Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ustalenie wymagań dotyczących zapylania śliwki japońskiej poprzez monitorowanie fenologiczne, zapylanie ręczne, mikroskopię fluorescencyjną i genotypowanie molekularne

2.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61897

⸱

9 listopada 2020

 ,  , 
1Unidad de Hortofruticultura, Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2(CITA-Universidad de Zaragoza), Instituto Agroalimentario de Aragón - IA2, 3Departamento de Hortofruticultura, Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX), Instituto de Investigaciones Agrarias Finca La Orden

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano metodologię określania wymagań dotyczących zapylania w mieszańcach japońskich śliwek, która łączy polowe i laboratoryjne zapylenia oraz obserwacje łagiewek pyłkowych pod mikroskopią fluorescencyjną z identyfikacją genotypów S metodą PCR i monitorowaniem kwitnienia w celu wyboru zapylaczy.

Streszczenie

Powszechnie uprawiane odmiany japońskiej śliwki to międzygatunkowe hybrydy pochodzące ze krzyżówek oryginalnego Prunus salicina z innymi gatunkami Prunus. Większość hybryd wykazuje gametofityczną samoniezgodność, która jest kontrolowana przez pojedynczy i wysoce polimorficzny locus S, który zawiera wiele alleli. Większość uprawianych hybryd jest niekompatybilna i potrzebuje pyłku od zgodnego dawcy do zapłodnienia swoich kwiatów. Ustalenie wymagań dotyczących zapylania śliwki japońskiej staje się coraz ważniejsze ze względu na dużą liczbę nowych odmian o nieznanych wymaganiach dotyczących zapylania. W pracy opisano metodykę określania wymagań dotyczących zapylania w mieszańcach typu śliwki japońskiej. Samo(nie)zgodność jest określana przez ręczne zapylanie zarówno na polu, jak i w laboratorium, a następnie monitorowanie wydłużenia łagiewki pyłkowej za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej, a także monitorowanie dojrzewania owoców na polu. Wybór odmian zapylających jest oceniany poprzez połączenie identyfikacji genotypów S za pomocą analizy PCR z monitorowaniem czasu kwitnienia w terenie. Znajomość wymagań odmian w zakresie zapylania ułatwia dobór odmian do projektowania nowych sadów oraz pozwala na wczesne wykrycie problemów produkcyjnych związanych z niedoborem zapylenia w założonych sadach.

Wprowadzenie

Śliwka japońska (Prunus salicina Lindl.) pochodzi z Chin1. W XIX wieku roślina ta została sprowadzona z Japonii do Stanów Zjednoczonych, gdzie została skrzyżowana z innymi północnoamerykańskimi diploidalnymi śliwkami2. WXX wieku niektóre z tych hybryd rozprzestrzeniły się na umiarkowane regiony na całym świecie. Obecnie termin "śliwka japońska" odnosi się do szerokiej gamy międzygatunkowych hybryd pochodzących ze krzyżówek oryginalnego P. salicina z maksymalnie 15 innymi diploidalnymi Prunus spp.3,4,5.

Śliwka japońska, podobnie jak inne gatunki z rodziny Rosaceae, wykazuje gametofityczną samoniezgodność (GSI), która jest kontrolowana przez pojedynczy i wysoce polimorficzny locus S zawierający wiele alleli6. Locus S zawiera dwa geny, które kodują rybonukleazę (S-RNazę) wyrażaną w słupku oraz białko F-box (SFB) wyrażane w ziarnie pyłku7. W reakcji samoniezgodności, gdy allel S wyrażony w ziarnie pyłku (haploid) jest taki sam jak jeden z dwóch wyrażonych w słupku (diploidalny), wzrost łagiewki pyłkowej w poprzek stylu zostaje zatrzymany z powodu degradacji RNA łagiewki pyłkowej przez działanie S-RNase8. Ponieważ proces ten zapobiega zapłodnieniu żeńskiego gametofitu w zalążku, GSI sprzyja krzyżowaniu między odmianami.

