Artykuł metodologiczny

Domięśniowe przeszczepienie hydrożeli iniekcyjnej obciążających MSC po zawale mięśnia sercowego w modelu mysim

DOI:

10.3791/61752

⸱

20 września 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Research Institute for Intractable Disease, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 2Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Seoul St. Mary's Hospital, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 3Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Uijeongbu St. Mary's Hospital, College of Medicine, The Catholic University of Korea

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terapia oparta na komórkach macierzystych pojawiła się jako skuteczna strategia naprawy uszkodzonych tkanek serca po zawale mięśnia sercowego. Zapewniamy optymalną aplikację in vivo do przeszczepu komórek macierzystych przy użyciu hydrożeli żelatynowych, które mogą być sieciowane enzymatycznie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jednym z głównych problemów, z jakimi borykają się obecne terapie komórkami macierzystymi serca w celu zapobiegania pozawałowej niewydolności serca, jest niska retencja i przeżywalność przeszczepionych komórek w uszkodzonym mięśniu sercowym, co ogranicza ich skuteczność terapeutyczną. Ostatnio zastosowanie biomateriałów rusztowań zyskało na znaczeniu w celu poprawy i maksymalizacji terapii komórkami macierzystymi. Celem tego protokołu jest wprowadzenie prostej i nieskomplikowanej techniki przeszczepiania mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego (MSC) przy użyciu hydrożeli kwasu hydroksyfenylopropionowego (GH) do wstrzykiwań; Hydrożele są korzystne jako platforma dostarczania komórek do zastosowań w inżynierii tkanek serca ze względu na ich zdolność do sieciowania in situ i wysoką biokompatybilność. Przedstawiamy prostą metodę wytwarzania hydrożeli GH obciążających MSC (MSC/hydrożele) oraz oceny ich przeżywalności i proliferacji w trójwymiarowej (3D) hodowli in vitro. Ponadto demonstrujemy technikę domięśniowego przeszczepu MSC/hydrożeli u myszy, opisując zabieg chirurgiczny indukcji zawału mięśnia sercowego (MI) poprzez podwiązanie lewej przedniej przedniej zstępującej (LAD) tętnicy wieńcowej, a następnie przeszczepienie MSC/hydrożeli.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terapia komórkami macierzystymi serca pojawiła się jako potencjalne podejście do naprawy i regeneracji mięśnia sercowego1,2. Pomimo ostatnich pozytywnych wyników w modelach zwierzęcych i badaniach klinicznych, zastosowanie terapii opartej na komórkach macierzystych do naprawy mięśnia sercowego jest ograniczone ze względu na niską retencję i słabą przeżywalność wstrzykniętych komórek w tkankach serca po zawale 3,4. W rezultacie, zastosowanie inżynierii tkankowej opartej na komórkach, w tym biomateriałów do wstrzykiwań5, plastry na serce6 i arkusze komórek7, było intensywnie badane w celu poprawy retencji i integracji komórek w mięśniu sercowym gospodarza.

