Artykuł metodologiczny

Zachowanie płodności poprzez witryfikację oocytów: perspektywy kliniczne i laboratoryjne

6.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/61963

⸱

16 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Clinica Valle Giulia, GeneraLife IVF

W tym artykule

Podsumowanie

Kriokonserwacja oocytów jest uznawana przez kilka międzynarodowych towarzystw naukowych za złoty standard zachowania płodności u kobiet po okresie dojrzewania. Odpowiednie strategie kliniczne i laboratoryjne zapewniają maksymalną skuteczność, efektywność i bezpieczeństwo zabiegów zachowujących płodność.

Streszczenie

Zachowanie kobiecej płodności jest kluczowe w wielofunkcyjnym systemie opieki zdrowotnej, który dba o przyszłą jakość życia pacjentów. Kriokonserwacja oocytów jest uznawana przez kilka międzynarodowych towarzystw naukowych za złoty standard zachowania płodności u kobiet po okresie dojrzewania, zarówno ze wskazań medycznych, jak i niemedycznych. Głównymi wskazaniami medycznymi są choroby onkologiczne, choroby ginekologiczne, takie jak ciężka endometrioza, choroby ogólnoustrojowe upośledzające rezerwę jajnikową oraz uwarunkowania genetyczne związane z przedwczesną menopauzą. Niniejszy artykuł opisuje całość klinicznych i laboratoryjnych badań nad leczeniem zachowania płodności, przedstawiając zalecenia dotyczące obiektywnego i opartego na dowodach poradnictwa. Ponadto skoncentrowano się na skuteczności procedury i opisano najwłaściwsze strategie, aby w pełni wykorzystać rezerwę jajnikową i zmaksymalizować liczbę pobranych komórek jajowych w jak najkrótszym czasie. Ocena rezerwy jajnikowej, definicja idealnego protokołu stymulacji, a także procedury pobierania, denudacji i witryfikacji oocytów zostały szczegółowo opisane wraz z podejściami mającymi na celu maksymalizację ich skuteczności, wydajności i bezpieczeństwa.

Wprowadzenie

Opracowanie i wdrożenie skutecznego programu kriokonserwacji ludzkich oocytów było znaczącym przełomem w medycynie reprodukcyjnej. Zgodnie z najnowszymi dowodami, witryfikacja jest najskuteczniejszą strategią kriokonserwacji oocytów metafazy II (MII), ponieważ skutkuje statystycznie wyższymi wskaźnikami przeżycia w porównaniu z powolnym zamrażaniem, niezależnie od populacji pacjentów (pacjenci niepłodni lub program dawstwa oocytów)1,2,3. Niezwykłe osiągnięcia witryfikacji oocytów skłoniły Komitety Praktyki Amerykańskiego Towarzystwa Medycyny Rozrodu (ASRM) i Towarzystwa Technologii Wspomaganego Rozrodu (SART) do uznania tej techniki za najbardziej skuteczną w planowym zachowaniu płodności u kobiet po okresie dojrzewania, zarówno ze wskazań medycznych, jak i niemedycznych4,5,6. Wskazania medyczne do zachowania płodności obejmują (i) nowotwory i choroby autoimmunologiczne, które wymagają terapii7, takie jak radioterapia, chemioterapia cytotoksyczna i terapia hormonalna (której szkodliwy wpływ na rezerwę jajnikową jest związany z wiekiem matki, a także rodzajem i dawką leczenia); (ii) choroby jajników wymagające powtarzających się lub radykalnych operacji (takie jak endometrioza)8; oraz (iii) uwarunkowania genetyczne (np. łamliwość chromosomu X) lub przedwczesna niewydolność jajników. Ponadto zachowanie płodności stało się cenną opcją dla wszystkich kobiet, które nie osiągnęły swojego rodzicielskiego celu z powodów niemedycznych (znane również jako zamrożenie społeczne).

Niezależnie od wskazań do zachowania płodności i zgodnie z głównymi międzynarodowymi wytycznymi dotyczącymi zachowania płodności, wszyscy pacjenci chętni do witryfikacji swoich oocytów powinni otrzymać odpowiednie poradnictwo, aby być poinformowanym o ich realnej szansie na sukces, kosztach, ryzyku i ograniczeniach procedury9,10,11,12,13. Co najważniejsze, powinno być jasne, że witryfikacja kohorty oocytów MII nie gwarantuje ciąży, ale daje większą szansę powodzenia w przyszłym leczeniu zapłodnieniem in vitro (IVF), jeśli to konieczne14. W związku z tym wiek kobiety w momencie witryfikacji oocytów jest z pewnością najważniejszym czynnikiem ograniczającym15, ponieważ zaawansowany wiek matki (AMA; >35 lat) jest główną przyczyną niepłodności kobiet16. Oprócz postępującego zmniejszania się rezerwy jajnikowej, AMA wiąże się z upośledzeniem kompetencji oocytów z powodu wadliwych szlaków fizjologicznych, takich jak metabolizm, regulacja epigenetyczna, punkty kontrolne cyklu komórkowego i segregacja mejotyczna17. Dlatego rozsądna liczba jaj do witryfikacji zależy głównie od wieku matki. U kobiet w wieku poniżej 36 lat wymagane jest co najmniej 8-10 oocytów MII, 18, aby zmaksymalizować szansę na sukces. Ogólnie rzecz biorąc, im większa liczba witryfikowanych oocytów, tym większe prawdopodobieństwo sukcesu. Dlatego dostosowanie stymulacji jajników do markerów rezerwy jajnikowej, takich jak poziom hormonu anty-Müllerowskiego (AMH) lub liczba pęcherzyków antralnych (AFC), ma kluczowe znaczenie dla pełnego wykorzystania rezerwy jajnikowej w jak najkrótszym czasie.

