Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych

3.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62056

⸱

12 lutego 2021

 ,  ,  , 
1Physics and Biology in Medicine Interdepartmental Graduate Program, University of California Los Angeles (UCLA), 2Crump Institute of Molecular Imaging, UCLA, 3Department of Molecular & Medical Pharmacology, David Geffen School of Medicine, 4Department of Bioengineering, UCLA

W tym artykule

Podsumowanie

Ta metoda opisuje użycie nowatorskiej metodologii wysokoprzepustowej, opartej na reakcjach chemicznych kropelk, do szybkiej i ekonomicznej optymalizacji radiofarmaceutyków przy użyciu nanomolowych ilości odczynników.

Streszczenie

Obecne automatyczne radiosyntezatory są przeznaczone do produkcji dużych klinicznych partii radiofarmaceutyków. Nie nadają się one do optymalizacji reakcji lub opracowywania nowych radiofarmaceutyków, ponieważ każdy punkt danych wiąże się ze znacznym zużyciem odczynników, a zanieczyszczenie aparatury wymaga czasu na rozpad promieniotwórczy przed następnym użyciem. Aby rozwiązać te problemy, opracowano platformę do równoległego przeprowadzania układów miniaturowych reakcji opartych na kropelkach, z których każda jest zamknięta w pułapce napięcia powierzchniowego na wzorzystym "chipie" krzemowym pokrytym politetrafluoroetylenem. Chipy te umożliwiają szybkie i wygodne badanie parametrów reakcji, w tym stężeń odczynników, rozpuszczalnika reakcyjnego, temperatury i czasu reakcji. Platforma ta pozwala na przeprowadzenie setek reakcji w ciągu kilku dni przy minimalnym zużyciu odczynników, zamiast trwać miesiącami przy użyciu konwencjonalnego radiosyntezatora.

Wprowadzenie

Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) radiofarmaceutyki są szeroko stosowane jako narzędzia badawcze do monitorowania określonych procesów biochemicznych in vivo i badania chorób, a także do opracowywania nowych leków i terapii. Co więcej, PET jest kluczowym narzędziem do diagnozowania lub oceny stopnia zaawansowania choroby oraz monitorowania odpowiedzi pacjenta na terapię1,2,3. Ze względu na krótki okres półtrwania radioizotopów PET (np. 110 minut w przypadku radiofarmaceutyków znakowanych fluorem-18) i zagrożenie radiacyjne, związki te są przygotowywane przy użyciu specjalistycznych zautomatyzowanych systemów działających za osłoną radiacyjną i muszą być przygotowane tuż przed użyciem.

Obecne systemy używane do syntezy radiofarmaceutyków są przeznaczone do produkcji dużych partii, które są dzielone na wiele indywidualnych dawek, aby podzielić koszty produkcji. Podczas gdy obecne systemy są odpowiednie do produkcji szeroko stosowanych radioznaczników, takich jak [18F]FDG (ponieważ w ciągu jednego dnia można zaplanować wiele skanów pacjenta i eksperymentów badawczych), systemy te mogą być marnotrawstwem na produkcję nowych radioznaczników na wczesnym etapie rozwoju lub rzadziej stosowanych radioznaczników. Objętości używane przez konwencjonalne systemy mieszczą się zwykle w zakresie 1-5 ml, a reakcje wymagają ilości prekursorów w zakresie 1-10 mg. Ponadto stosowanie konwencjonalnych radiosyntezatorów jest na ogół kłopotliwe podczas badań optymalizacyjnych, ponieważ aparatura ulega zanieczyszczeniu po użyciu, a użytkownik musi poczekać, aż radioaktywność zaniknie przed wykonaniem następnego eksperymentu. Oprócz kosztów sprzętu, koszt radioizotopu i odczynników może stać się bardzo znaczny w przypadku badań wymagających produkcji wielu partii. Może się to zdarzyć na przykład podczas optymalizacji protokołów syntezy dla nowych radioznaczników w celu osiągnięcia wystarczającej wydajności i wiarygodności dla wstępnych badań obrazowania in vivo.

