Artykuł metodologiczny

Frakcjonowanie biomasy lignocelulozowej w procesie OrganoCat

4.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61933

⸱

5 czerwca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Institut für Bio- und Geowissenschaften, Pflanzenwissenschaften (IBG-2), Forschungszentrum Jülich

W tym artykule

Podsumowanie

OrganoCat to metoda wstępnej obróbki i frakcjonowania lignocelulozy w łagodnych warunkach na ligninę, cukry fermentacyjne i miazgę celulozową. W biogennym, dwufazowym układzie rozpuszczalnikowym składającym się z wody i 2-metylotetrahydrofuranu z kwasem 2,5-furankarboksylowym jako katalizatorem, produkty OrganoCat są rozdzielane in situ w celu łatwego odzyskania produktu.

Streszczenie

Przejście od gospodarki opartej na ropie naftowej do bardziej zrównoważonej i opartej na biotechnologii wymaga opracowania nowych koncepcji rafinerii, aby utrzymać dostawy surowców i energii. W przypadku tych nowatorskich i zrównoważonych koncepcji biorafinerii ważne jest stosowanie katalizatorów i rozpuszczalników, które są zgodne z zasadami zielonej chemii. Dlatego wdrożenie alternatyw biogenicznych może być obiecującym rozwiązaniem. Przedstawiony w niniejszym dokumencie proces wstępnej obróbki i frakcjonowania lignocelulozy - OrganoCat - polega na zintegrowanym frakcjonowaniu lignocelulozy na jej główne składniki przy użyciu kwasów biogennych, takich jak kwas 2,5-furandikarboksylowy jako katalizator. Hemicelulozy i inne polisacharydy niecelulozowe są selektywnie depolimeryzowane przez rozcieńczony kwas i rozpuszczane, podczas gdy celuloza krystaliczna pozostaje w stałej pulpie. W obecności drugiej fazy organicznej składającej się z biogennego 2-metylotetrahydrofuranu, rozplątana lignina jest ekstrahowana in situ. Proces ten pozwala na efektywne frakcjonowanie trzech głównych składników – ligniny, celulozy i cukrów niecelulozowych. Pomaga to skupić się na jakości ligniny, poprawie hydrolizy enzymatycznej miazgi wzbogaconej w celulozę oraz łagodnej ekstrakcji cukrów niecelulozowych o niskiej degradacji.

Wprowadzenie

Wykorzystanie zasobów kopalnych przyniosło wielki postęp technologiczny, ponieważ stanowią one podstawę dla wielu produktów, które są niezbędne w codziennym życiu. Jednak ograniczone zasoby takie jak ropa naftowa i gaz ziemny na ziemi oraz szkody dla środowiska związane z ich eksploatacją stwarzają pilną potrzebę znalezienia alternatyw. Biomasa lignocelulozowa jest obiecującym źródłem chemikaliów opartych na węglu, ponieważ jest odnawialna, wszechstronna i neutralna pod względem emisji dwutlenku węgla1. Lignoceluloza składa się zasadniczo z trzech głównych frakcji, które można wykorzystać: hemicelulozy, celulozy i ligniny. Jego przemysłowe przetwarzanie ma długą historię. Jednak uznane i szeroko rozpowszechnione procesy, takie jak procesy siarczynowe i kraftowe w przemyśle papierniczym, koncentrują się głównie na celulozie do wykorzystania w przemyśle celulozowo-papierniczym2. Pełna waloryzacja wszystkich trzech frakcji lignocelulozowych jest konieczna, aby przetwarzanie lignocelulozy w kierunku chemikaliów było bardziej opłacalne z ekonomicznego i środowiskowego punktu widzenia.

W wielu strategiach waloryzacji lignocelulozy, lignina jest zwykłym produktem ubocznym, który często jest spalany w celu odzyskania energii. Obecnie tylko 1-2% ligniny produkowanej przemysłowo jest wykorzystywane do produkcji produktów o wartości dodanej, takich jak dodatki do betonu, środki powierzchniowo czynne i wanilina3. Niemniej jednak jest to największe odnawialne źródło związków aromatycznych i dlatego ma obiecujące właściwości do zastosowania jako podstawa dla polimerów4, włókna węglowe5 i fuel2. Wyzwania związane z waloryzacją ligniny polegają na jej złożonej strukturze i różnorodności, w zależności od materiału źródłowego i warunków ekstrakcji. Ponadto, ze względu na warunki procesu, najbardziej rozpowszechnione procesy frakcjonowania lignocelulozy dostarczają sulfonowaną ligninę z dużą liczbą wiązań C-C między jednostkami monomeru. Dlatego dostępna na rynku lignina jest trudna do depolimeryzacji.

