Artykuł metodologiczny

Kriokonserwacja oocytów pobranych z tkanki jajnikowej w celu optymalizacji zachowania płodności u dziewcząt i kobiet przed okresem dojrzewania

6.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61777

⸱

23 października 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Développement Embryonnaire Précoce Humain et Pluripotence, Univ Montpellier, INSERM 1203, 2Département de Biologie de la Reproduction, Biologie de la Reproduction/DPI et CECOS, CHU Montpellier, Univ Montpellier, 3Centre d'AMP-CECOS, CHU Grenoble-Alpes, Univ Grenoble-Alpes

W tym artykule

Podsumowanie

Proponujemy protokół zachowania płodności u dziewcząt przed okresem dojrzewania i kobiet zagrożonych przedwczesną niewydolnością jajników. Łączy w sobie zamrażanie tkanki jajnikowej i kriokonserwację oocytów pobranych z tkanki jajnika. Strategia ta poprawia bezpieczeństwo i optymalizuje potencjał reprodukcyjny zachowania płodności, maksymalizując szansę na poród.

Streszczenie

Kriokonserwacja ludzkiej tkanki jajnika (OTC) jest coraz częściej stosowana na całym świecie w celu zachowania płodności kobiet u dziewcząt przed okresem dojrzewania i kobiet zagrożonych przedwczesną niewydolnością jajników (POI) w kontekście pilnych terapii gonadotoksycznych lub operacji jajników. Zachowanie płodności jest wyzwaniem, ponieważ nie ma konsensusu co do postępowania z pacjentem, strategii zachowania płodności, a nawet technicznych protokołów laboratoryjnych, co oznacza, że każda procedura musi być dostosowana do charakterystyki profilu pacjenta i własnego stosunku korzyści do ryzyka. Podczas OTC dojrzałe/niedojrzałe oocyty mogą być odsysane bezpośrednio z dużych/małych pęcherzyków antralnych w próbkach tkanki jajnikowej i/lub uwalniane do pożywek hodowlanych z rosnących pęcherzyków podczas sekcji tkanki jajnikowej u dziewcząt i kobiet przed okresem dojrzewania. W tym manuskrypcie przedstawiamy protokół, który łączy zamrażanie tkanki jajnikowej z krioprezerwacją dojrzałych/niedojrzałych oocytów pobranych z próbek tkanki jajnikowej, poprawiając potencjał reprodukcyjny zachowania płodności. Opisane zostanie właściwe pobieranie, obchodzenie się i przechowywanie tkanki jajnikowej i oocytów przed, w trakcie i po kriokonserwacji. Omówione zostanie również późniejsze zastosowanie i bezpieczeństwo kriokonserwowanych/rozmrożonych próbek tkanki jajnikowej i oocytów, a także optymalny czas dojrzewania in vitro niedojrzałych oocytów. Zalecamy systematyczne stosowanie tego protokołu w zachowaniu płodności dziewcząt i kobiet przed okresem dojrzewania, ponieważ zwiększa on cały potencjał reprodukcyjny zachowania płodności (tj. witryfikację oocytów oprócz OTC), a także poprawia bezpieczeństwo i stosowanie zachowania płodności (tj. rozmrażanie oocytów w porównaniu z przeszczepem jajnika), maksymalizując szansę na udany poród dla pacjentek zagrożonych POI.

Wprowadzenie

Dziedzina zachowania płodności rozrosła się w ciągu ostatnich dwóch dekad ze względu na rosnącą liczbę pacjentek zagrożonych przedwczesną niewydolnością jajników (POI)1,2,3. Obecnie dostępne opcje medyczne mające na celu zachowanie płodności to kriokonserwacja tkanek jajnika (OTC)4, zamrażanie oocytów/zarodków po stymulacji jajników5, podawanie analogów GnRH 6, lub transpozycja jajników7. OTC jest znaczącym postępem w zachowaniu płodności, szczególnie u dziewcząt przed okresem dojrzewania, gdzie jest to jedyna obecnie dostępna opcja zachowania płodności, a także u kobiet, które nie mogą opóźnić rozpoczęcia leczenia gonadotoksycznego2,4.

