Artykuł metodologiczny

Laserowe obrazowanie perfuzji dopplerowskiej w tylnej kończynie myszy

DOI:

10.3791/62012

⸱

18 kwietnia 2021

 , 
1Division of Vascular Surgery, University of Washington, 2VA Puget Sound Health Care System

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół, który demonstruje technikę i niezbędne kontrole dla laserowego obrazowania perfuzjowego Dopplera do pomiaru przepływu krwi w tylnej kończynie myszy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przywrócenie przepływu krwi jest krytycznym wskaźnikiem wyniku po eksperymentalnym niedokrwieniu kończyn tylnych lub niedokrwieniu reperfuzji. Laserowe obrazowanie perfuzyjne Dopplera (LDPI) jest powszechną, nieinwazyjną i powtarzalną metodą oceny przywrócenia przepływu krwi. Technika ta oblicza całkowity przepływ krwi w pobranej tkance na podstawie dopplerowskiego przesunięcia częstotliwości spowodowanego, gdy laser uderza w poruszające się czerwone krwinki. Pomiary są wyrażane w dowolnych jednostkach perfuzji, więc kontralateralna nieinterwencyjna na nodze jest zwykle używana do pomocy w pomiarach kontrolnych. Głębokość pomiaru mieści się w zakresie 0,3-1 mm; W przypadku niedokrwienia kończyn tylnych oznacza to, że ocenia się perfuzję skórną. Perfuzja skórna zależy od kilku czynników - przede wszystkim temperatury skóry i środka znieczulającego, które muszą być dokładnie kontrolowane, aby uzyskać wiarygodne odczyty. Co więcej, pigmentacja włosów i skóry może zmienić zdolność lasera do dotarcia lub wniknięcia do skóry właściwej. W artykule przedstawiono technikę LDPI w tylnej kończynie myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Owrzodzenie skóry z niedostatecznym gojeniem się ran jest główną przyczyną amputacji u ludzi1. Odpowiednie gojenie się ran wymaga wyższego poziomu perfuzji tętniczej niż jest to potrzebne do utrzymania nienaruszonej skóry, która jest zagrożona u pacjentów z chorobą tętnic obwodowych2,3,4. Kilka innych schorzeń reumatologicznych i cukrzyca mogą również prowadzić do zaburzenia i niewystarczającego mikrokrążenia skórnego do gojenia się ran5,6. Wielu pacjentów z cukrzycą ma współistniejącą chorobę tętnic obwodowych, co naraża ich na szczególnie wysokie ryzyko amputacji. Laserowe obrazowanie perfuzyjne dopplerowskie (LDPI) jest stosowane w sytuacjach klinicznych do oceny mikrokrążenia skórnego, a także w sytuacjach badawczych do oceny przepływu krwi i odzyskiwania przepływu krwi po eksperymentalnym niedokrwieniu kończyn tylnych, niedokrwieniu reperfuzji i płatach mikrochirurgicznych7.

System LDPI emituje wiązkę laserową o niskiej mocy, która jest odchylana przez lustro skanujące, aby przesunąć się nad interesującym obszarem. Różni się to od laserowej przepływomierzy dopplerowskiej, która zapewnia pomiar perfuzji dla małego obszaru tkanki w bezpośrednim kontakcie z sondą przepływometryczną8. Kiedy wiązka laserowa oddziałuje z poruszającą się krwią w mikrokrążeniu, ulega przesunięciu częstotliwości Dopplera, które jest fotowykrywane przez skaner i przekształcane w dowolne jednostki perfuzji. Ponieważ LDPI jest techniką opartą na świetle, jest ograniczona pod względem głębokości penetracji do 0,3-1 mm, co oznacza, że w większości przypadków ocenia się perfuzję skórną7. Przepływ przez skórę może być zmieniony przez temperaturę skóry i współczulny układ nerwowy, na który mogą wpływać różne środki znieczulające9. Na pomiary z lasera optycznego mają również wpływ warunki oświetlenia otoczenia, pigmentacja skóry i mogą być blokowane przez nałożone futro lub włosy7.

