracanie głowy zwierzęcia. Przygotuj środki znieczulające: ketaminę (60 mg/kg) / ksylazynę (10 mg / kg).
- Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne, w tym nożyczki, kleszcze, uchwyty do mikroigieł, hemostatyki, waciki i szwy za pomocą autoklawu (121 °C przy 15 psi przez 60 min). Przygotuj klej tkankowy i maść do oczu. Przygotuj okulary ochronne na laser 532 nm dla chirurgów.
UWAGA: Niniejszy protokół opisuje poważną procedurę chirurgiczną przeżycia i powinien być przeprowadzany przy użyciu technik aseptycznych. - Skonfiguruj system oświetlenia ze źródłem lasera o długości fali 532 nm. Przygotuj wiertło dentystyczne.
- Przygotuj roztwór róży bengalskiej w soli fizjologicznej (10 mg/ml). Umieścić podwielokrotną trombinę bydlęcą (0,1 U/μl) na wiadrze z lodem.
- Wstrzyknąć ketoprofen (4,0 mg/kg) podskórnie myszy jako środek przeciwbólowy na 30 minut przed zabiegiem lub zastosować schemat przeciwbólowy zalecany przez lokalne wytyczne instytucjonalne.
2. Podwiązanie tętnicy szyjnej wspólnej ipsilateralnej
- Znieczulić 10-14 tygodniowe samce myszy C57BL/6NCrl o masie ciała od 22 do 30 g poprzez domięśniowe wstrzyknięcie ketaminy (60 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg).
UWAGA: Oczekuje się, że cała procedura chirurgiczna, obejmująca podwiązanie ipsilateralnej tętnicy szyjnej wspólnej poprzez monitorowanie przepływu krwi w mózgu, zajmie ~120 minut. Schemat znieczulenia będzie zazwyczaj skuteczny przez cały ten czas, ale głębokość znieczulenia powinna być ponownie oceniana co najmniej co 15 minut. Podczas nauki tych procedur może być konieczne ponowne dawkowanie znieczulenia. - Wykonaj uszczypnięcie palca u nogi, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone. Usuń włosy z lewej szyi w celu podwiązania CCA i głowy w celu przerzedzenia czaszki za pomocą kremu do depilacji.
- Umieść mysz na adapterze dla małych zwierząt w pozycji leżącej. Wysterylizuj obszar chirurgiczny, przecierając skórę trzema naprzemiennymi machnięciami jodu powidonu i 70% etanolu.
- Zabezpiecz głowę myszy za pomocą nauszników. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj 0,5 cm nacięcie lewej szyjki macicy za pomocą mikronożyczek i prostych kleszczy w odległości około 0,2 cm w bok od linii środkowej.
- Użyj pary drobno ząbkowanych kleszczyków, aby rozdzielić tkankę miękką i powięź, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną wspólną (LCCA). Ostrożnie oddziel lewe CCA od nerwu błędnego za pomocą pary cienkich, gładkich kleszczy.
- Umieść stały szew z podwójnym węzłem wokół LCCA za pomocą jedwabnego szwu 5-0 pociętego na segmenty 20 mm, a następnie zamknij ranę za pomocą sterylnych klipsów do ran.
3. Przerzedzenie czaszki nad gałęzią MCA i fotoaktywacja
- Ustaw mysz w pozycji leżącej na adapterze dla małych zwierząt. Obróć rolkę klipsa na nos o 15°. Wysterylizuj obszar operacyjny, przecierając skórę trzema naprzemiennymi machnięciami betadyny i 70% etanolu.
- Wykonaj 0,8 cm nacięcie na skórze głowy za pomocą mikronożyczek i prostych kleszczy wzdłuż lewego oka i ucha, aby odsłonić mięsień skroniowy, który znajduje się między okiem a uchem (Rysunek 1B).
- Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj 0,5 cm nacięcie wzdłuż krawędzi mięśnia skroniowego na lewej kości ciemieniowej za pomocą pary drobno ząbkowanych kleszczy. Wykonaj drugie pionowe nacięcie o długości 0,3 cm na mięśniu skroniowym za pomocą mikronożyczek. Cofnij mięsień skroniowy, aby odsłonić krawędź kości ciemieniowej i kości łuskowej. Upewnij się, że wizualizujesz punkt orientacyjny szwu koronalnego między kością czołową a ciemieniową (Rysunek 1B, C).
- Nawilż czaszkę, nakładając sterylną sól fizjologiczną, aby odsłonić lewy MCA. Zaznacz bliższą gałąź MCA na kości łuskowej markerem. Delikatnie narysuj okrąg o średnicy około 1 mm otaczający zaznaczony obszar za pomocą pneumatycznej wiertarki dentystycznej (ustawienie prędkości zadziorów na 50% regulatora prędkości), a następnie rozcieńcz czaszkę na głębokość około 0,2 mm, nie dotykając spodniej opony twardej. Przerwij wiercenie, aż pozostanie bardzo cienka warstwa kości.
- Wymieszaj roztwór trombiny (T, 0,1 U/μL, 80 U/kg) i Rose Bengalgal (RB, 10 mg/mL, 50 mg/kg) w zależności od masy ciała myszy. Na przykład dla myszy o masie ciała 25 g wymieszaj 20 μl trombiny (0,1 U/μL) i 125 μL RB (10 mg/ml).
- Powoli wstrzyknąć roztwór T+RB (145 μl na 25 g masy ciała) do zatoki zaoczodołowej za pomocą strzykawki insulinowej (#31G igły).
UWAGA: W eksperymentach pilotażowych zbadano śmiertelność w przypadku zwiększania dawek trombiny zmieszanej ze standardową dawką barwnika RB (50 mg/kg) pod kątem fotoaktywacji. Śmiertelność wynosiła 0% dla trombiny 80 U/kg (n=13), 43% dla trombiny 120 U/kg (n=7) i 100% dla trombiny 160 U/kg (n=5), jak i 200 U/kg trombiny (n=5). W związku z tym dla tego modelu wybrano dawkę 80 U/kg trombiny. Laserowe obrazowanie plamkowe zastosowano również w celu wykluczenia możliwości gwałtownego krzepnięcia krwi w pobliżu jamy oczodołu po wstrzyknięciu T + RB do zatoki zaoczodołowej (rysunek uzupełniający 1), a także rozległego odkładania się fibryny w przeciwległej półkuli, która nie była poddawana oświetleniu laserowemu (ryc. uzupełniająca 2). - Nałóż maść na oczy na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
- Nałóż oświetlacz światłem laserowym 532 nm (o energii 0,5 mW) na wiercone miejsce w odległości 2 cali przez 20 minut. Wizualizuj oświetlenie na bliższej gałęzi MCA przez gogle ochrony laserowej (Rysunek 1C,D).
UWAGA: MCA z podświetleniem 532 nm pokazuje czerwoną fluorescencję pod goglami. Dystalne MCA zniknie po 10 minutach oświetlenia. Wyklucz zwierzę, jeśli dystalny przepływ MCA jest nadal obecny po 20 minutach oświetlenia. - Zatrzymaj oświetlenie lasera po 20 minutach. Zamknij ranę sterylnymi klipsami.
4. Obrazowanie przyżyciowe (opcjonalnie)
UWAGA: Aby scharakteryzować powstawanie skrzepliny in vivo, użyj obrazowania wewnątrzwirusowego za pomocą konfokalnego dysku spinowego z systemem fotoaktywacji23.
- Wykonaj okno czaszki o średnicy ~3 mm na kości ciemieniowej czaszki.
- Umieść szkło nakrywkowe na oknie czaszki i zlokalizuj dystalny MCA (o średnicy ~50 μm) pod obiektywem 20x zanurzonym w wodzie.