Technologie mikroprzepływowe są coraz częściej wykorzystywane w radiochemii, aby wykorzystać kilka zalet w porównaniu z konwencjonalnymi systemami4,5,6. Platformy mikroprzepływowe, w tym oparte na objętościach reakcyjnych 1-10 μl7,8,9, wykazały znaczne zmniejszenie objętości odczynników i zużycia drogich prekursorów, a także krótkie czasy reakcji. Redukcje te prowadzą do niższych kosztów, szybszych etapów ogrzewania i parowania, krótszego i prostszego oczyszczania końcowego, ogólnie "bardziej ekologicznego" procesu chemicznego10, oraz wyższej aktywności molowej wytwarzanych radioznaczników11. Ulepszenia te sprawiają, że bardziej praktyczne jest przeprowadzanie bardziej rozległych badań optymalizacyjnych poprzez obniżenie kosztu odczynnika każdej syntezy. Dalsze korzyści można osiągnąć poprzez przeprowadzenie wielu eksperymentów z jednej partii radioizotopu w ciągu jednego dnia. Na przykład radiosyntezatory mikroprzepływowe pracujące w "trybie wykrywania" mogą sekwencyjnie wykonywać dziesiątki reakcji, z których każda zużywa tylko 10 μl objętości reakcji12.

Zainspirowany tymi zaletami, opracowano układ matrycy kropel wieloreakcyjnych, w którym reakcje mikroobjętościowe są ograniczone do szeregu pułapek napięcia powierzchniowego na powierzchni krzemu, stworzony przy użyciu wzorzystej powłoki teflonowej. Chipy te umożliwiają jednoczesne przeprowadzanie wielu reakcji w skali 1-20 μl, co otwiera możliwość zbadania 10 różnych warunków reakcji dziennie, z których każda ma wiele powtórzeń. W artykule przedstawiono przydatność tego nowego, wysokoprzepustowego podejścia do przeprowadzania szybkich i tanich optymalizacji radiochemicznych. Zastosowanie wieloreakcyjnych chipów kropelkowych pozwala na wygodną eksplorację wpływu stężeń odczynników i rozpuszczalnika reakcyjnego, a zastosowanie wielu chipów może umożliwić badanie temperatury i czasu reakcji, a wszystko to przy zużyciu bardzo małych ilości prekursora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Ten protokół obejmuje postępowanie z materiałami radioaktywnymi. Eksperymenty nie powinny być przeprowadzane bez niezbędnego przeszkolenia i środków ochrony osobistej oraz zgody biura ds. bezpieczeństwa radiologicznego w danej organizacji. Eksperymenty powinny być przeprowadzane za osłoną radiacyjną, najlepiej w wentylowanej gorącej komorze

1. Produkcja układów scalonych

UWAGA: Partie wieloreakcyjnych mikrokropelek są wytwarzane z 4-calowych płytek krzemowych przy użyciu standardowych technik fotolitografii, jak wcześniej opisano10 (Rysunek 1). Ta procedura wytworzy 7 chipów, z których każdy ma 4 x 4 układy miejsc reakcji.

  1. Umieść wafel silikonowy na uchwycie do powlekania wirowego, upewniając się, że jest wyśrodkowany. Umieść 3 ml roztworu politetrafluoroetylenu na środku płytki za pomocą pipety transferowej i pokryj płytkę z prędkością 1000 obr./min przez 30 s (rampa 500 obr./min).
  2. Aby zestalić powłokę, umieść wafel na płycie grzejnej o temperaturze 160 °C na 10 minut, a następnie przenieś na płytę grzejną o temperaturze 245 °C na 10 minut.
  3. Wyżarzanie powłoki w piecu wysokotemperaturowym w temperaturze 340 °C przez 3,5 godziny w atmosferze azotu, a następnie schładzanie do 70 °C przy rampie 10 °C/min.
  4. Umieść wafel silikonowy na uchwycie wirówki, upewniając się, że jest wyśrodkowany. Wlej 2 ml dodatniego fotorezystu na środek płytki za pomocą pipety transferowej, a następnie wykonaj powlekanie z prędkością 3000 obr./min przez 30 s (rampa 1000 obr./min).
  5. Zestal fotorezyst, wykonując delikatne pieczenie wafla na płycie grzejnej o temperaturze 115 °C przez 3 minuty.
  6. Zainstaluj wafel i fotomaskę w wyrównywaczu maski i wykonaj 14-sekundową ekspozycję przy natężeniu lampy 12 mW/cm2 i długości fali 356 nm w trybie twardego kontaktu. W tym etapie wykorzystuje się maskę przezroczystości zawierającą ujemny końcowy wzór politetrafluoroetylenu, tj. wzór o średnicy 4 cali składający się z 4 kopii 16-reakcyjnego chipa, z przezroczystymi miejscami reakcji i wszystkimi innymi obszarami w nieprzezroczystym kolorze.
  7. Zanurz wafel za pomocą 20 ml roztworu wywoływacza fotorezystu w szklanym pojemniku na 3 minuty z lekkim mieszaniem, aby uzyskać naświetlony wzór.
  8. Spłucz rozwijający się roztwór, zanurzając wafel w szklanym pojemniku z 20 ml wody demineralizowanej na 3 minuty z lekkim mieszaniem. Wysuszyć wafel pistoletem do azotu.
  9. Usuń odsłonięte obszary politetrafluoroetylenu za pomocą reaktywnego wytrawiania jonowego (RIE) plazmą tlenową w następujących warunkach: ekspozycja 30 s, ciśnienie 100 mTorr, moc 200 W i przepływ tlenu 50 sccm.
  10. Pokrój wafel w kostkę na pojedyncze wióry (łącznie 7 na płytkę) za pomocą noża do wafli krzemowych.
  11. Zanurz każdy chip w acetonie na 1 minutę, aby usunąć fotorezyst, a następnie izopropanol na 1 minutę. Na koniec wysusz każdy wiór za pomocą pistoletu do azotu.
  12. Umieść suche frytki w szklanym pojemniku i przykryj folią aluminiową do przechowywania do czasu użycia.

