Method Article

Behawioralna ocena funkcji wzrokowych poprzez reakcję optomotoryczną i funkcję poznawczą za pomocą labiryntu Y u szczurów z cukrzycą

DOI:

10.3791/61806

October 23rd, 2020

In This Article

Erratum Notice

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Summary

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwyrodnienie neuronów zarówno w oczach, jak i mózgu w wyniku cukrzycy można zaobserwować dzięki testom behawioralnym przeprowadzonym na gryzoniach. Labirynt Y, miara poznania przestrzennego, i odpowiedź optomotoryczna, miara funkcji wzrokowych, zapewniają wgląd w potencjalne diagnozy i leczenie.

Abstract

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odpowiedź optomotoryczna i labirynt Y są testami behawioralnymi przydatnymi do oceny funkcji wzrokowych i poznawczych. Odpowiedź optomotoryczna jest cennym narzędziem do śledzenia zmian progów częstotliwości przestrzennej (SF) i wrażliwości na kontrast (CS) w czasie w wielu modelach chorób siatkówki, w tym retinopatii cukrzycowej. Podobnie, labirynt Y może być używany do monitorowania poznania przestrzennego (mierzonego spontaniczną naprzemiennością) i zachowań eksploracyjnych (mierzonych liczbą wpisów) w wielu modelach chorób, które wpływają na ośrodkowy układ nerwowy. Zalety odpowiedzi optomotorycznej i labiryntu Y obejmują czułość, szybkość testowania, wykorzystanie reakcji wrodzonych (trening nie jest potrzebny) oraz możliwość wykonania na wybudzonych (nieznieczulonych) zwierzętach. Opisano tu protokoły zarówno dla odpowiedzi optomotorycznej, jak i labiryntu Y, a przykłady ich zastosowania pokazano w modelach cukrzycy typu I i typu II. Metody obejmują przygotowanie gryzoni i sprzętu, wykonanie odpowiedzi optomotorycznej i labiryntu Y oraz analizę danych po teście.

Introduction

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ponad 463 miliony ludzi żyje z cukrzycą, co czyni ją jedną z największych globalnych epidemii chorób1. Jednym z poważnych powikłań wynikających z cukrzycy jest retinopatia cukrzycowa (DR), główna przyczyna ślepoty u dorosłych Amerykanów w wieku produkcyjnym2. Przewiduje się, że w ciągu najbliższych 30 lat odsetek populacji zagrożonej DR podwoi się, dlatego tak ważne jest znalezienie nowych sposobów diagnozowania DR we wcześniejszych stadiach, aby zapobiec i złagodzić rozwój DR3. Tradycyjnie uważa się, że DR jest chorobą naczyniową4,5,6. Jednak teraz, gdy istnieją dowody na dysfunkcję neuronów i apoptozę w siatkówce, która poprzedza patologię naczyniową, DR definiuje się jako składnik neuronalny i naczyniowy4,5,6,7,8,9. Jednym ze sposobów diagnozowania DR byłoby zbadanie nieprawidłowości neuronalnych w siatkówce, tkance, która może być bardziej podatna na stres oksydacyjny i obciążenie metaboliczne spowodowane cukrzycą niż inne tkanki nerwowe10.