Chociaż niektóre odmiany japońskiej śliwki są samokompatybilne, większość obecnie uprawianych odmian jest samoniekompatybilna i potrzebuje pyłku od wzajemnie kompatybilnych dawców do nawożenia swoich kwiatów3. W przypadku gatunków owoców pestkowych z rodzaju Prunus, takich jak almond9, apricot10,11,12 i czereśnia13, wymagania odmian dotyczące zapylania można ustalać na różne sposoby. Samo(nie)zgodność można określić na podstawie samozapylenia kwiatów na polu i późniejszego monitorowania zawiązywania owoców lub na podstawie samozapylenia częściowo in vivo w kontrolowanych warunkach w laboratorium i obserwacji łagiewek pyłkowych pod mikroskopem14,15,16,17,18. Zależności między odmianami można określić poprzez zapylenie krzyżowe w terenie lub w laboratorium przy użyciu pyłku potencjalnej odmiany zapylającej oraz poprzez identyfikację alleli S każdej odmiany za pomocą analizy PCR14,15,16,19,20,21,22. U gatunków takich jak czereśnia czy migdałowiec, samo(nie)zgodność może być również oceniona poprzez identyfikację poszczególnych alleli S związanych z samozgodnością, jak S4' w czereśni13 lub Sf w almond23.

Kilka programów hodowli śliwek z głównych krajów produkujących wprowadza na rynek szereg nowych odmian2,14, wiele z nich o nieznanych wymaganiach dotyczących zapylania. W pracy opisano metodykę określania wymagań dotyczących zapylania w mieszańcach typu śliwki japońskiej. Samo(nie)zgodność jest określana na podstawie samozapylenia zarówno w terenie, jak i w laboratorium, a następnie obserwacji łagiewek pyłkowych pod mikroskopią fluorescencyjną. Dobór odmian zapylających łączy identyfikację genotypów S za pomocą analizy PCR z monitorowaniem czasu kwitnienia na polu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Ręczne zapylanie na polu

  1. Ekstrakcja pyłku
    1. Aby uzyskać pyłek, zbierz pąki kwiatowe na etapie D24, zgodnie z etapem 57 w skali BBCH25,26.
      UWAGA: Śliwka japońska potrzebuje więcej pąków kwiatowych niż u innych gatunków Prunus, ponieważ ich pylniki wytwarzają mniej pyłku.
    2. Usuń pylniki za pomocą siatki z tworzywa sztucznego (rozmiar porów 2 mm x 2 mm) i umieść je na papierze w temperaturze pokojowej na 24 godziny, aż do rozejścia się pylników.
    3. Przesiać ziarna pyłku przez drobne oczka (pory o wymiarach 0,26 mm x 0,26 mm) i przechowywać je w szklanej probówce o pojemności 10 ml z nakrętką w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
  2. Zapylanie wykastrowanych kwiatów
    1. Gdy od 10% do 20% kwiatów jest otwartych, wybierz i oznacz kilka gałęzi. Usuń otwarte kwiaty i młode pąki, pozostawiając tylko pąki kwiatowe na etapie D24, zgodnie z etapem 57 na skali BBCH25,26.
    2. Usuń płatki, działki kielicha i pręciki od 800 do 1,000 pąków kwiatowych na zabieg za pomocą paznokci lub pęsety.
    3. Słupki należy zapylać ręcznie za pomocą drobnego pędzla 24 godziny po wykastrowaniu. Niektóre gałęzie zawierające połowę słupków z pyłkiem tej samej odmiany, a drugą połowę z kompatybilnym pyłkiem innej odmiany jako kontrolą. Uważaj, aby nie zanieczyścić opuszka palca lub pędzla ziarnami pyłku innych odmian
      4. .
    4. Rejestruj tygodniową liczbę kwiatów i rozwijających się owoców, aby scharakteryzować wzór opadania owoców i określić ilościowo końcowy zestaw owoców w każdym zabiegu zapylania.
  3. Uzupełniające zapylanie w terenie
    1. Na kilka dni przed otwarciem pierwszych kwiatów należy zamknąć wybrane drzewa w klatce o oczkach 0,8 mm, aby uniknąć przylotu owadów zapylających.
    2. Gdy 10%-20% kwiatów jest otwartych, wybierz i oznacz kilka gałęzi na zabieg zapylania, pozostawiając 1,000-1,500 kwiatów na zabieg.
    3. Następnego dnia, gdy kwiaty są otwarte, zapyl każdy kwiat za pomocą pędzla odpowiednim pyłkiem (pyłek z tej samej odmiany do samozapylenia oraz z innych kompatybilnych odmian jako kontrola zapylenia krzyżowego).
    4. Zapylaj co drugi dzień, aż wszystkie kwiaty się otworzą.
    5. Rejestruj tygodniową liczbę kwiatów i rozwijających się owoców od fazy zapylania do zbioru, aby scharakteryzować wzór opadania owoców i określić ilościowo końcowy zestaw owoców w każdym zabiegu zapylania.

