Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ujawnianie subtelnych zmian w funkcji serca za pomocą echokardiografii stresowej dobutaminy przezklatkowej u myszy

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62019

⸱

13 lutego 2021

 ,  , 
1Department of Cardiology and Vascular Medicine, West German Heart and Vascular Center, University Duisburg-Essen, Medical Faculty

W tym artykule

Podsumowanie

Dysfunkcja lewej komory stanowi ostatnią wspólną drogę dla wielu zaburzeń serca. Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół echokardiografii wysiłkowej dobutaminy w celu kompleksowej oceny funkcji lewej komory myszy modeli choroby serca, a także fenotypowania serca.

Streszczenie

Dysfunkcja lewej komory (LV) toruje ostateczną drogę dla wielu zaburzeń serca. Dzięki nieinwazyjnej echokardiografii stresowej dobutaminy o wysokiej częstotliwości u ludzi, możliwe stało się redukcjonistyczne podejście badawcze mające na celu zdemaskowanie subtelnych zmian w funkcji serca. W tym miejscu przedstawiamy protokół stosowania tej techniki u myszy, aby ułatwić rozszerzoną analizę architektury i funkcji lewej komory narzutowej w fizjologii i patologii, umożliwiając obserwację zmian w modelach chorób serca ukrytych w nieobciążonych sercach. Badanie to może być przeprowadzone na jednym i tym samym zwierzęciu i pozwala na pomiary zarówno podstawowe, jak i farmakologiczne wywołane stresem. Przedstawiamy szczegółowe kryteria odpowiedniego znieczulenia, analizy LV opartej na obrazowaniu, uwzględnienia zmienności wewnątrz- i międzyobserwatorskiej oraz uzyskania pozytywnej odpowiedzi inotropowej, którą można osiągnąć u myszy po dootrzewnowym wstrzyknięciu dobutaminy w warunkach zbliżonych do fizjologicznych. Aby podsumować charakterystykę ludzkiej fizjologii i choroby w małych modelach zwierzęcych, podkreślamy krytyczne pułapki w ocenie, np. wyraźny efekt Bowditcha u myszy. Aby jeszcze bardziej osiągnąć cele translacyjne, porównujemy efekty wywołane stresem u ludzi i myszy. W przypadku stosowania w badaniach translacyjnych należy zwrócić uwagę na różnice fizjologiczne między myszami a ludźmi. Rygor eksperymentalny dyktuje, że niektóre parametry oceniane u pacjentów mogą być stosowane tylko z ostrożnością ze względu na ograniczenia w rozdzielczości przestrzennej i czasowej w modelach mysich.

Wprowadzenie

Cechą charakterystyczną wielu chorób serca u ludzi jest skurczowe i/lub rozkurczowe upośledzenie czynnościowe lewej komory (LV). W celu wykrycia nieprawidłowości strukturalnych, diagnozy i leczenia skurczowej niewydolności serca, a także oceny funkcji rozkurczowej u pacjentów z objawami niewydolności serca, echokardiografia jest stosowana jako podstawowa metoda oceny.