Wśród różnych potencjalnych podejść do bioinżynieryjnej naprawy tkanki serca, hydrożele do wstrzykiwania w połączeniu z odpowiednimi typami komórek, takimi jak mezenchymalne komórki macierzyste (MSC), embrionalne komórki macierzyste (ESC) i indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste (iPSC), są atrakcyjną opcją skutecznego dostarczania komórek do obszarów mięśnia sercowego8,9. Żelatyna, dobrze znany naturalny polimer, może być stosowana jako matryca do wstrzykiwań ze względu na jej doskonałą biokompatybilność, znaczną biodegradowalność i obniżoną immunogenność w porównaniu z szeroką gamą biomateriałów stosowanych w zastosowaniach biomedycznych. Chociaż platformy iniekcyjne na bazie żelatyny mają ogromny potencjał, ich zastosowanie in vivo pozostaje ograniczone ze względu na ich niską sztywność mechaniczną i łatwą degradację w środowisku fizjologicznym.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia, zaproponowano nowatorski i prosty projekt hydrożeli na bazie żelatyny, składających się z kwasu hydroksyfenylopropionowego, do zastosowań in vivo. Konugaty kwasu żelatynowo-hydroksyfenylopropionowego (GH) mogą być sieciowane in situ w obecności enzymu, peroksydazy chrzanowej (HRP), a następnie otaczać różne leki, biomolekuły lub komórki w hydrożelu, co sugeruje ogromny potencjał w zastosowaniach inżynierii tkankowej10,11,12,13,14. Ponadto niedawno zbadaliśmy efekty terapeutyczne hydrożeli GH zawierających kapsułkowane MSCs i wykazaliśmy ich zastosowanie w skutecznej naprawie i regeneracji serca po zawale mięśnia sercowego w modelu mysim15. W tym protokole opisujemy prostą technikę enkapsulacji i trójwymiarowej (3D) proliferacji MSCs in vitro w hydrożelach GH. Wprowadzamy również zabieg chirurgiczny mający na celu wygenerowanie mysiego modelu zawału serca poprzez podwiązanie tętnicy wieńcowej i domięśniowe przeszczepienie hydrożeli GH obciążających MSC do serca po zawale.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury badań na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Ustawą o Dobrostanie Zwierząt Laboratoryjnych, Przewodnikiem do Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych oraz Wytycznymi i Zasadami Eksperymentów na Gryzoniach dostarczonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Szkole Medycznej Katolickiego Uniwersytetu Korei.

1. Przygotowanie MSCs i hydrożeli żelatynowych do wstrzykiwania

  1. Hodowla MSCs w naczyniu hodowlanym o średnicy 100 mm w temperaturze 37 °C i 5% CO2 . Gdy wzrost MSCs osiągnie 80% zbieżności, umyj naczynie dwukrotnie DPBS i dodaj 1 ml substytutu trypsyny w temperaturze 37 °C przez 3 min.
    UWAGA: MSCs wyizolowano z mysiego szpiku kostnego zgodnie z konwencjonalnymi procedurami16, hodowano w zmodyfikowanym pożywce Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% roztworu antybiotykowo-przeciwgrzybiczego i zastosowano między pasażem 7\u20129 w tym badaniu.
  2. Dodać 9 ml pożywki hodowlanej i odwirować przy 500 x g przez 3 min. Następnie wyrzuć powstały supernatant, ponownie zawieś komórki w 1 ml PBS i utrzymuj zawiesinę komórek na lodzie.
  3. Rozcieńczyć 10 μl zawiesiny komórek w 10 μl błękitu trypanowego i uzyskać stężenie komórek za pomocą automatycznego licznika komórek.
  4. Ponownie zawiesić i przenieść MSCs do probówki o pojemności 1 ml o gęstości 1 x 107 komórek/ml.
  5. Przygotować 6,25% wag. sprzężonego roztworu GH w PBS i rozdzielić na 2 fiolki. Następnie wymieszać roztwory GH z 6 μg/ml HRP (roztwór GH A) lub 0,07% wag.H2O2 (roztwór GH B).
    UWAGA: Przygotuj koniugaty kwasu żelatynowo-hydroksyfenylowo-propionowego (GH) zgodnie z opublikowanymi protokołami12,15.
    1. Zachowaj stosunek objętościowy roztworu sprzężonego GH do HRP (roztwór GH A) i roztworu sprzężonego GH doH2O2 (roztwór GH B) w stosunku 9:1.
  6. Przed zmieszaniem MSCs z roztworem GH A należy krótko odwirować zawiesinę komórek o stężeniu 1 000 x g i ostrożnie odessać powstały supernatant. Następnie wymieszać osad zawierający MSCs z roztworem GH A.

2. Ładowanie MSC in situ i trójwymiarowa hodowla in vitro

  1. Umieścić roztwór GH A (zawierający MSC) i roztwór GH B po obu stronach podwójnej strzykawki. Umieścić 300 μl połączonych roztworów GH z MSCs o końcowej gęstości 5 x 106 komórek/ml na szkiełku ośmiodołkowym.
  2. Po utworzeniu hydrożelu in situ, a następnie enkapsulacji MSC poprzez sieciowanie enzymatyczne, dodaj 700 μl DMEM zawierającego 10% FBS i 1% roztwór antybiotykowo-przeciwgrzybiczy.
  3. Inkubować szkiełko w temperaturze 37 °C i 5% CO2 i wymieniać pożywkę co 2–3 dni.