2. Planowanie badania optymalizacyjnego

UWAGA: W tym protokole, synteza radiofarmaceutyku [18F]fallypride jest używana jako przykład do zilustrowania optymalizacji wysokiej przepustowości (Rysunek 2). Za pomocą jednego chipa można przeprowadzić 16 jednoczesnych reakcji, na przykład o różnym stężeniu prekursora (8 różnych stężeń, n=2 powtórzenia każde). Warunki są odwzorowane na miejsca reakcji w Rysunek 3A. Protokół ten może być dostosowany w celu optymalizacji innych parametrów reakcji (np. rozpuszczalnika reakcji, objętości reakcji, ilości TBAHCO3 itp.) lub innych radiofarmaceutyków.

  1. Należy wybrać parametr(-y) reakcji, który ma być zmieniony(-e), konkretne wartości, które mają być użyte, oraz liczbę powtórzeń.
  2. Oblicz liczbę chipów potrzebnych do przeprowadzenia eksperymentu.
  3. Dla każdego chipa przygotuj mapę warunków reakcji, które zostaną użyte w każdym miejscu reakcji, aby pomóc w przygotowaniu odczynnika i przeprowadzeniu reakcji kropelkowych.

3. Przygotowanie odczynników i materiałów do optymalizacji radiosyntezy [18F]fallypride

UWAGA: Radiosynteza oparta na kropelkach [18F]fallypride (Rysunek 2) rozpoczyna się od dodania [18F]fluorku i katalizatora przeniesienia fazowego (TBAHCO3) do miejsca reakcji, po którym następuje ogrzewanie w celu odparowania wody i pozostawienia wysuszonej pozostałości. Następnie dodaje się kroplę prekursora (tosyl-fallypride) w rozpuszczalniku reakcyjnym (alkohol teksylowy i acetonitryl) i podgrzewa się w celu przeprowadzenia reakcji radiofluorowania. Na koniec surowy produkt jest pobierany z chipa w celu analizy. Procedury przygotowania i syntezy odczynników powinny być dostosowane w przypadku optymalizacji innego znacznika.