- Oznaczyć krążącą płytkę krwi przez wstrzyknięcie do żyły ogonowej przeciwciała anty-GPIbβ sprzężonego z DyLight488 (0,1 mg / kg) na 5 minut przed obrazowaniem.
- Wstrzyknąć roztwór mieszaniny trombiny (80 j./kg) i róży bengalskiej (50 mg/kg) za pomocą retroorbitalu na 5 minut przed obrazowaniem.
- Fotoaktywuj MCA za pomocą systemu laserowego 561 nm z wiązką laserową o średnicy 10 μm i rejestruj obraz aż do powstania skrzepliny.
5. Administracja tPA
- Umieścić znieczulone zwierzę na ciepłej podkładce o temperaturze 37 °C. W wybranym punkcie czasowym po fotoaktywacji zwilż gazę ciepłą wodą o temperaturze ~45 °C i zawiń ją na ogonie na 1 min.
- Wstrzyknąć rekombinowany ludzki tPA (10 mg/kg) przez żyłę ogonową z 50% bolusem i 50% w ciągu 30 minut za pomocą pompy infuzyjnej.
UWAGA: Chociaż dawka kliniczna rekombinowanego ludzkiego tPA w leczeniu ostrego udaru niedokrwiennego wynosi 0,9 mg/kg, wyższa dawka (10 mg/kg) jest powszechnie stosowana u gryzoni w celu skompensowania zmniejszonej międzygatunkowej reaktywności tPA. Postępowaliśmy również zgodnie ze standardowym protokołem podawania tPA w przedklinicznych modelach udaru, używając 50% jako bolusa i 50% podawanego przez żyłę ogonową przez 30 min.24
6. Monitor przepływu krwi w mózgu (CBF)
UWAGA: Aby potwierdzić powrót do zdrowia CBF po leczeniu tPA, użyj dwuwymiarowego systemu obrazowania kontrastowego z laserowymi plamkami15 i zapisz natychmiast po fotozakrzepicy (krok 3.9) lub po 24 godzinach od leczenia tPA.
- Umieść znieczulone zwierzę w pozycji leżącej i wykonaj nacięcie w linii środkowej na skórze głowy z odsłoniętą czaszką.
- Nawilż czaszkę sterylną solą fizjologiczną i delikatnie nałóż żel ultradźwiękowy na czaszkę. Unikaj włosów i pęcherzyków w żelu, które będą zakłócać sygnał CBF.
- Monitoruj CBF w obu półkulach mózgowych pod laserowym obrazem kontrastowym przez 10 minut.
- Po nagraniu obrazu CBF zamknij skórę głowy klejem tkankowym i wróć zwierzę do klatki.
- Przeanalizuj CBF w wybranych regionach i oblicz procent odzysku CBF w porównaniu z regionem przeciwległym.
- Następnie umieść zwierzę z powrotem w ciepłej klatce w celu odzyskania zdrowia. Monitoruj myszy przez 5-10 minut, aż wyzdrowieją ze znieczulenia. Umieść zwilżoną karmę w klatce i zwróć ją do placówki opieki nad zwierzętami.
UWAGA: Zapewnij analgezję pooperacyjną zgodnie z zaleceniami lokalnych wytycznych instytucjonalnych.
7. Pomiar objętości zawału za pomocą barwienia chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC)
- Dwadzieścia cztery godziny po fotozakrzepicy należy głęboko znieczulić zwierzę zgodnie z lokalnymi wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi chirurgii nieprzeżywalności.
UWAGA: Podajemy tribromoetanol (avertin) 250 mg/kg we wstrzyknięciu dootrzewnowym (IP). - Wykonaj perfuzję przezsercową za pomocą PBS, zbierz świeży mózg i zanurz w 3% żelu agarowym.
- Plaster mózgu o grubości 1 mm należy podzielić na sekcje za pomocą wibratomu i inkubować w 2% roztworze TTC przez 10 minut.