Spadki funkcji poznawczych i motorycznych występują również w przypadku cukrzycy i często są skorelowane ze zmianami w siatkówce. Starsze osoby z cukrzycą typu II wykazują gorszą wyjściową wydajność poznawczą i wykazują bardziej nasilony spadek funkcji poznawczych niż uczestnicy z grupy kontrolnej11. Dodatkowo, siatkówka została uznana za przedłużenie ośrodkowego układu nerwowego, a patologie mogą objawiać się w siatkówce12. Klinicznie związek między siatkówką a mózgiem był badany w kontekście choroby Alzheimera i innych chorób, ale nie jest powszechnie badany w przypadku cukrzycy12,13,14,15,16. Zmiany w mózgu i siatkówce podczas progresji cukrzycy można badać za pomocą modeli zwierzęcych, w tym szczura STZ (model cukrzycy typu I, w którym toksyna, streptozotocyna lub STZ, jest używana do uszkodzenia komórek beta trzustki) i szczura Goto-Kakizaki (poligenowy model cukrzycy typu II, w którym zwierzęta rozwijają hiperglikemię spontanicznie w wieku około 3 tygodni). W tym protokole przedstawiono opis labiryntu Y i odpowiedzi optomotorycznej w celu oceny odpowiednio zmian poznawczych i wizualnych u gryzoni z cukrzycą. Odpowiedź optomotoryczna (OMR) ocenia częstotliwość przestrzenną (podobną do ostrości wzroku) i wrażliwość na kontrast poprzez monitorowanie charakterystycznych odruchowych ruchów głowy w celu zmierzenia progów wzrokowych dla każdego oka17. Częstotliwość przestrzenna odnosi się do grubości lub stopnia rozdrobnienia pasków, a wrażliwość na kontrast odnosi się do stopnia kontrastu między paskami a tłem (Rysunek 1E). Tymczasem labirynt Y testuje krótkotrwałą pamięć przestrzenną i funkcję eksploracyjną, obserwowaną poprzez spontaniczne przemiany i wejścia przez ramiona labiryntu.

Oba testy mogą być wykonywane na przytomnych, nieznieczulonych zwierzętach i mają tę zaletę, że wykorzystują wrodzone reakcje zwierząt, co oznacza, że nie wymagają treningu. Oba są stosunkowo czułe, ponieważ mogą być używane do wykrywania deficytów na wczesnym etapie rozwoju cukrzycy u gryzoni i niezawodne, ponieważ dają wyniki, które korelują z innymi testami wzrokowymi, siatkówkowymi lub behawioralnymi. Dodatkowo, korzystanie z OMR i Y-maze w połączeniu z testami, takimi jak elektroretinogram i skany optycznej koherentnej tomografii, może dostarczyć informacji o tym, kiedy zmiany siatkówkowe, strukturalne i poznawcze rozwijają się względem siebie w modelach choroby. Badania te mogą być przydatne w identyfikacji zwyrodnień neuronalnych, które występują z powodu cukrzycy. Ostatecznie może to doprowadzić do opracowania nowych metod diagnostycznych, które skutecznie identyfikują DR we wczesnych stadiach progresji.

Systemy OMR i Y-maze użyte do opracowania tego protokołu są opisane w Tabeli Materiałów. Poprzednie badania nad OMR, przeprowadzone przez Prusky et al.18, oraz Y-maze, autorstwa Maurice et al.19, zostały wykorzystane jako punkt wyjścia do opracowania tego protokołu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Atlanta Veterans Affairs Institutional Animal Care and Use Committee i są zgodne z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (NIH Publications, 8th edition, updated 2011).