Bezpieczeństwo całej procedury jest drugą kluczową kwestią przy rekrutacji pacjentów do zachowania płodności. Klinicyści powinni stosować najlepsze strategie w celu zminimalizowania ryzyka i zapobiegania (i) zespołowi hiperstymulacji jajników (OHSS) poprzez stosowanie bezpiecznych metod, takich jak protokół antagonistyczny hormonu uwalniającego gonadotropiny (GnRH), a następnie agonista GnRH trigger19 oraz (ii) odległe, ale możliwe, ryzyko krwawienia z otrzewnej, uszkodzenia struktur miednicy (moczowod, jelita, wyrostek robaczkowy, nerwy) lub infekcji miednicy mniejszej podczas pobierania oocytów. Wreszcie, (iii) tradycyjne schematy stymulacji są związane z suprafizjologicznym estradiolem w surowicy i dlatego nie są zalecane w chorobach wrażliwych na estrogeny, takich jak rak piersi. Protokoły obejmujące inhibitory aromatazy (takie jak letrozol lub tamoksyfen) są bardziej odpowiednie w takich przypadkach20,21. W warunkach laboratoryjnych najbardziej rozpowszechnionym protokołem witryfikacji oocytów jest nadal ten po raz pierwszy opisany przez Kuwayamę i współpracowników2,23, który składa się z etapowej procedury obejmującej stopniowe dodawanie krioprotektantów (CPA). W pierwszej fazie (równowaga/odwodnienie) oocyty są poddawane ekspozycji w roztworze CPA zawierającym 7,5% v/v glikolu etylenowego i 7,5% v/v dimetylosulfotlenku (DMSO), natomiast w drugiej fazie oocyty przenosi się do roztworu witryfikacyjnego z 15% v/v glikolu etylenowego i 15% v/v DMSO oraz 0,5 mol/l sacharozy. Po krótkiej inkubacji w pożywce witryfikacyjnej oocyty można umieścić w specjalnie zaprojektowanych, otwartych kriourządzeniach, a na koniec zanurzyć w ciekłym azocie w temperaturze -196 °C w celu przechowywania do czasu użycia.

Tutaj cała kliniczna i laboratoryjna analiza leczenia zachowania płodności została opisana poprzez (i) nakreślenie zaleceń dotyczących obiektywnego i opartego na dowodach poradnictwa, (ii) skupienie się na opłacalności procedury oraz (iii) opisanie najbardziej odpowiednich strategii pełnego wykorzystania rezerwy jajnikowej i maksymalizacji liczby oocytów pobranych w jak najkrótszym czasie. Ocena rezerwy jajnikowej, definicja idealnego protokołu stymulacji, a także procedury pobierania, denudacji i witryfikacji komórek jajowych zostaną szczegółowo opisane wraz z podejściami mającymi na celu maksymalizację ich skuteczności, wydajności i bezpieczeństwa. Ponieważ w literaturze istnieją inne protokoły lub adaptacje tego protokołu, reprezentatywne wyniki i omawiane sekcje tego manuskryptu mają zastosowanie tylko do tej procedury.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Trening i poradnictwo kliniczne

UWAGA: W przypadku pacjentów wymagających zachowania płodności z powodów onkologicznych, upewnij się, że nie ma listy oczekujących na umówienie się na konsultację, a termin wizyty jest zapewniony tak szybko, jak to możliwe.

  1. Zapoznaj się z historią medyczną i dotychczasową dokumentacją oraz oceń ogólny stan zdrowia pacjenta.
  2. Zapisz wszystkie informacje (w tym zgodę onkologa na poddanie się stymulacji jajników w przypadku pacjentek z rakiem) w relacyjnej bazie danych.
  3. Udziel pacjentowi konkretnego poradnictwa na temat wykonalności zabiegu. Wyjaśnij etapy procedury (stymulacja jajników, pobranie komórek jajowych, witryfikacja komórek jajowych) i poinformuj ją o realnych szansach powodzenia (głównie zależnych od wieku matki i oczekiwanej liczby komórek jajowych MII w momencie pobrania komórek jajowych), a także o kosztach i ograniczeniach zabiegu.
  4. Wykonaj USG przezpochwowe, aby uzyskać informacje na temat rezerwy jajnikowej (tj. AFC) i ocenić dostępność jajników do pobrania komórek jajowych.
  5. Zamów badania krwi w celu oceny grupy krwi i czynnika Rh, badania przesiewowe krzepnięcia (morfologia krwi, protrombina, tromboplastyna, fibrynogen, białko C, białko S, antytrombina III, homocysteina) oraz choroby zakaźne (wirusowe zapalenie wątroby typu B, zapalenie wątroby typu C, HIV, Laboratorium Badań nad Chorobami Wenerycznymi/Test hemaglutynacji Treponema pallidum).
    UWAGA: W przypadku pacjentów korzystających z programu zachowania płodności z niepilnych powodów medycznych, bardziej kompleksowa ocena może obejmować podstawowy hormon folikulotropowy (FSH), hormon luteinizujący (LH), estradiol, AMH, badanie piersi, test Papanicolaou, genetyczne badanie przesiewowe krzepnięcia (czynnik V z Lejdy i protrombina) oraz badanie przesiewowe TORCH (toksoplazmoza, różyczka, wirus cytomegalii).
  6. Poproś o ocenę kardiologiczną (elektrokardiogram).
  7. Poleć poradnictwo psychologiczne.

2. Kontrolowane protokoły stymulacji jajników dla zachowania płodności

UWAGA: Gdy czas dostępny do rozpoczęcia leczenia raka jest ograniczony, zaleca się protokół random-start (tj. rozpoczęcie stymulacji jajników w dowolnym momencie cyklu miesiączkowego) dla stymulacji jajników u pacjentek onkologicznych, które są kandydatkami do zachowania płodności. W programie zachowania płodności z niepilnych powodów medycznych lub społecznych preferowana jest konwencjonalna stymulacja rozpoczynająca się we wczesnej fazie pęcherzykowej, a stymulacja jajników rozpoczyna się w oparciu o cykl menstruacyjny. Metody kontrolowanej stymulacji jajników (COS) powinny być wykonywane zgodnie z najnowszymi wytycznymi Europejskiego Towarzystwa Rozrodu Człowieka i Embriologii (ESHRE)24.

  1. Dostosuj COS do charakterystyki pacjentki i markerów rezerwy jajnikowej, głównie wieku matki, FSH, AMH i AFC.
  2. COS należy rozpocząć w 5 dniu cyklu miesiączkowego przy użyciu rekombinowanego lub moczowego FSH w stałej dawce 150-300 j.m./dobę (protokół antagonistyczny).
    UWAGA: W określonej populacji pacjentek z niedoborem LH lub słabą-nieoptymalną odpowiedzią, można podać dodatkowe LH 75/150 IU/dobę w zależności od odpowiedzi jajników, poziomu LH i oceny ginekologa.
  3. U pacjentów z chorobami wrażliwymi na estrogeny należy włączyć gonadotropiny związane z inhibitorami aromatazy (letrozolem) od 1 dnia stymulacji do 7 dnia po pobraniu komórek jajowych.
  4. Podawaj stałą dawkę gonadotropin przez 4 dni.
  5. Monitoruj wzrost pęcherzyków w 5 dniu, a następnie co 2-3 dni; w końcu dostosuj dawkę gonadotropiny.
  6. Gdy co najmniej 3 pęcherzyki osiągną średnicę 17-18 mm, należy podać wyzwalacz do końcowego dojrzewania oocytów za pomocą pojedynczego podskórnego bolusa agonisty GnRH w dawce 0,5 ml.