LDPI jest najczęściej używaną techniką badawczą do monitorowania odzyskiwania perfuzji po niedokrwieniu, ponieważ jest nieinwazyjna, nie wymaga podawania kontrastu i ma krótki czas skanowania, co pozwala na zbieranie danych o wielu zwierzętach. To sprawia, że idealnie nadaje się do określenia, czy terapie mające na celu terapeutyczną arteriogenezę lub angiogenezę są skuteczne w modelach małych zwierząt. Odzyskanie przepływu krwi po niedokrwieniu kończyn tylnych, mierzone za pomocą LDPI, dobrze koreluje z rozwojem tętnicy obocznej, gdy jest oceniane za pomocą innych środków, takich jak odlew Microfil lub micro-CT10,11. Celem tego protokołu jest zademonstrowanie oceny perfuzji kończyn tylnych za pomocą LDPI.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego.

1. Przygotowanie skanera

  1. Dostosuj wysokość skanera tak, aby odległość od skanowanego obiektu wynosiła około 30 cm.
  2. Włącz imager i uruchom powiązane oprogramowanie.
  3. Otwórz program Pomiar. Jeśli oprogramowanie poprawnie komunikuje się ze skanerem, pojawi się ostrzeżenie o włączeniu lasera na podczerwień.
  4. Skalibruj maszynę zgodnie ze standardami dostarczonymi przez producenta (nie pokazanymi na filmie i będzie zależeć od konkretnego modelu używanej maszyny).
  5. Dostosuj ustawienia skanera tak, aby były odpowiednie do materiału tła i konfiguracji oświetlenia w pomieszczeniu.
    1. Ustaw poziomy wzmocnienia DC FLUX i CONC zgodnie z instrukcjami producenta (nie pokazano na filmie).
    2. Ustaw próg tła, kierując wiązkę lasera na materiał tła, a następnie naciśnij przycisk Auto BK Set.