  1. Przygotować roztwór podstawowy rozpuszczalnika reakcyjnego, składający się z alkoholu teksylowego i acetonitrylu w mieszaninie o proporcji 1:1 objętościowej. Upewnij się, że objętość jest wystarczająca do utworzenia planowanej serii rozcieńczeń. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~30 μL.
  2. Przygotować 30 μl roztworu podstawowego prekursora (fallyprydu tozylo-tozylowego) w rozpuszczalniku reakcyjnym o maksymalnym stężeniu, które ma być badane (77 mM). Upewnij się, że wolumin jest wystarczający do przeprowadzenia planowanego eksperymentu. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~30 μL.
  3. Z roztworu podstawowego prekursora i rozpuszczalnika reakcyjnego wykonać 2x seryjne rozcieńczenia, aby przygotować różne stężenia roztworu prekursora. Upewnij się, że objętość każdego rozcieńczenia jest wystarczająca do przeprowadzenia żądanej liczby kontrprób dla każdego warunku. W tej przykładowej optymalizacji wystarczy ~15 μL każdego stężenia.
  4. Przygotuj probówki do mikrowirówek, aby zebrać każdy surowy produkt reakcji za pomocą trwałego markera, aby oznaczyć każdą probówkę unikalnym numerem. Upewnij się, że całkowita liczba probówek do mikrowirówek odpowiada liczbie warunków pomnożonej przez liczbę powtórzeń (8 x 2 = 16).
  5. Przygotować zapas roztworu zbiorczego (10 ml) zawierającego wodę o proporcji 9:1 metanol:DI (v/v). Porcjować 50 μl do każdej z 16 dodatkowych oznakowanych probówek do mikrowirówek (po jednej na każde miejsce reakcji na chipie).
  6. Przygotować roztwór podstawowy [18F]fluorku w probówce mikrowirówki o pojemności 500 μl, mieszając [18F]fluorek/[18O]H2O (~260 MBq [7 mCi]) z 75 mM roztworemTBAHCO3 (56 μL) i rozcieńczając wodą DI do 140 μL. 8 μL tego roztworu zostanie załadowane do każdego miejsca reakcji (zawierającego ~15 MBq [0,40 mCi] aktywności, i 240 nmol TBAHCO3).

4. Równoległa synteza [18F]fallypride z różnymi stężeniami prekursorów

UWAGA: Układ jest obsługiwany na platformie grzewczej (skonstruowanej zgodnie z wcześniejszym opisem13) składającej się z grzałki ceramicznej o wymiarach 25 mm x 25 mm, sterowanej za pomocą regulatora temperatury on-off wykorzystującego wewnętrzny sygnał termopary do sprzężenia zwrotnego. Temperatury powierzchni grzałki zostały skalibrowane za pomocą obrazowania termicznego. Jeśli taka platforma nie jest dostępna, można użyć pary płyt grzejnych (jednej w temperaturze 105 °C i jednej w temperaturze 110 °C).

  1. Załadować roztwór podstawowy [18F] fluorku (z katalizatorem przeniesienia fazowego).
    1. Za pomocą mikropipety załadować kroplę 8 μl roztworu podstawowego fluorku [18F] na pierwsze miejsce reakcji chipa wieloreakcyjnego. Zmierz aktywność chipa, umieszczając go w kalibratorze dawki i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar.
    2. Wyjąć chip z kalibratora dawki, a następnie załadować kroplę 8 μl roztworu podstawowego fluorku [18F] na drugie miejsce reakcji. Zmierz aktywność na chipie, umieszczając go ponownie w kalibratorze dawki i zapisz czas, w którym przeprowadzany jest pomiar.
    3. Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie.
    4. Obliczyć aktywność załadowaną dla każdego miejsca reakcji, wykonując pomiar aktywności po załadowaniu izotopu promieniotwórczego i odejmując poprzedni pomiar (z korekcją zaniku) przed załadowaniem tego miejsca.
  2. Dopasuj chip wieloreakcyjny do grzejnika.
    1. Nałóż cienką warstwę pasty termicznej na wierzch grzejnika ceramicznego.
    2. Ostrożnie umieść chip na grzałce za pomocą pęsety, aby uniknąć rozlania kropel, wyrównując narożnik odniesienia chipa z rogiem odniesienia grzałki (jak pokazano na Rysunek 3B). Chip będzie zwisał z grzejnika o niewielką ilość.
  3. Wysuszyć [18F] fluorek i katalizator przeniesienia fazowego.
    1. Podgrzewaj wiór przez 1 minutę, ustawiając grzałkę na 105 °C w programie sterującym, aby odparować kropelki do wyschnięcia, pozostawiając wysuszoną pozostałość [18F] fluorku i TBHACO3. Po 1 min schłodzić chip wyłączając grzałkę i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego.
  4. Dodaj roztwór prekursora.
    1. Za pomocą mikropipety dodać 6 μl roztworu prekursora fallypride na wysuszoną pozostałość w pierwszym miejscu reakcji.
    2. Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie. Skorzystaj z planu optymalizacji, aby określić, jakie stężenie serii rozcieńczeń jest stosowane dla każdego miejsca reakcji.
  5. Przeprowadź reakcję fluorowania.
    1. Podgrzewać każdy wiór do temperatury 110 °C przez 7 minut za pomocą programu sterującego do przeprowadzenia reakcji radiofluorowania. Następnie schłodzić chip, wyłączając grzałkę i włączając wentylator chłodzący za pomocą programu sterującego.
  6. Zebrać surowe produkty z miejsc reakcji.
    1. Zebrać surowy produkt w pierwszym miejscu reakcji, dodając 10 μl roztworu zbiorczego z wyznaczonej probówki do mikrowirówki za pomocą mikropipety. Po odczekaniu 5 sekund za pomocą mikropipety (z zainstalowaną tą samą końcówką) odessać rozcieńczony produkt surowy i przenieść do odpowiedniej oznaczonej probówki wirówkowej do zbierania danych.
    2. Powtórz ten proces w sumie 4 razy, używając tej samej końcówki pipety do wszystkich operacji.
    3. Powtórz proces zbierania dla wszystkich innych miejsc reakcji na chipie.