1. Odpowiedź optomotoryczna (OMR)

  1. Konfiguracja aparatury OMR (szczegóły dotyczące aparatury i oprogramowania w Tabeli materiałów)
    1. Wybierz platformę o odpowiedniej wielkości dla gryzonia: mysz, szczur lub duży/upośledzony szczur (Rysunek 1A).
    2. Otwórz oprogramowanie OMR, które powinno otworzyć się w oknie z kilkoma zakładkami opcji i obrazem wideo na żywo z wnętrza OMR/wirtualnego bębna (Rysunek 1B). W razie potrzeby przybliż lub pomniejsz za pomocą kamery wideo, aby platforma i jej otoczenie były widoczne.
    3. Zwróć uwagę na ikony po lewej stronie obrazu na żywo (Rysunek 1C). Kliknij ikonę gwiazdki i ikonę obracających się pasków, aby zarówno zielona gwiazdka, jak i zielone obracające się paski zniknęły z kanału na żywo.
    4. Kliknij ikonę kompasu, aby pojawiło się zielone kółko i dwie prostopadłe linie. Rozciągnij zielone kółko tak, aby idealnie pokrywało się z czarnym okręgiem na platformie, co zapewni, że OMR będzie idealnie wyrównany.
    5. Kliknij ikonę kompasu, ponieważ nie jest konieczne, aby widzieć okrąg podczas testowania. Kliknij ikonę zielonej gwiazdki i zieloną ikonę obracających się pasków, aby pojawiły się ponownie. Zwróć uwagę, że zielone paski obracają się w tym samym kierunku, co paski w bębnie, co pozwala badaczowi poznać kierunek pasków.
    6. Kliknij zakładkę Testowanie. W sekcji Testowanie kliknij zakładkę Psychofizyka. W obszarze Próg wybierz opcję Częstotliwość, aby zmierzyć częstotliwość przestrzenną.
      UWAGA: Oprogramowanie OMR wykorzystuje paradygmat klatki schodowej do automatycznego obliczania częstotliwości przestrzennej (SF). Kontrast zostanie utrzymany na poziomie 100%.
    7. W sekcji Testing (Testowanie) kliknij zakładkę Presets (Ustawienia wstępne). Wybierz ustawienia domyślne dla Mouse18 lub Rat20.
    8. W obszarze Testing (Testowanie) kliknij kartę Blanking (Wygaszanie). Zaznacz pole Puste przy śledzeniu, które spowoduje wstrzymanie pasków/wygaszenie ekranów komputera w bębnie za każdym razem, gdy mysz zostanie kliknięta prawym przyciskiem myszy.
    9. Kliknij w zakładkę Wyniki, w której zostaną wyświetlone wyniki testu.
  2. Ocena częstotliwości przestrzennej
    1. Umieść gryzonia na okrągłej platformie w środku komory wirtualnej rzeczywistości, składającej się z czterech monitorów komputerowych pokazujących pionowe siatki fal sinusoidalnych okrążających komorę z prędkością 12°/s (Rysunek 1D).
    2. Zwróć uwagę, że kamera wideo umieszczona w górnej części komory wyświetla zachowanie gryzonia na żywo na monitorze komputera.
    3. Poszukaj obecności lub braku odruchowych działań głowy gryzonia, gdy siatki poruszają się w kierunku zgodnym lub przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Upewnij się, że w programie widoczne są ilustrowane pręty - pokażą one kierunek ruchu kraty.
      1. Uważaj, aby głowa gryzonia poruszała się w tym samym kierunku co kraty. Poczekaj, aż nastąpi płynny pościg, a nie chaotyczne ruchy głowy, aby zaliczyć to jako śledzenie.
      2. Kliknij odpowiednio Tak lub Nie. Zauważ, że SF zaczyna się od 0,042/deg i dostosowuje się z każdym tak i nie, aby stać się łatwiejszym lub trudniejszym (Rysunek 1E). Kliknij Resetuj, jeśli test musi zostać zresetowany z powodu przypadkowego lub nieprawidłowego kliknięcia tak i nie.