2. Zapylanie rąk w laboratorium

  1. Zbierz 50–100 kwiatów na etapie D24, zgodnie z etapem 57 w skali BBCH25,26.
  2. W laboratorium wykastruj 30 kwiatów na zabieg (samozapylenie i zapylenie krzyżowe).
    UWAGA: Kastracja powinna być prowadzona ostrożnie, aby uniknąć uszkodzeń słupków.
  3. Wykonaj świeże nacięcie na podstawie każdej szypułki kwiatowej pod wodą przed umieszczeniem jej na kawałku mokrej pianki florystycznej (jeden kawałek pianki na każdy zabieg zapylania).
  4. Każdy słupek należy zapylać ręcznie 24 godziny później za pomocą cienkiego pędzla zebranym wcześniej pyłkiem (patrz punkt 1.1). Jeden zestaw słupków zapylić pyłkiem tej samej odmiany, a drugi zestaw pyłkiem z kompatybilnej odmiany jako kontrolą.
  5. Zapylone słupki pozostawić 72 godziny po zapyleniu w temperaturze pokojowej. Piana florystyczna powinna być stale zwilżona wodą.
  6. Utrwalić słupki w roztworze utrwalającym etanolu/kwasu octowego (3:1) przez co najmniej 24 godziny w temperaturze 4 °C. Zastąpić utrwalacz 75% etanolem. Próbki można przechowywać w tym roztworze w temperaturze 4 °C do momentu użycia27.
    UWAGA: Upewnij się, że próbki są całkowicie zanurzone w roztworze.

3. Obserwacje mikroskopowe

  1. Ocena kiełkowania pyłku in vitro
    1. Aby opracować pożywkę do kiełkowania pyłku, rozpuść 25 g sacharozy w 250 ml wody destylowanej, a następnie dodaj 0,075 g azotanu wapnia [Ca(NO3)2] i 0,075 g kwasu borowego (H3BO3).
    2. Dodaj 2 g agaru do roztworu i mieszaj aż do całkowitego rozpuszczenia28.
    3. Aby wysterylizować pożywkę, należy ją sterylizować w autoklawie w temperaturze 120 °C przez 20 minut. Schłodzić pożywkę i przed zestaleniem rozprowadzić 3 ml na sterylną szalkę Petriego (55 mm x 12 mm) w sterylnym kapturze z przepływem laminarnym. Po zestaleniu w podłożu szalki Petriego zawinięte w folię aluminiową przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
    4. Pyłek każdej odmiany uprzednio użytej jako dawca pyłku w kontrolowanych zapyleniach należy rozsiać na dwóch szalkach Petriego i inkubować w temperaturze 25 °C przez 24 godziny
      UWAGA: Zaszczepione pożywki hodowlane można obserwować pod mikroskopem natychmiast po użyciu lub przechowywać w temperaturze -20 °C do momentu użycia. W tym celu szalki Petriego należy przestawić z zamrażarki do lodówki na 24 godziny przed obserwacjami mikroskopowymi.
    5. Aby obserwować ziarna pyłku, przygotuj 1% (v/v) roztwór błękitu anilinowego, który barwi modzelę. Najpierw przygotować 0,1 N roztwór trójzasadowego fosforanu potasu (K3PO4), rozpuszczając 7,97 gK3PO4 w 1000 ml wody destylowanej. Aby opracować 1% (v/v) roztwór błękitu anilinowego, należy rozpuścić 1 ml błękitu anilinowego w 100 ml 0,1 N K3PO4.
    6. Dodać 2-3 krople roztworu błękitu anilinowego do każdej płytki szalki Petriego i obserwować po 5 minutach pod mikroskopem epifluorescencyjnym UV przy użyciu filtra wzbudnicy BP340-390 i filtra barierowego LP425. Policz żywotne i niezdolne do życia ziarna pyłku na trzech polach na płytce, z których każde zawiera 100-200 ziaren pyłku, na dwóch szalkach Petriego dla każdej odmiany.
  2. Wzrost łagiewki pyłkowej
    1. Przepłukać zamocowane słupki wodą destylowaną trzykrotnie (po 1 godzinie, łącznie 3 godziny) i przenieść do 5% (w/v) siarczynu sodu (Na2SO3) w temperaturze 4 °C na 24 godziny. Aby przygotować ten roztwór, rozpuść 5 g siarczynu sodu w 100 ml wody destylowanej.
    2. Autoklawować słupki w temperaturze 120 °C przez 8 minut w 5% (w/v) siarczynie sodu w celu zmiękczenia tkanek.
    3. Zmiażdż zmiękczone słupki w kropli 1% (v/v) roztworu błękitu anilinowego pod szkłem nakrywkowym na szkiełku, aby zabarwić modzel.
    4. Obserwuj wzrost łagiewki pyłkowej wzdłuż stylu pod mikroskopem z epifluorescencją UV za pomocą filtra wzbudnicy BP340-390 i filtra barierowego LP425.