Szereg różnych podejść, które koncentrują się na całościowym wykorzystaniu wszystkich trzech frakcji, został opracowany dla frakcjonowania lignocelulozy. Większość procesów opiera się na hydrolizie hemicelulozy, albo z rozcieńczonymi kwasami i zasadami, albo z wykorzystaniem autoprotolizy wody w podwyższonych temperaturach. Jedną z najczęściej badanych opcji są procesy organosolv wykorzystujące niskowrzące rozpuszczalniki organiczne, zwykle w połączeniu z wodą. Dobrze znane warianty tego procesu obejmują proces Alcell, który wykorzystuje 50% etanolu, oraz proces Organocell, który wykorzystuje metanol w pierwszym etapie i dodaje NaOH w drugim etapie. Opisane są również procesy kwasowo-organiczne, w których wykorzystuje się kwas mrówkowy lub octowy2. Ze względu na niedawne skupienie się na waloryzacji ligniny jako głównego produktu biorafineryjnego, opracowano nowe podejścia, które łączą ekstrakcję ligniny z kolejnymi lub zintegrowanymi etapami konwersji w celu uzyskania mniejszych związków ligniny oraz bardziej stabilnych i wartościowych produktów6,7,8.

Proces frakcjonowania lignocelulozy OrganoCat (OrganoCat) opiera się na dwufazowym systemie wody i 2-metylotetrahydrofuranu (2-MTHF)9. Dodatkowo jako katalizator stosowany jest nadający się do recyklingu kwas organiczny, który selektywnie hydrolizuje hemicelulozy w łagodnych temperaturach. Wszystkie chemikalia procesowe mogą być produkowane w stosunkowo niedrogi i biogenny sposób, co obniża wpływ procesu na środowisko zgodnie z zasadami Green Chemistry10. W procesie powstają trzy oddzielne strumienie produktu z ligniną w fazie organicznej, zdepolimeryzowanymi cukrami hemicelulozowymi w fazie wodnej oraz miazgą wzbogaconą w celulozę jako pozostałością stałą. Ponieważ strumienie produktów można łatwo rozdzielić, dalsze etapy, zapotrzebowanie na energię i koszty materiałów mogą zostać znacznie zmniejszone w porównaniu z np. podejściami jednofazowymi. Lignina ma stosunkowo niską masę cząsteczkową i dużą liczbę wiązań β-O-411. Zdepolimeryzowane cukry hemicelulozowe mogą być używane do fermentacji lub przekształcania w chemikalia wysokowartościowe12. Miazga celulozowa jest łatwo dostępna do depolimeryzacji enzymatycznej9.

Oryginalny proces OrganoCat wykorzystuje kwas szczawiowy jako katalizator do frakcjonowania lignocelulozy. Kwas szczawiowy można następnie odzyskać przez krystalizację9. Zwiększa to jednak koszty procesu schładzania reakcji i częściowego odparowania wody. Częściowy rozkład kwasu szczawiowego jeszcze bardziej zmniejszyłby przychody13. Z tego powodu proces OrganoCat został ulepszony poprzez wprowadzenie kwasu 2,5-furandikarboksylowego (FDCA) jako katalizatora11. FDCA jest nie tylko wystarczająco kwaśny, aby katalizować reakcję, ale może być również otrzymywany z glukozy poprzez odwodnienie do 5-hydroksymetylofurfuralu, a następnie utlenianie za pomocą katalizatorów na bazie metali lub biokatalizatorów14,15,16,17. Chociaż kwasowość FDCA jest nieco niższa, ma wyższą stabilność termiczną niż kwas szczawiowy. FDCA ma niską rozpuszczalność w wodzie w temperaturze pokojowej, co pozwala na jej łatwe odzyskanie z fazy wodnej po reakcji.

Udało się rozwinąć skalę procesu OrganoCat do 3-litrowego reaktora18. Dodatkowe badania nad ligniną OrganoCat wykazały, że wytrącanie rozpuszczalnika za pomocą n-heksanu lub n-pentanu pozwala na energooszczędny odzysk ligniny19. Udało się uzyskać frakcje ligniny o różnych masach cząsteczkowych20. W pracy przedstawiono pełną metodę preparatywną skalowalnego, jednoetapowego procesu frakcjonowania biomasy lignocelulozowej z wykorzystaniem FDCA jako katalizatora. W wyniku tego procesu otrzymuje się wyekstrahowaną ligninę, zdepolimeryzowane hemicelulozy i masę celulozową w trzech łatwo oddzielających się strumieniach produktu.

Protokół

UWAGA: Proces może być wstrzymany w dowolnym momencie, pozostawiając próbki w temperaturze pokojowej (na kilka dni) lub w lodówce (na dłuższy okres). Szczegółowe informacje na temat materiałów użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.

