Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szybki test preferencji żywieniowych u Drosophila

6.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62051

⸱

11 lutego 2021

 , 
1Monell Chemical Senses Center, 2Department of Physiology, The Diabetes Research Center, University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy protokół dla testu żywieniowego dla much z dwoma opcjami. Ten test żywieniowy jest szybki i łatwy do przeprowadzenia i nadaje się nie tylko do badań laboratoryjnych na małą skalę, ale także do wysokowydajnych badań behawioralnych u much.

Streszczenie

Aby wybrać żywność o wartości odżywczej, unikając jednocześnie spożywania szkodliwych czynników, zwierzęta potrzebują wyrafinowanego i solidnego systemu smakowego do oceny środowiska żywnościowego. Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest genetycznie podatnym organizmem modelowym, który jest szeroko stosowany do rozszyfrowywania molekularnych, komórkowych i neuronalnych podstaw preferencji żywieniowych. Aby przeanalizować preferencje żywieniowe much, potrzebna jest solidna metoda karmienia. Opisany tutaj jest test żywieniowy dwóch wyborów, który jest rygorystyczny, oszczędny i szybki. Test jest oparty na szalce Petriego i polega na dodaniu dwóch różnych pokarmów uzupełnionych niebieskim lub czerwonym barwnikiem do dwóch połówek szalki. Następnie ~70 wygłodzonych, 2-4-dniowych much umieszcza się w naczyniu i pozwala wybierać między niebieskim i czerwonym pokarmem w ciemności przez około 90 minut. Po badaniu odwłoka każdej muchy następuje obliczenie wskaźnika preferencji. W przeciwieństwie do płytek wielodołkowych, napełnienie każdej szalki Petriego zajmuje tylko ~20 s, co oszczędza czas i wysiłek. Ten test żywieniowy można wykorzystać do szybkiego określenia, czy muchy lubią, czy nie lubią określonego pokarmu.

Wprowadzenie

Pomimo dramatycznych różnic w budowie anatomicznej narządów smaku między muchami a ssakami, reakcje behawioralne much na wiele substancji smakowych są uderzająco podobne do tych u ssaków. Na przykład muchy preferują cukier1,2,3,4,5,6,7,8, aminokwasy9,10 i low salt11, które wskazują składniki odżywcze, ale Odrzuć gorzkie potrawy12,13,14,15 które są niesmaczne lub toksyczne. W ciągu ostatnich dwóch dekad muchy okazały się bardzo cennym organizmem modelowym dla pogłębiania zrozumienia wielu fundamentalnych pytań związanych z odczuwaniem smaku i konsumpcją żywności, w tym wykrywania smaku, transdukcji smaku, plastyczności smaku i regulacji karmienia16,17,18,19,20. Co ciekawe, wiele badań wykazało, że transdukcja smaku i mechanizmy obwodów neuronalnych leżące u podstaw percepcji smaku są analogiczne między muszkami owocowymi a ssakami. Dlatego muszka owocowa służy jako idealny organizm doświadczalny, umożliwiając naukowcom odkrycie ewolucyjnie zachowanych koncepcji i zasad, które rządzą wykrywaniem i konsumpcją żywności w królestwie zwierząt.

Aby zbadać odczuwanie smaku u much, konieczne jest ustanowienie szybkiego i rygorystycznego testu, który obiektywnie zmierzy preferencje żywieniowe. Z biegiem lat różne metody żywienia, takie jak testy oparte na barwnikach11,12,13,21,22,23, test odpowiedzi na rozszerzenie muchy na trąbkę24, test podajnika kapilarnego (CAFE)25,26, test Fly Liquid-Food Interaction Counter (FLIC) class=27 oraz inne metody kombinatoryczne zostały opracowane w celu ilościowego pomiaru preferencji pokarmowych i/lub spożycia pokarmu przez muszki owocowe28,29,30,31. Jednym z popularnych paradygmatów żywienia jest oparty na barwniku test żywieniowy dwuwyboru, wykorzystujący wielodołkową płytkę do mikromiareczkowania12,21,32 lub, zgodnie z opisem tutaj, małą szalkę Petriego11,22 jako komorę karmienia. Ten test został zaprojektowany w oparciu o przezroczystość odwłoka muchy. Podczas tego testu muchy umieszcza się w komorze karmienia i przedstawia im dwie opcje pokarmu zmieszane z czerwonym lub niebieskim barwnikiem. Po zakończeniu testu odwłoki much stają się czerwone lub niebieskie w zależności od spożytego pokarmu.