4. Określanie relacji niezgodności

  1. Ekstrakcja DNA z liści
    1. Aby wyekstrahować DNA, należy zebrać 3–4 młode liście każdej odmiany na polu, najlepiej wiosną.
      UWAGA: DNA można również wyekstrahować z dojrzałych liści, ale DNA z młodych liści ma mniej związków fenolowych.
    2. Wyizoluj DNA za pomocą komercyjnego zestawu i postępuj zgodnie z dostarczonym zestawem protokołów (patrz Tabela materiałów).
    3. Określić ilościowo stężenie DNA i ocenić jakość DNA każdej próbki przy długości fali 260 nm w spektrofotometrze UV-Vis do spraw mikroobjętości. Dostosuj stężenie DNA do 10 ng/μl.
  2. Warunki PCR do amplifikacji fragmentów
    1. Oznacz probówki i nakrętki PCR o pojemności 0,2 ml.
    2. Przygotuj odczynniki do PCR zgodnie z tabelą 1 i pozwól im rozmrozić się na lodzie.
    3. Ustawić objętość mieszanki wzorcowej każdej pary starterów w mikroprobówce o pojemności 1,5 ml zgodnie z liczbą reakcji plus 10% nadmiaru, biorąc pod uwagę objętość 16 μl na reakcję. Dodać odczynniki zgodnie z kolejnością podaną w tabeli 1 i dokładnie wymieszać.
    4. Podwielokrotność 16 μl roztworu wzorcowego wymieszać w każdej 0,2 ml probówki PCR zawierającej 4 μl matrycy DNA lub 4 μl sterylizowanej wody destylowanej jako kontrolę ujemną (C-). Do kontroli pozytywnej należy wykorzystać DNA odmian o znanym genotypie. Delikatnie wymieszać, zamknąć probówki reakcyjne nakrętkami i odwirować przy 2 000 x g przez 30 s, aby zebrać całą objętość na dnie probówki reakcyjnej.
    5. Umieść probówki reakcyjne w termocyklerze i ustaw program PCR, korzystając z następującego profilu temperatury: początkowy krok trwający 3 minuty w temperaturze 94 °C, 35 cykli trwających 1 minutę w temperaturze 94 °C, 1 minuta w temperaturze 56 °C i 3 minuty w temperaturze 72 °C oraz końcowy etap trwający 7 minut w temperaturze 72 °C20.
  3. Elektroforeza i szacowanie wielkości fragmentu
    1. Aby przygotować 1,7% (w/v) mini żel z agarozy, rozpuścić 0,68 g agarozy i 40 ml 1x buforu TBE w 100 ml kolbie Erlenmeyera. Rozpuść roztwór, podgrzewając w kuchence mikrofalowej o mocy 600 W w odstępach 30 s, aby uniknąć wrzenia.
    2. Pozostaw roztwór na stole do ostygnięcia, a następnie dodaj 3,5 μl roztworu do barwienia kwasów nukleinowych.
    3. Umieść tackę na żel w stojaku odlewniczym i włóż wybrany grzebień do formy żelowej. Upewnij się, że masz wystarczającą ilość studzienek dla każdego produktu PCR i drabiny DNA.
    4. Wlej roztwór agarozy do formy żelowej i pozwól mu ostygnąć do polimeryzacji. Usuń grzebień z polimeryzowanego żelu. Umieść żel w poziomym systemie elektroforezy zawierającym wystarczającą ilość 1x bufor TBE, aby pokryć powierzchnię żelu.
    5. Załaduj pierwszą i ostatnią studzienkę 2 μl drabinki masy cząsteczkowej DNA (drabinka DNA 1 kb). Załadować 3 μl każdego produktu PCR do pozostałych studzienek. Zamknij komorę, włącz zasilanie i uruchom żel pod napięciem 100 V przez 30 minut.
    6. Obserwuj żel w świetle UV za pomocą systemu dokumentacji żelu. Użyj drabiny masy cząsteczkowej DNA, aby określić rozmiar amplifikowanego fragmentu i porównaj go z kontrolami pozytywnymi w celu zidentyfikowania odpowiednich alleli.