- Określ ilościowo całkowitą objętość zawału z 6 wycinków mózgu jako objętość bezwzględną za pomocą oprogramowania ImageJ.
UWAGA: Obrzęk mózgu nie był używany jako miara wyniku z dwóch powodów. Po pierwsze, barwienie TTC mierzy żywotność tkanek (poprzez aktywność redukcyjną mitochondriów), co jest poważniejszą konsekwencją niż obrzęk. Po drugie, w miarę postępu zawału pojawia się zarówno obrzęk naczyniopochodny, jak i cytotoksyczny, którego nie można łatwo odróżnić za pomocą standardowych metod pomiaru obrzęku mózgu. Jednak zastosowaliśmy znakowanie antyimmunoglobiną (IgG) do oceny integralności bariery krew-mózg (BBB) i znaleźliśmy porównywalne wynaczynienie IgG po 6 godzinach od fotoaktywacji zarówno w modelach udaru RB, jak i T + RB (rysunek uzupełniający 3).
8. Pomiar powstawania skrzepliny
UWAGA: Aby zmierzyć powstawanie skrzepliny, zbierz mózg po 1 i 2 godzinach od fotozakrzepicy, aby zmierzyć skrzeplinę w MCA metodą immunochemiczną (IHC) i odpowiednio w celu pomiaru fibryny w półkuli mózgu za pomocą immunoblot.
- Wykonać IHC w celu scharakteryzowania składu skrzepu. Napraw mózg 4% paraformaldehydem przez noc, a następnie odwodnij mózg 30% sacharozy w celu osadzenia OCT.
- Przeciąć mózg w orientacji strzałkowej o grubości 20 μm i wykonać IHC ze specyficznymi przeciwciałami przeciwko fibrynogenowi, płytkom krwi (glikoproteina IIb), czerwonym krwinkom (TER119) i naczyniom krwionośnym (izolektyna GS-IB4).
- Wykonaj pomiar fibryny w półkuli mózgu za pomocą immunoblot z przeciwciałem przeciwko fibrynogenowi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W pierwszej kolejności porównano zawartość fibryny w skrzepach krwi indukowanych fototrombozą w grupach RB oraz T+RB. Myszy uśmiercono poprzez perfuzję transkardialną utrwalaczy 2 godziny po fotoaktywacji, a następnie wyizolowano mózgi w celu przeprowadzenia barwienia immunofluorescencyjnego gałęzi tętnicy środkowej mózgu (MCA) w płaszczyznach podłużnej i poprzecznej. W przypadku fototrombozy RB gałąź MCA była gęsto wypełniona CD41+ płytki krwi i niewielka ilość fibryny (Rycina 2<...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Tradycyjny udar fotozakrzepowy RB, wprowadzony w 1985 roku, jest atrakcyjnym modelem ogniskowego niedokrwienia mózgu do prostych zabiegów chirurgicznych, niskiej śmiertelności i wysokiej odtwarzalności zawału mózgu. 5 W tym modelu barwnik fotodynamiczny RB szybko aktywuje płytki krwi po wzbudzeniu świetlnym, co prowadzi do powstania gęstych agregatów, które zamykają naczynie krwionośne 5,8,23. Jednak niew...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez granty NIH (NS108763, NS100419, NS095064 i HD080429 dla C.Y.K.; oraz NS106592 dla Y.Y.S.).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) | Sigma | T8877 | zawał |
| 4-0 Nylonowy szew monofilamentowy | LOOK | 766B | Materiały chirurgiczne |
| 5-0 Szew jedwabny | Aparat Harvarda | 624143 | materiały chirurgiczne |
| Wiązka laserowa 543 nm | Melles Griot | 25-LGP-193-249 | fotozakrzepica |
| dorosłe samce myszy | Charles River | C57BL/6 | 10 ~ 14 tygodni (22 ~ 30 g) |
| Pręt anestezjologiczny do warsztatu mechanicznego adapterów myszy | konfiguracja chirurgiczna | UVA | |