2. Przygotowanie do wstępnego skanowania myszy

  1. Ustawić komorę indukcyjną izofluranu z odpowiednim oczyszczaniem gazów odlotowych.
    UWAGA: Umieszczenie komory indukcyjnej na podkładce grzewczej pomoże zapobiec utracie temperatury myszy podczas indukcji znieczulenia.
  2. Włącz koc homeotermiczny, który jest umieszczony w obszarze skanowania pod nieodblaskową powierzchnią (w tym przypadku czarną tkaniną neoprenową). Ustaw koc homeotermiczny tak, aby utrzymywał temperaturę ciała 37 °C.
  3. Umieść sondę temperatury dla koca homeotermicznego i smaru tak, aby były gotowe do włożenia.
  4. Umieść maskę anestezjologiczną i system oczyszczania w obszarze skanowania.
  5. Znieczul mysz waporyzatorem izofluranowym. Ustaw szybkość tlenu na 1 l/min przepływu i dostosuj izofluran do 4% w celu indukcji znieczulenia. Włącz przepływ do komory indukcyjnej znieczulenia, a tempo oddychania myszy zwolni. Odpowiednie znieczulenie uzyskuje się, gdy mysz traci odruch prostowania.
  6. Przenieś mysz do maski anestezjologicznej/stożka na nos z dołączonym pochłaniaczem gazów odlotowych i dostosuj izofluran do 1,5%.
    UWAGA: Ten poziom znieczulenia jest na ogół wystarczający, aby mysz leżała względnie nieruchomo podczas skanowania, ale nie ma na celu zapewnienia chirurgicznego poziomu znieczulenia, więc głębokość znieczulenia nie jest sprawdzana. Zmiana poziomu izofluranu powoduje zmiany w biciu serca, oddychaniu i perfuzji skórnej, dlatego w każdym eksperymencie w czasie i dla wszystkich uczestników eksperymentu należy stosować stałą wartość procentową. Można również zastosować alternatywne techniki znieczulające, takie jak wstrzyknięcie ksylazyny ketaminy IP, ale ta sama technika znieczulenia powinna być stosowana przez cały czas trwania badania, ponieważ różne środki znieczulające w różny sposób wpływają na perfuzję skórną.
  7. (Opcjonalnie w zależności od obszaru skanowania) Jeśli planowany obszar zainteresowania do skanowania jest pokryty sierścią, użyj małego elektrycznego trymera lub kremu do depilacji, aby usunąć włosy z obszaru zainteresowania.
    UWAGA: Krem do depilacji należy całkowicie usunąć, a skórę myszy wysuszyć przed skanowaniem.
  8. Umieść mysz w odpowiedniej pozycji skanowania na czarnej, nieodblaskowej powierzchni pokrywającej koc homeotermiczny, upewniając się, że obie tylne kończyny pozostają na źródle ciepła podczas równoważenia i skanowania (Rysunek 1).
    UWAGA: Ważne jest, aby utrzymać obie stopy na kocu homeotermicznym, aby zapobiec regionalnym wahaniom temperatury.
  9. Włóż nasmarowaną sondę temperatury doodbytniczej powiązaną z kocem homeotermicznym
    10. .
  10. Zrównoważ temperaturę myszy do żądanej temperatury skanowania (37 °C); około 5-10 minut.
  11. Wybierz opcję Scanner Setup (Ustawienia skanera), do której można uzyskać dostęp z górnego menu lub z ikony konfiguracji skanera. Dostosuj obszar skanowania, zmieniając współrzędne X-Y, aby uwzględnić obszar zainteresowania. Szybkość skanowania zależy od rozdzielczości skanowania. Wyższa rozdzielczość spowoduje wydłużenie czasu skanowania. W przypadku powtórnego skanowania z ostrością na perfuzji globalnej, w przeciwieństwie do wyższej rozdzielczości skupiającej się na perfuzji anatomicznej, wystarczająca jest prędkość skanowania 4 ms/piksel.
    UWAGA: Wyższa rozdzielczość i pojedynczy skan powinny być brane pod uwagę, jeśli badacz próbuje bezpośrednio zbadać rozwijające się krążenie oboczne (najlepiej zobrazowane w brzusznej części uda i łydki, gdzie jest bliżej skóry). Wielokrotne skanowanie w niższej rozdzielczości/prędkości (np. 4 ms/piksel) jest wystarczające do oceny globalnej perfuzji do narządu końcowego podkładki myszy. Oprogramowanie pokazane na filmie automatycznie ładuje poprzednio używany szablon obszaru skanowania, szybkości i rozdzielczości po ponownym uruchomieniu lub można go pobrać z zapisanego pliku, jeśli różne obszary zainteresowania są używane do różnych eksperymentów.
  12. Jeśli wykonujesz powtórne skanowanie, wybierz kartę Repeat and Line Scan (Powtarzanie i skanowanie liniowe). Można zmienić liczbę skanów (w tym przypadku 3 skany), a także interwał powtarzania. Minimalny czas interwału powtarzania to szacowany czas skanowania, który jest pokazany w wyszarzonym obszarze po prawej stronie pola, określonym przez obszar skanowania i rozdzielczość skanowania. Dodanie kilku sekund pozwala użytkownikowi na wstrzymanie i potencjalną zmianę położenia myszy w razie potrzeby między skanowaniami.