5. Monitorowanie dat kwitnienia

  1. Monitoruj fenologię różnych drzew każdej odmiany w okresie kwitnienia przez różne lata. Ustal długość okresu kwitnienia od pierwszego (około 5%) do ostatnich otwartych kwiatów (około 95%). Pełny rozkwit jest brany pod uwagę, gdy co najmniej 50% kwiatów znajduje się na etapie F24, zgodnie z etapem 65 w skali BBCH25,26.
  2. Aby porównać daty kwitnienia wzajemnie kompatybilnych odmian i określić te, które pokrywają się w okresie kwitnienia każdego roku, opracuj kalendarz okresów kwitnienia z danymi z kilku lat.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Każdy pąk kwiatowy śliwy japońskiej zawiera kwiatostan z 1–3 kwiatami. Podobnie jak u innych gatunków owoców pestkowych, każdy kwiat składa się z czterech kręgów: słupka, pręcików, płatków i działek kielicha, które są zrośnięte, tworząc kielich u podstawy kwiatu. Struktury kwiatowe są mniejsze niż u innych owoców pestkowych, z krótkim i kruchym słupkiem otoczonym przez pręciki zawierające niewielką ilość ziaren pyłku. W pełnym rozkwicie kwiaty każdego kwiatostanu wydają się być oddzielone na krótkich szypułkach, ukazując...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana w niniejszym dokumencie metodologia wymagań dotyczących zapylania odmian śliwki japońskiej wymaga określenia samo(nie)zgodności każdej odmiany poprzez kontrolowane zapylanie w terenie lub laboratorium, a następnie obserwację wzrostu łagiewki pyłkowej za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Relacje niezgodności ustala się poprzez scharakteryzowanie alleli S za pomocą genotypowania molekularnego. Wreszcie, selekcja zapylaczy jest przeprowadzana przez fenologię monitorującą w celu wykrycia tych odmian, któr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00 i RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón – Europejski Fundusz Społeczny, Unia Europejska (Grupo Consolidado A12-17R) oraz Junta de Extremadura – Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER), Plan Regional de Investigación (IB16181), Grupo de Investigación (AGA001, GR18196). B.I. Guerrero był wspierany przez stypendium Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología z Meksyku (CONACYT, 471839).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas octowy LodowcowyPanreac131008.1611
AgariNtRON Biotechnology25999
Błękit anilinowyDifco8504-88
Kwas borowy (H3BO4)Panreac131015.1210
4-hydrat azotanu wapnia (Ca(NO3)2 &środkowa kropka; 4H2O)Panreac131231.1211
Szkło nakrywkoweDeltalabD10246024 mm x 60 mm
Obrazowanie aparatu cyfrowegoDevelopmet SystemsUI-1490SE
Pakiet oprogramowania do aparatów cyfrowychImaging Developmet Systems4.93.0.
DNA OligosThermoFisher Scientific
dNTP Mix, 10 mM każdyThermoSischer ScientificR0193
DreamTaq Zielona polimeraza DNAThermoFisher ScientificEP0713
Etanol 96°VWR-Chemicals83804.360
Drabinka DNA 1Kb (patent USA nr 4.403.036) (500pb-12Kb)Invitrogen15615-016Rozmiar: 250µ g; Stężenie: 1.0 &mikro; g/&mikro; l
System Dokumentacji ŻeliBio-Rad1708195
Licznik ręcznyOprogramowanie Laboratorium Obrazowego TamacoTM-4
Bio-Raddo Systemu Dokumentacji Żeli
Mikrowirówka MetaPhor AgaroseLonza50180
5415 RMikroskop Z605212
z UV epiflurescencjaLeicaDM2500Filtr wzbudnicy BP340-390, Filtr barierowy LP425
MikroszkiełkaDeltalabD10000426 mm x 76 mm
Mini system elektroforezyFisherbrand14955170
MiniwirówkaThermoFisher Scientific15334204
Spektrofotometr NanoDrop 1000ThermoFisher ScientificND1000
Szalki PetriegoDeltalab20020155 mm x 14 mm
Fosforan potasu trójzasadowy (K3PO4· 1.5H2O)Panreac141513
Primer naprzód 'Pru C2'ThermoFisherScientific
Primer naprzód Pru T2'ThermoFisherScientific Primer
odwrócony 'PCER'ThermoFisherScientific
RedSafe Roztwór do barwienia kwasami nukleinowymiiNtRON Biotechnology21141
SacharozaPanreac131621.1211
Bezwodny siarczyn sodu (Na2SO3)Panreac131717.1211
Zestaw do ekstrakcji DNA roślin Speedtools21272
Bufor TBE (10X)PanreacA0972,5000PE
Termocykler T100Bio-Rad
Komfortowy termomikserEppendorfT1317
Autoklaw pionowy Presoclave IIJP Selecta4001725
VortexFisherbrand11746744
System Analizy Obrazu Eppendorf1861096

