Method Article

Ujawnianie subtelnych zmian w funkcji serca za pomocą echokardiografii stresowej dobutaminy przezklatkowej u myszy

DOI:

10.3791/62019

⸱

February 13th, 2021

 ,  , 
1Department of Cardiology and Vascular Medicine, West German Heart and Vascular Center, University Duisburg-Essen, Medical Faculty

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dysfunkcja lewej komory stanowi ostatnią wspólną drogę dla wielu zaburzeń serca. Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół echokardiografii wysiłkowej dobutaminy w celu kompleksowej oceny funkcji lewej komory myszy modeli choroby serca, a także fenotypowania serca.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dysfunkcja lewej komory (LV) toruje ostateczną drogę dla wielu zaburzeń serca. Dzięki nieinwazyjnej echokardiografii stresowej dobutaminy o wysokiej częstotliwości u ludzi, możliwe stało się redukcjonistyczne podejście badawcze mające na celu zdemaskowanie subtelnych zmian w funkcji serca. W tym miejscu przedstawiamy protokół stosowania tej techniki u myszy, aby ułatwić rozszerzoną analizę architektury i funkcji lewej komory narzutowej w fizjologii i patologii, umożliwiając obserwację zmian w modelach chorób serca ukrytych w nieobciążonych sercach. Badanie to może być przeprowadzone na jednym i tym samym zwierzęciu i pozwala na pomiary zarówno podstawowe, jak i farmakologiczne wywołane stresem. Przedstawiamy szczegółowe kryteria odpowiedniego znieczulenia, analizy LV opartej na obrazowaniu, uwzględnienia zmienności wewnątrz- i międzyobserwatorskiej oraz uzyskania pozytywnej odpowiedzi inotropowej, którą można osiągnąć u myszy po dootrzewnowym wstrzyknięciu dobutaminy w warunkach zbliżonych do fizjologicznych. Aby podsumować charakterystykę ludzkiej fizjologii i choroby w małych modelach zwierzęcych, podkreślamy krytyczne pułapki w ocenie, np. wyraźny efekt Bowditcha u myszy. Aby jeszcze bardziej osiągnąć cele translacyjne, porównujemy efekty wywołane stresem u ludzi i myszy. W przypadku stosowania w badaniach translacyjnych należy zwrócić uwagę na różnice fizjologiczne między myszami a ludźmi. Rygor eksperymentalny dyktuje, że niektóre parametry oceniane u pacjentów mogą być stosowane tylko z ostrożnością ze względu na ograniczenia w rozdzielczości przestrzennej i czasowej w modelach mysich.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cechą charakterystyczną wielu chorób serca u ludzi jest skurczowe i/lub rozkurczowe upośledzenie czynnościowe lewej komory (LV). W celu wykrycia nieprawidłowości strukturalnych, diagnozy i leczenia skurczowej niewydolności serca, a także oceny funkcji rozkurczowej u pacjentów z objawami niewydolności serca, echokardiografia jest stosowana jako podstawowa metoda oceny.