OTC pozwala na zachowanie dużej liczby pierwotnych pęcherzyków, które znajdują się w zewnętrznej 1 mm kory jajnikowej2. Zamrożona/rozmrożona tkanka jajnika może być następnie wykorzystana przez przeszczep (ortotopowy lub heterotopowy, autologiczny lub dawcy) lub hodowana in vitro w celu uzyskania dojrzałych oocytów2. Wykazano, że przeszczep zamrożonych i rozmrożonych próbek tkanki jajnika przed okresem dojrzewania wywołuje dojrzewanie8,9. U kobiet wyniki reprodukcyjne po autoprzeszczepie ortotopowym zamrożonej i rozmrożonej kory jajników są uspokajające, a wskaźnik żywych urodzeń sięga 57,5% po naturalnym poczęciu10 i od 30% do 70% po poczęciu technik wspomaganego rozrodu (ART)11. Od czasu pierwszego żywego urodzenia z ortotopowego przeszczepu zamrożonej/rozmrożonej ludzkiej tkanki jajnikowej w 2004 roku12, technika ta pozwoliła na narodziny co najmniej 130 dzieci na całym świecie2. Funkcje hormonalne i rozrodcze przeszczepionej tkanki zazwyczaj utrzymują się przez kilka lat11,13,14, co potwierdza jego długoterminową funkcjonalność.

Jednak automatyczne przeszczepianie próbek tkanki jajnika niesie ze sobą teoretyczne ryzyko ponownego wprowadzenia żywych komórek nowotworowych u niektórych pacjentek15,16,17,18, szczególnie u osób, które przeżyły białaczkę19. Do tej pory nie zgłoszono żadnego przypadku przeniesienia raka przez przeszczep zamrożonej/rozmrożonej kory jajnika u zdrowych osób, które przeżyły raka11, co sugeruje, że włóknisty, jałowy charakter kory jajnika może stanowić nieprzyjazne mikrośrodowisko dla rozprzestrzeniania się komórek nowotworowych. Niemniej jednak przeszczep tkanki jajnikowej nadal stanowi eksperymentalną i wymagającą technikę, co wskazuje, że wykorzystanie oocytów powinno być obecnie uważane za łatwiejsze i bezpieczniejsze podejście niż przeszczep tkanki jajnikowej w celu przywrócenia płodności. Co ciekawe, niedojrzałe oocyty można łatwo pobrać z tkanki jajnikowej podczas OTC zarówno u dziewcząt przed okresem dojrzewania, jak i u kobiet16, co sugeruje, że może to stanowić wiarygodne źródło maksymalizujące potencjał przywracania płodności oprócz zamrażania tkanki korowej jajników. Oocyty te mogą być odsysane ręcznie ex vivo w laboratorium ART z widocznych pęcherzyków antralnych lub izolowane ze zużytych pożywek po wycięciu tkanki jajnika. Pobrane oocyty mogą być następnie bezpośrednio witryfikowane w niedojrzałym stadium lub dojrzewać przed etapem witryfikacji za pomocą dojrzewania in vitro (IVM)20,21.

W tym manuskrypcie proponujemy protokół, który łączy kriokonserwację tkanki jajnikowej z izolacją i kriokonserwacją dojrzałych (oocyty w stadium MII) i/lub niedojrzałych oocytów (tj. oocytów w stadium germinalnym (GV) i metafazy I (MI)) pobranych z tkanki jajnika. Protokół ten określa wszystkie konkretne kroki wymagane do maksymalizacji potencjału zachowania płodności zarówno u dziewcząt przed okresem dojrzewania, jak i u kobiet.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie kobiety (powyżej 18 roku życia), a także wszystkie nieletnie dziewczęta wraz z ich rodzicami podpisały formularz świadomej zgody na zachowanie płodności pacjentek z ryzykiem wystąpienia POI. Niniejszy protokół jest traktowany w naszym ośrodku jako rutynowa procedura ART w celu zachowania płodności. Jest on zgodny z wytycznymi komisji etyki badań naukowych nad ludźmi w naszej instytucji.

1. Kontrola jakości

  1. Zakwalifikować kobiety w wieku ≤ 38 lat, u których stężenie krążącego hormonu anty-Müllerowskiego wynosi > 1 ng/mL i u których stwierdzono zwiększone ryzyko POI w związku z leczeniem gonadotoksycznym. Wykluczyć kobiety kwalifikujące się do procedury witryfikacji oocytów w celu zachowania płodności, kobiety w stanie uniemożliwiającym wyrażenie pełnej i świadomej zgody oraz kobiety z wysokim ryzykiem powikłań anestezjologicznych lub chirurgicznych.
  2. Potwierdzić obecność podpisanej zgody pacjentki przed rozpoczęciem procedury.
  3. Wyznaczyć dwa wolne miejsca w dwóch oddzielnych zbiornikach do krioterapii. Połowa krioprobek/słomek będzie przechowywana w pierwszym zbiorniku, a druga połowa w drugim, aby zminimalizować ryzyko całkowitej utraty próbek w przypadku awarii zbiornika.
  4. Sprawdzić dostępność i sprawność wszystkich urządzeń medycznych wymaganych w niniejszym protokole. Do etapu preparacji zaleca się stosowanie sterylnych chirurgicznych nożyczek preparacyjnych z ostrymi prostymi ostrzami i precyzyjnie zaostrzonymi końcami oraz sterylnych atraumatycznych pęset tkankowych.
  5. Upewnić się, że wszystkie kroki kontroli jakości zostały zachowane dla wszystkich urządzeń medycznych (w szczególności walidacja i rutynowa kontrola procesów sterylizacji, weryfikacja daty ważności/numeru partii oraz ich śledzenie).
  6. Przez cały czas trwania procedury utrzymywać środowisko aseptyczne/sterylne i z zachowaniem ostrożności stosować wszystkie środki bezpieczeństwa.
  7. Używać oddzielnych naczyń, pipet i narzędzi chirurgicznych dla każdego pacjenta.