1. Cząstki drewna bukowego

  1. Za pomocą młynka tnącego z sitkiem o średnicy 10 mm należy wytworzyć pożądaną wielkość cząstek drewna bukowego (Fagus sp.), a następnie wysuszyć cząstki w temperaturze 50 °C do stałej masy (~24 h), pozostawiając wilgotność resztkową ~10% wody.

2. Frakcjonowanie i obróbka lignocelulozy

  1. Wstępna obróbka i frakcjonowanie lignocelulozy
    1. Zawiesić 500 mg cząstek drewna bukowego (Fagus sp.) i 78,0 mg (0,5 mmol, 0,1 M) FDCA w 5 ml ultraczystej wody w temperaturze pokojowej w reaktorze wysokociśnieniowym ze stali nierdzewnej o pojemności 25 ml. Dodać 5 ml 2-MTHF i mieszadło do zawiesiny i zamknąć reaktor. Podgrzewać reaktor do temperatury 160 °C na płycie grzewczej z prędkością mieszania 1500 obr./min przez 1 godzinę.
    2. Pozostawić reakcję do ostygnięcia do temperatury pokojowej w lodowatej wodzie przez okres ~10 min. Otwórz reaktor, dodaj 52,5 μl roztworu NaOH (50% wag. NaOH w wodzie destylowanej) i mieszaj przez 15 minut w temperaturze pokojowej i 500 obr./min na płycie mieszającej.
  2. Izolacja fazy organicznej i oznaczanie ilościowe ligniny
    1. Odwirować mieszaninę (temperatura pokojowa, 5 min, 1880 × g). Za pomocą pipety przenieś fazę organiczną (2-MTHF) do kolby okrągłodennej o pojemności 50 ml.
    2. Odparować fazę organiczną w wyparce obrotowej (40 °C, 200 obr./min, 180 mbar) aż do uzyskania stałej i suchej frakcji ligniny. Określić uzysk ligniny, ważąc za pomocą wagi analitycznej. Przechowuj stałą ligninę w temperaturze pokojowej do dalszej analizy.
  3. Oddzielanie stałej masy celulozowej wzbogaconej w celulozę i fazy wodnej
    1. Przefiltrować fazę wodną za pomocą celulozowej bibuły filtracyjnej (wielkość porów 17-30 μm) w lejku w celu wyizolowania miazgi wzbogaconej w celulozę i przenieść fazę wodną do fiolki o pojemności 5 ml. Przemyć miazgę do uzyskania neutralnego pH za pomocą 3 x 25 ml wody, a roztwór myjący przechowywać oddzielnie w zlewce o pojemności 100 ml. Wysuszyć miazgę w temperaturze 80 °C do stałej masy (~24 h).
    2. Określić wydajność suszonej masy celulozowej, ważąc ją wagą analityczną.
  4. Odzysk i izolacja fazy wodnej FDCA
    1. Dostosować oddzielnie pH fazy wodnej i roztworu myjącego z kroku 2.3 przy ciągłym mieszaniu do pH 1 przy użyciu stężonego HCl, schładzając roztwór w łaźni lodowej. Kontroluj pH za pomocą uniwersalnego papieru wskaźnikowego.
    2. Przefiltrować wytrącone ciało stałe (FDCA) z obu roztworów, połączyć pozostałości i wysuszyć w temperaturze 80 °C do stałej masy (~24 h). Wyrzuć pranie. Określić wydajność FDCA, ważąc za pomocą wagi analitycznej.
    3. Przenieść fazę wodną do kolby o pojemności 25 ml i przechowywać ją w temperaturze 4 °C do analizy.
  5. Przygotowanie próbki do ilościowego oznaczania furfuralu
    1. Wykonaj osobny eksperyment, aby określić ilość furfuralu. Powtórz kroki 2.1.1-2.2.1.
    2. Dodać 40 mg n-dekanu jako wzorca wewnętrznego do zebranej frakcji rozpuszczalnika organicznego i przechowywać do analizy.