3. Pobieranie oocytów

  1. Przygotowanie do pobrania komórek jajowych
    1. Aby uzyskać informacje o wymaganych materiałach, zapoznaj się ze Tabelą materiałów i przygotuj obuwie i strój laboratoryjny, chirurgiczną maskę na twarz, osłonę włosów, rękawiczki chirurgiczne, trwały nietoksyczny marker, pęsetę, sterylne małe gazy, wziernik jednorazowy lub wielokrotnego użytku, sprzęt do chirurgii pochwy i środek do dezynfekcji powierzchni. Zapewnij dostępność sprzętu do resuscytacji, leków znieczulających do odwrócenia, zestawu przygotowanego do leczenia wstrząsu anafilaktycznego oraz tlenu na sali operacyjnej.
    2. Wykonaj procedurę pobrania komórek jajowych zgodnie z zaleceniami Grupy Roboczej ESHRE ds. Ultradźwięków w technologiach wspomaganego rozrodu (ART)25.
      1. Podać sedację lub znieczulenie ogólne oraz antybiotyki w profilaktyce.
        UWAGA: W tym protokole głęboką sedację osiągnięto poprzez podanie propofolu (którego dawka jest dostosowywana w zależności od masy ciała pacjenta) i 50-100 μg fentanylu, 1000 mg paracetamolu i wspomaganej wentylacji maski tlenem.
      2. Pobrać oocyty za pomocą jednostki aspiracyjnej składającej się z pompy próżniowej, rurki pobranej podłączonej do igły o pojedynczym prześwicie 17 G i rurki do pobierania oocytów. Podczas pobierania nie należy przekraczać ciśnienia ~120 mmHg, aby uniknąć ryzyka uszkodzenia oocytów, takiego jak oderwanie komórek wzgórka lub pęknięcie osłonki przejrzystej.
      3. Skalibrować temperaturę powierzchni roboczej, aby zapewnić 37 °C w pożywce hodowlanej. Podczas całego zabiegu należy zminimalizować narażenie oocytów nawet na przejściową temperaturę, która może wpływać na ich kompetencje rozwojowe.
      4. Po zakończeniu pobierania komórek jajowych obserwuj pacjentkę przez 3-4 godziny przed wypisem.
  2. Sala operacyjna
    1. Przed wejściem na salę operacyjną zidentyfikuj pacjentkę i potwierdź czas wyzwolenia owulacji.
    2. Pacjentka powinna położyć się na stole operacyjnym w pozycji ginekologicznej.
    3. Oczyść pochwę/szyjkę macicy przed pobraniem komórek jajowych, aby zminimalizować zanieczyszczenie bakteryjne.
    4. Wykonaj wstępne USG przezpochwowe, aby ocenić położenie jajników i anatomiczne relacje z różnymi narządami i naczyniami krwionośnymi.
    5. Pod kontrolą USG wprowadź jednostrumieniową igłę przez ścianę pochwy i do pęcherzyka jajnikowego, uważając, aby nie uszkodzić narządów lub naczyń krwionośnych znajdujących się między ścianą pochwy a jajnikiem.
    6. Rozpocznij aspirację od najbliższego pęcherzyka i przejdź do najbardziej dystalnych.
    7. Nakłuć wszystkie pęcherzyki o średnicy większej niż 11-12 mm, wykonując "ruchy skręcające" igły w celu zassania całego płynu pęcherzykowego, który jest następnie uwalniany do sterylnej rurki (okrągłe dno 14 ml) podgrzanej w grzejniku bloku sali operacyjnej.
    8. Natychmiast po pobraniu należy zapieczętować i oznaczyć probówkę szczegółami dotyczącymi tożsamości pacjenta.
    9. Upewnij się, że pielęgniarka przyniesie probówkę do laboratorium, gdzie zostanie ona natychmiast przebadana na obecność kompleksów wzgórek-oocytów (COC).
    10. Poinstruuj embriologów, aby poinformowali lekarza o całkowitej liczbie pobranych COC.
    11. Po zakończeniu procedury dla pierwszego jajnika, przepłucz igłę czystym medium i kontynuuj z drugim jajnikiem, stosując tę samą procedurę.
    12. Po pobraniu komórek jajowych należy ocenić krwawienie z jajników lub naczyń krwionośnych parametrium i wolnego płynu w woreczku Douglas.
      UWAGA: Aby zautomatyzować i poprawić skuteczność śledzenia gamet i zarodków na poziomie klinicznym, w center26 wdrożono elektroniczny system obserwacji (EWS). Niemniej jednak protokół ten nie wspomina o EWS, aby zapewnić odtwarzalność protokołu w każdym laboratorium IVF. Należy jednak wziąć pod uwagę, że wszystkie etapy procedury wymagają obecności drugiego operatora (tj. świadka), aby zapewnić identyfikowalność gamet i zarodków.

4. Laboratorium in vitro

  1. Dzień przed zabiegiem pobrania komórek jajowych
    1. Przygotuj probówki do pobierania komórek jajowych (patrz Tabela materiałów).
      1. Dozować 1 ml pożywki IVF (patrz Tabela materiałów) do każdej probówki do pobierania oocytów (okrągłe dno, 5 ml) i przykryć 0,2 ml oleju mineralnego (patrz Tabela materiałów) do hodowli zarodków.
        UWAGA: Liczba jajowodów zostanie określona zgodnie z liczbą pęcherzyków, które mają zostać pobrane. Każda probówka może zawierać do 4 COC.
    2. Uszczelnij probówki nakrętką (pierwszy zatrzask). Oznaczyć probówki szczegółowymi informacjami na temat rodzaju pożywki i daty przygotowania. Inkubować probówki przez noc w temperaturze 37 °C w kontrolowanej atmosferze (6% CO2, 5 % 02).
  2. W dniu pobrania komórek jajowych
    1. Rozgrzej plastikowe zapasy w temperaturze 37 °C (sterylne naczynia do hodowli i pipety Pasteura).
    2. Poproś pacjentki o potwierdzenie swojej tożsamości (imię i nazwisko oraz data urodzenia) oraz czasu wyzwalania owulacji. Na karcie laboratoryjnej należy odnotować, że procedura identyfikacji (ID) została zakończona i że czas wyzwolenia owulacji został potwierdzony.
    3. Wyjmij probówki do pobierania oocytów z inkubatora (tuż przed rozpoczęciem zabiegu) i dociśnij nakrętkę, aby zapewnić szczelne zamknięcie. Oznacz probówki do pobierania komórek jajowych informacjami o pacjencie. Umieścić probówki do pobierania oocytów w podgrzewaczu bloku o temperaturze 37 °C.
    4. Zbadaj płyn pęcherzykowy w podgrzanych sterylnych szalkach hodowlanych i zidentyfikuj COC. Po zidentyfikowaniu jednego lub więcej COC należy je dwukrotnie przepłukać w dwóch kroplach pożywki, aby usunąć płyn pęcherzykowy i zanieczyszczenie krwi.
    5. Przenieś COC do probówek do pobrania oocytów i opisz liczbę COC na probówce. Poluzować nakrętki probówek z pożywką i niezwłocznie inkubować je w temperaturze 37 °C w atmosferze 6% CO2 i 5 %O2 .
    6. Powtórz kroki od 7 do 9 w zależności od liczby pobranych komórek jajowych. Zaktualizuj arkusz laboratoryjny.
      UWAGA: Upewnij się, że świadek sprawdzi, czy wszystkie bloki do podgrzewania rurki (w tym te na sali operacyjnej) są puste i podpisze zamknięcie procedury na karcie laboratoryjnej.
    7. Wytrzyj etap roboczy po zakończeniu zabiegu.