2. Dzień przed konserwacją

  1. Przygotować jedną sterylną szalkę Petriego do IVF o średnicy 60 mm zawierającą medium do IVF przykryte olejem mineralnym i inkubować szalkę przez noc w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2. Szalki tej należy użyć do zbierania kompleksów cumulus-oocyt (COCs), które potencjalnie zostaną wyizolowane z tkanki (patrz sekcja 7.2).
  2. Przygotować jedną sterylną szalkę Petriego do IVF o średnicy 35 mm zawierającą medium do IVF i inkubować szalkę przez noc w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2. Szalki tej należy użyć do etapu denudacji oocytów (patrz sekcja 9.1).
  3. Przygotować jedną sterylną szalkę Petriego do IVF o średnicy 35 mm zawierającą medium do IVF przykryte olejem mineralnym i inkubować szalkę przez noc w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2. Szalki tej należy użyć do zbierania oocytów po etapie denudacji (patrz sekcja 9.4).

3. Pobieranie i transport tkanki jajnika

  1. Przeprowadzić zabieg laparoskopowy w znieczuleniu ogólnym, wykorzystując jeden port 10 mm umieszczony w pępku oraz dwa porty 5 mm, jeden zlokalizowany w lewym dolnym kwadrancie, a drugi po prawej stronie.
  2. Wyonać częściową lub całkowitą jednostronną ooforektomię zgodnie z decyzją konsensualną onkologa, chirurga i personelu medycznego jednostki ART, w oparciu o rezerwę jajnikową, wielkość i wygląd makroskopowy obu jajników (Rysunek 1, A1–B1) oraz planowany protokół gonadotoksyczny. Ooforektomię należy wykonać za pomocą ostrych nożyczek lub staplera chirurgicznego. Nie należy używać żadnych urządzeń do dyssekcji, które mogłyby spowodować uboczne obrażenia elektryczne lub termiczne tkanki jajnika przeznaczonej do zachowania.
    UWAGA: Całkowita jednostronna ooforektomia jest zazwyczaj wykonywana u dziewcząt w okresie przedpubertycznym16,2, natomiast częściowa jednostronna ooforektomia może być powszechnie stosowana u pacjentek dorosłych z dużymi jajnikami i/lub wysoką rezerwą jajnikową.

Anatomia jajnika, sekcja i analiza tkanek w warunkach laboratoryjnych; identyfikacja kory i rdzenia.
Rysunek 1: Kriokonserwacja tkanki jajnika. Kriokonserwacja tkanki jajnika u dziewczynki w okresie przedpubertalnym (A, 7-letni pacjent) oraz u kobiety (B, 28-letni pacjent) oboje cierpiący na ostrą białaczkę szpikową. (A1–B1) Widok laparoskopowy jajnika. (A2–B2–B3) Disekcja tkanki jajnika. (B4) Tkanka korowa jajnika. CL: ciało żółte. SAF: mały pęcherzyk antralny. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

  1. Przeprowadzić ewakuację tkanki jajnika za pomocą wykonanego ręcznie lub komercyjnego laparoskopowego worka do pobierania materiału.
  2. Umieścić tkankę jajnika w sterylnej probówce zawierającej pożywkę hodowlaną w temperaturze 4 °C. Tkanka musi być całkowicie zanurzona w pożywce hodowlanej.
  3. W celu uzyskania optymalnych wyników natychmiast przetransportować tkankę jajnika w izolowanej torbie w temperaturze 4 °C do laboratorium ART.
    UWAGA: W razie potrzeby tkankę jajnika można transportować do laboratorium w niskich temperaturach (około 4 °C) przez maksymalnie 26 h po pobraniu bez narażania jakości tkanki23.