3. Potwierdzenie proliferacji in vitro i przeżywalności MSCs w hydrożelach GH

  1. Aby określić żywotność MSCs hodowanych w 3D w hydrożelach GH, należy użyć testu barwienia żywych/martwych komórek po określonym czasie inkubacji.
  2. Po inkubacji zamkniętych w kapsułkach MSCs w hydrożelach GH przez 3, 5, 7 lub 14 dni, należy zassać pożywkę i dwukrotnie przemyć studzienkę PBS.
  3. Przygotować roztwór barwiący zawierający 5 μl kalceiny AM i 20 μl homodimeru etydyny-1 (EthD-1) w 10 ml DPBS.
  4. Dodać 200 μl roztworu barwiącego do studzienki i inkubować przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.
  5. Zassać roztwór barwiący i dwukrotnie umyć studzienkę PBS.
  6. Ostrożnie oddzielić komorę od szkiełka i nałożyć pełne szkiełko nakrywkowe na hydrożele GH. Użyj mikroskopii konfokalnej, aby zobrazować stopień proliferacji i zmiany morfologiczne zamkniętych MSCs.
    UWAGA: Obrazy fluorescencyjne uzyskano w 200-krotnym powiększeniu i zobrazowano na długościach fal wzbudzenia/emisji 470/540 nm dla kalceiny i 516/607 nm dla EthD-1.

4. Indukcja zawału mięśnia sercowego u myszy

  1. Znieczulenie 7-tygodniowego samca myszy C57BL/6 (20\u201222 g) za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia mieszaniny Zoletil (30 mg/kg) i Rompun (10 mg/kg) w soli fizjologicznej.
  2. Przed zabiegiem należy zdepilować klatkę piersiową myszy za pomocą kremu do depilacji i wysterylizować skórę jodem.
  3. Umieść mysz na stole operacyjnym i zaintubuj, wkładając cewnik do tchawicy, aby zapewnić dodatkowy tlen poprzez wentylację mechaniczną.
  4. Delikatnie przetnij skórę za pomocą nożyczek chirurgicznych, a następnie przebij mięśnie międzyżebrowe za pomocą mikronożyczek. Oddziel 2. i 3. lewe żebro za pomocą jedwabnego szwu 5-0, aby utrzymać otwartą jamę klatki piersiowej.
  5. Ostrożnie podwiązać lewą tętnicę wieńcową przednią zstępującą (LAD) za pomocą uchwytu na igłę z 8-0 Szew polipropylenowy i przeciąć szew za pomocą elektrokoagulacji.
  6. Obserwuj natychmiastową zmianę koloru w przedniej ścianie lewej komory.

5. Domięśniowe przeszczepienie hydrożeli GH obciążających MSC

  1. Po wywołaniu zawału mięśnia sercowego przez podwiązanie LAD, wstrzyknąć 10 μl roztworów GH ładujących MSC do dwóch różnych punktów w strefie granicznej zawału (łącznie: 2 x 105 MSCs/20 μL) za pomocą podwójnej strzykawki wyposażonej w igłę 26G.
    1. Postępując zgodnie z tą samą procedurą, co w Kroku 1, przygotować i przenieść roztwory GH do podwójnej strzykawki.
      UWAGA: Aby ocenić wszczepienie hydrożeli GH obciążających MSC w obszarze zawału, koniugaty MSC i GH zostały wstępnie znakowane odpowiednio PHK26 i izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC).
  2. Przywróć otwartą jamę klatki piersiowej i zamknij mięśnie i skórę za pomocą szwów 5-0.
    UWAGA: Przed zamknięciem klatki piersiowej usuń powietrze za pomocą strzykawki z cewnikiem.
  3. Wyjmij rurkę dotchawiczą i umieść mysz w klatce pod lampą podczerwieni podczas rekonwalescencji.
  4. W przypadku analgezji pooperacyjnej należy podawać podskórne zastrzyki z ketoprofenu (5 mg/kg dziennie) przez minimum 72 godziny. Wszystkie myszy powinny być ściśle monitorowane przez odpowiedni czas, aby zapewnić prawidłową rekonwalescencję po zabiegach chirurgicznych, a także odpowiednie leczenie bólu.