5. Analiza syntezy w celu określenia wydajności reakcji i optymalnych warunków

  1. Określ "skuteczność zbierania" dla pierwszej reakcji na chipie.
    1. Umieścić probówkę mikrowirówki z zebranym surowym produktem z pierwszego miejsca reakcji w kalibratorze dawki w celu zmierzenia aktywności. Zapisz pomiar i czas pomiaru.
    2. Obliczyć skuteczność zbierania, dzieląc aktywność zebranego produktu naftowego przez aktywność początkową zmierzoną dla tego samego miejsca reakcji (korygując wartości aktywności do tego samego punktu czasowego z korekcją rozpadu).
    3. Powtórz te czynności dla wszystkich pozostałych miejsc reakcji na chipie.
  2. Przeanalizować skład (wydajność fluorowania) każdego zebranego produktu surowego.
    UWAGA: Aby umożliwić praktyczną analizę wszystkich próbek w krótkim czasie, wydajność fluorowania jest analizowana przy użyciu wcześniej opisanego podejścia opartego na wysokoprzepustowej chromatografii radio-cienkowarstwowej (radio-TLC)14. Technika ta pozwala na równoległe przetwarzanie do ośmiu próbek poprzez punktowe nacieranie, a następnie obok siebie (odstęp 5 mm, 0,5 μl na plamkę) na pojedynczej płytce TLC, a następnie wywoływanie razem i wspólne wykonywanie odczytu za pomocą obrazowania Cerenkov14, 15. Do przykładowej optymalizacji z 16 równoległymi reakcjami potrzebne są 2 płytki TLC. Inną opcją jest użycie radio-wysokosprawnej chromatografii cieczowej (radio-HPLC) do analizy, chociaż czas separacji, czyszczenia i równoważenia może ograniczać liczbę próbek, które można przeanalizować.
    1. Dla każdej płytki TLC (50 mm x 60 mm) ołówkiem narysuj linię w odległości 15 mm od jednej krawędzi 50 mm (na dole) i drugą linię w odległości 50 mm od tej samej krawędzi. Pierwsza linia to linia początkowa; Drugi to pierwsza linia rozpuszczalników. Narysuj 8 małych liter "X" wzdłuż linii początkowej w odstępach 5 mm, aby określić pozycję wykrywania próbki dla każdego z 8 "pasów".
    2. Za pomocą mikropipety przenieść 0,5 μl pierwszego surowego produktu na płytkę TLC w punkcie "X" dla pierwszego pasa. Powtórz tę czynność dla dodatkowych produktów surowych (do 8 na płytkę TLC). Poczekaj, aż plamy produktu surowego wyschną na płytce TLC.
    3. Dla każdej płytki TLC wywoływać przy użyciu fazy ruchomej 60% MeCN w 25 mM NH4HCO2 z 1% TEA (v/v), aż czoło rozpuszczalnika dotrze do pierwszej linii rozpuszczalnika. Poczekaj, aż rozpuszczalnik na płytce TLC wyschnie, a następnie przykryj szklanym szkiełkiem mikroskopowym (76,2 mm x 50,8 mm, grubość 1 mm).
    4. Uzyskaj obraz radioaktywności każdej płytki TLC, umieszczając ją w systemie obrazowania Cerenkov na 5-minutową ekspozycję. Wykonaj standardowe korekcje obrazu (odejmowanie ciemnego prądu, korekcja płaskiego pola, filtrowanie mediany i odejmowanie tła).
    5. Użyj analizy obszaru zainteresowania (ROI) dla pierwszego pasa pierwszej płytki TLC. Narysuj obszary wokół każdego pasma widocznego na pasie ruchu. Oprogramowanie obliczy ułamek zintegrowanej intensywności każdego regionu (pasma) w porównaniu z całkowitą zintegrowaną intensywnością wszystkich regionów (pasm).