4. Przygotowanie tkanki jajnika

  1. Przenieś tkankę jajnika do sterylnej szalki Petriego do IVF o średnicy 90 mm zawierającej 20 mL schłodzonego wcześniej podłoża hodowlanego w temperaturze 4 °C.
  2. Umieść szalkę Petriego z tkanką jajnika na płycie chłodzącej (w temperaturze 4 °C) ustawionej w pionowym komorze z laminarnym przepływem powietrza, aby zminimalizować ryzyko kontaminacji mikroorganizmami.

5. Ręczna aspiracja pęcherzyków z próbek tkanki jajnika

  1. Odssać widoczne pęcherzyki antralne (jeśli znajdują się na powierzchni tkanki jajnika) za pomocą igły 21 G połączonej z jednorazową strzykawką 1 mL.
    UWAGA: Ten etap może być trudny. Alternatywnym rozwiązaniem jest delikatne otwarcie każdego widocznego pęcherzyka antralnego skalpelem i przemycie wnętrza każdego pęcherzyka podłożem do IVF w celu łagodnego uwolnienia kompleksów COC do podłoża do sekcji.
  2. Wprowadzić zebrany płyn pęcherzykowy do sterylnej szalki Petriego do IVF o średnicy 60 mm zawierającej 5 mL pożywki do hodowli IVF w temperaturze pokojowej.
  3. Przepłukać strzykawkę 1 mL pożywki do hodowli IVF w temperaturze pokojowej i wprowadzić płyn do tej samej szalki Petriego do IVF. Powtórzyć ten krok dwukrotnie.
  4. Zidentyfikować i wyizolować kompleksy COC pod mikroskopem odwróconym (powiększenie 50x–20x).
  5. Przenieść zdrowe kompleksy COC za pomocą pipety do nowej sterylnej szalki Petriego do IVF o średnicy 60 mm zawierającej uprzednio zrównoważone podłoże do IVF, przykryte olejem w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2.
    UWAGA: Zdrowe kompleksy COC zawierają półprzezroczysty oocyt. Odrzucić kompleksy COC atretyczne, w których oocyt ma brązowy kolor.
  6. Przechowywać szalkę Petriego do IVF w inkubatorze w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2 aż do etapu denudacji (patrz krok 9).

6. Disekcja tkanki jajnika

  1. Przygotować świeży roztwór do mrożenia w sterylnej probówce o pojemności 50 mL. Roztwór do mrożenia zawiera 1,5M dimetylosulfoksyd (DMSO) oraz 10% albuminy surowiczej człowieka w medium hodowlanym IVF. Delikatnie wymieszać na wortexie.
    UWAGA: Roztwór należy przygotować bezpośrednio przed użyciem.
  2. Wyciąć tkankę jajnika i usunąć szpik tak bardzo, jak to możliwe (Rysunek 1, B4).
  3. Wyciąć korę jajnika w plastry o wymiarach 10 mm x 10 mm x 1 mm lub 0,5 mm x 0,5 mm x 1 mm w przypadku całkowitej lub częściowej jednostronnej ooforektomii (Rysunek 1, A2–B2–B3). Cięcie wykonuje się za pomocą sterylnych ostrych nożyczek chirurgicznych i pęsety atraumatycznej.
    UWAGA: Jeden plaster tkanki jajnika pozostawia się w całości, wraz z korą i szpikiem, do dalszej analizy histologicznej (patrz krok 8).
  4. Po dysekcji przeprowadzić dwa etapy płukania (lub więcej, jeśli jest to wymagane) dla każdej próbki kory jajnika w 1 mL medium hodowlanego IVF w celu usunięcia krwi. Po płukaniu przenieść wszystkie próbki tkanki do nowej szalki Petriego o średnicy 60 mm ze świeżym medium hodowlanym IVF.
  5. Umieścić każdą próbkę kory jajnika w krioprobówce zawierającej 1 mL roztworu do mrożenia.
    UWAGA: Mieszanie nie jest konieczne. Plaster tkanki jajnika zachowany do dalszej analizy histologicznej nie jest kriokonserwowany (patrz krok 8).
  6. Przechowywać próbki przez 30 min w temperaturze 4 °C w celu równowagi z roztworem do mrożenia.
  7. Kriokonserwować wszystkie próbki techniką powolnego mrożenia. Szybkość chłodzenia wynosi -2 °C/min od +4 °C do -9 °C, -50 °C/min do -30 °C; utrzymać przez 1 min, +4 °C/min do -15 °C, -2 °C/min do -40 °C; i na koniec -25 °C/min do -150 °C przy użyciu programowalnej zamrażarki.
  8. Natychmiast wyjąć krioprobówki i zanurzyć je w ciekłym azocie w temperaturze -196 °C.
  9. Umieścić połowę krioprobówek w pierwszym zbiorniku z ciekłym azotem, a pozostałą połowę w drugim zbiorniku z ciekłym azotem.