5. Denudacja oocytów

  1. Rozgrzej pożywkę z buforem kwasu 4-(2-hydroksyetylo)-1-piperazynoetanosulfonowego (HEPES) i hialuronidazę (patrz tabela materiałów) w temperaturze 37 °C co najmniej 1 godzinę przed rozpoczęciem.
  2. Przygotować 4-dołkową płytkę IVF (patrz Tabela Materiałów) z 0,6 ml/studzienkę wstępnie podgrzanego buforowanego pożywką HEPES (uzupełnioną 5% albuminą surowicy ludzkiej [HSA]) pokrytą 0,3 ml oleju mineralnego do hodowli zarodków i ogrzewać w temperaturze 37 °C przez co najmniej 30 minut.
  3. Oznacz płytkę do denudacji oocytów szczegółami dotyczącymi tożsamości pacjenta.
  4. Bezpośrednio przed rozpoczęciem zabiegu należy dodać hialuronidazę do pierwszego dołka, aby uzyskać końcowe stężenie około 20 IU/ml.
  5. Umieść ograniczoną liczbę COC (do 6) w pierwszym dołku zawierającym enzym w celu rozproszenia komórek wzgórka.
  6. Aby usprawnić enzymatyczne usuwanie wzgórków i komórek koronowych, należy przeprowadzić usuwanie komórek wzgórka poprzez wielokrotne pipetowanie oocytów za pomocą pipety Pasteura o średnicy wewnętrznej około 250 μm przez okres do 30 s. Po zaobserwowaniu początkowej dysocjacji komórek należy przenieść oocyty do drugiego dołka zawierającego tylko pożywkę buforowaną przez HEPES, uważając, aby przenieść minimalną ilość enzymu.
  7. Przeprowadzić dalszą denudację w celu usunięcia komórek koronowych za pomocą pipet do denudacji o zmniejszających się średnicach wewnętrznych (170-145 μm). Używaj niższych średnic (135 μm) tylko wtedy, gdy jest to absolutnie konieczne.
  8. Ostrożnie umyj ogołocone oocyty, aby wypłukać enzym.
  9. Po denudacji zbadaj oocyty pod odwróconym mikroskopem, aby ocenić ich integralność i etap dojrzewania. Oddziel oocyty MII od niedojrzałych (pęcherzyk rozrodczy i metafaza-I).
  10. Przenieś oocyty MII do obszaru witryfikacji, aby natychmiast przeprowadzić krioprezerwację. Zaktualizuj kartę laboratoryjną.

6. Witryfikacja oocytów

UWAGA: Najlepiej przeprowadzić witryfikację oocytów w ciągu 38 godzin od pobrania oocytów i natychmiast po denudacji. Opisana tutaj procedura witryfikacji musi być wykonywana w temperaturze pokojowej (RT) i przy użyciu pipety z paskiem o średnicy wewnętrznej 170 μm, aby nie uszkodzić oocytów podczas manipulacji.

  1. Na około 30 minut przed zabiegiem doprowadzić roztwór równoważący (ES) i roztwór do witryfikacji (VS) do temperatury RT (25-27 °C).
  2. Prawidłowo oznacz kriourządzenia imieniem i nazwiskiem oraz identyfikatorem pacjenta, identyfikatorem zabiegu, datą zamrożenia, liczbą oocytów i kodem kriobarowym.
  3. Napełnij jednorazowy stojak chłodzący do góry świeżym ciekłym azotem i rozpocznij proces sterylizacji.
  4. Oznacz płytkę do witryfikacji (patrz Tabela materiałów) imieniem i nazwiskiem pacjenta oraz jego identyfikatorem. Poproś świadka o sprawdzenie prawidłowego identyfikatora kriourządzeń.
  5. Ostrożnie odwrócić każdą fiolkę dwa razy, aby wymieszać jej zawartość przed użyciem i przygotować pokrywkę szalki Petriego o średnicy 6 mm z jedną kroplą 30 μl pożywki buforowanej HEPES (z 5% HSA) i jedną sąsiednią kroplą 30 μl ES.
    UWAGA: Umieść krople tuż przed użyciem, aby ograniczyć parowanie medium.
  6. Za pomocą pipety do strippera o średnicy 170 μm umieść oocyty (do 9) w pierwszej kropli z najmniejszą możliwą objętością pożywki. Za pomocą pipety do striptizu utwórz most pożywki między kroplą nr 1 i nr 2, aby uzyskać stopniowy wzrost stężenia CPA ( Rysunek 1A).
  7. Inkubuj oocyty w pierwszej kropli przez 3 minuty. Dodać trzecią kroplę 30 μl ES (nr 3). Po 3 minutach przenieś oocyty do drugiej kropli ES i utwórz pożywkę między kroplami n.3 i n.2 (Ryc. 1B). Inkubować oocyty w kropli nr 3 przez 3 minuty.
  8. Podczas inkubacji dodać jedną kroplę ES o pojemności 30 μl do każdego kriourządzenia, które będzie używane (jeśli 9 oocytów ma być kriorezerwowanych, umieść 3 krople ES z 3 oocytami w każdej kropli ES). Przenieś oocyty do czystego roztworu ES i pozostaw je na 6-9 minut (aż odzyskają swój początkowy rozmiar po skurczeniu) (Rysunek 1C).
  9. Przygotować naczynie z dołkiem centralnym (60 x 15 mm) z 1 ml VS. Pod koniec pierwszych 6 minut przenieś oocyty do kriokonserwacji do roztworu VS, uwalniając jak najmniej pożywki. Pozostaw oocyty w VS na 1 minutę i dokładnie je umyj, przesuwając je z dołu na górę naczynia, aby usunąć nadmiar ES.
  10. Około 10 s przed końcem minuty inkubacji umieść kriourządzenie pod mikroskopem i ustaw ostrość na czarnym znaku (tj. końcówce kriourządzenia). Umieść oocyty na kriourządzeniu obok czarnego znaku z minimalną ilością VS (Rysunek 2A).
  11. Odsuń pipetę od oocytów i usuń nadmiar pożywki VS (Rysunek 2B), tak aby oocyty pozostały pokryte cienką warstwą pożywki (Figura 2C).
  12. Szybko zanurz kriourządzenie w ciekłym azocie, szybko potrząsając nim, aby usunąć pęcherzyki powietrza z jego powierzchni. Przytrzymaj nasadkę ochronną kriourządzenia pęsetą i napełnij ją ciekłym azotem; Następnie włóż do niego kriourządzenie, trzymając paski propylenu w ciekłym azocie.
  13. Przechowuj kriourządzenie w wizoprobówce uprzednio oznaczonej informacjami o pacjencie. Zaktualizuj kartę laboratoryjną.