Ponieważ objawy są niespecyficzne i więcej niż jedna trzecia pacjentów z klinicznym zespołem niewydolności serca może nie cierpieć na rzeczywistą niewydolność serca, ważne jest znalezienie obiektywnego echokardiograficznego korelatu dla obrazu klinicznego pacjenta1. Co więcej, niektóre objawy, które są utajone w stanie spoczynku lub statycznym, mogą wystąpić w warunkach aktywności lub stresu. U pacjentów z chorobą wieńcową już niewielkie zmiany w perfuzji wieńcowej mogą prowadzić do nieprawidłowości w ruchu regionalnej ściany. Jednak tych subtelnych zmian nie można ocenić za pomocą konwencjonalnej echokardiografii, ponieważ zmiany choroby serca mogą być ukryte w nieobciążonych sercach. Aby lepiej zrozumieć fizjopatologię serca, echokardiografia wysiłkowa zapewnia dynamiczną ocenę struktury i funkcji mięśnia sercowego w warunkach wysiłku fizycznego lub stresu wywołanego farmakologicznie, umożliwiając dopasowanie objawów do wyników kardiologicznych2. Również w przypadku małych zwierząt metoda ta stanowi nieinwazyjne, niezawodne narzędzie in vivo3,4,5. Podobnie jak u ludzi, reakcja stresowa mięśnia sercowego może być wywołana za pomocą środków farmakologicznych u myszy i szczurów. Dobutamina jest często stosowanym lekiem, a echokardiografia stresu dobutaminy jest powszechnie wykonywana u ludzi6,7, ale tylko czasami stosowana w małych modelach zwierzęcych do oceny reakcji na stres sercowy8,9,10,11. Dobutamina jest syntetyczną katecholaminą o działaniu głównie β1-agonistycznym, co skutkuje dodatnią inotopią i chronotropią serca. Aby uzyskać prawidłowe przetłumaczenie z człowieka na mysz, należy wziąć pod uwagę technologię i ramy koncepcyjne echokardiografii, ograniczenia techniczne związane np. z małym rozmiarem i szybkim tętnem u myszy. Docelowe tętno człowieka w echokardiografii stresu dobutaminy wynosi [(220-wiek) x 0,85], co skutkuje średnim wzrostem częstości akcji serca o około 150 ± 10% u zdrowych ochotników12,13. W przypadku myszy brakuje takiej formuły. Opisano frakcję wyrzutową (EF) zwiększoną przez echokardiografię wysiłkową u ludzi o 5-20%12,14. EF u myszy, w zależności od częstości uderzeń serca, jest zgłaszany między 58 ± 11% (< 450 uderzeń na minutę) a 71 ± 11% (≥ 450 uderzeń na minutę) i zmienia się o prawie 20% przy wyższym tętnie4. Głównym mechanizmem u myszy zwiększającym pojemność minutową serca jest wzrost częstości akcji serca. Częściowo odpowiedzialny za ten mechanizm jest efekt Bowditcha lub zjawisko schodowe, zależna od częstotliwości pozytywna odpowiedź serca za pośrednictwem wapnia, która jest bardziej wyraźna u myszy niż u ludzi15,16. Ponadto echokardiografia (stresowa) leży u podstaw zmienności wewnątrz- i międzyobserwatorskiej. Dlatego niezbędna jest wysoce ustandaryzowana procedura17,18.

Tutaj prezentujemy szczegółową procedurę echokardiografii stresu dobutaminy w celu uzyskania standardowych obrazów w celu odkrycia subtelnych zmian w funkcji serca u myszy w modelach zdrowia i choroby. Kluczowe elementy obejmują odpowiednie znieczulenie, odpowiednie monitorowanie tętna i możliwe pułapki w obrazowaniu wywołanym stresem u myszy. Kluczowymi parametrami są ocena funkcji skurczowej i rozkurczowej, w tym uwzględnienie LVEF. Ponieważ myszy są odporne na dysfunkcję serca wywołaną obciążeniem następczym17, protokół ten może dostarczyć cennych informacji do wykorzystania również w modelach wad zastawkowych serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie metody i procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wszystkimi odpowiednimi przepisami („Europejska konwencja o ochronie zwierząt kręgowców wykorzystywanych do celów eksperymentalnych i innych celów naukowych” (Dyrektywa 2010/63/EU)), a opieka nad zwierzętami odbywała się zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Dane pochodzące od ludzi zostały przeanalizowane zgodnie ze wszystkimi instytucjonalnymi, krajowymi i międzynarodowymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu ludzi i zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną (20-9218-BO). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone na samcach myszy C57BL/6JRj w wieku 12 tygodni.

1. Przygotowanie materiałów i sprzętu

UWAGA: Rycina 1 przedstawia przykład stanowiska do badania ultrasonograficznego małych zwierząt.

  1. Należy pracować w cichym, kontrolowanym środowisku z regulacją natężenia światła.
  2. Podgrzać żel do USG, np. przy użyciu podgrzewacza do żelu. Pozostawić żel do osiągnięcia temperatury 37 °C. Może to zająć trochę czasu.
  3. Wyczyścić wszystkie instrumenty, w tym platformę, za pomocą chusteczki dezynfekującej.
  4. Włączyć platformę i podgrzać ją do 37 °C.
  5. Włączyć aparat USG. Wprowadzić identyfikator zwierzęcia, identyfikator protokołu oraz inne istotne informacje. Dla myszy o masie ciała około 30 g należy zastosować wysokoczęstotliwościowy przetwornik ultradźwiękowy o częstotliwości nadawania 30 MHz.
  6. Należy upewnić się, że pracuje aktywny system odciągu gazów.
    UWAGA: W przypadku stosowania filtra z węgla aktywnego do adsorpcji izofluranu z wydychanego strumienia powietrza, należy kontrolować jego masę i wymienić filtr po osiągnięciu wskazanego maksymalnego przyrostu masy.
  7. W razie potrzeby napełnić parownik odpowiednią ilością izofluranu.
    OSTRZEŻENIE: Nie wdychać anestetyków lotnych.
  8. Przygotować roztwór roboczy dobutaminy o stężeniu 2.5 µg/µL poprzez rozcieńczenie gotowego roztworu do wstrzykiwań lub rozpuszczenie proszku hydrochlorku dobutaminy w 0.9% soli fizjologicznej zgodnie z instrukcją producenta. Roztwór jest stabilny przez co najmniej 24 h w temperaturze pokojowej.