Zarówno szalka Petriego, jak i testy żywienia oparte na wielodołkowej płytce barwnikowej są bardzo solidne i dają mniej więcej takie same wyniki. Korzystając z tych dwóch testów, dokonano wielu ważnych odkryć i przełomów w kierunku rozszyfrowania wysoce zróżnicowanych receptorów i komórek odpowiedzialnych za wyczuwanie smaków i tekstury żywności11,12,21,22,32,33. W teście na bazie barwnika jednym z etapów eksperymentalnych wymagających znacznego czasu i wysiłku jest przygotowanie i załadowanie żywności do komory karmienia. Aby skrócić czas przygotowywania i ładowania żywności, test ten został zmodyfikowany poprzez zastąpienie wielodołkowej płytki mikromiareczkowej małą szalką Petriego, która jest podzielona na dwie równe komory. W teście opartym na szalce Petriego do dwóch połówek szalki dodaje się dwa różne pokarmy uzupełnione niebieskim lub czerwonym barwnikiem. Następnie ~70 wygłodzonych, 2-4-dniowych much umieszcza się w naczyniu i pozwala wybierać między niebieskim i czerwonym pokarmem w ciemności przez około 90 minut. Następnie badany jest odwłok każdej muchy i obliczany jest wskaźnik preferencji (PI).

Ten test żywieniowy oparty na szalce Petriego jest przystępny, prosty i szybki. Napełnienie jednej płytki wielodołkowej zajmuje około 110 s, podczas gdy każda szalka Petriego zajmuje tylko ~20 s. Ponadto płytka wielodołkowa wymaga pipetowania małych objętości żywności do dużej liczby małych dołków (np. 60 lub więcej dołków na płytkę), co wymaga dużej precyzji i uwagi. I odwrotnie, test oparty na szalce Petriego wymaga tylko dwóch działań na płytkę. Ponieważ test żywieniowy może obejmować dużą liczbę powtórzeń, test oparty na szalce Petriego oszczędza nietrywialną ilość czasu i wysiłku. Test ten daje wyniki równoważne z wynikami testu opartego na wielu dołkach i okazał się skuteczny w rozwiązywaniu wielu podstawowych pytań dotyczących odczuwania smaku, w tym kodowania smaku soli11, plastyczności smaku zmodyfikowanej przez doświadczenie żywnościowe22 oraz molekularnych podstaw odczuwania tekstury żywności33. Podsumowując, ten test dwuwyboru oparty na szalce Petriego jest potężnym narzędziem do badania, w jaki sposób muchy postrzegają zewnętrzne i wewnętrzne środowiska odżywcze, aby wywołać odpowiednie zachowania żywieniowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Montaż komór testowych

UWAGA: Chociaż ten protokół opisuje użycie szalki Petriego o średnicy 35 mm (Rysunek 1A), pożądany efekt można osiągnąć przy użyciu dowolnego wodoszczelnego naczynia o gładkim dnie, które można przeciąć na pół i przykryć.

  1. Najpierw przetnij na pół szalkę Petriego o średnicy 35 mm, mocując kawałek tworzywa sztucznego (5 mm szerokości i 3 mm wysokości) wzdłuż linii środkowej za pomocą wodoodpornego kleju, tworząc dwie wodoszczelne komory. Upewnij się, że uszczelnienie jest kompletne, aby uniknąć wycieków, które mogą prowadzić do zmieszania dwóch oznaczanych substratów spożywczych.
    UWAGA: Po montażu należy ponownie użyć tego urządzenia tak długo, jak długo uszczelka wytrzyma.

2. Przygotowanie fiolek z głodówką

  1. Przygotuj wystarczającą liczbę pustych plastikowych fiolek na muchy, a następnie luźno sprasować kawałek bibuły na dnie. Ubij bibułę na tyle, aby wypełniła przestrzeń, ale nie na tyle, aby utworzyła gęstą masę.
    UWAGA: Upewnij się, że w tkance nie ma głębokich szczelin ani fałd, ponieważ może to prowadzić do uwięzienia much.
  2. Dodaj ~ 3 ml czystej wody do fiolki, aby tkanka była całkowicie nasycona, ale nie było stojącej wody. Upewnić się, że na ściankach fiolki nie ma dużych kropelek nadmiaru wody. Alternatywnie, zastąp namoczony papier agarozą, przygotowując 1% w/v roztwór agaru (bez sacharozy), dodając 5 ml 1% agarozy do każdej pustej fiolki i pozwalając agarozie zestalić się w temperaturze pokojowej.

3. Mokre głodzenie much przed eksperymentem

  1. Rozpocznij głodówkę 24 godziny przed czasem eksperymentu. W znieczuleniu CO2 posortuj grupy ~ 70, 2-4-dniowych much do przygotowanych fiolek głodowych, oznaczając każdą fiolkę genotypem i czasem głodu.