    4. Podczas testowania gryzonia upewnij się, że gwiazdka jest umieszczona nad głową gryzonia.
      UWAGA: Ma to dwa skutki: 1) Utrzymuje prawidłową częstotliwość przestrzenną. Jeśli na przykład gwiazdka zostanie umieszczona między ramionami, częstotliwość przestrzenna będzie niższa, a słupki będą lepiej widoczne, co spowoduje fałszywie wysoki wynik. 2) W przypadku gryzoni z niewielkimi ruchami głowy gwiazdka ułatwia ocenę, czy głowa rzeczywiście się porusza.
    5. Obserwuj, czy system powie "Gotowe", gdy zostanie osiągnięta częstotliwość przestrzenna gryzonia. Pamiętaj, że przycisków Tak i Nie będzie już można kliknąć.
    6. Kliknij kartę Wyniki, która wyświetli częstotliwość przestrzenną dla lewego oka, prawego oka i połączonych oczu.
      UWAGA: Czasami oprogramowanie jest ustawione w taki sposób, że wyniki są odwrócone, tj. prawe oko jest zgłaszane jako lewe oko, a lewe oko jest zgłaszane jako prawe oko. Odkryto to podczas oceny gryzoni, które miały tylko jedno oko uszkodzone w modelu jaskry.
  3. Oceń czułość na kontrast
    UWAGA: Badanie wrażliwości na kontrast można przeprowadzić natychmiast po etapie pomiaru częstotliwości przestrzennej lub samodzielnie tego samego dnia lub innego dnia, jeśli gryzoń wydaje się zmęczony po badaniu częstotliwości przestrzennej (wykonaj kroki 1–2.2, jeśli testujesz tylko wrażliwość na kontrast).
    1. Kliknij zakładkę Testowanie, a następnie zakładkę Psychofizyka. W obszarze Próg wybierz opcję Kontrast (pojedynczy), aby zmierzyć czułość kontrastu.
    2. Również korzystając z paradygmatu schodów, rozpocznij siatki ze stałą SF na szczycie krzywej czułości kontrastu (CS). Aby to zrobić, kliknij zakładkę Bodziec, a następnie zakładkę Kraty. W polu Częstotliwość przestrzenna wpisz 0,064 dla szczurów i 0,103 dla myszy.
    3. Rozpocznij kontrast od 100% i poszukaj tych samych odruchowych ruchów głowy, które widać podczas testowania częstotliwości przestrzennych. Należy pamiętać, że kontrast będzie się zmniejszał wraz z postępem testów, aż do momentu, gdy gryzoń nie będzie już miał odruchowych ruchów głowy w odpowiedzi na bodziec (Rysunek 1E).
    4. Uważaj, czy system powie "Gotowe", a przyciski Tak i Nie będą już klikalne, gdy gryzoń przestanie reagować na bodziec wizualny i zostanie osiągnięty próg czułości kontrastu. Kliknij kartę Wyniki, na której zostanie wyświetlona lista czułości kontrastu dla lewego oka, prawego oka i połączonych oczu.
  4. Przeprowadzanie analizy po testach
    1. W przypadku badań nad retinopatią cukrzycową, w których oczekuje się, że oba oczy będą miały podobne deficyty, do analizy należy użyć łącznego wyniku (średnia z prawego i lewego oka). W przypadku modeli, które powodują różnicowe uszkodzenie oczu (np. uraz spowodowany wybuchem lub jaskra), należy oddzielić dane dotyczące lewego i prawego oka.
    2. W przypadku częstotliwości przestrzennej użyj surowych wyników (danych z karty Wyniki) do analizy i zsumuj te wyniki razem według grup (np. z cukrzycą, grupą kontrolną itp.).
    3. W polu Czułość kontrastu użyj wartości RAW, aby obliczyć zgłoszoną czułość kontrastu na podstawie kontrastu Michelsona na podstawie poprzedniego pomiaru luminancji ekranu.