​Układ laboratoryjny do zautomatyzowanego sekwencjonowania DNA, obejmujący interfejsy komputerowe i narzędzia analityczne.
Rysunek 1: Stanowisko do badania ultrasonograficznego serca małych zwierząt. Ergonomiczne ustawienie jest niezbędne podczas echokardiografii stresowej u małych zwierząt, ponieważ czas badania musi pozostać krótki. Stanowisko składa się z aparatu USG, systemu anestezjologicznego dla małych zwierząt z zasilaniem tlenem i aktywnym wyciągiem gazów, podgrzewanej platformy do echokardiografii z wbudowanym EKG i możliwością przemieszczania via mikromanipulatory jako część zintegrowanego systemu szynowego, a także jednostki monitorowania fizjologicznego. Przydatnymi pomocami są podgrzewacz do żelu do USG oraz lampa grzewcza. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

2. Przygotowanie myszy do obrazowania i indukcja znieczulenia

  1. Napełnić komorę indukcyjną mieszaniną gazów wzbogaconą tlenem (z 1 L/min 100% O2) zawierającą 3%-4% v/v izofluranu.
  2. Zważyć mysz. Delikatnie chwycić mysz za ogon i przenieść ją do komory indukcyjnej. Obserwując uważnie ruchy zwierzęcia, upewnić się, że zostało ono uśpione w ciągu kilku sekund.
  3. W razie potrzeby przekierować przepływ gazu do maski nosowej połączonej z systemem anestezjologicznym (1,0-1,5 vol% izofluranu z 1 L/min 100% O2 w celu utrzymania stabilnej sedacji). Wyjąć mysz z komory indukcyjnej i ostrożnie umieścić ją na podgrzewanej platformie. Upewnić się, że łapy spoczywają na sensorach EKG wbudowanych w platformę.
  4. Aby zapobiec wysychaniu twardówki, nałożyć żel maściowy do obu oczu.
    UWAGA: Pomiary stresu zajmą pewien czas.
  5. Nałożyć bardzo niewielką ilość kremu do elektrod na sensory EKG. Delikatnie unieruchomić zwierzę za pomocą taśmy klejącej na wszystkich czterech kończynach. Użyć małego fragmentu taśmy klejącej, aby utrzymać pozycję głowy zwierzęcia w masce nosowej. EKG służy do rejestracji częstości akcji serca podczas akwizycji obrazu. Dostroić system obrazowania fizjologicznego, aby uzyskać stabilny i wyraźny sygnał EKG.
    UWAGA: Zbyt duża ilość kremu do elektrod może skutkować słabą jakością sygnału EKG.
  6. Aby chronić zwierzę przed stresem podczas procedury, sprawdzić odpowiednią głębokość sedacji, utrzymując częstość akcji serca w zakresie 400-450 bpm. Częstość akcji serca jest wyznaczana za pomocą EKG. Dopuszczalne jest odchylenie o 50 bpm w obrębie tego zakresu.
    UWAGA: Ruchy zwierzęcia mogą wskazywać na zbyt płytki poziom sedacji. Anestezja nie może prowadzić do depresji serca u myszy. Sedację można dostosować, aby uzyskać wspomnianą powyżej docelową częstość akcji serca.
  7. Przy użyciu środka nawilżającego delikatnie wprowadzić termometr rektalny do ciągłego monitorowania temperatury ciała. Utrzymywać temperaturę w zakresie fizjologicznym (zazwyczaj między 36,5 °C a 37,5 °C, w zależności od szczepu myszy i układu eksperymentalnego). W laboratorium ultrasonografii serca zwierząt bez kontroli środowiskowej można rozważyć zastosowanie oświetlenia podczerwienią.
  8. Użyć chemicznego kremu do depilacji, aby usunąć owłosienie z klatki piersiowej. Przetrzeć klatkę piersiową czystym, wilgotnym ręcznikiem papierowym. Upewnić się, że usunięto wszystkie pozostałości kremu (Rysunek 2A).
    UWAGA: Przed nałożeniem środka do depilacji można również użyć elektrycznej strzyżarki. Zwierzę jest teraz przygotowane do obrazowania. Ponieważ kluczowe jest skrócenie czasu obrazowania, całe przygotowanie przed badaniem powinno zająć mniej niż 3 min.