Ponieważ objawy są niespecyficzne i więcej niż jedna trzecia pacjentów z klinicznym zespołem niewydolności serca może nie cierpieć na rzeczywistą niewydolność serca, ważne jest znalezienie obiektywnego echokardiograficznego korelatu dla obrazu klinicznego pacjenta1. Co więcej, niektóre objawy, które są utajone w stanie spoczynku lub statycznym, mogą wystąpić w warunkach aktywności lub stresu. U pacjentów z chorobą wieńcową już niewielkie zmiany w perfuzji wieńcowej mogą prowadzić do nieprawidłowości w ruchu regionalnej ściany. Jednak tych subtelnych zmian nie można ocenić za pomocą konwencjonalnej echokardiografii, ponieważ zmiany choroby serca mogą być ukryte w nieobciążonych sercach. Aby lepiej zrozumieć fizjopatologię serca, echokardiografia wysiłkowa zapewnia dynamiczną ocenę struktury i funkcji mięśnia sercowego w warunkach wysiłku fizycznego lub stresu wywołanego farmakologicznie, umożliwiając dopasowanie objawów do wyników kardiologicznych2. Również w przypadku małych zwierząt metoda ta stanowi nieinwazyjne, niezawodne narzędzie in vivo3,4,5. Podobnie jak u ludzi, reakcja stresowa mięśnia sercowego może być wywołana za pomocą środków farmakologicznych u myszy i szczurów. Dobutamina jest często stosowanym lekiem, a echokardiografia stresu dobutaminy jest powszechnie wykonywana u ludzi6,7, ale tylko czasami stosowana w małych modelach zwierzęcych do oceny reakcji na stres sercowy8,9,10,11. Dobutamina jest syntetyczną katecholaminą o działaniu głównie β1-agonistycznym, co skutkuje dodatnią inotopią i chronotropią serca. Aby uzyskać prawidłowe przetłumaczenie z człowieka na mysz, należy wziąć pod uwagę technologię i ramy koncepcyjne echokardiografii, ograniczenia techniczne związane np. z małym rozmiarem i szybkim tętnem u myszy. Docelowe tętno człowieka w echokardiografii stresu dobutaminy wynosi [(220-wiek) x 0,85], co skutkuje średnim wzrostem częstości akcji serca o około 150 ± 10% u zdrowych ochotników12,13. W przypadku myszy brakuje takiej formuły. Opisano frakcję wyrzutową (EF) zwiększoną przez echokardiografię wysiłkową u ludzi o 5-20%12,14. EF u myszy, w zależności od częstości uderzeń serca, jest zgłaszany między 58 ± 11% (< 450 uderzeń na minutę) a 71 ± 11% (≥ 450 uderzeń na minutę) i zmienia się o prawie 20% przy wyższym tętnie4. Głównym mechanizmem u myszy zwiększającym pojemność minutową serca jest wzrost częstości akcji serca. Częściowo odpowiedzialny za ten mechanizm jest efekt Bowditcha lub zjawisko schodowe, zależna od częstotliwości pozytywna odpowiedź serca za pośrednictwem wapnia, która jest bardziej wyraźna u myszy niż u ludzi15,16. Ponadto echokardiografia (stresowa) leży u podstaw zmienności wewnątrz- i międzyobserwatorskiej. Dlatego niezbędna jest wysoce ustandaryzowana procedura17,18.