| Avertin (2, 2, 2-Tribromoetanol) | Sigma | T48402 | eutanazja |
| Wiertło dentystyczne | Dentamerica | Rotex 782 | konfiguracja chirurgiczna |
| Mikroskop cyfrowy | Dino-Lite | AM2111 | obrazowanie mózgu |
| Preparacja mikroskop | Olympus | SZ40 | konfiguracja chirurgiczna |
| Cienkie zakrzywione kleszcze (ząbkowane) | Instrument chirurgiczny | FST | 11370-31 |
| Kleszcze drobno zakrzywione (gładkie) | FST | 11373-12 | instrument chirurgiczny |
| koza anty-królik Alexa Fluro 488 | Invitrogen | A11008 | Immunohistochemia |
| Hemostatyki Halsteda-Komara | FST | 13008-12 | Instrument chirurgiczny |
| Pompa ciepła z podkładką rozgrzewającą | Chirurgiczna pompa | Gaymar | TP700 |
| Leczenie trombolityczne | KD Scientific | 200 | |
| Strzykawka insulinowa z igłą 31G | BD | 328291 | fotozakrzepica |
| Ketamina | CCM, | znieczulenie | |
| Laserowa ochrona google 532nm | Thorlabs | LG3 | fotozakrzepica |
| Ketoprofen | CCM, UVA | NSAID | |
| uchwyty na igły | FST | 12060-01 | instrument chirurgiczny |
| mikronożyczki | FST | 15000-03 | instrument chirurgiczny |
| MoorFLPI-2 obrazownik przepływu krwi | Moor | 780 nm | Adapter myszy do obrazowania kontrastowego Laser Speckle |
| Konfiguracja chirurgiczna | RWD | 68014 | |
| Maść weterynaryjna Puralube | Fisher | NC0138063 | zapobieganie suchości oczu |
| Końcówki retraktora | Konfiguracja chirurgiczna | Kent Scientific | Surgi-5014-2 |
| Rose Bengal | Sigma | 198250 | fotozakrzepica |
| Trombina | Sigma | T7513 | fotozakrzepica |
| Klej tkankowy | Abbott Laboratories | NC9855218 | materiały chirurgiczne |
| tPA | Genetech | Cathflo activaza 2mg | leczenie trombolityczne |
| Vibratome | Stoelting | 51425 | TTC infacrt |
| Ksylazyna | CCM, | znieczulenie |
Bibliografia
- Lyden, P. D. Thrombolytic Therapy for Acute Stroke. 3/e. , Springer. (2015).
- Linfante, I., Cipolla, M. J. Improving reperfusion therapies in the era of mechanical thrombectomy. Translational Stroke Research. 7 (4), 294-302 (2016).
- Campbell, B. C., et al. Endovascular Therapy for Ischemic stroke with perfusion-imaging selection. The New England Journal of Medicine. 372 (11), 1009-1018 (2015).
- Hossmann, K. A. The two pathophysiologies of focal brain ischemia: implications for translational stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 32 (7), 1310-1316 (2012).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
- Watson, B. D., Prado, R., Veloso, A., Brunschwig, J. P., Dietrich, W. D. Cerebral blood flow restoration and reperfusion injury after ultraviolet laser-facilitated middle cerebral artery recanalization in rat thrombotic stroke. Stroke. 33 (2), 428-434 (2002).
- Uzdensky, A. B. Photothrombotic stroke as a model of ischemic stroke. Translational Stroke Research. 9 (5), 437-451 (2018).
- Karatas, H., et al. Thrombotic distal middle cerebral artery occlusion produced by topical FeCl(3) application: a novel model suitable for intravital microscopy and thrombolysis studies. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 31 (3), 1452-1460 (2011).
- Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
- Orset, C., et al. Efficacy of Alteplase in a mouse model of acute ischemic stroke: A retrospective pooled analysis. Stroke. 47 (5), 1312-1318 (2016).