Gryzoń w układzie do obrazowania małych zwierząt; pozycje A-D; procedura nieinwazyjna; eksperyment badawczy.
Rycina 2: Pozycjonowanie zwierzęcia i przetwornika. (A) Mysz jest przymocowana do podgrzewanej platformy, a wszystkie cztery kończyny są unieruchomione na srebrnych elektrodach EKG. W celu pomiaru temperatury ciała wprowadzono termometr rektalny. Pyszczek jest delikatnie wsunięty do stożka nosowego systemu anestezjologicznego. (B) Orientacja głowicy dla widoku długiej osi przyścianowej (PSLAX); patrz krok 3.2. (C) Orientacja głowicy dla widoku krótkiej osi przyścianowej (PSSAX); patrz krok 3.3. (D) Orientacja głowicy dla widoku czterojamowego koniuszkowego (4CH); patrz krok 3.4. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Podstawowe obrazowanie układu sercowo-naczyniowego

UWAGA: Obrazy można pozyskać przy użyciu dwóch podstawowych pozycji przetwornika (okno parasternalne i apikalne) (Rysunek 2) oraz co najmniej trzech trybów ultrasonografii (tryb B, tryb M oraz tryb Dopplera (doppler kolorowy i doppler pulsacyjny (PW)) (Rysunek 3,Rysunek 4,Rysunek 5). W celu zapoznania się z podstawami obrazowania należy odwołać się do wcześniej opublikowanych artykułów16,18. Uzyskanie wyraźnych obrazów jest kluczowe dla porównania ich z obrazami obciążeniowymi pozyskanymi w późniejszym etapie.

  1. Nanieść uprzednio podgrzany żel do badań USG na klatkę piersiową, unikając pęcherzyków powietrza.
    UWAGA: Zastosowanie niepodgrzanego żelu doprowadzi do szybkiego spadku temperatury ciała, co wpłynie na częstotliwość akcji serca.
  2. Wykonać obraz w przekroju długiej osi przyśrodkowej (PSLAX).
    UWAGA: PSLAX wykonuje się w celu wizualizacji LV w jego długiej osi. Pozwala to na określenie m.in. wymiarów pierścienia aorty i proksymalnej części aorty, a także długości LV.
    1. Przy głowie zwierzęcia skierowanej w stronę przeciwną do badacza, przechylić stół mniej więcej o 10-20° w lewo i o 5-10° do przodu, aby serce znajdowało się jak najbardziej przednio. Umieścić przetwornik przyśrodkowo w linii długiej osi serca, z markerem (wycięciem) skierowanym w stronę prawego barku zwierzęcia (Rysunek 2B).
    2. Użyć mikromanipulatorów, aby uzyskać optymalny obraz. Skorzystać z panelu sterowania obrazem w celu jego optymalizacji. Pozyskać co najmniej jeden obraz 2D w trybie B oraz jeden obraz w trybie M na poziomie środkowym komory.
    3. Pozyskać dodatkowe obrazy, jeśli jest to wymagane dla konkretnego problemu badawczego. Pozyskać co najmniej 100 klatek i co najmniej 3(-6) pełnych cykli pracy serca.
  3. Wykonać obraz w przekroju krótkiej osi przyśrodkowej (PSSAX).
    UWAGA: PSSAX wykonuje się w celu wizualizacji LV w jego krótkiej osi. Na podstawie tego obrazu można obliczyć m.in. końcową objętość skurczową lewej komory (LVESV), końcową objętość rozkurczową lewej komory (LVEDV), objętość wyrzutową (SV) oraz rzut serca (CO).
    1. Obrócić przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara bez zmiany kąta nachylenia (marker wskazuje teraz w stronę lewego barku zwierzęcia) (Rysunek 2C). Pozyskać co najmniej jeden obraz w trybie B w przekroju podstawnym, środkowym (na poziomie mięśni papilarnych) oraz wierzchołkowym.
    2. Aby zdefiniować najbardziej podstawowy i najbardziej wierzchołkowy przekrój, przesuwać się wzdłuż długiej osi do najdalszych punktów, w których wciąż widoczny jest pełny cykl pracy komory LV. Obrazy na poziomie środkowym wykonać mniej więcej w pozycji pośredniej, na poziomie mięśni papilarnych.
    3. Pozyskać co najmniej jeden obraz w trybie M w przekroju środkowym.
      UWAGA: Niektóre aparaty USG oferują gotowe ustawienia (presets) dla różnych przekrojów; zaleca się sprawdzenie odpowiedniego ustawienia przed pozyskaniem obrazów.
  4. Wykonać obraz w przekroju czterojamowym wierzchołkowym (4CH).
    UWAGA: Przekrój 4CH jest istotny, ponieważ może być on wykorzystany przede wszystkim do oceny zastawki mitralnej za pomocą dopplera PW.
    1. Przechylić platformę, na której znajduje się zwierzę, do zmodyfikowanej pozycji Trendelenburga z głową skierowaną w dół. Skierować przetwornik w stronę głowy myszy, z markerem skierowanym w stronę lewej strony zwierzęcia (Rysunek 2D).
    2. Pozyskać co najmniej jeden obraz w trybie B, a także obrazy z dopplerem kolorowym i dopplerem PW zastawki mitralnej i trójdzielnej. W zależności od celu badania zastosować doppler tkankowy w przekroju 4CH.
      UWAGA: Najprostszym sposobem na uzyskanie pozycji 4CH wierzchołkowej jest przechylenie stołu z pozycji PSAX i odpowiednie ustawienie kąta przetwornika. Należy uważać, aby nie wywierać zbyt dużego nacisku na klatkę piersiową, gdyż może to zakłócić pomiary, np. funkcji rozkurczowej.