    6. W tej fazie ruchomej oczekuje się, że przy wskazanych współczynnikach retencji pojawią się następujące pasma: Rf = 0,0: nieprzereagowany [18F]fluorek; Rf = 0,9: [18F]fallypride; Rf = 0,94: Produkt poboczny. Określ skuteczność fluorowania jako frakcję aktywności w paśmie [18F]fallypride.
    7. Powtórz tę analizę dla wszystkich pozostałych pasów ruchu na wszystkich płytach TLC.
      UWAGA: Jeśli komora obrazowania Cerenkov nie jest dostępna, do obrazowania płytek TLC można użyć systemu obrazowania optycznego in vivo dla małych zwierząt (przedklinicznego). Alternatywnie można użyć 2-wymiarowego skanera TLC. Alternatywnie, jeśli dostępny jest tylko 1-wymiarowy skaner TLC, płytki TLC można analizować, tnąc je na paski nożyczkami (1 na linię) i skanując każdy pasek osobno.
  3. Oznaczyć surową wydajność radiochemiczną (surowy RCY) dla każdego miejsca reakcji.
    1. Określić surowy RCY dla pierwszego produktu surowego, mnożąc skuteczność zbierania przez wydajność fluorowania.
    2. Powtórz tę czynność dla wszystkich innych miejsc reakcji.
  4. Analizuj wyniki
    1. Zagreguj wartości dowolnych powtórzonych eksperymentów w postaci średniej i odchylenia standardowego.
    2. Wykreśl wydajność zbierania, wydajność fluorowania i surowy RCY w funkcji parametru, który uległ zmianie (stężenie prekursora w tym przykładzie).
    3. Wybierz optymalne warunki w oparciu o żądane kryteria. Zazwyczaj jest to maksymalny surowy RCY. Ponadto punkt jest często wybierany w regionie, w którym nachylenie wykresu jest stosunkowo płaskie, co wskazuje, że jest niewrażliwy na niewielkie zmiany parametru, zapewniając bardziej niezawodny protokół.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W celu zilustrowania tej metody przeprowadzono reprezentatywny eksperyment. Wykonując 16 reakcji, przeprowadzono badania optymalizacyjne radiofarmaceutyku [18F]fallypride, zmieniając stężenie prekursora (77, 39, 19, 9,6, 4,8, 2,4, 1,2 i 0,6 mM) w mieszaninie alkohol ksylilowy:MeCN (1:1, v/v) jako rozpuszczalniku reakcyjnym. Reakcje przeprowadzono w temperaturze 110 °C przez 7 min. Wydajność zbierania oraz skład próbki (tj. proporcje produktu [18F]fallypride, nieprzer...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ze względu na ograniczenia konwencjonalnych systemów radiochemicznych, które dopuszczają tylko jedną lub niewielką liczbę reakcji dziennie i zużywają znaczną ilość odczynników na punkt danych, tylko niewielka część ogólnej przestrzeni parametrów reakcji może być zbadana w praktyce, a wiele razy wyniki są podawane bez powtórzeń (n = 1). W porównaniu z konwencjonalnymi systemami, ta platforma radiosyntezy kropel z wieloma reakcjami sprawia, że praktyczne jest przeprowadzanie bardziej kompleksowych i rygorystycznych badań w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Regenci Uniwersytetu Kalifornijskiego udzielili licencji firmie Sofie, Inc. na technologię, która została wynaleziona przez dr van Dama, i przejęli udziały w Sofie, Inc. w ramach transakcji licencyjnej. Dr van Dam jest założycielem i konsultantem firmy Sofie, Inc. Pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Prace te były częściowo wspierane przez National Cancer Institute (R33 240201).