7. Ocieplenie oocytów

  1. Na około 30 minut przed zabiegiem podgrzać roztwór do rozmrażania (TS), roztwór rozcieńczający (DS) i roztwór myjący (WS) do temperatury RT (25-27 °C). Ostrożnie odwrócić każdą fiolkę dwukrotnie, aby wymieszać jej zawartość. Umieścić 1 ml TS na płytce Petriego w centralnej studzience i ogrzewać ją w temperaturze 37 °C przez co najmniej 1 godzinę przed rozpoczęciem zabiegu.
  2. Oznacz wszystkie plastikowe materiały eksploatacyjne imieniem i nazwiskiem pacjenta oraz rodzajem roztworu. Poproś świadka o potwierdzenie danych pacjenta na urządzeniu kriogenicznym.
  3. Dla każdego kriourządzenia, które ma być podgrzane, należy przygotować 6-dołkową płytkę z 200 μl DS w pierwszej studzience i równą ilością WS w drugiej i trzeciej studzience (nazwanych odpowiednio WS1 i WS2). Dodaj sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) lub sterylną wodę w obszarze poza studniami, aby zapobiec parowaniu.
  4. Wyjmij szalkę TS z inkubatora i umieść ją pod mikroskopem. Ustaw ostrość mikroskopu na środku szalki Petriego.
  5. Ostrożnie przekręć i zdejmij nasadkę ochronną kriourządzenia, trzymając paski propylenu w ciekłym azocie. Przenieś kriourządzenie z ciekłego azotu do TS tak szybko, jak to możliwe, aby uniknąć ryzyka dewitryfikacji i rozpocznij odliczanie (1 min).
  6. Zlokalizuj oocyty, skupiając się na końcówce kriourządzenia (tj. czarnym znaku). Za pomocą pipety do strippera uwolnij oocyty z kriourządzenia.
    UWAGA: Staraj się nie odsysać oocytów z kriourządzenia; delikatnie wypuść na nich kilka nośników, aż przesuną się do TS.
  7. Za pomocą pipety do strippera o średnicy 170 μm przenieś oocyty do DS z niewielką ilością TS (aby utworzyć gradient) i pozostaw je w DS na 3 minuty. Przenieś oocyty do WS1 i pozostaw je na 5 minut. Na koniec przenieś oocyty do WS2 na 1 minutę.
  8. Przenieś oocyty do odpowiedniej, wstępnie zrównoważonej pożywki do hodowli IVF i inkubuj je przez 1 godzinę przed przystąpieniem do docytoplazmatycznego wstrzykiwania plemnika (ICSI). Zaktualizuj kartę laboratoryjną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przegląd programu zachowania płodności w centrum

W ciągu 12 lat (2008-2020), 285 kobiet przeszło co najmniej jedno pobranie komórek jajowych, co wiązało się z witryfikacją całej kohorty dojrzałych komórek jajowych. Większość z tych kobiet (n=250) przeszła jednorazowe pobranie, a 35 przeszło wielokrotne pobranie. Powody poddania się pobraniu oocytów w celu witryfikacji komórek jajowych podsumowano w 4 kategoriach: medyczne (z wyjątkiem raka), rakowe, niemedyczne i inne. Spośród...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Rozważania kliniczne

Chociaż nowe strategie, takie jak kriokonserwacja tkanki jajnika i dojrzewanie in vitro, zostały zbadane, witryfikacja oocytów po COS jest złotym standardem w zachowaniu płodności. W tym scenariuszu liczba pobranych i kriokonserwowanych oocytów powinna być zmaksymalizowana w jak najkrótszym czasie, ponieważ większość pacjentek z rakiem może odnieść korzyści wyłącznie z jednego cyklu jajnikowego, zanim będą musiały rozpocząć leczenie raka. W związku z tym ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Collection
Equipment
Hot plateIVF TECH
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A
StereoskopLeicaLeica M80
Termometr
Probówka Cieplejszy
inkubator trójgazowyPanasonicMCO-5M-PE02/CO2
Pompa próżniowaKucharzK-MAR-5200
Materiały eksploatacyjne
CSCM (Continuos single culture complete) średniFujifilm Irvine Scientific90165Pożywka do hodowli IVF uzupełniona
olejem mineralnym HSA do hodowli zarodkówFujifilm Irvine Scientific9305
(pojedynczy prześwit)CookK-OSN-1730-B-60
Naczynie PrimariaCorning353803Corning Primaria Standardowe naczynie do hodowli komórkowych w stylu 100x20 mm
Rurki z okrągłym dnemSokół352001Falcon 14ml Polistyrenowa probówka z okrągłym dnem i zatrzaskiem
Probówki z okrągłym dnemFalcon352003Probówki do pobierania oocytów / Falcon 5ml 12x75 Probówka polipropylenowa z okrągłym dnem i zatrzaskiem
Gumowa żarówkaSigma AldrichZ111589-12EA
Pipety Pasteura ze sterylnego szkłaHunter ScientificPPB150-100PLPipeta Pasteur Cotonate, 150mm, MEA e CE
Denudation
Equipment
CO2 inkubatorEppendorfGalaxy 14S
Flexipet regulowany zestaw uchwytówCookG18674Uchwyt do ściągania izolacji  Gilson
PipetmanGilson66003p20
k-System InkubatorCoopersurgicalG210Invicell
Markery laboratoryjneSigma Aldrich
Kaptur z przepływem laminarnymIVF TECHGrade A przepływ powietrza
StereomikroskopLeica LeicaM80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Mikropipety epTIPS Biopur 2-200 µ l
Albumina surowicy ludzkiejthermoFisher Scietific9988
HialuronidazaFujifilm Irvine Scientific9010180 IU / ml enzymu hialuronidazy w buforowanym przez HEPES
naczyniu do hodowli HTF IVF (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standardowe naczynie do hodowli komórkowych
Naczynie IVF 4-dołkowa płytka z przesuwaną pokrywkąThermoFisher Scietific176740Naczynia wielościenne 4 dołki (Nunc)
IVF Naczynie jednodołkoweFalcon353653Falcon 60 x 15 mm Olej mineralny IVF z dotyczką centralną
hodowli zarodkówFujifilm Irvine Scientific9305
Zmodyfikowany HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126Hepes-Buffered
Gumowa żarówkaSigma AldrichZ111589-12EA1 ml do pipety pasteura
Sterylne szkło Pipety PasteuraHunter ScientificPPB150-100PLPipeta Pasteur Cotonate, 150 mm, MEA e CE
końcówki do zdejmowania izolacji (140 &mikro; m)CookK-FPIP-1140-10BS-6PIPETY FLEXIPETS PER DENUDING
końcówki do pipet do zdejmowania izolacji (130 i mikro; m )CookK-FPIP-1130-10BS-7PIPETY FLEXIPETS NA DENUDING
końcówki do pipet do zdejmowania izolacji (170 &mikro; m)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETY FLEXIPETS NA DENUDING
mocny>Witryfikacja
Sprzęt
Elektroniczny timer
Regulowany zestaw uchwytów FlexipetCookG18674Stripper  uchwyt
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
Markery laboratoryjneSigma Aldrich
Kaptur z przepływem laminarnymIVF TECHKlasa A
przepływ powietrza Pojemnik ze stali nierdzewnej do stojaka chłodzącegoKitazatoPojemnik na ciekły azot do witryfikacji
Mikroskop stereoskopowyLeicaLeica M80
Materiały eksploatacyjne
Biopur epTIPS StojakEppendorf30075331Mikropipety epTIPS Biopur 2-200 µ L
Albumina surowicy ludzkiejFujifilm Irvine Scientific9988
Naczynie do hodowli IVF (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60 x 15 mm TC Primaria standardowe naczynie do hodowli komórkowych
Naczynie IVF 6-dołkoweOosafeOOPW-SW02OOSAFE  NACZYNIE 6-DOŁKOWE Z UCHWYTEM NA SŁOMKĘ
Zmodyfikowane HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126HEPES-Buforowane średnie
końcówki do pipet do zdejmowania izolacji (170 &mikro; m)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETY FLEXIPETS NA ZESTAW DO ZAMRAŻANIA
WITRYFIKACJIFujifilm Irvine Scientific90133-so2 fiolki ES (roztwór do równoważenia, 2 x 1 ml) i 2 fiolki VS (roztwór do witryfikacji, 2 x 1 ml)
VitrifitCoopersurgical Origio42782001AVitriFit  Box
warming
Equipment
Elektroniczny timer
Flexipet regulowany zestaw uchwytówCookG18674Stripper  uchwyt
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
Inkubator k-SystemCoopersurgicalG210Markery laboratoryjne Invicell
Sigma Aldrich
Kaptur z przepływem laminarnymIVF TECHPrzepływ powietrza klasy A
Pojemnik ze stali nierdzewnej do stojaka chłodzącegoKitazatoPojemnik na ciekły azot do witryfikacji
Mikroskop stereoskopowyLeicaLeica M80
Materiały eksploatacyjne
Biopur epTIPS StojakEppendorf30075331Mikropipety epTIPS Biopur 2-200 µ L
Pożywka CSCM (Continuos single culture complete)Fujifilm Irvine Scientific90165Pożywka do hodowli in vitro uzupełniona naczyniem do
hodowli IVF HSA (60 x 15 mm)Corning353802 Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standardowe naczynie do hodowli komórkowych
Naczynie IVF 4-dołkowa płytka z przesuwaną pokrywkąThermoFisher Scietific176740Naczynia wielofunkcyjne 4 dołki (Nunc)
Miska IVF 6-dołkowyOosafeOOPW-SW02OOSAFE®   NACZYNIE 6-DOŁKOWE Z UCHWYTEM NA SŁOMKĘ
Olej mineralny do hodowli zarodkówFujifilm Irvine Scientific9305
SAkońcówki do pipet (300 i mikro; m)CookK-FPIP-1300-10BS-5PIPETY FLEXIPETS NA OGOŁOCENIE
Zestaw do rozmrażania witryfikacjiFujifilm Irvine Scientific90137-so4 fiolki TS (roztwór do rozmrażania, 4 x 2 ml) + 1 fiolka DS (roztwór do rozcieńczania, 1 x 2 ml) + 1 fiolka WS (roztwór do mycia, 1 x 2 ml)
Markery laboratoryjne Sigma Aldrich Igła do aspiracji komórek jajowych do <