4. Obrazowanie stresowe z dobutaminą

UWAGA: Po osiągnięciu docelowej częstości akcji serca należy wykonać ustandaryzowane widoki, dopóki docelowa częstość akcji serca pozostaje stabilna. Zazwyczaj wymaga to więcej niż jednej zmiany widoku z PSLAX na PSSAX. Ponieważ przejście między PSLAX a PSSAX wymaga jedynie obrotu o 90°, widoki te można obrazować z łatwością.

  1. Przeprowadź test obciążeniowy dobutaminą u tego samego zwierzęcia, utrzymując tę samą anestezję, aby zapewnić porównywalność wyników. Upewnij się, że początkowa częstość akcji serca pozostaje stabilna w zakresie 400-450 bpm. Zapisz odczyty EKG i przechowuj je wraz z nabytymi obrazami. Upewnij się, że sygnał EKG jest wyraźny. W przeciwnym razie spróbuj ponownie przymocować elektrody do wszystkich czterech kończyn, aż do momentu wyświetlenia wyraźnego sygnału EKG.
  2. Ponownie wykonaj obrazowanie w widoku PSLAX (obrazy w trybie B i trybie M). Zapisz obrazy jako obrazy „baseline”. Pamiętaj również o zapisaniu i odnotowaniu początkowej częstości akcji serca.
  3. Napełnij strzykawkę i wstrzyknij dobutaminę w dawce 5 µg/g masy ciała dojamowo, używając igły 27 G i strzykawki 1 mL. Ściśle monitoruj częstość akcji serca. Rejestruj obrazy echokardiograficzne aż do osiągnięcia docelowej częstości akcji serca i wykorzystaj wzrost częstotliwości do późniejszej analizy. Trwały, istotny wzrost częstości akcji serca wywołany dobutaminą jest osiągany po wzroście o 15-30% po około 1 min, w zależności od dawki dobutaminy.
    UWAGA: Zawsze używaj jednorazowych sterylnych igieł do iniekcji dla każdego zwierzęcia, aby zapobiec infekcjom. Podatność na dobutaminę oraz obciążenie (sub)maksymalne mogą różnić się w zależności od szczepu myszy i mogą być zależne od konfiguracji eksperymentalnej, co należy określić w badaniach wstępnych. Zaleca się dostosowanie dawki dobutaminy do konfiguracji eksperymentalnej.
    OSTROŻNIE: Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi użytkowania przedmiotów ostrych i potencjalnie zakaźnych. Zawsze utylizuj igły w zatwierdzonym pojemniku na odpady medyczne!
  4. Po osiągnięciu docelowej częstości akcji serca i jej stabilizacji przez około 30 s, wykonaj obrazy PSLAX w trybie B i trybie M, zgodnie z opisem w kroku 3.
  5. Ponownie obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać widok PSSAX, jak opisano w kroku 3. Wykonaj obrazy w trybie B dla poziomu podstawnego, środkowego (na poziomie mięśni papilarnych) i koniuszkowego oraz obrazy w trybie M dla poziomu środkowego (na poziomie mięśni papilarnych). Upewnij się, że docelowa częstość akcji serca pozostaje stabilna. W przeciwnym razie wróć do pozycji PSLAX i rozpocznij obrazowanie ponownie.
    UWAGA: Ponieważ częstość akcji serca spadnie bez ciągłej infuzji dobutaminy12 (nieomawianej w tym artykule), obrazy powinny zostać pozyskane w ciągu dwóch minut. Obrazy PSLAX i PSSAX są niezbędne dla większości istotnych pomiarów wywołanych stresem (patrz sekcja „Representative Results”).
  6. Teraz ponownie wykonaj widok koniuszkowy 4CH (jak wyjaśniono w kroku 3.4.). Używając dopplera PW, zmierz interesujące wzorce przepływu (jak wyjaśniono w kroku 3.4.2.). W warunkach spoczynkowych za pomocą dopplera PW mierzy się dwie charakterystyczne fale, z których jedna reprezentuje bierne napełnianie komory (fala E), a druga aktywne napełnianie po skurczu przedsionka (fala A). Przy wzroście częstości akcji serca fale te mają tendencję do zlańczenia i mogą nie być mierzalne oddzielnie w stresie wywołanym dobutaminą.