7. Ręczna izolacja COC z medium pozostałego po sekcji

  1. Zidentyfikuj kompleksy cumulus-oocyt (COC) w medium po sekcji pod mikroskopem (powiększenie 50x–20x) (Rysunek 2).

Obrazy mikroskopowe etapów rozwoju oocytu przedstawiające układ komórek cumulus i komórek corona radiata.
Rycina 2: Dojrzałe i niedojrzałe kompleksy cumulus-oocyt (COC) wyizolowane z tkanki jajnika. Dojrzałe (A) i niedojrzałe (B1–B3, C1–C2) Kompleksy cumulus-oocyt (COC) wyizolowane z tkanki jajnika. (A) Dojrzały kompleks cumulusa (COC) zawierający dojrzałą oocyt (obecność pierwszego ciałka polarnego, oocyt w stadium metafazy II). (B1Zdrowe, niedojrzałe COC zawierające niedojrzałą oocyt (brak pierwszego ciałka polarnego, oocyt w stadium metafazy I).B2–B3) Zdrowe, niedojrzałe kompleksy cumulus-oocyt (COC) zawierające niedojrzałe oocyty w stadium pęcherzyka zarodkowego (bez ciałka polarnego, oocyty w stadium profazy I). (C1–C2) Niezdrowe kompleksy cumulus-oocyt (COC) zawierające atretyczny, brązowy oocyt. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Przenieś zdrowe kompleksy oocyte-cumulus (COC) za pomocą pipety do nowej sterylnej 60 mm szalki Petriego do IVF zawierającej uprzednio zrównoważone podłoże do IVF przykryte olejem w temperaturze 37°C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2 (patrz krok 2.1).
    UWAGA: Odrzuć kompleksy COC będące w stanie atrezji.
  2. Przechowuj szalkę Petriego do IVF w inkubatorze w temperaturze 37 °C w atmosferze 5% O2 i 5% CO2 do momentu wykonania etapu denudacji (patrz krok 9).

8. Analiza histologiczna tkanki jajnika

  1. Utrwal pozostały plaster tkanki jajnika (zawierający zarówno korę, jak i rdzeń jajnika) w 3% roztworze formaliny w komorze z laminarnym przepływem powietrza do badań histologicznych.
    UWAGA: Należy to wykonać dopiero po pomyślnym zamrożeniu i zmagazynowaniu próbek korowych.
    OSTRZEŻENIE: Roztwór formaliny jest drażniący, żrący i toksyczny. Ten etap powinien być przeprowadzony ostrożnie i poza laboratorium IVF.
  2. Zlecić pełną analizę histologiczną tej próbki tkanki jajnika z oceną potencjalnej obecności komórek nowotworowych oraz opisem liczby i typu pęcherzyków jajnikowych (tj. odpowiednio pęcherzyków pierwotnych, jednokomorowych, wielokomorowych i antralnych).

9. Denudacja i selekcja oocytów

  1. Przeprowadzić denudację oocytów. Krótko poddać kompleksy COC działaniu roztworu hialuronidazy (80 IU/mL lub stężenie końcowe 0,1 mg/mL), delikatnie pipetując (wielokrotne zasysanie i wydmuchiwanie COC do roztworu denudującego) za pomocą końcówki do pipety o dużej średnicy (objętość 0,1–20 µL, długość: 40,5 mm, średnica stożka roboczego: 6 mm, średnica otworu: 0,36 mm) przez 30 s, a następnie niezwłocznie wykonać dwa etapy płukania w uprzednio zrównoważonym medium przykrytym olejem mineralnym, aby usunąć nadmiar enzymu (patrz krok 2.1).
  2. Zoptymalizować usuwanie komórek cumulus oraz corona radiata poprzez delikatne pipetowanie za pomocą końcówki o średnicy 150 µm w uprzednio zrównoważonym medium do IVF (patrz krok 2.1).
  3. Przeprowadzić etap selekcji zdrowych oocytów przy użyciu mikroskopu odwróconego (powiększenie 20x–400x). Stadium dojrzewania zdrowych oocytów może odpowiadać stadium GV, MI lub MII (Rysunek 3). Zdrowe oocyty charakteryzują się następującymi cechami morfologicznymi: nienaruszona i okrągła cytoplazma, rozmiar między 10–150 µm oraz blady kolor.
    UWAGA: Odrzucić oocyty atretyczne i niezdrowe (Rysunek 3, D1–D3).