3. Skanowanie

  1. Wybierz kartę Skanowanie obrazu i wybierz przycisk Oznacz. Laser przesunie się, aby obrysować obszar skanowania. Dostosuj pozycję myszy tak, aby skanowany cel znajdował się w zaznaczonym obszarze.
    UWAGA: W przypadku skanowania opuszki stopy lub opuszki stopy i łydki, pozycja na brzuchu z wyprostowanymi kończynami tylnymi zapewnia bardziej spójny obszar zainteresowania niż pozycja na plecach. Tętnica udowa i tętnica odpiszczelowa oraz boczne znajdują się bardzo blisko brzusznej powierzchni uda i łydki, dlatego preferowane jest ułożenie na plecach w przypadku korzystania z tych obszarów zainteresowania.
  2. Rozpocznij powtórzony pomiar, wybierając ikonę Powtórz skanowanie i naciśnij przycisk odtwarzania, aby rozpocząć skanowanie.
  3. Potwierdź odległość skanowania w wyskakującym okienku i kliknij OK, aby rozpocząć skanowanie.
  4. Monitoruj mysz podczas skanowania pod kątem ruchu myszy; jeśli mysz porusza się na tyle, że tylne łapy nie znajdują się już w obszarze skanowania w trakcie skanowania, uruchom ponownie skanowanie. W oprogramowaniu analitycznym można uwzględnić niewielkie różnice w pozycji tylnej łapy myszy.
  5. Monitoruj temperaturę myszy podczas procesu skanowania, ponieważ może się ona wahać nawet przy użyciu koca homeotermicznego. Jeśli występują zbyt duże wahania temperatury myszy, może to spowodować znaczne różnice między skanami. Ogólnie rzecz biorąc, zakres temperatur 36,8-37,2 °C da akceptowalne dane.
  6. Zapisz przechwycony skan w oknie Zapisz jako z nazwą pliku, która zawiera identyfikator myszy i punkt czasowy, aby ułatwić analizę danych. W razie potrzeby wprowadź szczegóły myszy i punktu czasowego w oknie szczegółów tematu.
  7. Wyłącz izofluran i wyjmij sondę temperatury doodbytniczą.
  8. Zdezynfekuj sondę temperatury doodbytnicy 70% etanolem, aby była gotowa do użycia w następnej myszy.
  9. Pozwól myszy dojść do siebie po znieczuleniu do punktu, w którym wykazuje odruch prostowania, przewracając się z pozycji leżącej do pozycji leżącej przed powrotem do klatki.
    UWAGA: Rekonwalescencja może być przeprowadzona albo na kocu rozgrzewającym dla izofluranu, ponieważ rekonwalescencja jest bardzo szybka, albo w ocieplonej klatce regeneracyjnej dla ketaminy/ksylazyny.

4. Przechwytywanie danych LDPI (Rysunek 3)

  1. Otwórz program do przeglądania obrazowania.
  2. Przejdź do menu plików, otwórz i zlokalizuj zapisany plik.
  3. Wybierz ikonę ROI na pasku narzędzi.
  4. Wybierz przycisk Dodaj wielokąt.
  5. Śledź obszar zainteresowania (ROI) dla tylnej kończyny kontrolnej za pomocą myszy. Śledzenie wielokątów nie musi być dokładne, ponieważ szare tło nie zostanie uwzględnione w obliczonych średnich.
  6. Powtórz kroki 4.3-4.5 dla chirurgicznej kończyny tylnej.
  7. Wybierz ikonę Statystyki, aby otworzyć okno Wyniki statystyk ROIs (PU) obrazu.
  8. Eksportuj wyniki dla wielokąta 1 (kontrolna kończyna tylna) i wielokąta 2 (chirurgiczna kończyna tylna) do arkusza zbierania danych za pomocą kopiowania/wklejania.