5. Kroki końcowe

  1. Po około 5 min, gdy tętno zacznie ponownie spadać, upewnij się, że wszystkie widoki zostały zarejestrowane.
  2. Delikatnie usuń żel ultradźwiękowy z klatki piersiowej za pomocą czystego, wilgotnego ręcznika papierowego. Ostrożnie usuń mocowania z taśmy. Zwróć szczególną uwagę na taśmę mocującą głowę zwierzęcia, aby uniknąć wyrwania wibriss.
  3. Wyłącz anestezyjne urządzenie. W przypadku stosowania aktywnego wyciągu gazów, należy kontynuować ich odsysanie. Na czas wybudzania umieść zwierzę na ręczniku papierowym w oddzielnej, ogrzewanej klatce. Ściśle obserwuj zwierzę. Nie wolno go pozostawiać bez nadzoru, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną. Po całkowitym przebudzeniu i regeneracji przenieś zwierzę do jego klatki.
    UWAGA: Ze względu na nieostateczny charakter tej techniki, zwierzę może pozostać w eksperymencie zgodnie ze wszystkimi odpowiednimi przepisami.

6. Ocena offline

  1. Przenieś dane obrazowe do oprogramowania do analizy offline na stacji roboczej, aby przeprowadzić szczegółową ocenę funkcji serca. Zwróć szczególną uwagę na różnicę między funkcją serca w spoczynku a funkcją w warunkach stresu. Częstość akcji serca powinna być zawsze rejestrowana i przedstawiona.
    UWAGA: Ponieważ analiza programowa różni się w zależności od użytego oprogramowania, nie jest ona opisana w niniejszym protokole. Należy zapoznać się z instrukcjami producenta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Fizjologiczny obraz echokardiograficzny w stanie spoczynku, uzyskany w przekroju PSLAX, przedstawiono na Rysunku 3. W rozkurczu ściany komory wyglądają jednolicie (Rysunek 3A) i pogrubiają się do pewnego stopnia (Rysunek 3B,C). Iniekcja dobutaminy w dawce 5 µg/g masy ciała i.p. prowadzi do znacznego zwiększenia częstości akcji serca (dodatni efekt chronotropowy)12