Tutaj prezentujemy szczegółową procedurę echokardiografii stresu dobutaminy w celu uzyskania standardowych obrazów w celu odkrycia subtelnych zmian w funkcji serca u myszy w modelach zdrowia i choroby. Kluczowe elementy obejmują odpowiednie znieczulenie, odpowiednie monitorowanie tętna i możliwe pułapki w obrazowaniu wywołanym stresem u myszy. Kluczowymi parametrami są ocena funkcji skurczowej i rozkurczowej, w tym uwzględnienie LVEF. Ponieważ myszy są odporne na dysfunkcję serca wywołaną obciążeniem następczym17, protokół ten może dostarczyć cennych informacji do wykorzystania również w modelach wad zastawkowych serca.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie metody i procedury zostały przeprowadzone zgodnie i zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi przepisami ("Europejska konwencja o ochronie zwierząt kręgowych wykorzystywanych do celów doświadczalnych i innych celów naukowych" (dyrektywa 2010/63/UE), a opieka nad zwierzętami była zgodna z wytycznymi instytucjonalnymi. Dane pochodzące od ludzi zostały przeanalizowane zgodnie ze wszystkimi instytucjonalnymi, krajowymi i międzynarodowymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu ludzi i zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyki (20-9218-BO). Wszystkie eksperymenty przeprowadzono na samcach C57BL/6JRj w wieku 12 tygodni.

1. Przygotowanie materiałów i sprzętu

UWAGA: Rysunek 1 pokazuje przykład miejsca pracy z ultrasonografem małych zwierząt.

  1. Upewnij się, że pracujesz w cichym, kontrolowanym środowisku z przyciemnianym światłem.
  2. Podgrzej wstępnie żel do ultradźwięków, np. za pomocą podgrzewacza do żelu. Pozostawić żel do ogrzania do temperatury 37 °C. Może to chwilę potrwać.
  3. Wyczyść wszystkie instrumenty, w tym platformę, chusteczką dezynfekującą.
  4. Włącz i podgrzej platformę do 37 °C.
  5. Włącz aparat USG. Wprowadź identyfikator zwierzęcia i numer identyfikacyjny protokołu, a także inne istotne informacje. Użyj przetwornika ultradźwiękowego wysokiej częstotliwości z centralną transmisją 30 MHz dla myszy o masie ciała około 30 g.
  6. Upewnij się, że pracujesz z aktywnym systemem odprowadzania gazu.
    UWAGA: Jeśli używasz filtra z węglem aktywnym do adsorpcji izofluranu w wydychanym strumieniu, sprawdź wagę i wymień filtr po osiągnięciu wskazanego maksymalnego wzrostu masy.
  7. W razie potrzeby napełnij waporyzator odpowiednią ilością izofluranu.
    UWAGA: Nie wdychać lotnych środków znieczulających.
  8. Przygotować roztwór roboczy dobutaminy o stężeniu 2,5 μg/μl przez rozcieńczenie gotowego do użycia roztworu do wstrzykiwań lub przez rozpuszczenie proszku chlorowodorku dobutaminy w 0,9% soli fizjologicznej zgodnie z instrukcją producenta. Roztwór jest stabilny co najmniej przez 24 godziny przy przechowywaniu w temperaturze pokojowej.