Obrazy mikroskopowe etapów rozwoju oocytów; zaznaczone pęcherzyki zarodkowe, skala 30 μm.
Rycina 3: Dojrzałe i niedojrzałe oocyty pobrane z tkanki jajnika. (A) Dojrzały oocyt (oocyt w stadium metafazy II: obecność pierwszego ciałka polarnego (PB, strzałka), brak widocznego jądra komórkowego), (B1–B2) niedojrzałe oocyty (oocyty w stadium metafazy I: brak ciała polarnego, brak widocznego jądra komórkowego), (C1–C3) Niedojrzałe oocyty (oocyty w stadium pęcherzyka zarodkowego (GV): brak ciałka polarnego, obecność dużego halo z jąderkami w cytoplazmie (strzałka)). W C1Oocyty w stadium pęcherzyka zarodkowego wykazują heterogeniczność rozmiarów.D1–D3) Oocyty atretyczne. PB: ciało polarne. GV: pęcherzyk zarodkowy. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Inkubować zdrowe oocyty w inkubatorze w temperaturze 37 °C, przy 5% O2 i 5% CO2 aż do etapu witryfikacji (patrz krok 2.1).

10. Witryfikacja oocytów

  1. Potwierdzić tożsamość pacjentki/identyfikację preparatu.
  2. Przeprowadzić ponowny etap selekcji zdrowych oocytów przy użyciu mikroskopu odwróconego (powiększenie 20x–400x).
    UWAGA: Oocytowe atretyczne i niezdrowe należy odrzucić.
  3. Wykonać zdjęcie każdego zdrowego oocytu za pomocą mikroskopu odwróconego bezpośrednio przed etapem witryfikacji. Odnotować stadium dojrzewania każdego oocytu.
    UWAGA: Wszystkie te dane (obraz, rozmiar, stadium dojrzewania) należy dołączyć do karty pacjentki.
  4. W przypadku kriozachowywania więcej niż jednej słomki na pacjentkę, przypisać im różne numery identyfikacyjne w celu ich rozróżnienia.
  5. Kriozachować jeden lub dwa oocyty w jednej słomce.
    UWAGA: Dojrzałe i niedojrzałe żywe oocyty muszą być kriozachowywane oddzielnie. Przy kriozachowywaniu dwóch oocytów razem w jednej słomce zaleca się wybór oocytów o podobnych charakterystykach morfologicznych.
  6. Kriozachować zdrowe oocyty, korzystając z zestawu do witryfikacji, zgodnie z instrukcjami producenta (patrz: Tabela materiałów).
  7. Umieścić kriozachowane oocyty w odpowiednim urządzeniu do przechowywania kriogenicznego w ciekłym azocie, zgodnie z instrukcjami producenta (patrz: Tabela materiałów).
  8. Umieścić połowę słomek w pierwszym zbiorniku z ciekłym azotem, a drugą połowę w drugim zbiorniku z ciekłym azotem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W latach 207–2020 przeprowadzono łącznie 81 zabiegów OTC u 81 pacjentek, w tym u 43 dziewcząt przed okresem dojrzewania oraz 38 kobiet. Średni wiek pacjentek (dziewcząt przed okresem dojrzewania i kobiet) wynosił 14,21 ± 9,61 roku (średnia ± błąd standardowy). Najmłodsza pacjentka miała 5 miesięcy, a najstarsza 3,6 roku (Tabela 1). Średni wiek dziewcząt przed okresem dojrzewania i kobiet wynosił odpowiednio 6,84 ± 4,81 roku (min–max: 0,5–15,1) oraz 2,76 ± 5,92 roku (min–max: 14,2–3,6) (test Mann-Whitneya...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecny manuskrypt zawiera protokół łączący zamrażanie tkanki jajnikowej i kriokonserwację oocytów pobranych z tkanki jajnika, zwiększając potencjał płodności u dziewcząt przed okresem dojrzewania i kobiet zagrożonych POI. Zdecydowanie zalecamy wykonanie tego protokołu przed rozpoczęciem jakiejkolwiek terapii gonadotoksycznej w celu optymalizacji ilości (tj. liczby żywotnych oocytów), a także jakości (tj. integralności DNA i kompetencji cytoplazmowych) zachowanych oocytów, optymalizując ich bezpieczeństwo do użytku klinic...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie ma sprzecznych interesów.