- Kudo, M., Aoyama, A., Ichimori, S., Fukunaga, N. An animal model of cerebral infarction. Homologous blood clot emboli in rats. Stroke. 13 (4), 505-508 (1982).
- Busch, E., Kruger, K., Hossmann, K. A. Improved model of thromboembolic stroke and rt-PA induced reperfusion in the rat. Brain Research. 778 (1), 16-24 (1997).
- Lapchak, P. A., Araujo, D. M., Zivin, J. A. Comparison of Tenecteplase with Alteplase on clinical rating scores following small clot embolic strokes in rabbits. Experimental Neurology. 185 (1), 154-159 (2004).
- Sun, Y. Y., et al. Synergy of combined tPA-Edaravone therapy in experimental thrombotic stroke. PLoS One. 9 (6), 98807(2014).
- Sun, Y. Y., et al. Prophylactic Edaravone prevents transient hypoxic-ischemic brain injury: Implications for perioperative neuroprotection. Stroke. 46 (7), 1947-1955 (2015).
- Sun, Y. Y., et al. Sickle mice are sensitive to hypoxia/ischemia-induced stroke but respond to tissue-type plasminogen activator treatment. Stroke. 48 (12), 3347-3355 (2017).
- Sun, Y. Y., Kuan, C. Y. A thrombotic stroke model based on transient cerebral hypoxia-ischemia. Journal of Visualized Experiments. (102), e52978(2015).
- Pena-Martinez, C., et al. Pharmacological modulation of neutrophil extracellular traps reverses thrombotic stroke tPA (tissue-type plasminogen activator) resistance. Stroke. 50 (11), 3228-3237 (2019).
- Denorme, F., et al. ADAMTS13-mediated thrombolysis of t-PA-resistant occlusions in ischemic stroke in mice. Blood. 127 (19), 2337-2345 (2016).
- Marder, V. J., et al. Analysis of thrombi retrieved from cerebral arteries of patients with acute ischemic stroke. Stroke. 37 (8), 2086-2093 (2006).
- Bacigaluppi, M., Semerano, A., Gullotta, G. S., Strambo, D. Insights from thrombi retrieved in stroke due to large vessel occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 39 (8), 1433-1451 (2019).
- Sun, Y. Y., et al. A murine photothrombotic stroke model with an increased fibrin content and improved responses to tPA-lytic treatment. Blood Advances. 4 (7), 1222-1231 (2020).
- Su, E. J., et al. Activation of PDGF-CC by tissue plasminogen activator impairs blood-brain barrier integrity during ischemic stroke. Nature Medicine. 14 (7), 731-737 (2008).
- Gupta, A. K., et al. Protective effects of gelsolin in acute pulmonary thromboembolism and thrombosis in the carotid artery of mice. PLoS One. 14 (4), 0215717(2019).
- Carroll, B. J., Piazza, G. Hypercoagulable states in arterial and venous thrombosis: When, how, and who to test. Vascular Medicine. 23 (4), 388-399 (2018).
- Coutts, S. B., Berge, E., Campbell, B. C., Muir, K. W., Parsons, M. W. Tenecteplase for the treatment of acute ischemic stroke: A review of completed and ongoing randomized controlled trials. International Journal of Stroke. 13 (9), 885-892 (2018).
- McFadyen, J. D., Schaff, M., Peter, K. Current and future antiplatelet therapies: emphasis on preserving haemostasis. Nature Reviews Cardiology. 15 (3), 181-191 (2018).
- Bang, O. Y., Goyal, M., Liebeskind, D. S. Collateral crculation in ischemic stroke: Assessment tools and therapeutic strategies. Stroke. 46 (11), 3302-3309 (2015).
- Faber, J. E., Chilian, W. M., Deindl, E., van Royen, N., Simons, M. A brief etymology of the collateral circulation. Arteriosclerosis, Thrombsis, Vascular Biology. 34 (9), 1854-1859 (2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