6. Echokardiografia

  1. Cztery tygodnie po przeszczepie należy najpierw znieczulić mysz 5% izofluranem, a następnie dostosować stężenie izofluranu do 1%.
  2. Zrób depilację klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji i umieść mysz na poduszce grzewczej. Nałóż żel do przetwornika ultradźwiękowego na klatkę piersiową.
  3. Uzyskuj dwuwymiarowe widoki krótkiej osi przymostkowej i rejestruj śledzenie w trybie M na poziomie mięśnia brodawkowatego.
    UWAGA: Umieść przetwornik liniowy (7\u201215 MHz) w lewej linii przymostkowej i view struktury anatomiczne.
  4. Zmierz odpowiednie linie dla LVAW, LVID i LVPW, aby uzyskać grubość ścianki serca, wymiar komory i skrócenie frakcyjne.
    UWAGA: Porównaj czynność serca, w tym frakcję wyrzutową (EF), skrócenie frakcyjne (FS) i objętość końcowoskurczową (ESV) na poziomie mięśnia brodawkowatego, aby zapewnić prawidłową ocenę w tym samym miejscu anatomicznym.

7. Ocena histologiczna

  1. W określonym czasie po przeszczepieniu hydrożeli GH ładujących MSC do serca z zawałem, poddaj mysz eutanazji w komorze CO2 i pobierz serce do analizy histologicznej15.
  2. W przypadku barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz trichromem Massona (MT) należy utrwalić wypreparowane tkanki serca w 4% paraformaldehydzie (PFA) i zatopić w parafinie. Następnie pokrój bloki serca zatopione w parafinie na odcinki szeregowe 4 μm za pomocą mikrotomu i wybarwij skrawki barwnikiem MT zgodnie ze standardowymi protokołami17.
  3. Uzyskaj obrazy na skanerze slajdów przy 20-krotnym powiększeniu i oblicz wielkość zawału w grupach leczonych.
    Rozmiar zawału (%) = całkowity obwód zawału / całkowity obwód lewej komory x 100
  4. Oblicz oba obwody na podstawie pomiaru długości linii środkowej. W przypadku obwodów linii środkowej lewej linii zmierz długości linii środkowej między powierzchnią wsierdzia i nasierdzia. W przypadku obwodów zawału w linii środkowej zmierz długość zawału, w tym więcej niż 50 % całkowitej grubości mięśnia sercowego18.
    UWAGA: Wszystkie analizy obrazu zostały wykonane przy użyciu oprogramowania ImageJ.
  5. Zmierz grubość ścianki blizny na poziomie mięśni brodawkowatych.
  6. Oblicz frakcję powierzchni kolagenu.
    Powierzchnia kolagenu (%) = całkowita powierzchnia zwłóknienia śródmiąższowego/powierzchnia miocytów x 100