Podziękowania

Dziękujemy wszystkim członkom naszych ośrodków zaangażowanych w działalność na rzecz zachowania płodności (ginekolodzy, biolodzy, onkolodzy i anatomopatolodzy). Badanie zostało przeprowadzone w ramach rutynowych procedur zachowania płodności. Nie otrzymano żadnego finansowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Jednorazowa strzykawka 1 mlCDD1323101/7002655Inne materiały i rozmiary mogą być również odpowiednie
Igła strzykawkowa o rozmiarze 21MerckZ192481Inne materiały i rozmiary mogą być również odpowiednie
35 mm IVF Szalka PetriegoNunc150255Inne materiały i rozmiary mogą być również odpowiednie
60 mm IVF szalka PetriegoNunc150270Inne materiały i rozmiary mogą również być odpowiedni
90 mm IVF Szalka PetriegoNunc150360Inne materiały i rozmiary również mogą być odpowiednie
Kleszcze atraumatyczneMedlanePI 299 04Inne materiały i rozmiary również mogą być odpowiednie
Ciągła pojedyncza hodowla W komplecie z HSAIrvine Scientific90165Pożywka hodowlana IVF do pobierania płynu pęcherzykowego, inkubacji COC, denudacji oocytów i inkubacji oocytów aż do etapu witryfikacji.
CryotubeThermo Scientific368632Inne produkty również mogą być odpowiednie
Dimetylosulfotlenek (DMSO)MILTENYI BIOTEC SAS170-076-303CryoMACS DMSO 10 (EP)
GT40Air Liquide1,13,517Zbiornik magazynowy
HSV High Security Słomka do witryfikacjiIrvine Scientific25251Słomki do witryfikacji
Albuminasurowicy ludzkiejVitrolife10064Inne produkty mogą być również odpowiednie
Leibovitz L15 podłożeEurobioCM1L15000UPożywka hodowlana do pobierania, transportu i rozwarstwiania tkanek
jajników Pożywka Leibovitz L15EurobioCM1L15000UPożywka do zamrażania roztworu
Mars-IVF Class II/L126 IVF DualCooperSurgicalWM1500/6-133-911-121Stacja robocza
Programowalna zamrażarkaPlanner KRYO 500Kryo 560-16Inne urządzenia mogą być również odpowiednie
Nożyczki z ostrymi prostymi ostrzami i drobno naostrzonymi końcówkamiMedlaneCI 034 03Inne materiały i rozmiary mogą być również odpowiednie
StriptizerkaCooperSurgicalMXL3-STR-CGRInne produkty mogą być również odpowiednie
Końcówki (150µ m) dla StripperCooperSurgicalMXL3-150Inne produkty również mogą być odpowiednie
Zestaw do witryfikacjiProtokoły Irvine Scientific90133są dostępne pod adresem http://www.irvinesci.com/products/90133-so-vitrification-freeze-solutions. Inne produkty również mogą być odpowiednie