Bibliografia

  1. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  2. Rienzi, L., et al. Oocyte, embryo and blastocyst cryopreservation in ART: systematic review and meta-analysis comparing slow-freezing versus vitrification to produce evidence for the development of global guidance. Human Reproduction Update. 23 (2), 139-155 (2017).
  3. Nagy, Z. P., Anderson, R. E., Feinberg, E. C., Hayward, B., Mahony, M. C. The Human Oocyte Preservation Experience (HOPE) Registry: evaluation of cryopreservation techniques and oocyte source on outcomes. Reproductive Biology and Endocrinology. 15 (1), (2017).
  4. Practice Committees of American Society for Reproductive, M., & Society for Assisted Reproductive, T. Mature oocyte cryopreservation: a guideline. Fertility and Sterility. 99 (1), 37-43 (2013).
  5. Lee, S. J., et al. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation in cancer patients. Journal of Clinical Oncology. 24 (18), 2917-2931 (2006).
  6. Nakayama, K., Ueno, N. T. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation should be implemented regardless of disease status or previous treatments. Journal of Clinical Oncology. 24 (33), 5334-5335 (2006).
  7. Martinez, F. Update on fertility preservation from the Barcelona International Society for Fertility Preservation-ESHRE-ASRM 2015 expert meeting: indications, results and future perspectives. Human Reproduction. 32 (9), 1802-1811 (2017).
  8. Lantsberg, D., Fernando, S., Cohen, Y., Rombauts, L. The role of fertility preservation in women with endometriosis: a systematic review. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 27 (2), 362-372 (2020).
  9. Anderson, R. A., et al. Cancer treatment and gonadal function: experimental and established strategies for fertility preservation in children and young adults. Lancet Diabetes & Endocrinology. 3 (7), 556-567 (2015).
  10. Lambertini, M., et al. Cancer and fertility preservation: international recommendations from an expert meeting. BMC Medicine. 14, 1(2016).
  11. Kim, S. J., Kim, S. K., Lee, J. R., Suh, C. S., Kim, S. H. Oocyte cryopreservation for fertility preservation in women with ovarian endometriosis. Reproductive Biomedicine Online. 40 (6), 827-834 (2020).
  12. Loren, A. W., et al. Fertility preservation for patients with cancer: American Society of Clinical Oncology clinical practice guideline update. Journal of Clinical Oncology. 31 (19), 2500-2510 (2013).
  13. Peccatori, F. A., et al. Cancer, pregnancy and fertility: ESMO Clinical Practice Guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 24, Suppl 6 160-170 (2013).
  14. Dondorp, W. J., De Wert, G. M. Fertility preservation for healthy women: ethical aspects. Human Reproduction. 24 (8), 1779-1785 (2009).
  15. Cil, A. P., Bang, H., Oktay, K. Age-specific probability of live birth with oocyte cryopreservation: an individual patient data meta-analysis. Fertilility and Steriityl. 100 (2), 492-499 (2013).
  16. Ubaldi, F. M., et al. Advanced maternal age in IVF: still a challenge? The present and the future of its treatment. Frontiers in Endocrinology. 10, 94(2019).
  17. Cimadomo, D., et al. Impact of maternal age on oocyte and embryo competence. Frontiers in Endocrinology. 9, 327(2018).
  18. Cobo, A., et al. Oocyte vitrification as an efficient option for elective fertility preservation. Fertility and Sterility. 105 (3), 755-764 (2016).
  19. Devroey, P., Polyzos, N. P., Blockeel, C. An OHSS-Free Clinic by segmentation of IVF treatment. Human Reproduction. 26 (10), 2593-2597 (2011).
  20. Sonigo, C., et al. Impact of letrozole supplementation during ovarian stimulation for fertility preservation in breast cancer patients. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology X. 4, 100049(2019).
  21. Marklund, A., et al. Efficacy and safety of controlled ovarian stimulation using GnRH antagonist protocols for emergency fertility preservation in young women with breast cancer-a prospective nationwide Swedish multicenter study. Human Reproduction. 35 (4), 929-938 (2020).
  22. Kuwayama, M. Highly efficient vitrification for cryopreservation of human oocytes and embryos: the Cryotop method. Theriogenology. 67 (1), 73-80 (2007).
  23. Kuwayama, M., Vajta, G., Kato, O., Leibo, S. P. Highly efficient vitrification method for cryopreservation of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 11 (3), 300-308 (2005).
  24. Bosch, E., et al. ESHRE guideline: ovarian stimulation for IVF/ICSI(dagger). Human Reproduction Open. 2020 (2), (2020).
  25. ESHRE Working Group on Ultrasound in ART. Recommendations for good practice in ultrasound: oocyte pick up(dagger). Human Reproduction Open. 2019 (4), 025(2019).
  26. Rienzi, L., et al. Failure mode and effects analysis of witnessing protocols for ensuring traceability during IVF. Reproductive Biomedicine Online. 31 (4), 516-522 (2015).
  27. Mazzilli, R., et al. Effect of the male factor on the clinical outcome of intracytoplasmic sperm injection combined with preimplantation aneuploidy testing: observational longitudinal cohort study of 1,219 consecutive cycles. Fertility and Sterility. 108 (6), 961-972 (2017).
  28. Polyzos, N. P., et al. Cumulative live birth rates according to the number of oocytes retrieved after the first ovarian stimulation for in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a multicenter multinational analysis including approximately 15,000 women. Fertility and Steriityl. 110 (4), 661-670 (2018).
  29. Alteri, A., Pisaturo, V., Nogueira, D., D'Angelo, A. Elective egg freezing without medical indications. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 647-652 (2019).
  30. Mesen, T. B., Mersereau, J. E., Kane, J. B., Steiner, A. Z. Optimal timing for elective egg freezing. Fertility and Steriityl. 103 (6), 1551-1556 (2015).
  31. Doyle, J. O., et al. Successful elective and medically indicated oocyte vitrification and warming for autologous in vitro fertilization, with predicted birth probabilities for fertility preservation according to number of cryopreserved oocytes and age at retrieval. Fertility and Sterility. 105 (2), 459-466 (2016).
  32. Rienzi, L., et al. Significance of metaphase II human oocyte morphology on ICSI outcome. Fertility and Sterility. 90 (5), 1692-1700 (2008).
  33. Ubaldi, F. M., et al. Reduction of multiple pregnancies in the advanced maternal age population after implementation of an elective single embryo transfer policy coupled with enhanced embryo selection: pre- and post-intervention study. Human Reproduction. 30 (9), 2097-2106 (2015).
  34. Cakmak, H., Katz, A., Cedars, M. I., Rosen, M. P. Effective method for emergency fertility preservation: random-start controlled ovarian stimulation. Fertility and Sterility. 100 (6), 1673-1680 (2013).
  35. Moravek, M. B., et al. Long-term outcomes in cancer patients who did or did not pursue fertility preservation. Fertility and Sterility. 109 (2), 349-355 (2018).
  36. Vaiarelli, A., Venturella, R., Vizziello, D., Bulletti, F., Ubaldi, F. M. Dual ovarian stimulation and random start in assisted reproductive technologies: from ovarian biology to clinical application. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 29 (3), 153-159 (2017).