5. Analiza

  1. Uchwyć dane jako współczynnik chirurgiczny/kontrolny dla każdego skanowania.
  2. Użyj uśrednionej metody chirurgicznej/kontrolnej dla wszystkich trzech skanów dla punktu danych dla tej konkretnej myszy w tym punkcie czasu. Ze względu na biologiczną zmienność odpowiedzi na niedokrwienie kończyn tylnych, na ogół potrzeba 8-10 myszy na punkt czasowy, aby osiągnąć powtarzalne wyniki z ~10% błędem standardowym.
    UWAGA: Zanim pozwolisz myszy dojść do siebie po znieczuleniu, warto przeprowadzić szybką analizę powtarzających się skanów, aby sprawdzić, czy dane nie są zbyt zmienne (np. więcej niż 100-150 jednostek perfuzji różni się między skanami 1-3). Duże różnice między powtórzonymi skanami sugerują, że mysz nie była w pełni zrównoważona podczas skanowania (Rysunek 2), a powtórne skanowanie można wykonać bez utraty punktu danych, co miałoby miejsce, gdyby obrazy nie były analizowane do późniejszej daty. Zmiana palety kolorów w celu optymalizacji zakresu dynamicznego wyświetlanych wartości strumienia może być konieczna, aby lepiej wyświetlić warianty skanowania (Rysunek 2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomyślne LDPI powinno skutkować spójnymi skanami powtarzanych pomiarów, z nie więcej niż 100-150 różnicami jednostek perfuzji (co odpowiada około 10% zwykłej średniej perfuzji dla podkładki myszy) między trzema skanami (Rysunek 2). Jak pokazano w Rysunek 2, powtórne skany pomagają ustalić, czy mysz została odpowiednio zrównoważona, tak aby stosunek niedokrwienny/kontrolny najlepiej odzwierciedlał podstawowy przepływ krwi, w przeciwieństwie do zmian w perfuzji skórnej spow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Spójna technika ma kluczowe znaczenie dla uzyskania wiarygodnych wyników z LDPI. Te same środki znieczulające, ustawienia temperatury, pozycja myszy i obszar zainteresowania powinny być używane przez cały czas. Różne środki znieczulające spowodują wyższe lub niższe wartości perfuzji9. Znieczulenie izofluranem jest wygodne ze względu na jego szybki początek i pojawienie się, a także ogólne bezpieczeństwo. Należy stosować stałą zawartość procentową izofluranu, ponieważ głębokość znieczulenia tym śro...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dr Tang nie ma żadnych konfliktów interesów, które mógłby ujawnić.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została przeprowadzona przy użyciu obiektów i zasobów w Centrum Opieki Zdrowotnej VA Puget Sound. Praca jest pracą autora i niekoniecznie odzwierciedla stanowisko lub politykę Departamentu ds. Weteranów lub rządu Stanów Zjednoczonych. Dr Tang jest obecnie finansowany przez VA (Merit 5 I01 BX004975-02).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
nieodblaskowySklep z tkaninami, neopren polecany przez firmę
F / kanister powietrzaA.M. Bickford Inc80120
Koc homeotermiczny ze sztywną metalową sondąAparatJest również wyposażony w elastyczną sondę, ale jest to mniej trwałe
Maszyna do znieczulenia izofluranemDrägerWielu producentów
Komora indukcyjna izofluranuVetEquip9414442 L
Laserowy obraz perfuzyjny dopplerowski MoorInstrumentsMoorLDI2-IRImager o wyższej rozdzielczości (MoorLDI2-HIR)
StożekWielu producentów
NairNair
ZbiornikWielu producentów
SurgilubeWielu dystrybutorów
materiał Harvarda nosowy anestezjologiczny myszy tlenu