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ocena czynności serca pod wpływem stresu jest szeroko stosowana u ludzi w warunkach klinicznych przy użyciu testów wysiłkowych lub farmakologicznych testów wysiłkowych 6,7. Ponieważ echokardiografia myszy bezpośrednio po wysiłku jest bardzo ograniczona ze względu na potrzebę sedacji, echokardiografia wysiłkowa wywołana dobutaminą będzie prawdopodobnie najbardziej translacyjną metodą oceny fizjopatologii serca wywołanej stresem. Wiarygodne informacje na temat czyn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy wymieniają następujące źródła finansowania: Niemiecka Fundacja Badawcza (UMEA Młodszy Klinicysta Naukowiec, Stephan Settelmeier; RA 969/12-1, Tienush Rassaf; HE 6317/2-1, Ulrike Hendgen-Cotta), Else-Kroener-Fresenius-Stiftung (2014_A216, Tienush Rassaf).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtr z węglem aktywnymUNO BV180000140 http://www.unobv.com/Rest%20Gas%20Filters.html
Aquasonic 100 Żel do transmisji ultradźwiękówParker Laboratories001-02https://www.parkerlabs.com/aquasonic-100.asp
Chemiczny balsam do depilacjiDostawa ogólna-Swapy
bawełnyOgólnadostawa-
ddH2ODostawa ogólna-Dobutamine
Carinopharm71685.00.00https://www.carinopharm.de/stammsortiment/#103
Przepływomierz do laboratoryjnego znieczulenia zwierzątUNO BVSF3
http://www.unobv.com/Flowmeters.html Jednostka wydechowa gazuUNO BV-http://www.unobv.com/Gas%20Exhaust%20Unit.html
LampagrzewczaPhilips-Induction
BoxUNO BV-http://www.unobv.com/Induction%20box.html
Pojemnik na ostre przedmioty medyczneBD305626Przetwornik
ultradźwiękowy https://legacy.bd.com/europe/safety/de/products/sharps/ MX400 (20-46 Mhz)VisualSonicsMX400https://www.visualsonics.com/product/transducers/mx-series-transducers
Octenisept płyn dezynfekującySchuelke173711https://www.schuelke.com/de-de/produkte/octenisept.php
Omnican F strzykawka z igłą 1mlB. Braun9161502Shttps://www.bbraun.de/de/products/b60/omnican-f.html
Ręczniki papieroweZaopatrzenieogólne-Signacreme
Elektroda KremLaboratories 017-05https://www.parkerlabs.com/Signacreme.asp
Standardowe podkładki z gazyBeeSana Meditrade4852728https://www.meditrade.de/de/wundversorgung/verbandstoffe/beesana-mullkompresse/
Thermasonic Gel WarmerParker Laboratories82-03-20 CEhttps://www.parkerlabs.com/thermasonic_apta_sbp.asp
Taśma Transpore 3M1527NP-0https://www.3mdeutschland.de/3M/de_DE/unternehmen-de/produkte/~/3M-Transpore-Fixierpflaster/
Waporyzator Sigma DeltaUNO BV-http://www.unobv.com/Vaporizers.html
Vevo 3100 przedkliniczny system obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwościVisualSonicsVevo3100https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 * wymagany pakiet oprogramowania: Pakiet sercowo-naczyniowy; Tryb B, tryb M, tryb dopplerowski fali pulsacyjnej
Stacja obrazowania Vevo ze zintegrowanym systemem szynowym, podgrzewaną platformą i jednostką monitorowania fizjologicznegoOprogramowanie analityczne VisualSonics-https://www.visualsonics.com/product/accessories/imaging-stations
VevoLabWersje3.2.5https://www.visualsonics.com/product/software/vevo-lab *wymagany pakiet oprogramowania: Vevo Strain, analiza LV
Parker