Wyposażenie laboratorium z systemem obrazowania, sprzętem diagnostycznym i stacją roboczą do analizy danych.
Rysunek 1: Miejsce pracy ultrasonograficznej serca małych zwierząt.W przypadku echokardiografii wysiłkowej małych zwierząt niezbędne jest ergonomiczne ustawienie, ponieważ czas badania musi być krótki. Stanowisko pracy składa się z aparatu ultrasonograficznego, systemu anestezjologicznego dla małych zwierząt z dopływem tlenu i aktywnym odprowadzaniem gazu, podgrzewanej platformy echokardiograficznej z wbudowanymi możliwościami EKG i ruchowymi za pomocą mikromanipulatorów w ramach zintegrowanego systemu kolejowego, a także jednostki monitorowania fizjologicznego. Podgrzewacz do żelu do podgrzewania ultradźwięków i lampa grzewcza są użytecznymi pomocami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie myszy do obrazowania i indukcji znieczulenia

  1. Napełnij komorę indukcyjną izofluranem o stężeniu 3%-4% v/v w mieszaninie gazów wzbogaconych tlenem (o natężeniu 1 l/min 100%O2).
  2. Zważ mysz. Delikatnie podnieś mysz za ogon i przenieś ją do komory indukcyjnej. Upewnij się, że zwierzę zostanie uspokojone w ciągu kilku sekund, uważnie obserwując ruchy zwierzęcia.
  3. W razie potrzeby zmienić przepływ gazu do stożka nosowego podłączonego do systemu anestezjologicznego (1,0-1,5% obj. izofluranu z 1 l/min 100%O2 w celu utrzymania stabilnej sedacji). Wyjmij mysz z komory indukcyjnej i ostrożnie umieść ją na rozgrzanej platformie. Upewnij się, że łapy leżą na czujnikach EKG wbudowanych w platformę.
  4. Aby zapobiec wysuszeniu twardówki, nałóż żel maści na oba oczy.
    UWAGA: Pomiary naprężeń zajmą trochę czasu.
  5. Nałóż bardzo małą ilość kremu do elektrod na czujniki EKG. Delikatnie zabezpiecz zwierzę taśmą klejącą na wszystkich czterech kończynach. Użyj niewielkiej części taśmy klejącej, aby zabezpieczyć pozycję głowy zwierzęcia w stożku nosowym. EKG służy do rejestrowania tętna podczas akwizycji obrazu. Dostosuj system obrazowania fizjologicznego, aby uzyskać stabilny i wyraźny sygnał EKG.
    UWAGA: Zbyt duża ilość kremu do elektrod może spowodować złą jakość sygnału EKG.
  6. Aby uchronić zwierzę przed stresem podczas zabiegu, należy sprawdzić odpowiednią głębokość sedacji, utrzymując zakres tętna na poziomie 400-450 uderzeń na minutę. Tętno uzyskuje się za pomocą EKG. Dopuszczalna jest różnica 50 uderzeń na minutę w tym zakresie.
    UWAGA: Ruchy zwierzęcia mogą wskazywać na zbyt wąski poziom sedacji. Znieczulenie nie może prowadzić do kardiodepresji myszy. Sedację można dostosować, aby uzyskać wyżej wymienione docelowe tętno.
  7. Za pomocą smarowania delikatnie włóż termometr doodbytniczy do ciągłego monitorowania temperatury ciała. Utrzymuj temperaturę w zakresie fizjologicznym (zwykle od 36,5 °C do 37,5 °C, w zależności od szczepu myszy i konfiguracji eksperymentalnej). W laboratorium ultrasonograficznym serca zwierząt niekontrolowanym środowiskowo można rozważyć zastosowanie oświetlenia w podczerwieni.
  8. Użyj chemicznego kremu do depilacji, aby usunąć owłosienie z klatki piersiowej. Użyj czystego wilgotnego ręcznika papierowego, aby wytrzeć klatkę piersiową do czysta. Upewnij się, że usunąłeś wszystkie pozostałe składniki kremu (Rysunek 2A).
    UWAGA: Elektryczna maszynka do strzyżenia może być również używana przed depilacją. Zwierzę jest teraz przygotowane do obrazowania. Ponieważ bardzo ważne jest, aby czas obrazowania był krótki, całe przygotowanie przed obrazowaniem powinno trwać krócej niż 3 minuty.