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Varma, P., Stineman, M. G., Dillingham, T. R. Epidemiology of limb loss. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (1), 1-8 (2014).
  2. Farber, A. Chronic Limb-Threatening Ischemia. New England Journal of Medicine. 379 (2), 171-180 (2018).
  3. Abularrage, C. J., et al. Evaluation of the microcirculation in vascular disease. Journal of Vascular Surgery. 42 (3), 574-581 (2005).
  4. Houben, A., Martens, R. J. H., Stehouwer, C. D. A. Assessing Microvascular Function in Humans from a Chronic Disease Perspective. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (12), 3461-3472 (2017).
  5. Mahe, G., Humeau-Heurtier, A., Durand, S., Leftheriotis, G., Abraham, P. Assessment of skin microvascular function and dysfunction with laser speckle contrast imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 5 (1), 155-163 (2012).
  6. Murray, A. K., Herrick, A. L., King, T. A. Laser Doppler imaging: a developing technique for application in the rheumatic diseases. Rheumatology (Oxford). 43 (10), 1210-1218 (2004).
  7. Greco, A., et al. Repeatability, reproducibility and standardisation of a laser Doppler imaging technique for the evaluation of normal mouse hindlimb perfusion. Sensors (Basel). 13 (1), 500-515 (2012).
  8. Sonmez, T. T., et al. A novel laser-Doppler flowmetry assisted murine model of acute hindlimb ischemia-reperfusion for free flap research. PLoS One. 8 (6), 66498(2013).
  9. Gargiulo, S., et al. Effects of some anesthetic agents on skin microcirculation evaluated by laser Doppler perfusion imaging in mice. BMC Veterinary Research. 9, 255(2013).
  10. Ankri-Eliahoo, G., Weitz, K., Cox, T. C., Tang, G. L. p27(kip1) Knockout enhances collateralization in response to hindlimb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (5), 1351-1359 (2016).
  11. McEnaney, R. M., Shukla, A., Madigan, M. C., Sachdev, U., Tzeng, E. P2Y2 nucleotide receptor mediates arteriogenesis in a murine model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (1), 216-225 (2016).
  12. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for Acute and Subacute Murine Hindlimb Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (112), e54166(2016).
  13. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments. (23), e1035(2009).
  14. Chalothorn, D., Faber, J. E. Strain-dependent variation in collateral circulatory function in mouse hindlimb. Physiological Genomics. 42 (3), 469-479 (2010).
  15. Helisch, A., et al. Impact of mouse strain differences in innate hindlimb collateral vasculature. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (3), 520-526 (2006).
  16. Faber, J. E., et al. Aging causes collateral rarefaction and increased severity of ischemic injury in multiple tissues. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (8), 1748-1756 (2011).
  17. Forrester, K. R., Stewart, C., Tulip, J., Leonard, C., Bray, R. C. Comparison of laser speckle and laser Doppler perfusion imaging: measurement in human skin and rabbit articular tissue. Medical & Biological Engineering & Computing. 40 (6), 687-697 (2002).
  18. Briers, J. D. Laser Doppler, speckle and related techniques for blood perfusion mapping and imaging. Physiological Measurement. 22 (4), 35-66 (2001).
  19. Heeman, W., Steenbergen, W., van Dam, G., Boerma, E. C. Clinical applications of laser speckle contrast imaging: a review. Journal of Biomedical Optics. 24 (8), 1-11 (2019).
  20. Nguyen, T., Davidson, B. P. Contrast Enhanced Ultrasound Perfusion Imaging in Skeletal Muscle. Journal of Cardiovascular Imaging. 27 (3), 163-177 (2019).
  21. Zaccagnini, G., et al. Magnetic Resonance Imaging Allows the Evaluation of Tissue Damage and Regeneration in a Mouse Model of Critical Limb Ischemia. PLoS One. 10 (11), 0142111(2015).
  22. Penuelas, I., et al. PET as a measurement of hindlimb perfusion in a mouse model of peripheral artery occlusive disease. Journal of Nuclear Medicine. 48 (13), 1216-1223 (2007).
  23. Jia, Y., Qin, J., Zhi, Z., Wang, R. K. Ultrahigh sensitive optical microangiography reveals depth-resolved microcirculation and its longitudinal response to prolonged ischemic event within skeletal muscles in mice. Journal of Biomedical Optics. 16 (8), 086004(2011).
  24. Turaihi, A. H., et al. Combined Intravital Microscopy and Contrast-enhanced Ultrasonography of the Mouse Hindlimb to Study Insulin-induced Vasodilation and Muscle Perfusion. Journal of Visualized Experiments. (121), e54912(2017).
  25. Liu, C., et al. Enhanced autophagy alleviates injury during hindlimb ischemia/reperfusion in mice. Experimental and Therapeutic Medicine. 18 (3), 1669-1676 (2019).
  26. Liu, D. L., Svanberg, K., Wang, I., Andersson-Engels, S., Svanberg, S. Laser Doppler perfusion imaging: new technique for determination of perfusion and reperfusion of splanchnic organs and tumor tissue. Lasers in Surgery and Medicine. 20 (4), 473-479 (1997).
  27. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243(2018).
  28. Zhang, D., Li, S., Wang, S., Ma, H. An evaluation of the effect of a gastric ischemia-reperfusion model with laser Doppler blood perfusion imaging. Lasers in Medical Science. 21 (4), 224-228 (2006).
  29. Fitzal, F., et al. Circulatory changes after prolonged ischemia in the epigastric flap. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (7), 535-543 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

niedokrwienie ko czyn tylnychprzywracanie przep ywu krwiobrazowanie ko czyn tylnych myszymikrokr enie sk rnepomiar perfuzjiniedokrwienie i reperfuzjakontrola anestezjiperfuzja t tniczarozw j t tnic obocznych

Powiązane artykuły