2. Labirynt Y

  1. Przygotuj gryzonie do testów
    1. Przystosować gryzonie do pomieszczenia na 30 minut przed badaniem.
      UWAGA: Badacz może pozostać w pomieszczeniu przy włączonym świetle, ale w tym czasie powinien zachować ciszę.
    2. Wyczyść labirynt Y roztworem odkażającym bezpiecznym dla zwierząt i wytrzyj cały roztwór odkażający ręcznikami papierowymi. Upewnij się, że labirynt jest suchy.
  2. Przeprowadź labirynt Y
    1. Oznacz początkowe ramię labiryntu Y jako B, a pozostałe 2 ramiona jako A i C (Rysunek 2A). Umieść jednego gryzonia w ramieniu znajdującym się najbliżej badacza (ramię B) w pobliżu środka labiryntu Y. Po umieszczeniu gryzonia uruchom odliczanie (szczegóły dotyczące labiryntu i timera w Tabeli Materiałów).
      1. Pozwól każdemu gryzoniowi eksplorować labirynt Y przez 8 minut. W tym czasie rób nagrania i notuj wszelkie obserwacje. Usiądź kilka stóp od labiryntu, trzymając go w zasięgu wzroku i unikając hałasu.
      2. Zapisz lokalizację początkową jako A, a za każdym razem, gdy gryzoń wchodzi do nowego ramienia, zapisz nową lokalizację gryzonia (Rysunek 2B). Zdefiniuj wpis jako wszystkie cztery kończyny gryzonia znajdujące się w jednym z ramion.
      3. Uważaj, czy gryzonie nie chowają się i pozostają nieruchome w jednym ramieniu labiryntu. Jeśli gryzoń pozostaje w tym samym miejscu przez ponad 60 sekund i nie wydaje się wykazywać zachowań eksploracyjnych, przesuń gryzonia w kierunku środka labiryntu Y i kontynuuj próbę.
    2. Po każdym gryzoniu usuń wszelkie odchody i wyczyść labirynt roztworem odkażającym.
      1. Upewnij się, że cały roztwór odkażający został wytarty ręcznikami papierowymi, a labirynt jest całkowicie suchy przed umieszczeniem następnego gryzonia w labiryncie.
  3. Obliczanie spontanicznej przemiany i zachowań eksploracyjnych
    1. Oblicz zachowanie eksploracyjne jako całkowitą liczbę wpisów dokonanych w ciągu 8 minut.
    2. Obliczać poznanie przestrzenne mierzone spontaniczną przemianą:
      liczba udanych zmian/(łączna liczba wpisów - 2)
      1. Zdefiniuj udaną przemianę, gdy gryzoń przemieszcza się kolejno do trzech różnych lokalizacji (przykład: ABC, CAB, BCA itp.). Zwróć uwagę na każdą udaną przemianę (Rysunek 2B).
      2. Jeśli ruchy zostały zarejestrowane jako ACABCABABCABC, przy obliczaniu spontanicznej przemiany należy pominąć dwie początkowe lokalizacje początkowe (tak, aby w mianowniku było 11 ruchów). Policz liczbę dokładnych ruchów (dokładne ruchy = 8). Oblicz procentową dokładność jako: 8/(13 - 2) = 72,7%.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OMR jest uważany za udany, jeśli można uzyskać od gryzonia progi częstotliwości przestrzennej i wrażliwości na kontrast. W tym przypadku zastosowanie OMR do oceny częstości przestrzennej jest zilustrowane na przykładzie naiwnych szczurów kontrolnych Brown-Norway i Long-Evans, zarówno młodych (3-6 miesięcy), jak i w wieku (9-12 miesięcy). Szczury brunatno-norweskie zazwyczaj wykazują wyższą wyjściową częstotliwość przestrzenną niż szczury Long-Evans. Dodatkowo zaobserwowano wpływ starzenia się na częstotliwość przestrzenn...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OMR i Y-maze pozwalają na nieinwazyjną ocenę deficytów funkcji wzrokowych i poznawczych u gryzoni w czasie. W tym protokole wykazano, że OMR i labirynt Y śledzą deficyty wzrokowe i poznawcze w modelach cukrzycy u gryzoni.

Krytyczne kroki w protokole

W ramach projektu OMR

Niektóre ważne punkty, które należy wziąć pod uwagę podczas wykonywania OMR w celu oceny funkcji wzrokowej, to zastosowane parametry testowe, projekt eks...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Department of Veterans Affairs Rehab R&D Service Career Development Awards (CDA-1, RX002111; CDA-2; RX002928) do RSA i (CDA-2, RX002342) do AJF i National Institutes of Health (NIH-NICHD F31 HD097918 do DACT i NIH-NIEHS T32 ES012870 do DACT) oraz NEI Core Grant P30EY006360.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
OptoMotry HDCerebralMechanics Inc.Aparatura i oprogramowanie OMR
TimerThomas Scientific810029AR
Aparat Y-MazeSan Diego Instruments7001-043Dostępny specjalnie dla szczurów