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby skutecznie dostarczyć MSCs do mięśnia sercowego po zawale, w tym protokole użyto hydrożeli sieciowanych in situ z obciążeniem MSC, opisanych w Rysunek 1. Przed przeszczepieniem in vivo proliferację i przeżywalność MSCs w hydrożelach GH potwierdzono za pomocą testu barwienia 3D żywych/martwych komórek in vitro (żywy: zielony; martwy: czerwony). Jak pokazano na Rysunek 2, reprezentatywne obrazy wykazały wystarczającą proliferację MSC, pokazując rozgałęzione si...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hydrożele GH do wstrzykiwań mają ogromny potencjał do zastosowań in vivo ze względu na ich zdolność do jednorodnego włączania różnych środków terapeutycznych in situ. Co więcej, ich właściwościami fizycznymi i biochemicznymi można łatwo manipulować w oparciu o wymagania zależne od choroby. W związku z tym zaproponowano hydrożele do wstrzykiwań, aby rozwiązać główne ograniczenia w obecnej terapii komórkami macierzystymi serca, utrudnione przez słabe przeżycie i retencję komórek (tj. < 10% w ciągu 24 godzin po przeszczepie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby zadeklarować w związku z tą pracą.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Te badania są wspierane przez Program Badań Podstawowych przez Narodową Fundację Badawczą Korei (NRF) finansowany przez Ministerstwo Edukacji (NRF-2018R1D1A1A02049346)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4 % paraformaldehyd (PFA)IntronIBS-BP031-2
5-0 szew jedwabnyAILEESK534
8-0 szew polipropylenowyETHICONM8732H
8-dołkowy szkiełko komorowe CewnikNunc LAB-TEK154534
Angiocath Plus (22GA)BD Angiocath PlusREF382423
Antybiotykowo-przeciwmiokokowyGibco15240-062
WirówkaGYROGEN1582MGR
Mikroskop konfokalnyZeissLSM 510
Szkiełko nakrywkoweMARIENFELD101242
Deluxe Zestaw do kauteryzacji wysokotemperaturowejBovieQTY1
DMEMGibco11995-065
DPBSGibco14040-133
Podwójna strzykawka
EOSINSIGMA-ALDRICH
EtanolEMSUREK49350783 739
FBSGibco16000-044
Kleszczyki spojówkowe Fechtnera tytanWORLD PRECISISON INSTRUMENTSWP1820
Fluoresceina izomer izotiocyjanianu I (FITC)SIGMA-ALDRICHF7250
KleszczHEBUHB0458
Krem do depilacjiIldong Pharmaceutical
Poduszka grzewczaStoelting50300System
50301Wymienna poduszka grzewcza do 50300 (10 x 12,5 cm)
HematoksylinaSIGMA-ALDRICHHHS80
Nadtlenek chrzanu (HRP; 250-330 U/mg)SIGMA-ALDRICHP8375
Nadtlenek wodoru (H2O2; 30 % wag. w H2O)SIGMA-ALDRICH216763
JodineGreen Pharmaceutical
ŻYWY/MARTWY zestaw do barwienia komórekThermo FisherR37601
Wentylator mechanicznyHarvard Aparatura
MikrowirówkaHANILMicro 12
Uchwyt do mikroigiełKASCO37-1452
Mikro nożyczkiHEBUHB7381
MikroskopOLYMPUSSZ61
Zestaw do barwieniaMT SIGMA-ALDRICHHT1079-1SETWeigert& rsquo; s roztwór
HT15-1KTZestaw bejc trichromowych (Masson)
ParafinaLK LABKOREAH06-660-107
Bufor PBSGibco10010-023
Zestaw do barwienia PHK26SIGMA-ALDRICHMINI26
Skaner slajdówLeicaSCN400
Nożyczki chirurgiczneHEBUHB7454
Taśma chirurgiczna3M micopore1530-1
Kaseta na tkankiScilab KoreaCas3003
Żel przetwornikaSUNGHEUNGSH102
Uchwyt igły Trout-Barraquer zakrzywionyKASCO50-3710c
System ultrasonograficznyPhilipsAffiniti 50
KsylenJUNSEI25175-0430
HT110116 homeotermicznych hematoksyliny żelaza