Znieczulenie gryzoni za pomocą sondy ultradźwiękowej; demonstracja eksperymentalnej procedury medycznej.
Rysunek 2: Pozycjonowanie zwierząt i przetworników.(A) Mysz jest przymocowana do podgrzewanej platformy ze wszystkimi czterema kończynami zamocowanymi na srebrnych elektrodach EKG. Wprowadza się termometr doodbytniczy do pomiaru temperatury ciała. Pysk delikatnie wkłada się do stożka nosowego systemu anestezjologicznego. (B) Orientacja sondy dla widoku przymostkowego w osi długiej (PSLAX); Zobacz krok 3.2. (C) Orientacja sondy dla przymostkowego widoku krótkiej osi (PSSAX); Zobacz krok 3.3. (D) Orientacja sondy dla wierzchołkowego widoku czterokomorowego (4CH); Zobacz krok 3.4. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

3. Podstawowe obrazowanie układu sercowo-naczyniowego

UWAGA: Obrazy mogą być uzyskiwane przy użyciu dwóch podstawowych pozycji przetwornika (okno ultrasonograficzne przymostkowe i wierzchołkowe) (Rysunek 2) i co najmniej trzech modalności ultrasonograficznych (tryb B(poprawność), tryb M(otion) i tryb Dopplera (doppler kolorowy i doppler fali pulsacyjnej (PW)) (Rysunek 3,Rysunek 4,Rysunek 5). Podstawy obrazowania można znaleźć w wcześniej opublikowanych artykułach16,18. Bardzo ważne jest uzyskanie wyraźnych obrazów w celu porównania z później uzyskanymi obrazami stresu.

  1. Nałóż podgrzany żel ultradźwiękowy bez pęcherzyków powietrza na klatkę piersiową.
    UWAGA: Niepodgrzany żel ultradźwiękowy spowoduje szybką utratę temperatury ciała, co wpłynie na tętno.
  2. Wykonaj widok przymostkowej osi długiej (PSLAX).
    UWAGA: PSLAX jest wykonywany w celu wizualizacji lewej wysokości w jej długiej osi. Dzięki temu można np. uzyskać wymiary korzenia aorty i wymiar aorty proksymalnej, a także długość lewej komory.
    1. Z głową skierowaną od badacza, przechyl stół o około 10-20° w lewo i 5-10° do przodu, aby serce było jak najbardziej wysunięte do przodu. Umieść przetwornik przymostkowo w jednej linii z długą osią serca ze znacznikiem (wycięciem) skierowanym w stronę prawego ramienia zwierzęcia (Rysunek 2B).
    2. Użyj mikromanipulatorów, aby dostosować optymalny widok. Użyj elementów sterujących panelu sterowania obrazem, aby zoptymalizować obraz. Zrób co najmniej jedno zdjęcie w trybie B 2D i jedno zdjęcie w trybie M na poziomie komory środkowej.
    3. W razie potrzeby zdobądź dodatkowe obrazy dla konkretnego pytania. Zdobądź co najmniej 100 ramek i co najmniej 3 (-6) pełne cykle pracy serca.
  3. Wykonaj widok krótkiej osi przymostkowej (PSSAX).
    UWAGA: PSSAX jest wykonywany w celu wizualizacji lewej wysokości w jej krótkiej osi. Na tej podstawie można obliczyć np. objętość skurczową końca komory lewej komory (LVESV), objętość końcoworozkurczową lewej komory (LVEDV), objętość wyrzutową (SV) i pojemność minutową serca (CO).
    1. Obróć przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara bez zmiany kąta (znacznik teraz skierowany w stronę lewego ramienia zwierzęcia) (Rysunek 2C). Uzyskaj co najmniej jeden obraz w trybie B w widoku podstawnym, śródkomorowym (poziom mięśni brodawkowatych) i wierzchołkowym.
    2. Aby zdefiniować najbardziej podstawowy i najbardziej wierzchołkowy widok, przewiń wzdłuż długiej osi do najbardziej odległych punktów, w których pełny cykl serca komory lewej komory jest nadal widoczny. Wykonaj zdjęcia na poziomie środkowej komory mniej więcej w pozycji pośredniej na poziomie mięśni brodawkowatych.
    3. Uzyskaj co najmniej jeden obraz w trybie M w widoku śródkomorowym.
      UWAGA: Niektóre aparaty ultrasonograficzne zapewniają ustawienia wstępne dla różnych widoków; Zaleca się sprawdzenie, czy ustawienie wstępne jest odpowiednie przed uzyskaniem obrazów.
  4. Wykonaj wierzchołkowy widok czterokomorowy (4CH).
    UWAGA: 4CH jest ważny, ponieważ może być używany przede wszystkim do oceny zastawki mitralnej za pomocą dopplera PW.
    1. Przechyl platformę, na której zwierzę znajduje się w zmodyfikowanej pozycji Trendelenburga z głową w dół. Ustaw przetwornik pod kątem w kierunku głowy myszy, znacznik jest skierowany w lewą stronę zwierzęcia (Rysunek 2D).
    2. Uzyskaj co najmniej jeden obraz w trybie B, a także kolorowy obraz dopplerowski i dopplerowski PW zastawki mitralnej i trójdzielnej. W zależności od pytania eksperymentalnego zastosować doppler tkankowy w widoku 4CH.
      UWAGA: Najprostszym sposobem na osiągnięcie wierzchołkowej pozycji 4CH jest przechylenie stołu z widoku PSAX i kątowanie przetwornika. Należy uważać, aby nie wywierać zbyt dużego nacisku na klatkę piersiową, ponieważ może to zakłócać pomiary, np. funkcji rozkurczowej.