Podziękowania

Dziękujemy Zakładowi Cyklotronów Biomedycznych UCLA oraz Dr. Rogerowi Slavikowi i Dr. Giuseppe Carlucciemu za hojne dostarczenie [18F]fluorków do tych badań, a także UCLA NanoLab za wsparcie sprzętem do produkcji chipów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,3-dimetylo-2-butanol (alkohol teksylowy)Sigma-Aldrich594-60-598%
AcetonKMG Chemicals
Mrówczan amonu klasy LP do pomieszczeń czystych (NH4HCO2)Sigma-Aldrich540-69-297%
Bezwodny acetonitryl (MeCN)Sigma-Aldrich75-05-899,80%
Grzałka ceramicznaWatlowUtramic CER-1-01-009325 mm x 25 mm
Komora obrazowania CerenkovBudowa na zamówienie Doodczytu płytki TLC można użyć innych instrumentów, w tym: system obrazowania optycznego in vivo małych zwierząt, skaner radiowy 2D TLC, skaner radiowy 1D TLC
DI wodaSigma-Aldrich7732-18-5
Jednorazowe pipety transferowe, 3 mlFalcon13-680-50
Kalibrator dawkiCapintec, Inc.CRC-25 PET
FallyprideABX Zaawansowane związki biochemiczne1560.0010.000Wzorzec referencyjny Fallypride, >95%
[18F] fluorek w [18O]H2OUCLA Ahmanson Biomedical Cyclotron FacilityZe względu na krótki okres półtrwania należy go uzyskać z lokalnego laboratorium radiochemicznego lub komercyjnej radiofarmacji
Szklane pokrywy (76,2 mm x 50,8 mm x 1 mm grubości)C& Naukowa powlekarka6101
Headway Headway Research, Inc.PWM50-PS-R790 System sipinnerPWM50-skrzynka sterownicza, silnik PS, misa R790
Piec wysokotemperaturowyCarboliteHTCR 6 28
Płyta grzejnaThermo ScientificSuper-Nuova HP133425
Isopropanol (IPA)KMG ChemicalsCleanroom klasy LP
Nakładka do masekKarl SussMA/BA6
Metanol (MeOH)Sigma-Aldrich67-56-1≥ 99.9%
Probówka do mikrowirówekEppendorf0030 123.301500 µ L, bezbarwna, polipropylenowa
mikropipeta (0,5-10 &mikro; L)LabnetBioPette P3940-10
Mikropipeta (100-1000 &mikro; L)LabnetBioPette P3940-1000
Mikropipeta (10-100 &mikro; L)LabnetBioPette P3940-100
Końcówki do mikropipet (0,1-10 i mikro; L)USA Scientific Inc Końcówki11113810
Końcówki do mikropipet (2-200 i mikro; L)BrandTech13-889-143
Końcówki do mikropipet (50-1000 µ L)BrandTech13-889-145
Rozwiązanie dla programistówPhotoresist MicroChemMEGAPOSIT MF-26A
Dodatni fotorezystorMicroChemMEGAPOSIT 220-7.0
Wytrawiacz jonów reaktywnych (RIE)Oxford InstrumentsPlasma Lab 80 Plus
Obcinarka do wafli krzemowychEuro ToolCSCB-431.00
Wafel silikonowy; 4" średnicaSilicon Valley Microelectronics Inc. 0017227-048Typ P, domieszkowany borem, grubość 525 ± 25 &mikro;
m Teflon AF 2400Chemours D148967651% ciał stałych
Wodorowęglan tetrabutyloamonu (TBAHCO3)ABX Zaawansowane związki biochemiczne808Roztwór wodny stabilizowany etanolem, 0,075 M
Pasta przewodząca OMEGAOT-201-2
Płytki TLCMerck KGaA1.05554.0001Żel krzemionkowy 60 F254, 50 mm x 60 mm, tył
aluminiowyTosyl-fallyprideABX Zaawansowane związki biochemiczne1550.004.000Prekursor Fallypride, >90%
trimetyloamina (TEA)Sigma-Aldrich75-50-3≥ 99%
PęsetaCole-ParmerUX-07387-08Stal nierdzewna, cienka końcówka
wirowa