3. Analiza

  1. Analiza cukru w fazie wodnej metodą wysokosprawnej chromatografii anionowej, z pulsacyjną detekcją amperometryczną (HPAEC-PAD)
    1. Rozcieńczyć 10 μl fazy wodnej zebranej w kroku 2.4.3 w 190 μl wody destylowanej. Do rozcieńczonej próbki dodać 10 μl 2 mM 2-deoksy-D-glukozy.
    2. Przeprowadzić rozdzielanie cukrów prostych na kolumnie separatora monosacharydów o natężeniu przepływu 0,5 ml∙min-1 i wstrzyknąć próbkę po zrównoważeniu z 2 mM NaOH przez 10 minut. Oddzielić cukry obojętne za pomocą 2 mM NaOH przez 18 minut. Następnie użyć 550 mM NaOH przez 10 minut, aby oddzielić kwasy uronowe. Przepłukać kolumnę 800 mM NaOH przez 10 min.
      UWAGA: Oprogramowanie normalizuje ilości cukrów prostych do ilości wzorca wewnętrznego i określa je ilościowo przy użyciu standardowych krzywych kalibracyjnych różnych cukrów prostych.
  2. Analiza ligniny za pomocą 1 H-13C heterojądrowej pojedynczej korelacji kwantowej magnetycznego rezonansu jądrowego (1 H-13C-HSQC NMR)
    1. Rozpuść ~ 50 mg ligniny w 0,5 ml deuterowanego dimetylosulfotlenku ([d6] DMSO) i przenieś mieszaninę do probówki NMR. Przeprowadzić 1pomiary NMR H-13C HSQC (czas pomiaru 220 min) przy użyciu spektrometru 400 MHz.
    2. Określ rodzaje wiązań obecnych w ligninie za pomocą widma.
        Odniesienie chemicznego
      1. przesunięcia widma do sygnału DMSO (δ(1H) = 2,500 ppm; δ(13C) = 39,52 ppm).
      2. Wykonaj ręczną korekcję fazy na obu osiach, aż wszystkie sygnały będą dodatnie, a następnie wykonaj korektę linii bazowej.
      3. Zintegrować sygnały jednostek aromatycznych i wiązań ligniny; patrz Tabela 1 dla zmian chemicznych.
    3. Obliczyć sumę jednostek aromatycznych (arom.) za pomocą następującego wzoru:
      Σ(arom.) = (S2,6 / 2) + ((G2 + G5) / 2) + (H2,6 / 2) (1)
      Przy czym Si jest całką nad sygnałem odpowiadającym 2 i 6 protonom syringylu, Gi jest całkami po sygnałach odpowiadających protonom 2 i 5 gwajacylu, a Hi jest całką po sygnale odpowiadającym 2 i 6 protonom p-hydroksyfenylu.
    4. Oblicz procent każdej jednostki, korzystając z następujących wzorów:
      S = (S2,6/ 2) / Σ(arom.) × 100% (2)
      G = ((G2 + G5) / 2) / Σ(arom.) × 100% (3)
      H = (H2,6 / 2) / Σ(arom.) × 100% (4)
      Gdzie S, G i H to procenty odpowiednich monomerów - syringylu (S), gwajakylu (G) i jednostek monomeru p-hydroksyfenylu (H) na 100 jednostek monomeru.
    5. Oblicz liczbę połączeń na 100 jednostek, korzystając z następujących wzorów:
      Wiązania β-O-4 = α β-O-4 / Σ(arom.) × 100% (5)
      powiązania = (α β-β + β β-β + γ β-β) / Σ(arom.) × 100% (6)
      połączenia = (α β-5 + β β-5 + γ β-5) / Σ(arom.) × 100% (7)
      Przy czym α, β i γ są całką nad sygnałem odpowiadającym sygnałom α-, β- i γ-protonowym odpowiednich wiązań β-O-4-, β-β- i β-5.
      UWAGA: Wiązania są podane jako wiązania na 100 jednostek monomeru. Ze względu na nakładanie się pików, β-O-4 oblicza się przy użyciu tylko sygnału α protonów. Połączenia β-β i β-5 są obliczane na podstawie wszystkich sygnałów odpowiedniego połączenia.
  3. Analiza chromatografii żelowej (GPC)
    1. Rozpuścić 10 mg suszonej ligniny i 1 mg glukozy (jako wzorzec wewnętrzny) w 1 ml 0,1 M NaOH i 0,01% wag. NaN3 roztworu wodnego w fiolce do chromatografii gazowej (GC) o pojemności 1,5 ml. Zamknąć fiolkę z GC za pomocą nakrętki z przegrodą.
    2. Wstrzyknąć 100 μl próbki do systemu wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) wyposażonego w detektor ultrafioletowy i monitorującego długość fali λ = 280 nm. Należy użyć systemu składającego się z systemu wtryskiwaczy z programowaną temperaturą i programowaną temperaturą z krzemionką polarną (8 mm x 50 mm) i trzech kolumn żelowych (8 mm x 300 mm, średnica cząstek: 5 μm, nominalna szerokość porów: 1000 A) przy natężeniu przepływu 1 ml min-1. Odnieś uzyskane dane do sygnału wzorca wewnętrznego (glukozy). Oblicz rozkład masy za pomocą oprogramowania, odnosząc się do zewnętrznej kalibracji poli(sulfonianem styrenu) w zakresie od 266 do 65000 Da.
  4. Kwantyfikacja furfuralu za pomocą GC
    1. Dodać 20 mg n-dekanu jako wzorzec wewnętrzny do fazy organicznej obróbki wstępnej OrganoCat. Przenieść 1 ml fazy organicznej do fiolki GC o pojemności 1,5 ml.
    2. Wstrzyknąć 1 μl tego roztworu do chromatografu gazowego przy użyciu 30-metrowej kolumny z polarną fazą stacjonarną glikolu poliuretanowego i helem jako gazem nośnym o natężeniu przepływu 1,5 ml min-1 i detektora płomieniowo-jonizacyjnego. Ustawić temperaturę początkową na 50 °C, następnie podnieść o 8 °C min-1 do 250 °C i utrzymywać na poziomie 250 °C przez 5 minut.
    3. Określ ilościowo furfural za pomocą całek (Int) podanych przez oprogramowanie i zewnętrznie obliczonego współczynnika korekcyjnego (cf).
      1. Przygotować próbkę składającą się z 1 mg furfuralu i 5 mg n-dekanu w 1 ml 2-MTHF i wstrzyknąć ją do GC zgodnie z wyżej wymienioną procedurą. Oblicz współczynnik korygujący w następujący sposób:
        cf = (Int(n-dekan) / m(n-dekan)) / (Int(furfural) / Int(furfural)) (8)
      2. Użyć współczynnika korygującego, aby obliczyć ilość furfuralu w nieznanej próbce za pomocą następującego wzoru:
        m(furfural) = m(n-dekan) / Int(n-dekan) × cf × Int(furfural) (9)
  5. Hydroliza miazgi wzbogaconej celulozą
    1. Przeprowadzić hydrolizę masy celulozowej pozostałości wzbogaconej w celulozę otrzymanej z obróbki wstępnej OrganoCat w bloku grzewczym z mieszaniem (patrz tabela materiałów) przy użyciu fiolek o pojemności 1,5 ml.
    2. Dodać 20 mg masy celulozowej wzbogaconej w celulozę i 10 μl celulazy (60 jednostek bibuły filtracyjnej (FPU) mL-1 i 82 jednostki celobiaszu (CBU) mL-1) do 1 ml buforu cytrynianowego (pH = 4,5) w fiolce o pojemności 1,5 ml i wstrząsać w temperaturze 50 °C przez 0 h, 1 h lub 72 h. Następnie podgrzewać próbki do 99 °C przez 10 minut, aby zdenaturować enzymy.
    3. Określić stężenie glukozy za pomocą zestawu do oznaczania glukozy (heksokinazy).