References

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. IDF. International Diabetes Federation Diabetes Atlas, 9th edn. , Available from: https://diabetesatlas.org/upload/resources/material/20200302_133351_IDFATLAfinal-web.pdf (2019).
  2. Wang, W., Lo, A. C. Y. Diabetic retinopathy: pathophysiology and treatments. International Journal of Molecular Sciences. 19 (6), (2018).
  3. Akpek, E. K., Smith, R. A. Overview of age-related ocular conditions. The American Journal of Managed Care. 19 (5), Suppl 67-75 (2013).
  4. Urano, F. Wolfram syndrome: diagnosis, management, and treatment. Current Diabetes Reports. 16 (1), 6(2016).
  5. Adeva-Andany, M. M., Funcasta-Calderón, R., Fernández-Fernández, C., Ameneiros-Rodríguez, E., Domínguez-Montero, A. Subclinical vascular disease in patients with diabetes is associated with insulin resistance. Diabetes & Metabolic Syndrome: Clinical Research & Reviews. 13 (3), 2198-2206 (2019).
  6. Chin, J. A., Sumpio, B. E. Diabetes mellitus and peripheral vascular disease: diagnosis and management. Clinics in Podiatric Medicine and Surgery. 31 (1), 11-26 (2014).
  7. Barber, A. J., Gardner, T. W., Abcouwer, S. F. The significance of vascular and neural apoptosis to the pathology of diabetic retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (2), 1156-1163 (2011).
  8. Pardue, M. T., Allen, R. S. Neuroprotective strategies for retinal disease. Progress in Retinal and Eye Research. 65, 50-76 (2018).
  9. Aung, M. H., Kim, M. K., Olson, D. E., Thule, P. M., Pardue, M. T. Early visual deficits in streptozotocin-induced diabetic long evans rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (2), 1370-1377 (2013).
  10. Antonetti, D. A., et al. Diabetic retinopathy: seeing beyond glucose-induced microvascular disease. Diabetes. 55 (9), 2401-2411 (2006).
  11. Logroscino, G., Kang, J. H., Grodstein, F. Prospective study of type 2 diabetes and cognitive decline in women aged 70-81 years. BMJ. 328 (7439), 548(2004).
  12. London, A., Benhar, I., Schwartz, M. The retina as a window to the brain-from eye research to CNS disorders. Nature Reviews Neurology. 9 (1), 44-53 (2013).
  13. Archibald, N. K., Clarke, M. P., Mosimann, U. P., Burn, D. J. The retina in Parkinson's disease. Brain. 132 (5), 1128-1145 (2009).
  14. Sakai, R. E., Feller, D. J., Galetta, K. M., Galetta, S. L., Balcer, L. J. Vision in multiple sclerosis: the story, structure-function correlations, and models for neuroprotection. Journal of Neuroophthalmology. 31 (4), 362-373 (2011).
  15. Wong, T. Y., et al. Retinal microvascular abnormalities and incident stroke: the Atherosclerosis Risk in Communities Study. The Lancet. 358 (9288), 1134-1140 (2001).
  16. Marquié, M., et al. Association between retinal thickness and β-amyloid brain accumulation in individuals with subjective cognitive decline: Fundació ACE Healthy Brain Initiative. Alzheimer's Research & Therapy. 12 (1), 37(2020).
  17. Thomas, B. B., Seiler, M. J., Sadda, S. R., Coffey, P. J., Aramant, R. B. Optokinetic test to evaluate visual acuity of each eye independently. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 7-13 (2004).
  18. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Vision Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  19. Maurice, T., et al. Behavioral evidence for a modulating role of σ ligands in memory processes. I. Attenuation of dizocilpine (MK-801)-induced amnesia. Brain Research. 647 (1), 44-56 (1994).
  20. Douglas, R. M., et al. Independent visual threshold measurements in the two eyes of freely moving rats and mice using a virtual-reality optokinetic system. Visual Neuroscience. 22 (5), 677-684 (2005).
  21. Feola, A. J., et al. Menopause exacerbates visual dysfunction in experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 186, 107706(2019).
  22. Allen, R. S., et al. TrkB signalling pathway mediates the protective effects of exercise in the diabetic rat retina. European Journal of Neuroscience. 47 (10), 1254-1265 (2018).
  23. Allen, R. S., et al. Retinal deficits precede cognitive and motor deficits in a rat model of type II diabetes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (1), 123-133 (2019).
  24. Prusky, G. T., Harker, K. T., Douglas, R. M., Whishaw, I. Q. Variation in visual acuity within pigmented, and between pigmented and albino rat strains. Behavioural Brain Research. 136 (2), 339-348 (2002).
  25. Hwang, C. K., et al. Circadian rhythm of contrast sensitivity is regulated by a dopamine-neuronal PAS-domain protein 2-adenylyl cyclase 1 signaling pathway in retinal ganglion cells. Journal of Neuroscience. 33 (38), 14989-14997 (2013).
  26. Mui, A. M., et al. Daily visual stimulation in the critical period enhances multiple aspects of vision through BDNF-mediated pathways in the mouse retina. PLoS One. 13 (2), 0192435(2018).
  27. Feola, A. J., et al. Menopause exacerbates visual dysfunction in experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 186, 107706(2019).
  28. Allen, R. S., et al. Long-term functional and structural consequences of primary blast overpressure to the eye. Journal of Neurotrauma. 35 (17), 2104-2116 (2018).
  29. Maaswinkel, H., Li, L. Spatio-temporal frequency characteristics of the optomotor response in zebrafish. Vision Research. 43 (1), 21-30 (2003).
  30. Benkner, B., Mutter, M., Ecke, G., Münch, T. A. Characterizing visual performance in mice: an objective and automated system based on the optokinetic reflex. Behavioral Neuroscience. 127 (5), 788-796 (2013).
  31. Lehmann, K., Schmidt, K. F., Löwel, S. Vision and visual plasticity in ageing mice. Restorative Neurology and Neuroscience. 30, 161-178 (2012).
  32. Leinonen, H., Tanila, H. Vision in laboratory rodents-tools to measure it and implications for behavioral research. Behavioral Brain Research. 352, 172-182 (2018).
  33. Spielmann, M., Schröger, E., Kotz, S. A., Pechmann, T., Bendixen, A. Using a staircase procedure for the objective measurement of auditory stream integration and segregation thresholds. Frontiers in Psychology. 4, 534(2013).
  34. Shi, C., et al. Optimization of optomotor response-based visual function assessment in mice. Scientific Reports. 8 (1), 9708(2018).
  35. You, M., Yamane, T., Tomita, H., Sugano, E., Akashi, T. A novel rat head gaze determination system based on optomotor responses. PLoS One. 12 (4), 0176633(2017).
  36. Whyte, A. J., et al. Reward-related expectations trigger dendritic spine plasticity in the mouse ventrolateral orbitofrontal cortex. The Journal of Neuroscience. 39 (23), 4595-4605 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Erratum