Bibliografia

  1. Matthews, P. M., Rabiner, E. A., Passchier, J., Gunn, R. N. Positron emission tomography molecular imaging for drug development. British Journal of Clinical Pharmacology. 73 (2), 175-186 (2012).
  2. Piel, M., Vernaleken, I., Rösch, F. Positron emission tomography in CNS drug discovery and drug monitoring. Journal of Medicinal Chemistry. 57 (22), 9232-9258 (2014).
  3. Cherry, S. R., Sorenson, J. A., Phelps, M. E. Physics in Nuclear Medicine. , Elsevier Saunders. Philadelphia, PA, USA. (2012).
  4. Knapp, K. -A., Nickels, M. L., Manning, H. C. The current role of microfluidics in radiofluorination chemistry. Molecular Imaging and Biology. 22 (3), 463-475 (2020).
  5. Rensch, C., et al. Microfluidics: A groundbreaking technology for PET tracer production. Molecules. 18 (7), 7930-7956 (2013).
  6. Pascali, G., Watts, P., Salvadori, P. A. Microfluidics in radiopharmaceutical chemistry. Nuclear Medicine and Biology. 40 (6), 776-787 (2013).
  7. Keng, P. Y., van Dam, R. M. Digital microfluidics: A new paradigm for radiochemistry. Molecular Imaging. 14, 579-594 (2015).
  8. Wang, J., Chao, P. H., Janet, S., van Dam, R. M. Performing multi-step chemical reactions in microliter-sized droplets by leveraging a simple passive transport mechanism. Lab on a Chip. 17 (24), 4342-4355 (2017).
  9. Wang, J., Chao, P. H., van Dam, R. M. Ultra-compact, automated microdroplet radiosynthesizer. Lab on a Chip. (19), 2415-2424 (2019).
  10. Rios, A., Wang, J., Chao, P. H., van Dam, R. M. A novel multi-reaction microdroplet platform for rapid radiochemistry optimization. RSC Advances. 9 (35), 20370-20374 (2019).
  11. Sergeev, M., et al. Performing radiosynthesis in microvolumes to maximize molar activity of tracers for positron emission tomography. Communications Chemistry. 1 (1), 10(2018).
  12. Pascali, G., et al. Optimization of nucleophilic 18F radiofluorinations using a microfluidic reaction approach. Nature Protocols. 9 (9), 2017-2029 (2014).
  13. Lisova, K., et al. Microscale radiosynthesis, preclinical imaging and dosimetry study of [18F]AMBF3-TATE: A potential PET tracer for clinical imaging of somatostatin receptors. Nuclear Medicine and Biology. 61, 36-44 (2018).
  14. Wang, J., et al. High-throughput radio-TLC analysis. Nuclear Medicine and Biology. 82-83, 41-48 (2020).
  15. Dooraghi, A. A., et al. Optimization of microfluidic PET tracer synthesis with Cerenkov imaging. Analyst. 138 (19), 5654-5664 (2013).
  16. Collins, J., et al. Production of diverse PET probes with limited resources: 24 18F-labeled compounds prepared with a single radiosynthesizer. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (43), 11309-11314 (2017).
  17. Lazari, M., et al. Fully automated production of diverse 18F-labeled PET tracers on the ELIXYS multireactor radiosynthesizer without hardware modification. Journal of Nuclear Medicine Technology. 42 (3), 203-210 (2014).
  18. Lisova, K., et al. Rapid, efficient, and economical synthesis of PET tracers in a droplet microreactor: application to O-(2-[18F]fluoroethyl)-L-tyrosine ([18F]FET). EJNMMI Radiopharmacy and Chemistry. 5 (1), 1(2019).
  19. Wang, J., Holloway, T., Lisova, K., van Dam, R. M. Green and efficient synthesis of the radiopharmaceutical [18F]FDOPA using a microdroplet reactor. Reaction Chemistry & Engineering. 5 (2), 320-329 (2020).
  20. Lisova, K., Wang, J., Rios, A., van Dam, R. M. Adaptation and optimization of [F-18] Florbetaben ([F-18] FBB) radiosynthesis to a microdroplet reactor. Journal of Labelled Compounds and Radiopharmaceuticals. 62, 353-354 (2019).
  21. Wang, J., Chao, P. H., Slavik, R., van Dam, R. M. Multi-GBq production of the radiotracer [18F]fallypride in a droplet microreactor. RSC Advances. 10 (13), 7828-7838 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Optymalizacja reakcjisynteza radiofarmaceutyk wchipy mikrokropelkowereakcje r wnoleg est enie prekursorawydajno fluorowaniacienkowarstwowa chromatografiaobrazowanie Czerenkowa
Optymalizacja reakcji radiochemicznych z wykorzystaniem matryc kropelkowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.