Bibliografia

  1. Oh, J. Echocardiography in heart failure: Beyond diagnosis. European Journal of Echocardiography. 8 (1), 4-14 (2007).
  2. Lancellotti, P., et al. The clinical use of stress echocardiography in non-ischaemic heart disease: Recommendations from the european association of cardiovascular imaging and the american society of echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (2), 101-138 (2017).
  3. Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
  4. Zacchigna, S., et al. Toward standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on myocardial function. Cardiovascular Research. , 110(2020).
  5. Hendgen-Cotta, U. B., et al. A novel physiological role for cardiac myoglobin in lipid metabolism. Scientific Reports. 7, 43219(2017).
  6. Al-Lamee, R. K., et al. Dobutamine stress echocardiography ischemia as a predictor of the placebo-controlled efficacy of percutaneous coronary intervention in stable coronary artery disease: The stress echocardiography-stratified analysis of ORBITA. Circulation. 140 (24), 1971-1980 (2019).
  7. Cadeddu Dessalvi, C., Deidda, M., Farci, S., Longu, G., Mercuro, G. Early ischemia identification employing 2D speckle tracking selective layers analysis during dobutamine stress echocardiography. Echocardiography. 36 (12), 2202-2208 (2019).
  8. Li, Z., et al. Reduced myocardial reserve in young x-linked muscular dystrophy mice diagnosed by two-dimensional strain analysis combined with stress echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (8), 815-827 (2017).
  9. Puhl, S. L., Weeks, K. L., Ranieri, A., Avkiran, M. Assessing structural and functional responses of murine hearts to acute and sustained beta-adrenergic stimulation in vivo. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 79, 60-71 (2016).
  10. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 14 (8), 765-773 (2013).
  11. Wiesmann, F., et al. Dobutamine-stress magnetic resonance microimaging in mice : acute changes of cardiac geometry and function in normal and failing murine hearts. Circulation Research. 88 (6), 563-569 (2001).
  12. Pellikka, P. A., et al. Guidelines for performance, interpretation, and application of stress echocardiography in ischemic heart disease: From the American Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 33 (1), 1-41 (2020).
  13. Ahonen, J., et al. Pharmacokinetic-pharmacodynamic relationship of dobutamine and heart rate, stroke volume and cardiac output in healthy volunteers. Clinical Drug Investigation. 28 (2), 121-127 (2008).
  14. Nath Das, R. Determinants of cardiac ejection fraction for the patients with dobutamine stress echocardiography. Epidemiology. 07 (03), (2017).
  15. Balcazar, D., et al. SERCA is critical to control the Bowditch effect in the heart. Scientific Reports. 8 (1), 12447(2018).
  16. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch Effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).
  17. Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic approaches and protocols for comprehensive phenotypic characterization of valvular heart disease in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54110(2017).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1738(2010).
  19. Rea, D., et al. Strain analysis in the assessment of a mouse model of cardiotoxicity due to chemotherapy: Sample for preclinical research. In Vivo. 30 (3), 279-290 (2016).
  20. Beyhoff, N., et al. Application of speckle-tracking echocardiography in an experimental model of isolated subendocardial damage. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (12), 1239-1250 (2017).
  21. Pappritz, K., et al. Speckle-tracking echocardiography combined with imaging mass spectrometry assesses region-dependent alterations. Scientific Reports. 10 (1), 3629(2020).
  22. Krahwinkel, W., et al. Dobutamine stress echocardiography. European Heart Journal. 18, suppl_D 9-15 (1997).
  23. Michel, L., et al. Real-time pressure-volume analysis of acute myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (137), e57621(2018).
  24. Baumgartner, H., et al. ESC/EACTS Guidelines for the management of valvular heart disease. European Heart Journal. 38 (36), 2739-2791 (2017).
  25. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. European Heart Journal. 41 (3), 407-477 (2020).
  26. Schoensiegel, F., et al. High throughput echocardiography in conscious mice: Training and primary screens. European Journal of Ultrasound. 32, Suppl 1 124-129 (2011).
  27. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
  28. Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in translational research: of mice and men. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (10), 1083-1092 (2008).
  29. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  30. Roth, D. M., et al. Cardiac-directed adenylyl cyclase expression improves heart function in murine cardiomyopathy. Circulation. 99 (24), 3099-3102 (1999).
  31. Castle, P. E., et al. Anatomical location, sex, and age influence murine arterial circumferential cyclic strain before and during dobutamine infusion. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 49 (1), 69-80 (2019).
  32. Ren, S., et al. Implantation of an isoproterenol mini-pump to induce heart failure in mice. Journal of Visualized Experiments. (152), e59646(2019).
  33. Carillion, A., Biais, M., Riou, B., Amour, J. Comparison of Dobutamine with Isoproterenol in echocardiographic evaluation of cardiac β-adrenergic response in rats: 4AP8-9. European Journal of Anaesthesiology. 29, (2012).
  34. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  35. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 812-838 (2018).
  36. Pieske, B., et al. How to diagnose heart failure with preserved ejection fraction: the HFA-PEFF diagnostic algorithm: a consensus recommendation from the Heart Failure Association (HFA) of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 40 (40), 3297-3317 (2019).
  37. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  38. Rammos, C., et al. Impact of dietary nitrate on age-related diastolic dysfunction. European Journal of Heart Failure. 18 (6), 599-610 (2016).
  39. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. Journal of the American Society of Echocardiography. 26 (3), 316-323 (2013).
  40. Bunting, K. V., et al. A practical guide to assess the reproducibility of echocardiographic measurements. Journal of the American Society of Echocardiography. 32 (12), 1505-1515 (2019).
  41. Grune, J., et al. Accurate assessment of LV function using the first automated 2D-border detection algorithm for small animals - evaluation and application to models of LV dysfunction. Cardiovascular Ultrasound. 17 (1), 7(2019).
  42. Lau, E. M. T., et al. Dobutamine stress echocardiography for the assessment of pressure-flow relationships of the pulmonary circulation. Chest. 146 (4), 959-966 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Echokardiografia przezklatkowadysfunkcja lewej komorymysie modele sercaodpowied inotropowamodele chor b sercaarchitektura LVobrazowanie sercaefekt Bowditcha
Film wkrótce dostępny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.