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jhund, P. S., McMurray, J. J. Heart failure after acute myocardial infarction: a lost battle in the war on heart failure. Circulation. 118 (20), 2019-2021 (2008).
  2. Cahill, T. J., Kharbanda, R. K. Heart failure after myocardial infarction in the era of primary percutaneous coronary intervention: Mechanisms, incidence and identification of patients at risk. World Journal of Cardiology. 9 (5), 407-415 (2017).
  3. Cambria, E., et al. Translational cardiac stem cell therapy: advancing from first-generation to next-generation cell types. npj Regenerative Medicine. 2, 17(2017).
  4. Lemcke, H., Voronina, N., Steinhoff, G., David, R. Recent Progress in Stem Cell Modification for Cardiac Regeneration. Stem Cells International. 2018, 1909346(2018).
  5. Alagarsamy, K. N., Yan, W., Srivastava, A., Desiderio, V., Dhingra, S. Application of injectable hydrogels for cardiac stem cell therapy and tissue engineering. Reviews in Cardiovascular Medicine. 20 (4), 221-230 (2019).
  6. Gaetani, R., et al. Epicardial application of cardiac progenitor cells in a 3D-printed gelatin/hyaluronic acid patch preserves cardiac function after myocardial infarction. Biomaterials. 61, 339-348 (2015).
  7. Gao, L., et al. Myocardial Tissue Engineering With Cells Derived From Human-Induced Pluripotent Stem Cells and a Native-Like, High-Resolution, 3-Dimensionally Printed Scaffold. Circualtion Research. 120 (8), 1318-1325 (2017).
  8. Hasan, A., et al. Injectable Hydrogels for Cardiac Tissue Repair after Myocardial Infarction. Advanced Science. 2 (11), 1500122(2015).
  9. Wu, R., Hu, X., Wang, J. Concise Review: Optimized Strategies for Stem Cell-Based Therapy in Myocardial Repair: Clinical Translatability and Potential Limitation. Stem Cells. 36 (4), 482-500 (2018).
  10. Lee, Y., et al. In situ forming gelatin-based tissue adhesives and their phenolic content-driven properties. Journal of Materials Chemistry B. 1 (18), 2407-2414 (2013).
  11. Lee, Y., Bae, J. W., Lee, J. W., Suh, W., Park, K. D. Enzyme-catalyzed in situ forming gelatin hydrogels as bioactive wound dressings: effects of fibroblast delivery on wound healing efficacy. Journal of Materials Chemistry B. 2 (44), 7712-7718 (2014).
  12. Lee, S. H., et al. In situ Crosslinkable Gelatin Hydrogels for Vasculogenic Induction and Delivery of Mesenchymal Stem Cells. Advanced Functional Materials. 24 (43), 6771-6781 (2014).
  13. Jung, B. K., et al. A hydrogel matrix prolongs persistence and promotes specific localization of an oncolytic adenovirus in a tumor by restricting nonspecific shedding and an antiviral immune response. Biomaterials. 147, 26-38 (2017).
  14. Kim, G., et al. Tonsil-derived mesenchymal stem cell-embedded in situ crosslinkable gelatin hydrogel therapy recovers postmenopausal osteoporosis through bone regeneration. PLoS One. 13 (7), 0200111(2018).
  15. Kim, C. W., et al. MSC-Encapsulating in situ Cross-Linkable Gelatin Hydrogels To Promote Myocardial Repair. ACS Applied Bio Materials. 3 (3), 1646-1655 (2020).
  16. Meirelles Lda, S., Nardi, N. B. Murine marrow-derived mesenchymal stem cell: isolation, in vitro expansion, and characterization. Br J Haematol. 123 (4), 702-711 (2003).
  17. Ojha, N., et al. Characterization of the structural and functional changes in the myocardium following focal ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 294 (6), 2435-2443 (2008).
  18. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), 2104-2111 (2007).
  19. Terrovitis, J., et al. Noninvasive Quantification and Optimization of Acute Cell Retention by In vivo Positron Emission Tomography After Intramyocardial Cardiac-Derived Stem Cell Delivery. Journal of the American College of Cardiology. 54 (17), 1619-1626 (2009).
  20. Dib, N., Khawaja, H., Varner, S., McCarthy, M., Campbell, A. Cell Therapy for Cardiovascular Disease: A Comparison of Methods of Delivery. Journal of Cardiovascular Translational Research. 4 (2), 177-181 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

hydro ele z MSCMSC szpiku kostnegosieciowanie hydro elitest prze ywalno ci kom rekanaliza echokardiograficznaanaliza histologiczna

Powiązane artykuły