4. Obrazowanie stresu związanego z dobutaminą

UWAGA: Po osiągnięciu docelowego tętna, należy uzyskać standardowe widoki, o ile docelowe tętno jest stabilne. Zazwyczaj wymaga to więcej niż jednego przełączania między PSLAX i PSSAX. Ponieważ przełączanie między PSLAX i PSSAX wymaga tylko obrotu o 90°, widoki można łatwo obrazować.

  1. Przeprowadzić testy wysiłkowe z dobutaminą u jednego i tego samego zwierzęcia w tym samym znieczuleniu, aby zapewnić porównywalność. Upewnij się, że początkowe tętno pozostaje stabilne w zakresie 400-450 uderzeń na minutę. Zapisuj odczyty EKG i zapisuj je razem z uzyskanymi obrazami i na nich. Upewnij się, że sygnał EKG jest czysty. W przeciwnym razie spróbuj ponownie przykleić wszystkie cztery kończyny, aż pojawi się wyraźny sygnał EKG.
  2. Ponownie wykonaj widok PSLAX (obrazy w trybie B i M). Zapisz obrazy jako obraz "linii bazowej". Upewnij się, aby zapisać i pamiętać również o początkowym tętnie.
  3. Wstępnie napełnić strzykawkę i wstrzyknąć dootrzewnowo 5 μg/g dobutaminy za pomocą igły 27 G i strzykawki o pojemności 1 ml. Uważnie obserwuj tętno. Rejestruj obrazy echokardiograficzne do momentu osiągnięcia docelowego tętna i wykorzystaj wzrost tętna do późniejszej analizy. Trwały, znaczny wzrost częstości akcji serca wywołany dobutaminą osiąga się po wzroście o 15-30% po około 1 minucie, w zależności od dawki dobutaminy.
    UWAGA: Zawsze używaj jednorazowych sterylnych igieł do wstrzykiwań dla każdego zwierzęcia, aby zapobiec infekcjom. Wrażliwość na dobutaminę i (sub)maksymalne obciążenie mogą się różnić w zależności od szczepu myszy i mogą być zależne od konfiguracji doświadczalnej i powinny być określone w eksperymentach wstępnych. Zaleca się dostosowanie dawki dobutaminy do konfiguracji eksperymentalnej.
    UWAGA: Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi używania ostrych i potencjalnie zakaźnych przedmiotów. Igłę należy zawsze wyrzucać do zatwierdzonego pojemnika na odpady medyczne!
  4. Gdy docelowe tętno zostanie osiągnięte i pozostanie stabilne przez około 30 s, uzyskaj obrazy w trybie B i M PSLAX, jak opisano w kroku 3.
  5. Ponownie obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać PSSAX view zgodnie z opisem w kroku 3. Tutaj uzyskaj obrazy w trybie B poziomu podstawnego, śródkomorowego (poziom mięśni brodawkowatych) i wierzchołkowego oraz obrazy w trybie M poziomu śródkomorowego (poziom mięśni brodawkowatych). Upewnij się, że docelowe tętno pozostaje stabilne. W przeciwnym razie przełącz się z powrotem do pozycji PSLAX i ponownie rozpocznij obrazowanie.
    UWAGA: Ponieważ tętno spadnie bez ciągłego wlewu dobutaminy12 (nie omówione w tym artykule), obrazy powinny zostać uzyskane w ciągu dwóch minut. Obrazy PSLAX i PSSAX są niezbędne dla większości istotnych pomiarów wywołanych stresem (patrz sekcja "Reprezentatywne wyniki").
  6. Teraz ponownie wykonaj wierzchołkowy widok 4CH (jak wyjaśniono w kroku 3.4.). Za pomocą dopplera PW zmierz interesujące nas wzorce przepływu (jak wyjaśniono w kroku 3.4.2.). W warunkach bezstresowych za pomocą dopplera PW mierzy się dwie charakterystyczne fale, jedną reprezentującą bierne wypełnienie komory (fala E(arly)) i drugą reprezentującą aktywne wypełnienie po skurczu przedsionków (załamek A(próbny)). Wraz ze wzrostem częstości akcji serca fale te mają tendencję do łączenia się i mogą nie być wyraźnie mierzalne pod wpływem stresu wywołanego dobutaminą.