Wyniki

Typowy zestaw warunków dla procesu obróbki wstępnej i frakcjonowania lignocelulozy OrganoCat (OrganoCat) obejmuje zastosowanie 0,1 M FDCA jako katalizatora, ładunek biomasy wynoszący 100 g L-1 (drewno bukowe, w stosunku do fazy wodnej), 1 h czasu reakcji oraz temperaturę reakcji 160 °C. Skład drewna bukowego został opublikowany w innym opracowaniu21 (~48% celulozy, 27% hemicelulozy, 26% ligniny). Rycina 1 przedstawia wyekstrahowany hydrolizat hemicelulozy uzyskany przy tym zestawie warunków, a także przy dłuższym czasie reakcji (3 h) i niższej temperaturze (140 °C).

Zastosowanie bardziej rygorystycznych warunków, np. wyższej temperatury i dłuższego czasu reakcji, może prowadzić do wyższych wydajności ekstrakcji, ale skutkuje również większą degradacją produktów – furfural jest produktem degradacji ksylozy, natomiast 5-hydroksymetylofurfural (5-HMF) jest odpowiednim produktem degradacji glukozy. Wyższą zawartość furfuralu odnotowano w produktach (rozdzielonych między fazę wodną a organiczną) przy czasie reakcji 3 h w temperaturze 160 °C. Ponieważ produkty degradacji cukrów są bardzo reaktywne i mają tendencję do tworzenia humin – oligomerów furanów i cukrów – krótszy czas reakcji w wyższej temperaturze może być uznany za dobry kompromis pomiędzy wysoką wydajnością ekstrakcji a niską degradacją cukrów.

Ilość wyekstrahowanej ligniny jest również bezpośrednio związana z temperaturą i czasem reakcji. Rycina 2 przedstawia ilość wyekstrahowanej ligniny, zawartość wiązań β-O-4 oraz średnie masowe masy molowe wyekstrahowanych lignin. Podczas gdy wydajność wyekstrahowanej ligniny wzrasta wraz z dłuższym czasem reakcji, liczba nienaruszonych wiązań β-O-4 zmniejsza się o około połowę w przypadku reakcji trwającej 3 h zamiast 1 h. Obniżenie temperatury reakcji ze 160 °C do 140 °C ma znacznie mniejszy wpływ na ligninę, co skutkuje nieco niższą wydajnością, mniejszą średnią masową masą molową i wyższą zawartością wiązań β-O-4.