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Behavioral Assessment of Visual Function via Optomotor Response and Cognitive Function via Y-Maze in Diabetic Rats
Posted by JoVE Editors on 1/05/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Behavioral Assessment of Visual Function via Optomotor Response and Cognitive Function via Y-Maze in Diabetic Rats. The author list was updated.

The author list was updated from:

Kaavya Gudapati*1,2, Anayesha Singh*1,3, Danielle Clarkson-Townsend1,4, Andrew J. Feola1,2, Rachael S. Allen1,2
1Center for Visual and Neurocognitive Rehabilitation, Atlanta VA Medical Center,
2Department of Biomedical Engineering, Georgia Institute of Technology,
3Department of Neuroscience, Emory University,
4Gangarosa Department of Environmental Health, Emory University
* These authors contributed equally

to:

Kaavya Gudapati*1,2, Anayesha Singh*1,3, Danielle Clarkson-Townsend1,4, Stephen Q. Phillips1, Amber Douglass1, Andrew J. Feola1,2, Rachael S. Allen1,2
1Center for Visual and Neurocognitive Rehabilitation, Atlanta VA Medical Center,
2Department of Biomedical Engineering, Georgia Institute of Technology,
3Department of Neuroscience, Emory University,
4Gangarosa Department of Environmental Health, Emory University
* These authors contributed equally

Tags

Optomotor ResponseY MazeVisual FunctionCognitive FunctionSpatial FrequencyContrast SensitivitySpatial CognitionExploratory BehaviorDiabetic RatsBehavioral Tests

Related Articles