4. Konfiguracja odczynnika

  1. Przygotowanie barwników
    UWAGA: Przed wykonaniem jakichkolwiek eksperymentów ważne jest, aby wykonać wstępny test kontrolny w celu określenia prawidłowych stężeń czerwonych i niebieskich barwników, które należy zastosować.
    1. Do testu kontrolnego należy przygotować szereg rozcieńczeń dla każdego barwnika i przeprowadzić test karmienia z tym samym pokarmem o innym kolorze barwnika. Wykorzystanie wyników do identyfikacji stężeń dwóch barwników (jednego czerwonego, jednego niebieskiego), które dają PI ~0, gdy nie dodaje się żadnego związku doświadczalnego (patrz sekcja 7).
      UWAGA: Na przykład końcowe stężenie niebieskiego barwnika ustalono na 50 μM i przetestowano w porównaniu z serią stężeń czerwonego barwnika. W oparciu o krzywą dawkowania czerwonego barwnika, optymalne stężenie czerwonego barwnika wynosiło 210 μM, co dawało minimalne odchylenie barwnika (Rysunek 1B). Wyższe stężenie czerwonego barwnika skłania muchy do preferowania czerwonego pokarmu, podczas gdy niższe stężenie skłania muchy do preferowania niebieskiego pokarmu. Ostrożnie udoskonalaj stężenia niebieskiego lub czerwonego barwnika w krokach co 1 μM, ponieważ różnice tej wielkości i większe mogą wpływać na wyniki eksperymentalne.
  2. Preparat z 1% agarozy
    1. Połącz 0,5 g agarozy i 50 ml czystej wody (lub jej wielokrotność) w naczyniu nadającym się do kuchenki mikrofalowej. Roztwór agarozy należy podgrzewać w kuchence mikrofalowej do momentu rozpuszczenia, mieszając w razie potrzeby.
  3. Przygotowanie innych składników żywności
    1. Rozpuścić każdy składnik żywności, w tym sacharozę i wszelkie eksperymentalne związki, w wodzie o stężeniu 100-krotnym lub wyższym od końcowego badanego stężenia.
      UWAGA: Całkowita objętość każdego składnika żywności dodanego do 1% agaru nie powinna przekraczać 1 ml na 10 ml stopionego agaru. W przeciwnym razie agaroza może być zbyt rozcieńczona i nie zestalie się odpowiednio.
  4. Przygotowanie pożywek spożywczych
    1. Wymieszać agar, barwnik i pożądany związek eksperymentalny w stożkowych probówkach wirówkowych z polipropylenu (15 lub 50 ml); użyć wody zamiast eksperymentalnego smaku w żywności kontrolnej. Zrób to, gdy agar jest jeszcze całkowicie płynny i dokładnie wymieszaj za pomocą miksera wirowego. Nieużywane probówki należy przechowywać w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C, aby zapobiec stwardnieniu agarozy przed rozprowadzeniem w naczyniach.
  5. Przygotowanie potraw do eksperymentu
    UWAGA: Przed rozpoczęciem upewnij się, że wszystkie naczynia są całkowicie suche.
    1. Odpipetować 1 ml czerwonej eksperymentalnej pożywki spożywczej na jedną stronę szalki testowej (Rysunek 1A); powtórzyć dla żądanej liczby szalek. Pozwól agarozie ostygnąć, aż stwardnieje (3-5 minut), a następnie odpipetuj 1 ml niebieskiego pokarmu kontrolnego na drugą stronę szalek (Rysunek 1A). Powtórz ten proces z kontrolną parą czerwoną/eksperymentalną niebieską.
      UWAGA: Upewnij się, że wszystkie naczynia są w pełni ustawione przed rozpoczęciem eksperymentu. Zużyć naczynia w ciągu 30 minut.

5. Inicjowanie dwukierunkowego testu żywieniowego

  1. Tymczasowo sparaliżuj eksperymentalne linki muchowe na lodzie, dopóki nie zaobserwuje się żadnych oczywistych czynności motorycznych, takich jak latanie i wspinanie się. Gdy muchy zostaną unieruchomione, delikatnie odwróć fiolkę i stuknij, aby przenieść wszystkie muchy do komory testowej.
    UWAGA: Szok zimny trwa ~3-5 min. Długotrwała ekspozycja na zimno może wpływać na fizjologię i zdrowie muchy i dlatego należy jej unikać.
  2. Szybko umieść pokrywę na komorze i odłóż ją na bok. Gdy wszystkie muchy zostaną przeniesione, przenieś wszystkie komory do ciemnej, zamkniętej przestrzeni. Pozwól testowi działać przez 90 min.
    UWAGA: Ciemne otoczenie minimalizuje wpływ ścieżki wzrokowej muchy na zachowanie żywieniowe i usuwa wszelkie sygnały środowiskowe z zewnątrz naczynia.