Ponieważ hydroliza enzymatyczna (lingo-)celulozy jest powszechnym wskaźnikiem wydajności procesu miazgowania, do różnych miazg OrganoCat uzyskanych z wyżej wspomnianych zestawów warunków reakcji OrganoCat zastosowano komercyjny koktajl celulaz (Rysunek 3). Ze względu na to, że celulaza nie została zoptymalizowana pod kątem tych substratów, całkowita konwersja celulozy nie jest porównywalna z najnowocześniejszymi osiągnięciami; pozwala ona jednak na porównanie poszczególnych miazg między sobą. Dłuższy czas reakcji wywiera istotny wpływ na początkowy czas reakcji oraz wydajność glukozy po 72 h, zwiększając ją około 2,5-krotnie. Obniżenie temperatury wydaje się mieć znacznie mniejszy wpływ, co sugeruje, że głównym czynnikiem powodującym różnice w strawności enzymatycznej w ramach tej obróbki jest stopień delignifikacji.

Wykres słupkowy przedstawiający wydajność ksylozy, cukrów i furfuralu w zależności od temperatury i czasu. Analiza biomasy.
Rycina 1: Ekstrakcja cukrów i produkcja furfuralu w procesie OrganoCat z zastosowaniem 0,1 M kwasu 2,5-furandikarboksylowego jako katalizatora i 100 g L-1 drewna bukowego (w porównaniu do fazy wodnej) w różnych temperaturach i czasach reakcji wskazanych na osi X11. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono w trzech powtórzeniach. Przedstawiono średnią wraz z odchyleniem standardowym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Proces konwersji biomasy; wykres słupkowy wydajności, Mw i wiązania β-0-4 w różnych temperaturach i czasach.
Rycina 2: Ilość i analiza ligniny wyekstrahowano procesem OrganoCat z zastosowaniem 0,1 M kwasu 2,5-furandikarboksylowego jako katalizatora i 100 g L-1 drewno bukowe (w porównaniu z fazą wodną) przy różnych temperaturach i czasach reakcji, jak wskazano na osi X11Wydajność ligniny obliczono w trzech powtórzeniach. Przedstawiono średnią wraz z odchyleniem standardowym. Masę cząsteczkową oraz rodzaje wiązań wyznaczono na podstawie reprezentatywnych pojedynczych eksperymentów. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Wykres słupkowy porównujący wydajność glukozy i szybkość reakcji w różnych warunkach ogrzewania.
Rysunek 3: Enzymatyczna hydroliza mas celulozowych. Wydajność glukozy po 72 h (słupki niebieskie) oraz szybkość reakcji w ciągu pierwszej godziny (słupki szare) z hydrolizy nieobrobionego drewna buka oraz mas celulozowych wzbogaconych otrzymanych z OrganoCat z zastosowaniem 0,1 M kwasu 2,5-furandikarboksylowego jako katalizatora i 100 g L-1 drewna buka (w porównaniu z fazą wodną) w różnych temperaturach i czasach reakcji wskazanych na osi X. Celulazę aplikowano do różnych substratów w temperaturze 50 °C przez maksymalnie 72 h w buforze cytratowym (pH 4,5)11. Wszystkie eksperymenty wykonano w trzech powtórzeniach. Przedstawiono średnią wraz z odchyleniem standardowym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

JednostkaPrzesunięcie $\delta$ (1H)(13C)SpleceniePrzesunięcie $\delta$ (1H)(13C)
[ppm][ppm]
S2,6(6.95–6.46)(106.8–101.9)α β-O-4(5.08–4.69)(75.8–69.9)
G2(7.12–6.72)(113.4–108.7)α β-β(4.72–4.58)(87.46–84.0)
G5(7.04–6.51)(117.8–113.4)β β-β(3.35–3.11)(62.0–57.9)
H2,6(7.01–6.8)(129.1–123.2)γ β-β 1(4.26–4.09)(73.0–70.0)
γ β-β 2(3.87–3.71)(73.0–70.0)
α β-5(5.51–5.41)(88.8–86.6)
β β-5(3.52–3.42)(54.0–52.1)
γ β-5(3.80–3.67)(64.1–62.1)

Tabela 1: Przesunięcia chemiczne wyznaczone za pomocą 1H-13C heterojądrowej korelacji pojedynczego kwantu w rezonansie magnetycznym jądrowym (1H-13C-HSQC NMR) dla różnych wiązań w ligninie. Skróty: S = jednostka syringylowa, G = jednostka guajakolowa, H = jednostka p-hydroksyfenylowa.