Bibliografia

  1. Hendrick, U. P. The Plums of New York. , J. B. Lyon Co., State Printers. (1911).
  2. Okie, W. R., Hancock, J. F. Plums. Temperate Fruit Crop Breeding. Hancock, J. F. , Springer. Dordrecht. 337-357 (2008).
  3. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: a review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  4. Okie, W. R. Introgression of Prunus species in plum. New York Fruit Quarterly. 14 (1), 29-37 (2006).
  5. Okie, W. R., Weinberger, J. H. Fruit Breeding, vol. 1. Tree and tropical fruits. Janick, J., Moore, J. , John Wiley and Sons Inc. New York. 559-608 (1996).
  6. Mccubbin, A. G., Kao, T. Molecular recognition and response in pollen and pistil interactions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 16, 333-364 (2000).
  7. Hegedűs, A., Halász, J. Recent findings of the tree fruit self-incompatibility studies. International Journal of Horticultural Science. 13 (2), 7-15 (2007).
  8. de Nettancourt, D. Incompatibility and Incongruity in Wild and Cultivated Plants. , Springer-Verlag. Berlín. (2001).
  9. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38 (3), 304-311 (1997).
  10. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (5), 410-417 (2010).
  11. Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Self-incompatibility and S-allele identification in new apricot cultivars. Acta Horticulturae. (1231), 171-176 (2019).
  12. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Determination of self- and inter-(in)compatibility relationships in apricot combining hand-pollination, microscopy and genetic analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), (2020).
  13. Cachi, A. M., Wunsch, A. Characterization of self-compatibility in sweet cherry varieties by crossing experiments and molecular genetic analysis. Tree Genetics & Genomes. 10, 1205-1212 (2014).
  14. Guerra, M. E., Guerrero, B. I., Casadomet, C., Rodrigo, J. Self-compatibility, S-RNase allele identification, and selection of pollinizers in new Japanese plum-type cultivars. Scientia Horticulturae. 261, 109022(2020).
  15. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing production in the new generation of apricot cultivars: self-incompatibility, S-RNase allele identification, and incompatibility group assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 1-12 (2018).
  16. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of self-incompatibility alleles by specific PCR analysis and S-RNase sequencing in apricot. International Journal of Molecular Sciences. 19 (11), 3612(2018).
  17. Sociasi Company, R., Kodad, O., Fernández i Martí, J. M., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: from deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  18. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot 'Moniqui. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 71 (5), 801-805 (1996).
  19. Beppu, K., et al. Se-haplotype confers self-compatibility in Japanese plum (Prunus salicina Lindl). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 80 (6), 760-764 (2005).
  20. Guerra, M. E., Rodrigo, J., López-Corrales, M., Wünsch, A. S-RNase genotyping and incompatibility group assignment by PCR and pollination experiments in Japanese plum. Plant Breeding. 128 (3), 304-311 (2009).
  21. Guerra, M. E., Wunsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower emasculation as the cause for lack of fruit set in Japanese plum crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  22. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Lack of fruit set caused by ovule degeneration in Japanese plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  23. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  24. Baggiolini, M. Les stades repérés des arbres fruitiers à noyau. Revue romande d'Agriculture et d'Arboriculture. 8, 3-4 (1952).
  25. Meier, U. Growth stages of mono-and dicotyledonous plants: BBCH Monograph. Federal Biological Research Centre for Agriculture and Forestry. , (2001).
  26. Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower development in sweet cherry framed in the BBCH scale. Scientia Horticulturae. 192, 141-147 (2015).