6. Zakończenie testu dwukierunkowego karmienia

  1. Po upływie 90 minut przenieś komory do zamrażarki o temperaturze -20 °C, aby złożyć muchy w ofierze. Po ~1 h policz muchy.
    UWAGA: Odwróć każdą szalkę Petriego przed umieszczeniem naczynia w zamrażarce, aby upewnić się, że żadne muchy nie zostaną zamrożone na żywności.

7. Przypisywanie indeksu preferencji (PI) w celu określenia preferencji żywieniowych

  1. Pod standardowym mikroskopem preparacyjnym zbadaj kolor brzucha much w każdym naczyniu z osobna. Policz muchy jako czerwone, niebieskie lub fioletowe w zależności od koloru ich brzucha (Rysunek 2A). Policz muchę, jeśli jej brzuch jest w ponad 50% zabarwiony, co wskazuje na mocne żerowanie (Ryc. 2B). Wyklucz muchę, jeśli jej odwłok zawiera tylko maleńki punkt pokarmowy, wskazujący na słabe jedzenie (Rysunek 2C).
  2. Po zliczeniu liczby much jedzących niebieskie, czerwone lub zarówno niebieskie, jak i czerwone pokarmy, użyj następującego równania, aby przypisać każdej szalce Petriego indeks preferencji (PI):

PI = (Liczba much jedzących eksperymentalne jedzenie) - (Liczba much jedzących pokarm kontrolny) / (Liczba much jedzących eksperymentalne jedzenie) + (Liczba much jedzących pokarm kontrolny) + (Liczba much jedzących oba)

PI > 0 wskazuje na preferencję dla związku doświadczalnego, PI < 0 oznacza niechęć do związku doświadczalnego, a PI = 0 oznacza brak wpływu związku na zachowanie żywieniowe.

8. Czyszczenie komór testowych

  1. Natychmiast wyczyść szalki Petriego, zeskrobując podłoże spożywcze i spłukując je bezzapachowym mydłem i wodą. Namocz szalki Petriego przez noc w wodzie destylowanej. Sprawdź, czy uszczelka rozdzielająca w każdym naczyniu jest nadal wodoszczelna, a następnie pozostaw naczynie do wyschnięcia na powietrzu.
    UWAGA: Po upewnieniu się, że nie ma pozostałości agarozy lub barwienia barwnikiem, szalki Petriego są ponownie gotowe do użycia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym teście szalkę o średnicy 35 mm podzielono na dwie równe komory z pożywką, przy czym każda połowa szalki zawierała pożywkę agarową z dodatkiem barwnika niebieskiego lub czerwonego (Rysunek 1A). Aby wykluczyć błąd wynikający z właściwości barwników, stężenia barwnika niebieskiego i czerwonego zostały starannie dopasowane tak, aby uzyskać przybliżony wskaźnik PI równy „0”, gdy dodawano tylko te dwa barwniki (Rysunek 1B). Po napełnieniu szalki Petri badaną poż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ta metoda obejmuje kilka kluczowych kroków, w których mogą wystąpić problemy. Po pierwsze, upewnij się, że muchy spożywają wystarczającą ilość pokarmu, aby zapewnić stabilne dane. Jeśli muchy źle jedzą, należy upewnić się, że muchy były głodzone na mokro przez co najmniej 24 godziny i że pożywka doświadczalna zawiera co najmniej minimalne stężenie sacharozy (2 mM). Aby jeszcze bardziej stymulować spożycie pokarmu, należy wydłużyć okres głodu mokrego powyżej 24 godzin, w zależności od stanu fizjologicznego much. Jeśli zby...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów lub sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować dr Tingwei Mi za pomoc w optymalizacji testu żywieniowego dwuwyboru. Chcieliby również podziękować Samuelowi Chanowi i Wyattowi Koolmeesowi za ich komentarze do manuskryptu. Projekt ten został sfinansowany przez National Institutes of Health w postaci grantów R03 DC014787 (Y.V.Z.) i R01 DC018592 (Y.V.Z.) oraz przez Fundację Ambrose Monell.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
35 mm szalka PetriegoFisher Scientific08-772E
AgarozaThomas ScientificC756P56
Przezroczysty klejFisher ScientificNC9884114
Stożkowe probówki wirówkoweFisher Scientific05-527-90
Mikroskop preparacyjnyAmscopeSM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant BlueWako Chemical3844-45-9
Fly CO2 konfiguracja znieczuleniaGenesee Scientfic59-114/54-104M
Inkubator muchowy z programowalnym cyklem dnia i nocyPowers Scientific Inc.IS33SD
Linki
Szklane naczynie (nadające się do kuchenki mikrofalowej)
KimwipesFisher Scientific06-666A Butelka
do przechowywania mediówFisher Scientific50-192-9998
Plastikowa przegroda przycięta tak, aby pasowała do naczynia z arkusza nie grubszego niż 5 mm
Plastikowe fiolki na muchyGenesee Scientific32-116
SacharozaMillipore SigmaS9378
Sulforodamina BMilipore SigmaS9012
Smaczny związek
Mieszalnik VortexBenchmark ScientificBV1000
Kąpiel wodnaFisher ScientificFSGPD05
muchowe zainteresowania