  37. Vaiarelli, A., Cimadomo, D., Ubaldi, N., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. What is new in the management of poor ovarian response in IVF. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 30 (3), 155-162 (2018).
  38. Venturella, R., et al. State of the art and emerging drug therapies for female infertility. Gynecological Endocrinology. 35 (10), 835-841 (2019).
  39. Venturella, R., et al. A modern approach to the management of candidates for assisted reproductive technology procedures. Minerva Ginecologica. 70 (1), 69-83 (2018).
  40. Ferreiro, E., de Uralde, B. L., Abreu, R., Garcia-Velasco, J. A., Munoz, E. Aromatase inhibitors for ovarian stimulation in patients with breast cancer. Current Drug Targets. 21 (9), 910-921 (2020).
  41. Oktay, K., et al. Letrozole reduces estrogen and gonadotropin exposure in women with breast cancer undergoing ovarian stimulation before chemotherapy. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 91 (10), 3885-3890 (2006).
  42. Meirow, D., et al. Tamoxifen co-administration during controlled ovarian hyperstimulation for in vitro fertilization in breast cancer patients increases the safety of fertility-preservation treatment strategies. Fertility and Steriity. 102 (2), 488-495 (2014).
  43. Friedler, S., Koc, O., Gidoni, Y., Raziel, A., Ron-El, R. Ovarian response to stimulation for fertility preservation in women with malignant disease: a systematic review and meta-analysis. Fertility and Steriity. 97 (1), 125-133 (2012).
  44. Tsampras, N., Gould, D., Fitzgerald, C. T. Double ovarian stimulation (DuoStim) protocol for fertility preservation in female oncology patients. Human Fertility. 20 (4), 248-253 (2017).
  45. Vaiarelli, A., et al. Double stimulation in the same ovarian cycle (DuoStim) to maximize the number of oocytes retrieved from poor prognosis patients: a multicenter experience and SWOT analysis. Frontiers in Endocrinology. 9, 317(2018).
  46. Cimadomo, D., et al. Luteal phase anovulatory follicles result in the production of competent oocytes: intra-patient paired case-control study comparing follicular versus luteal phase stimulations in the same ovarian cycle. Human Reproduction. 33 (8), 1442-1448 (2018).
  47. Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Oocyte versus embryo cryopreservation for fertility preservation in cancer patients: guaranteeing a women's autonomy. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1195-1196 (2015).
  48. Oktay, K., Harvey, B. E., Loren, A. W. Fertility preservation in patients with cancer: ASCO clinical practice guideline update summary. JCO Oncology Practice. 14 (6), 381-385 (2018).
  49. Iussig, B., et al. A brief history of oocyte cryopreservation: Arguments and facts. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 550-558 (2019).
  50. Best, B. P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Research. 18 (5), 422-436 (2015).
  51. Fuller, B., Paynter, S. Fundamentals of cryobiology in reproductive medicine. Reproductive Biomedicine Online. 9 (6), 680-691 (2004).
  52. Konc, J., Kanyo, K., Kriston, R., Somoskoi, B., Cseh, S. Cryopreservation of embryos and oocytes in human assisted reproduction. BioMed Research International. 2014, 307268(2014).
  53. Erstad, B. L. Osmolality and osmolarity: narrowing the terminology gap. Pharmacotherapy. 23 (9), 1085-1086 (2003).
  54. Sunde, A., et al. Time to take human embryo culture seriously. Human Reproduction. 31 (10), 2174-2182 (2016).
  55. Swain, J. E., Cabrera, L., Xu, X., Smith, G. D. Microdrop preparation factors influence culture-media osmolality, which can impair mouse embryo preimplantation development. Reproductive Biomedicine Online. 24 (2), 142-147 (2012).
  56. Wale, P. L., Gardner, D. K. The effects of chemical and physical factors on mammalian embryo culture and their importance for the practice of assisted human reproduction. Human Reproduction Update. 22 (1), 2-22 (2016).
  57. Seki, S., Mazur, P. The dominance of warming rate over cooling rate in the survival of mouse oocytes subjected to a vitrification procedure. Cryobiology. 59 (1), 75-82 (2009).
  58. Karlsson, J. O. A theoretical model of intracellular devitrification. Cryobiology. 42 (3), 154-169 (2001).
  59. Jin, B., et al. Equilibrium vitrification of mouse embryos. Biololgy of Reproduction. 82 (2), 444-450 (2010).
  60. Mazur, P. Equilibrium, quasi-equilibrium, and nonequilibrium freezing of mammalian embryos. Cell Biophysics. 17 (1), 53-92 (1990).
  61. Parmegiani, L., et al. "Universal Warming" protocol for vitrified oocytes to streamline cell exchange for transnational donation programs: a multi-center study. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (6), 1379-1385 (2020).
  62. Vajta, G., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Open versus closed systems for vitrification of human oocytes and embryos. Reproductive Biomedicine Online. 30 (4), 325-333 (2015).
  63. Cai, H., et al. Open versus closed vitrification system of human oocytes and embryos: a systematic review and meta-analysis of embryologic and clinical outcomes. Reproductive Biology & Endocrinology. 16 (1), 123(2018).
  64. Parmegiani, L., et al. Sterilization of liquid nitrogen with ultraviolet irradiation for safe vitrification of human oocytes or embryos. Fertility and Sterility. 94 (4), 1525-1528 (2010).
  65. Parmegiani, L., et al. Efficiency of aseptic open vitrification and hermetical cryostorage of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 23 (4), 505-512 (2011).
  66. Cobo, A., et al. Storage of human oocytes in the vapor phase of nitrogen. Fertility and Sterility. 94 (5), 1903-1907 (2010).
  67. Eum, J. H., et al. Long-term liquid nitrogen vapor storage of mouse embryos cryopreserved using vitrification or slow cooling. Fertility and Sterility. 91 (5), 1928-1932 (2009).
  68. Fabozzi, G., et al. Which key performance indicators are most effective in evaluating and managing an in vitro fertilization laboratory. Fertility and Sterility. 114 (1), 9-15 (2020).
  69. Dessolle, L., et al. Learning curve of vitrification assessed by cumulative summation test for learning curve (LC-CUSUM). Fertility and Sterility. 92 (3), 943-945 (2009).
  70. Alpha Scientists In Reproductive Medicine. The Alpha consensus meeting on cryopreservation key performance indicators and benchmarks: proceedings of an expert meeting. Reproductive Biomedicine Online. 25 (2), 146-167 (2012).
  71. Edgar, D. H., Gook, D. A. A critical appraisal of cryopreservation (slow cooling versus vitrification) of human oocytes and embryos. Human Reproduction Update. 18 (5), 536-554 (2012).
  72. Edgar, D. H., Archer, J., Bourne, H. The application and impact of cryopreservation of early cleavage stage embryos in assisted reproduction. Human Fertility. 8 (4), 225-230 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ogrzewanie oocyt wekspozycja na krioprotektantyocena rezerwy jajnikowejprotok stymulacjipobranie oocyt wprocedura denudacjiroztw r do witryfikacjiroztw r do rozmra ania

Powiązane artykuły