5. Ostatnie kroki

  1. Po około 5 minutach, gdy tętno zacznie ponownie spadać, upewnij się, że wszystkie widoki zostały przechwycone.
  2. Delikatnie usuń żel ultradźwiękowy z klatki piersiowej za pomocą czystego wilgotnego ręcznika papierowego. Ostrożnie usuń mocowanie taśmy. Zwróć szczególną uwagę na taśmę mocującą głowę zwierzęcia, aby uniknąć wyrywania wąsów.
  3. Wyłącz znieczulenie. W przypadku korzystania z aktywnego wydechu gazu, należy kontynuować wydmuchiwanie gazu. Umieść zwierzę na ręczniku papierowym w oddzielnej, ogrzewanej klatce w okresie budzenia. Uważnie obserwuj zwierzę. Nie wolno go pozostawiać bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek. Po przebudzeniu i całkowitym wyzdrowieniu przenieś zwierzę do klatki.
    UWAGA: Ze względu na nieostateczny charakter tej techniki, zwierzę może pozostać w eksperymencie zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi przepisami.

6. Ocena offline

  1. Prześlij dane obrazu do oprogramowania do analizy offline na stacji roboczej w celu przeprowadzenia szczegółowej oceny funkcji serca. Zwróć szczególną uwagę na różnicę między niezestresowaną a zestresowaną pracą serca. Tętno powinno być zawsze rejestrowane i prezentowane.
    UWAGA: Ponieważ analiza oprogramowania różni się w zależności od oprogramowania, nie jest ona objęta tym protokołem. Proszę zapoznać się z instrukcjami producenta.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fizjologiczny obraz echokardiograficzny bez stresu uzyskany w PSLAX jest pokazany w Rysunek 3. W przypadku rozkurczu ściany komór wydają się jednolite (Rysunek 3A) i pogrubiają się do pewnego stopnia (Rysunek 3B,C). Wstrzyknięcie 5 μg/g dobutaminy i.p. prowadzi do znacznego wzrostu częstości akcji serca (pozytywny efekt chronotropowy)12 i LVEF (pozytywny efekt inotropowy) (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ocena czynności serca pod wpływem stresu jest szeroko stosowana u ludzi w warunkach klinicznych przy użyciu testów wysiłkowych lub farmakologicznych testów wysiłkowych 6,7. Ponieważ echokardiografia myszy bezpośrednio po wysiłku jest bardzo ograniczona ze względu na potrzebę sedacji, echokardiografia wysiłkowa wywołana dobutaminą będzie prawdopodobnie najbardziej translacyjną metodą oceny fizjopatologii serca wywołanej stresem. Wiarygodne informacje na temat czyn...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy wymieniają następujące źródła finansowania: Niemiecka Fundacja Badawcza (UMEA Młodszy Klinicysta Naukowiec, Stephan Settelmeier; RA 969/12-1, Tienush Rassaf; HE 6317/2-1, Ulrike Hendgen-Cotta), Else-Kroener-Fresenius-Stiftung (2014_A216, Tienush Rassaf).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Filtr z węglem aktywnymUNO BV180000140 http://www.unobv.com/Rest%20Gas%20Filters.html
Aquasonic 100 Żel do transmisji ultradźwiękówParker Laboratories001-02https://www.parkerlabs.com/aquasonic-100.asp
Chemiczny balsam do depilacjiDostawa ogólna-Swapy
bawełnyOgólnadostawa-
ddH2ODostawa ogólna-Dobutamine
Carinopharm71685.00.00https://www.carinopharm.de/stammsortiment/#103
Przepływomierz do laboratoryjnego znieczulenia zwierzątUNO BVSF3
http://www.unobv.com/Flowmeters.html Jednostka wydechowa gazuUNO BV-http://www.unobv.com/Gas%20Exhaust%20Unit.html
LampagrzewczaPhilips-Induction
BoxUNO BV-http://www.unobv.com/Induction%20box.html
Pojemnik na ostre przedmioty medyczneBD305626Przetwornik
ultradźwiękowy https://legacy.bd.com/europe/safety/de/products/sharps/ MX400 (20-46 Mhz)VisualSonicsMX400https://www.visualsonics.com/product/transducers/mx-series-transducers
Octenisept płyn dezynfekującySchuelke173711https://www.schuelke.com/de-de/produkte/octenisept.php
Omnican F strzykawka z igłą 1mlB. Braun9161502Shttps://www.bbraun.de/de/products/b60/omnican-f.html
Ręczniki papieroweZaopatrzenieogólne-Signacreme
Elektroda KremLaboratories 017-05https://www.parkerlabs.com/Signacreme.asp
Standardowe podkładki z gazyBeeSana Meditrade4852728https://www.meditrade.de/de/wundversorgung/verbandstoffe/beesana-mullkompresse/
Thermasonic Gel WarmerParker Laboratories82-03-20 CEhttps://www.parkerlabs.com/thermasonic_apta_sbp.asp
Taśma Transpore 3M1527NP-0https://www.3mdeutschland.de/3M/de_DE/unternehmen-de/produkte/~/3M-Transpore-Fixierpflaster/
Waporyzator Sigma DeltaUNO BV-http://www.unobv.com/Vaporizers.html
Vevo 3100 przedkliniczny system obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwościVisualSonicsVevo3100https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 * wymagany pakiet oprogramowania: Pakiet sercowo-naczyniowy; Tryb B, tryb M, tryb dopplerowski fali pulsacyjnej
Stacja obrazowania Vevo ze zintegrowanym systemem szynowym, podgrzewaną platformą i jednostką monitorowania fizjologicznegoOprogramowanie analityczne VisualSonics-https://www.visualsonics.com/product/accessories/imaging-stations
VevoLabWersje3.2.5https://www.visualsonics.com/product/software/vevo-lab *wymagany pakiet oprogramowania: Vevo Strain, analiza LV
Parker