Bibliografia

  1. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  2. Dahanukar, A., Foster, K., van der Goes van Naters, W. M., Carlson, J. R. A Gr receptor is required for response to the sugar trehalose in taste neurons of Drosophila. Nature Neuroscience. 4 (12), 1182-1186 (2001).
  3. Ueno, K., et al. Trehalose sensitivity in Drosophila correlates with mutations in and expression of the gustatory receptor gene Gr5a. Current Biology. 11 (18), 1451-1455 (2001).
  4. Fujii, S., et al. Drosophila sugar receptors in sweet taste perception, olfaction, and internal nutrient sensing. Current Biology. 25 (5), 621-627 (2015).
  5. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).
  6. Thorne, N., Chromey, C., Bray, S., Amrein, H. Taste perception and coding in Drosophila. Current Biology. 14 (12), 1065-1079 (2004).
  7. Slone, J., Daniels, J., Amrein, H. Sugar receptors in Drosophila. Current Biology. 17 (20), 1809-1816 (2007).
  8. Dus, M., et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 87 (1), 139-151 (2015).
  9. Toshima, N., Tanimura, T. Taste preference for amino acids is dependent on internal nutritional state in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Biology. 215 (16), 2827-2832 (2012).
  10. Melcher, C., Bader, R., Pankratz, M. J. Amino acids, taste circuits, and feeding behavior in Drosophila: towards understanding the psychology of feeding in flies and man. Journal of Endocrinology. 192 (3), 467-472 (2007).
  11. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  12. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  13. Moon, S. J., Kottgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Current Biology. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Current Biology. 30 (1), 17-30 (2020).
  15. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. Journal of Neuroscience. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  16. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Current Opinion in Neurobiology. 19 (4), 345-353 (2009).
  17. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  18. Liman, E. R., Zhang, Y. V., Montell, C. Peripheral coding of taste. Neuron. 81 (5), 984-1000 (2014).
  19. Scott, K. Gustatory processing in Drosophila melanogaster. Annual Review of Entomology. 63, 15-30 (2018).
  20. Freeman, E. G., Dahanukar, A. Molecular neurobiology of Drosophila taste. Current Opinion in Neurobiology. 34, 140-148 (2015).
  21. Tanimura, T., Isono, K., Yamamoto, M. T. Taste sensitivity to trehalose and its alteration by gene dosage in Drosophila melanogaster. Genetics. 119 (2), 399-406 (1988).
  22. Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel. Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).
  23. Bantel, A. P., Tessier, C. R. Taste preference assay for adult Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e54403(2016).
  24. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (3), e193(2007).
  25. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  26. Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder assay measures food intake in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55024(2017).
  27. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), 101107(2014).
  28. Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3625(2012).
  29. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  30. Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A taste circuit that regulates ingestion by integrating food and hunger signals. Cell. 165 (3), 715-729 (2016).
  31. Jiang, L., Zhan, Y., Zhu, Y. Combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e56900(2018).
  32. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19 (19), 1623-1627 (2009).
  33. Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. The basis of food texture sensation in Drosophila. Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).
  34. Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nature Communications. 5, 4560(2014).
  35. Qi, W., et al. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Molecular Brain. 8, 87(2015).
  36. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. Genetics. 208 (4), 1291-1309 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Preferencje pokarmowe Drosophilakarmienie z dwoma wyboramitest na szalce Petriegopreferencje smakowetest karmieniaindeks preferencjitest oparty na barwnikuprotok g odzeniazachowanie muszek owoc wekwyb r ywieniowy
Szybki test preferencji żywieniowych u Drosophila
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.