Dyskusja

Opisane frakcjonowanie lignocelulozy wykazuje kompromis między wydajnością hydrolizy hemicelulozy a selektywnością w celu uniknięcia degradacji cukrów do furanów, w zależności od czasu i temperatury reakcji (ryc. 1). Na wydobycie ligniny podobnie wpłynęły ostrzejsze warunki. Zwłaszcza redukcja wiązań β-O-4 i zwiększenie średniej masy cząsteczkowej w wyniku rekondensacji w wyższej temperaturze i czasie reakcji podkreśla ten kompromis, na który należy się zgodzić. Wybór czasu i temperatury reakcji jest zatem kluczowym krokiem w tym procesie frakcjonowania lignocelulozy. Ponieważ wydajność hydrolizy enzymatycznej wydaje się być w większości determinowana przez delignifikację w procesie OrganoCat katalizowanym przez FDCA, najtrudniejsze warunki przetwarzania zapewniają najbardziej dostępną miazgę. Inne warianty procesu 9,11,18,22, np. z użyciem różnych katalizatorów, pokazują, że siła katalizatora i końcowe pH w roztworze reaktywnym mają najsilniejszy wpływ na wydajność procesu. Wykazano, że modyfikacje procedury, np. pęcznienie wstępne kwasem fosforowym, również mają korzystny wpływ22. Ze względu na różnorodność składu proces ten wymaga jednak optymalizacji, w zależności od różnych surowców21. Biorąc pod uwagę ogólną wydajność procesu, należy wziąć pod uwagę dalsze oczyszczanie oddzielonych frakcji, dlatego selektywność odgrywa główną rolę. W porównaniu z innymi procesami podobnymi do organosolvu, OrganoCat wykorzystuje dwufazowy system woda/2-MTHF, który dostarcza główne składniki w trzech stosunkowo prostych, oddzielnych strumieniach. W ten sposób można jeszcze bardziej obniżyć koszty energii i sprzętu13,18.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została przeprowadzona w ramach Klastra Doskonałości "Dostosowane paliwa z biomasy" i "Centrum Nauki o Paliwach", które są finansowane przez Inicjatywę Doskonałości Niemieckiej Fundacji Badawczej w celu promowania nauki i badań na niemieckich uniwersytetach, a także część Centrum Naukowego Biogospodarki (BioSC), wspieranego w projekcie AP³ Focus Lab. Działalność naukowa Centrum Nauki Biogospodarka została wsparta finansowo przez Ministerstwo Innowacji, Nauki i Badań w ramach Strategieprojektu NRW BioSC (nr 313/323-400-002 13).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System 1200 HPLCAgilentn.a.został użyty do wykluczenia wielkości chomatogaphy
Kwas 2,5-furandikarboksylowyTCI Deutschland GmbHF0710Czystość:  >98.0%(T)(HPLC)
2-metylotetrahydrofuranCarl Roth GmbH6845.4SOLVAGREEN  ≥ 99 %, ekstra czysty
Accellerase 1500Dostarczony przez Genencor (60  FPU  mL-1 oraz 82  CBU  mL-1; 2300 AE Leiden, Holandia)n.a.celulazado hydrolizy masy celulozowej
drewna bukowego (Fagus sp.)lokalny dostawcab.a.BioTek
Power Wave HT Spektrometr UV-VisBioTek Germany, 74177 Bad Friedrichshall, NiemcyBT-RPRWI
Bruker AS400 (400  MHz) SpektrometrBruker, Billerica, MA 01821, USAAnaliza n.a.HSQC-NMR
Kolumna CarboPac PA20Kolumna separatora monosacharydowego Dionex 302747 do wysokosprawnej wirówki do chromatografii anionowej
5430 REppendorf5428000610
Focus GCThermo Fischern.a.chromatografgazowy
Test glukozy (heksokinazy) zestawSigma-AldrichGAHK20-1KT
GPC- kolumna PSS PolarSil w DMAcPSS Polymer Strandards Service GmbHPSA080505kolumna wstępna z krzemionką polarną (8 x 50 mm)
Kolumna woskowa HP-INNO30 mAgilent J & W19091N-213IE KolumnaGC z polarnym glikolem polietylenowym
faza stacjonarna PSS MCXPSS Polymer Strandards Service GmbH  MCA0830051E3kolumny żelowe (8 x 300 mm, średnica cząstek: 5 &mikro; m, nominalna szerokość porów: 1000 i Aring;
ThermoMixerEppendorfn.a.blok mieszająco-grzewczy
tinyclave steel Typ 3 / 25 mLBü CHI49,33,45,10,000100 bar, 200 ° Z
,