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Oh, J. Echocardiography in heart failure: Beyond diagnosis. European Journal of Echocardiography. 8 (1), 4-14 (2007).
  2. Lancellotti, P., et al. The clinical use of stress echocardiography in non-ischaemic heart disease: Recommendations from the european association of cardiovascular imaging and the american society of echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (2), 101-138 (2017).
  3. Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
  4. Zacchigna, S., et al. Toward standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on myocardial function. Cardiovascular Research. , 110(2020).
  5. Hendgen-Cotta, U. B., et al. A novel physiological role for cardiac myoglobin in lipid metabolism. Scientific Reports. 7, 43219(2017).
  6. Al-Lamee, R. K., et al. Dobutamine stress echocardiography ischemia as a predictor of the placebo-controlled efficacy of percutaneous coronary intervention in stable coronary artery disease: The stress echocardiography-stratified analysis of ORBITA. Circulation. 140 (24), 1971-1980 (2019).
  7. Cadeddu Dessalvi, C., Deidda, M., Farci, S., Longu, G., Mercuro, G. Early ischemia identification employing 2D speckle tracking selective layers analysis during dobutamine stress echocardiography. Echocardiography. 36 (12), 2202-2208 (2019).
  8. Li, Z., et al. Reduced myocardial reserve in young x-linked muscular dystrophy mice diagnosed by two-dimensional strain analysis combined with stress echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (8), 815-827 (2017).
  9. Puhl, S. L., Weeks, K. L., Ranieri, A., Avkiran, M. Assessing structural and functional responses of murine hearts to acute and sustained beta-adrenergic stimulation in vivo. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 79, 60-71 (2016).
  10. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 14 (8), 765-773 (2013).
  11. Wiesmann, F., et al. Dobutamine-stress magnetic resonance microimaging in mice : acute changes of cardiac geometry and function in normal and failing murine hearts. Circulation Research. 88 (6), 563-569 (2001).
  12. Pellikka, P. A., et al. Guidelines for performance, interpretation, and application of stress echocardiography in ischemic heart disease: From the American Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 33 (1), 1-41 (2020).
  13. Ahonen, J., et al. Pharmacokinetic-pharmacodynamic relationship of dobutamine and heart rate, stroke volume and cardiac output in healthy volunteers. Clinical Drug Investigation. 28 (2), 121-127 (2008).
  14. Nath Das, R. Determinants of cardiac ejection fraction for the patients with dobutamine stress echocardiography. Epidemiology. 07 (03), (2017).
  15. Balcazar, D., et al. SERCA is critical to control the Bowditch effect in the heart. Scientific Reports. 8 (1), 12447(2018).
  16. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch Effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).
  17. Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic approaches and protocols for comprehensive phenotypic characterization of valvular heart disease in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54110(2017).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1738(2010).
  19. Rea, D., et al. Strain analysis in the assessment of a mouse model of cardiotoxicity due to chemotherapy: Sample for preclinical research. In Vivo. 30 (3), 279-290 (2016).
  20. Beyhoff, N., et al. Application of speckle-tracking echocardiography in an experimental model of isolated subendocardial damage. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (12), 1239-1250 (2017).
  21. Pappritz, K., et al. Speckle-tracking echocardiography combined with imaging mass spectrometry assesses region-dependent alterations. Scientific Reports. 10 (1), 3629(2020).
  22. Krahwinkel, W., et al. Dobutamine stress echocardiography. European Heart Journal. 18, suppl_D 9-15 (1997).
  23. Michel, L., et al. Real-time pressure-volume analysis of acute myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (137), e57621(2018).
  24. Baumgartner, H., et al. ESC/EACTS Guidelines for the management of valvular heart disease. European Heart Journal. 38 (36), 2739-2791 (2017).
  25. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. European Heart Journal. 41 (3), 407-477 (2020).
  26. Schoensiegel, F., et al. High throughput echocardiography in conscious mice: Training and primary screens. European Journal of Ultrasound. 32, Suppl 1 124-129 (2011).
  27. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
  28. Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in translational research: of mice and men. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (10), 1083-1092 (2008).
  29. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  30. Roth, D. M., et al. Cardiac-directed adenylyl cyclase expression improves heart function in murine cardiomyopathy. Circulation. 99 (24), 3099-3102 (1999).
  31. Castle, P. E., et al. Anatomical location, sex, and age influence murine arterial circumferential cyclic strain before and during dobutamine infusion. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 49 (1), 69-80 (2019).
  32. Ren, S., et al. Implantation of an isoproterenol mini-pump to induce heart failure in mice. Journal of Visualized Experiments. (152), e59646(2019).
  33. Carillion, A., Biais, M., Riou, B., Amour, J. Comparison of Dobutamine with Isoproterenol in echocardiographic evaluation of cardiac β-adrenergic response in rats: 4AP8-9. European Journal of Anaesthesiology. 29, (2012).
  34. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  35. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 812-838 (2018).
  36. Pieske, B., et al. How to diagnose heart failure with preserved ejection fraction: the HFA-PEFF diagnostic algorithm: a consensus recommendation from the Heart Failure Association (HFA) of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 40 (40), 3297-3317 (2019).
  37. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  38. Rammos, C., et al. Impact of dietary nitrate on age-related diastolic dysfunction. European Journal of Heart Failure. 18 (6), 599-610 (2016).
  39. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. Journal of the American Society of Echocardiography. 26 (3), 316-323 (2013).
  40. Bunting, K. V., et al. A practical guide to assess the reproducibility of echocardiographic measurements. Journal of the American Society of Echocardiography. 32 (12), 1505-1515 (2019).
  41. Grune, J., et al. Accurate assessment of LV function using the first automated 2D-border detection algorithm for small animals - evaluation and application to models of LV dysfunction. Cardiovascular Ultrasound. 17 (1), 7(2019).
  42. Lau, E. M. T., et al. Dobutamine stress echocardiography for the assessment of pressure-flow relationships of the pulmonary circulation. Chest. 146 (4), 959-966 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Dobutamine Stress EchocardiographyCardiac FunctionTransthoracic EchocardiographyLeft Ventricular DysfunctionMouse Cardiac ModelsInotrope ResponseCardiac Disease ModelsLV ArchitectureCardiac ImagingBowditch Effect
Video Coming Soon

Related Articles