  27. Fadon, E., Rodrigo, J. Combining histochemical staining and image analysis to quantify starch in the ovary primordia of sweet cherry during winter dormancy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  28. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  29. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 72 (1), 147-154 (1997).
  30. Dicenta, F., Ortega, E., Cánovas, J. A., Egea, J. Self-pollination vs. cross-pollination in almond: pollen tube growth, fruit set and fruit characteristics. Plant Breeding. 121, 163-167 (2002).
  31. Alonso, J. M., Socias i Company, R. Differential pollen tube growth in inbred self-compatible almond genotypes. Euphytica. 144, 207-213 (2005).
  32. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. The effect of temperature on pollen germination, pollen tube growth, and stigmatic receptivity in peach. Plant Biology. 7, 476-483 (2005).
  33. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. Warm temperatures at bloom reduce fruit set in sweet cherry. Journal of Applied Botany. 81, 158-164 (2007).
  34. Milatović, D., Nikolić, D. Analysis of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 82, 170-174 (2007).
  35. Jia, H. J., He, F. J., Xiong, C. Z., Zhu, F. R., Okamoto, G. Influences of cross pollination on pollen tube growth and fruit set in Zuili plums (Prunus salicina). Journal of Integrative Plant Biology. 50, 203-209 (2008).
  36. Herrero, M., Salvador, J. La polinización del ciruelo Red Beaut. Información Técnica Econónomica Agraria. 41, 3-7 (1980).
  37. Ramming, D. W. Plum. Register of new fruit and nut varieties: Brooks and Olmo, List 37. HortScience. 30 (6), 1142-1144 (1995).
  38. Hartmann, W., Neümuller, M. Plum breeding. Breeding plantation tree crops: Temperate species. , Springer. New York, NY. 161-231 (2009).
  39. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A. Improved S-genotyping and new incompatibility groups in Japanese plum. Euphytica. 186 (2), 445-452 (2012).
  40. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through identification, characterization and cDNA cloning for S-RNases in sweet cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124 (3), 224-233 (1999).
  41. Yamane, H., Tao, R., Sugiura, A., Hauck, N. R., Lezzoni, A. F. Identification and characterization of S-RNases in tetraploid sour cherry (Prunus cerasus). Journal of the American Society for Horticultural Science. 126, 661-667 (2001).
  42. López, M., Jose, F., Vargas, F. J., Battle, I. Self-(in)compatibility almond genotypes: a review. Euphytica. 150, 1-16 (2006).
  43. Bošković, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  44. Beppu, K., Syogase, K., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Inheritance of self-compatibility conferred by the Se-haplotype of Japanese plum and development of Se-RNase gene-specific PCR primers. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 85, 215-218 (2010).
  45. Beppu, K., Kumai, M., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Molecular and genetic analyses of the S-haplotype of the self-compatible Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) "Methley". Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 87 (5), 493-498 (2012).
  46. Beppu, K., Konishi, K., Kataoka, I. S-haplotypes and self-compatibility of the Japanese plum cultivar 'Karari'. Acta Horticulturae. 929, 261-266 (2012).
  47. Sapir, G., Stern, R. A., Shafir, S., Goldway, M. S-RNase based S-genotyping of Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) and its implication on the assortment of cultivar-couples in the orchard. Scientia Horticulturae. 118, 8-13 (2008).
  48. Karp, D. Luther Burbank's plums. HortScience. 50 (2), 189-194 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

R czne zapylanieanaliza genotypu Swyd u anie si rurek py kowychanaliza zawi zywania owoc wanaliza PCR
Ustalenie wymagań dotyczących zapylania śliwki japońskiej poprzez monitorowanie fenologiczne, zapylanie ręczne, mikroskopię fluorescencyjną i genotypowanie molekularne
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.