Bibliografia

  1. Isikgor, F. H., Becer, C. R. Lignocellulosic biomass: a sustainable platform for the production of bio-based chemicals and polymers. Polymer Chemistry. 6 (25), 4497-4559 (2015).
  2. Azadi, P., Inderwildi, O. R., Farnood, R., King, D. A. Liquid fuels, hydrogen and chemicals from lignin: A critical review. Renewable & Sustainable Energy Reviews. 21, 506-523 (2013).
  3. Aro, T., Fatehi, P. Production and application of lignosulfonates and sulfonated lignin. ChemSusChem. 10 (9), 1861-1877 (2017).
  4. Kai, D., et al. Towards lignin-based functional materials in a sustainable world. Green Chemistry. 18 (5), 1175-1200 (2016).
  5. Fang, W., Yang, S., Wang, X. -L., Yuan, T. -Q., Sun, R. -C. Manufacture and application of lignin-based carbon fibers (LCFs) and lignin-based carbon nanofibers (LCNFs). Green Chemistry. 19 (8), 1794-1827 (2017).
  6. Linger, J. G., et al. Lignin valorization through integrated biological funneling and chemical catalysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (33), 12013-12018 (2014).
  7. Liao, Y., et al. A sustainable wood biorefinery for low-carbon footprint chemicals production. Science. 367 (6484), 1385-1390 (2020).
  8. Galkin, M. V., Samec, J. S. M. Lignin valorization through catalytic lignocellulose fractionation: a fundamental platform for the future biorefinery. ChemSusChem. 9 (13), 1544-1558 (2016).
  9. vom Stein, T., et al. From biomass to feedstock: one-step fractionation of lignocellulose components by the selective organic acid-catalyzed depolymerization of hemicellulose in a biphasic system. Green Chemistry. 13 (7), 1772-1777 (2011).
  10. Anastas, P. T. Meeting the challenges to sustainability through green chemistry. Green Chemistry. 5 (2), 29-34 (2003).
  11. Weidener, D., et al. One-step lignocellulose fractionation by using 2,5-furandicarboxylic acid as a biogenic and recyclable catalyst. ChemSusChem. 11 (13), 2051-2056 (2018).
  12. vom Stein, T., Grande, P. M., Leitner, W., Domínguez de María, P. Iron-catalyzed furfural production in biobased biphasic systems: from pure sugars to direct use of crude xylose effluents as feedstock. ChemSusChem. 4 (11), 1592-1594 (2011).
  13. Viell, J., Harwardt, A., Seiler, J., Marquardt, W. Is biomass fractionation by Organosolv-like processes economically viable? A conceptual design study. Bioresource Technology. 150, 89-97 (2013).
  14. Ait Rass, H., Essayem, N., Besson, M. Selective aerobic oxidation of 5-HMF into 2,5-furandicarboxylic acid with Pt catalysts supported on TiO2 - and ZrO2 -based supports. ChemSusChem. 8 (7), 1206-1217 (2015).
  15. Yi, G., Teong, S. P., Zhang, Y. Base-free conversion of 5-hydroxymethylfurfural to 2,5-furandicarboxylic acid over a Ru/C catalyst. Green Chemistry. 18 (4), 979-983 (2016).
  16. Ardemani, L., et al. Solid base catalysed 5-HMF oxidation to 2,5-FDCA over Au/hydrotalcites: fact or fiction. Chemical Science. 6 (8), 4940-4945 (2015).
  17. Domínguez de María, P., Guajardo, N. Biocatalytic valorization of furans: opportunities for inherently unstable substrates. ChemSusChem. 10 (21), 4123-4134 (2017).
  18. Grande, P. M., et al. Fractionation of lignocellulosic biomass using the OrganoCat process. Green Chemistry. 17 (6), 3533-3539 (2015).
  19. Holtz, A., et al. Process development for separation of lignin from OrganoCat lignocellulose fractionation using antisolvent precipitation. Separation and Purification Technology. 236, 116295(2020).
  20. Weidener, D., et al. Lignin precipitation and fractionation from OrganoCat pulping to obtain lignin with different sizes and chemical composition. Molecules. 25 (15), 3330(2020).
  21. Weidener, D., et al. Multiscale analysis of lignocellulose recalcitrance towards OrganoCat pretreatment and fractionation. Biotechnology for Biofuels. 13 (1), 155(2020).
  22. Weidener, D., et al. Lignocellulose fractionation using recyclable phosphoric acid: lignin, cellulose, and furfural production. ChemSusChem. 14 (3), 909-916 (2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Frakcjonowanie biomasyekstrakcja ligninywzbogacanie celulozyhydroliza hemicelulozykatalizator FDCArozpuszczalnik 2 MTHFoddzielanie przez wirowanieodparowanie rotacyjne
Frakcjonowanie biomasy lignocelulozowej w procesie OrganoCat
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.