Bibliografia

  1. Ataman, L. M., et al. Creating a global community of practice for oncofertility. Journal of Global Oncology. 2 (2), 83-96 (2016).
  2. Rivas Leonel, E. C., Lucci, C. M., Amorim, C. A. Cryopreservation of human ovarian tissue: a review. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 46 (3), 173-181 (2019).
  3. Chae-Kim, J. J., Gavrilova-Jordan, L. Premature ovarian insufficiency: procreative management and preventive strategies. Biomedicines. 7 (1), (2018).
  4. Anderson, R. A., Wallace, W. H. B., Telfer, E. E. Ovarian tissue cryopreservation for fertility preservation: clinical and research perspectives. Human Reproduction Open. 2017 (1), (2017).
  5. Donnez, J., Dolmans, M. M. Fertility preservation in women. The New England Journal of Medicine. 377 (17), 1657-1665 (2017).
  6. Lambertini, M., et al. Ovarian suppression using luteinizing hormone-releasing hormone agonists during chemotherapy to preserve ovarian function and fertility of breast cancer patients: a meta-analysis of randomized studies. Annals of Oncology. 26 (12), 2408-2419 (2015).
  7. Gubbala, K., et al. Outcomes of ovarian transposition in gynaecological cancers; a systematic review and meta-analysis. Journal of Ovarian Research. 7, 69(2014).
  8. Poirot, C., et al. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 379 (9815), 588(2012).
  9. Ernst, E., Kjaersgaard, M., Birkebaek, N. H., Clausen, N., Andersen, C. Y. Case report: stimulation of puberty in a girl with chemo- and radiation therapy induced ovarian failure by transplantation of a small part of her frozen/thawed ovarian tissue. European Journal of Cancer. 49 (4), 911-914 (2013).
  10. Pacheco, F., Oktay, K. Current success and efficiency of autologous ovarian transplantation: a meta-analysis. Reproductive Sciences. 24 (8), 1111-1120 (2017).
  11. Silber, S., Kagawa, N., Kuwayama, M., Gosden, R. Duration of fertility after fresh and frozen ovary transplantation. Fertility and Sterility. 94 (6), 2191-2196 (2010).
  12. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  13. Donnez, J., et al. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertility and Sterility. 99 (6), 1503-1513 (2013).
  14. Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Human Reproduction. 30 (12), 2838-2845 (2015).
  15. Abir, R., et al. Occasional involvement of the ovary in Ewing sarcoma. Human Reproduction. 25 (7), 1708-1712 (2010).
  16. Abir, R., et al. Cryopreservation of in vitro matured oocytes in addition to ovarian tissue freezing for fertility preservation in paediatric female cancer patients before and after cancer therapy. Human Reproduction. 31 (4), 750-762 (2016).
  17. Abir, R., et al. Ovarian minimal residual disease in chronic myeloid leukaemia. Reproductive BioMedicine Online. 28 (2), 255-260 (2014).
  18. Dolmans, M. M., Luyckx, V., Donnez, J., Andersen, C. Y., Greve, T. Risk of transferring malignant cells with transplanted frozen-thawed ovarian tissue. Fertility and Sterility. 99 (6), 1514-1522 (2013).
  19. Soares, M., et al. Eliminating malignant cells from cryopreserved ovarian tissue is possible in leukaemia patients. The British Journal of Haematology. 178 (2), 231-239 (2017).
  20. Son, W. Y., Henderson, S., Cohen, Y., Dahan, M., Buckett, W. Immature oocyte for fertility preservation. Frontiers in Endocrinology. 10, 464(2019).
  21. Yang, Z. Y., Chian, R. C. Development of in vitro maturation techniques for clinical applications. Fertility and Sterility. 108 (4), 577-584 (2017).
  22. Imbert, R., et al. Safety and usefulness of cryopreservation of ovarian tissue to preserve fertility: a 12-year retrospective analysis. Human Reproduction. 29 (9), 1931-1940 (2014).
  23. Duncan, F. E., et al. Ovarian tissue transport to expand access to fertility preservation: from animals to clinical practice. Reproduction. 152 (6), 201-210 (2016).
  24. Abir, R., et al. Selection of patients before and after anticancer treatment for ovarian cryopreservation. Human Reproduction. 23 (4), 869-877 (2008).
  25. Yasui, T., et al. Factors associated with premature ovarian failure, early menopause and earlier onset of menopause in Japanese women. Maturitas. 72 (3), 249-255 (2012).
  26. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  27. Mohsenzadeh, M., Salehi-Abargouei, A., Tabibnejad, N., Karimi-Zarchi, M., Khalili, M. A. Effect of vitrification on human oocyte maturation rate during in vitro maturation procedure: A systematic review and meta-analysis. Cryobiology. 83, 84-89 (2018).
  28. Anderson, R. A., McLaughlin, M., Wallace, W. H., Albertini, D. F., Telfer, E. E. The immature human ovary shows loss of abnormal follicles and increasing follicle developmental competence through childhood and adolescence. Human Reproduction. 29 (1), 97-106 (2014).
  29. Revel, A., et al. At what age can human oocytes be obtained. Fertility and Sterility. 92 (2), 458-463 (2009).
  30. Margulis, S., et al. morphogenetic protein 15 expression in human ovaries from fetuses, girls, and women. Fertility and Sterility. 92 (5), 1666-1673 (2009).
  31. Kedem, A., et al. Alginate scaffold for organ culture of cryopreserved-thawed human ovarian cortical follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 28 (9), 761-769 (2011).
  32. Lerer-Serfaty, G., et al. Attempted application of bioengineered/biosynthetic supporting matrices with phosphatidylinositol-trisphosphate-enhancing substances to organ culture of human primordial follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 30 (10), 1279-1288 (2013).
  33. Ben-Haroush, A., Sapir, O., Fisch, B. Aspiration of immature oocytes during cesarean section for fertility preservation and future surrogacy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (1), 12-14 (2010).
  34. Farhi, J., Sapir, O., Maman, M., Fisch, B., Ben-Haroush, A. Novel protocol for scheduling oocyte retrieval in IVM cycles in PCOS patients: a case series. Reproductive BioMedicine Online. 23 (6), 765-768 (2011).
  35. Segers, I., et al. In vitro maturation (IVM) of oocytes recovered from ovariectomy specimens in the laboratory: a promising "ex vivo" method of oocyte cryopreservation resulting in the first report of an ongoing pregnancy in Europe. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1221-1231 (2015).
  36. Ellenbogen, A., Shavit, T., Shalom-Paz, E. IVM results are comparable and may have advantages over standard IVF. Facts, Views & Vision in ObGyn. 6 (2), 77-80 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kriokonserwacja tkanki jajnikakriokonserwacja oocyt wdojrzewanie in vitrosekcja tkanki jajnikaaspiracja oocyt wprzedwczesna niewydolno jajnik wterapie gonadotoksycznerozmra anie przeszczepu jajnikawitryfikacja oocyt w
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły