Artykuł metodologiczny

Wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych i śledzenie ich migracji do mózgu szczura

DOI:

10.3791/62120

⸱

3 lutego 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Stem Cell & Regenerative Medicine Institute, Samsung Medical Center, 2Stem Cell Institute, ENCell Co. Ltd, 3Department of Neurosurgery, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 4Animal Research and Molecular Imaging Center, Samsung Biomedical Research Institute, Samsung Medical Center, 5Department of Neurology, Samsung Medical Center, Sungkyunkwan University School of Medicine, 6Neuroscience Center, Samsung Medical Center, 7Samsung Alzheimer Research Center, Samsung Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kilka dróg podania może być użytych do dostarczenia mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) do mózgu. W niniejszym badaniu MSCs były dostarczane przez nerwy i mózg poprzez wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej. MSCs wstrzyknięto do jam rdzeniowych szczurów, a migrację komórek macierzystych śledzono i określano ilościowo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) były badane pod kątem leczenia różnych chorób. W chorobach neurodegeneracyjnych przebiegających zarówno w obrębie mózgu, jak i rdzenia kręgowego bardzo ważna jest droga podawania, ponieważ MSCs muszą migrować zarówno do mózgu, jak i do rdzenia kręgowego. W artykule opisano metodę podawania MSCs do kanału kręgowego (wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej), która może być ukierunkowana na mózg i rdzeń kręgowy w modelu szczurzym. Milion MSCs wstrzyknięto do kanałów kręgowych szczurów na poziomie kręgów lędźwiowych 2-3. Po podaniu szczury zostały poddane eutanazji po 0, 6 i 12 godzinach od wstrzyknięcia. Obrazowanie optyczne i ilościowa reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym (qPCR) wykorzystano do śledzenia wstrzykniętych MSC. Wyniki niniejszego badania wykazały, że MSCs podawane przez jamę rdzeniową mogą być następnie wykrywane zarówno w mózgu, jak i rdzeniu kręgowym po 12 godzinach. Iniekcja do jamy rdzeniowej ma tę zaletę, że nie wymaga znieczulenia ogólnego i ma niewiele skutków ubocznych. Trzeba jednak przezwyciężyć wadę wynikającą z niskiego wskaźnika migracji MSCs do mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mezenchymalne komórki macierzyste
W warunkach chorobowych MSCs wydzielają specyficzne dla choroby substancje terapeutyczne poprzez działanie parakrynne1, które, jak stwierdzono, regulują odpowiedź immunologiczną, odbudowują uszkodzone tkanki i usuwają substancje toksyczne2. Dlatego terapia MSC jest uważana za bardziej skuteczną niż terapia jednocelowa w leczeniu chorób wieloczynnikowych, takich jak choroba Alzheimera i sarkopenia3,4,5,6. Dodatkowo, w przeciwieństwie do farmaceutyków, MSCs mają efekt naprowadzania, przemieszczając się do obszaru uszkodzonej tkanki poprzez rozpoznawanie cytokin zapalnych lub chemokin w organizmie7,8. Niestety, tylko podzbiór komórek dociera do uszkodzonego obszaru, a żywotność MSCs spada podczas migracji9,10,11,12. W związku z tym, aby zmaksymalizować skuteczność terapeutyczną MSCs, konieczne jest dostarczenie żywych komórek do miejsca docelowego. Dlatego przy podawaniu MSCs ważne jest, aby wybrać właściwą drogę podawania, w oparciu o charakter choroby docelowej.

Droga iniekcji
Istnieje wiele dróg, którymi podaje się pacjentom środki terapeutyczne. Najczęstszymi metodami są wstrzyknięcie dożylne do krążenia ogólnoustrojowego, podanie doustne oraz wstrzyknięcie podskórne lub domięśniowe. W chorobach neurodegeneracyjnych główną przeszkodą w dostarczaniu środków terapeutycznych do mózgu jest bariera krew-mózg (BBB). BBB chroni mózg przed zewnętrznymi patogenami za pomocą ścisłych połączeń między naczyniami krwionośnymi a miąższem mózgu13,14. Jednak bariera krew-mózg paradoksalnie zapobiega również przedostawaniu się środków terapeutycznych do miąższu mózgu. Dlatego przejście przez BBB jest główną przeszkodą w rozwoju terapii chorób mózgu15,16. Wstrzyknięcie domózgowe jest wykonywane w celu przezwyciężenia tej wady poprzez wstrzyknięcie substancji docelowych bezpośrednio do mózgu poprzez operację chirurgiczną17,18,19. Należy jednak wziąć pod uwagę skutki uboczne interwencji chirurgicznych, zwłaszcza że igła uszkadza komórki nerwowe podczas zabiegu.

Podawanie w jamie śródrdzeniowej
Podawanie dokanałowe - podawanie leków do kanału kręgowego lub przestrzeni podpajęczynówkowej - dostarcza leki do mózgu lub neuraxis przez płyn mózgowo-rdzeniowy (CSF) i jest realną alternatywą dla wstrzyknięcia domózgowego. Iniekcje dooponowe można podzielić w zależności od miejsca wstrzyknięcia: komora boczna, cisterna wielka i jama rdzeniowa. Wszystkie trzy drogi umożliwiają rozproszenie leków lub komórek w płynie mózgowo-rdzeniowym do mózgu i rdzenia kręgowego. Dostarczanie leku do mózgu może być bardziej efektywne w przypadku wstrzyknięć domózgowo-komorowych i domózgowych cisterna magna, ponieważ środek jest wstrzykiwany blisko mózgu. Jednak wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej ma tę zaletę, że nie wymaga znieczulenia ogólnego ani operacji w celu wprowadzenia zbiornika dokomorowego, jest ogólnie bezpieczne20 i może być wykonywane wielokrotnie, jeśli to konieczne.

Celem tego badania było sprawdzenie, czy podawanie do jamy śródrdzeniowej jest sposobem dostarczania MSCs zarówno do mózgu, jak i rdzenia kręgowego. Po pierwsze, jamę śródrdzeniową ustalono na modelu szczurzym. Następnie MSCs znakowano lipofilowym znacznikiem DiD (DiIC18(5); 1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-tetramethylindiodicarbocyanine, sól 4-chlorobenzenosulfonianu), aby ocenić efektywność migracji komórek macierzystych do rdzenia kręgowego i mózgu. Przeprowadzono obrazowanie optyczne ex vivo w celu oceny dyspersji komórek. Ten prosty protokół może być wykonany bez interwencji chirurgicznej i może być stosowany nie tylko do podawania komórek macierzystych, ale także farmaceutyków, przeciwciał, środków kontrastowych i innych substancji przeznaczonych do dostarczania do rdzenia kręgowego lub mózgu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: To badanie zostało zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (numer zatwierdzenia: 20170125001, data: 25 stycznia 2017 r.) Instytutu Badań Biomedycznych Samsung (SBRI) w Samsung Medical Center. Jako akredytowana placówka Międzynarodowego Stowarzyszenia Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi, SBRI działa zgodnie z wytycznymi określonymi przez Instytut Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych.

1. Przygotowanie ludzkich MSCs pochodzących z galaretki Whartona

  1. Hodowla ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z galaretki Whartona (WJ-MSC)
    1. Szybko rozmrozić fiolkę z ludzkimi WJ-MSC w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Przenieś WJ-MSC do stożkowej probówki o pojemności 50 ml i dodaj pożywkę wzrostową o objętości co najmniej 10 razy większej niż objętość komórek (v/v). Pigazować w górę iw dół, aby zawiesić komórki.
    2. Wirować przy 300 × g przez 5 min. Ostrożnie wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić komórki.
      UWAGA: Uważaj, aby nie wyrzucić granulki komórek.
    3. Wysiewaj WJ-MSC w kolbach T175 o gęstości 5,000-6,000 komórek/cm2. Inkubować WJ-MSC w inkubatorze o temperaturze 37 °CCO 2 . Zmieniaj podłoże co 72 godziny, aż WJ-MSC osiągną 80-90% zbieżności.
      UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, MSCs potrzebują 3-4 dni, aby osiągnąć 80-90% zbieżności.
  2. Hodowla podkulturowa ludzkich WJ-MSC
    1. Odrzuć pożywkę wzrostową i przemyj komórki 10 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Usunąć PBS i dodać 5 ml 0,25% kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) z trypsyną-disodem (EDTA) (patrz tabela materiałów). Inkubować komórki w temperaturze 37 °C w inkubatorze CO2 przez 3 minuty, aż WJ-MSC oderwą się od kolby hodowlanej.
    2. Dodaj 5 ml pożywki wzrostowej zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej, aby zneutralizować 0,25% trypsyny-EDTA. Zebrać mieszaninę komórek i przenieść ją do stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Przemyć kolbę do hodowli komórkowych 10 ml pożywki wzrostowej i zebrać komórki do probówki o pojemności 50 ml za pomocą sterylnej pipety serologicznej.
    3. Odwirować mieszaninę komórek przy stężeniu 300 × g przez 5 minut. Odrzucić supernatant, ponownie zawiesić komórki w 10 ml pożywki wzrostowej i policzyć liczbę WJ-MSCs.
      UWAGA: Uważaj, aby nie wyrzucić granulki komórek.
    4. Wysiewaj WJ-MSC o gęstości 4,000-6,000 komórek/cm2, w zależności od eksperymentu.
  3. Znakowanie WJ-MSCs barwnikiem DiD i przygotowanie WJ-MSCs do iniekcji dordzeniowej
    UWAGA: Procedura znakowania barwnikiem DiD została wykonana zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Odłącz WJ-MSC, gdy osiągną 80% zbieżności, stosując procedurę opisaną powyżej. Zawiesić WJ-MSCs o gęstości 1 ×10 6/ml w minimalnej pożywce niezbędnej (MEM) bez czerwieni fenolowej α bez surowicy.
    2. Dodać 5 μl roztworu do znakowania DiD na 1 ml zawiesiny komórek; delikatnie wymieszać pipetując.
    3. Inkubować przez 15 minut w temperaturze 37 °C; odwirowywać zawiesinę komórek w temperaturze 300 × g przez 5 minut.
    4. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić WJ-MSC w α MEM wolnym od czerwieni fenolowej o gęstości 1 × 106/0,2 ml.

2. Wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej WJ-MSC

  1. Preparat do iniekcji do jamy śródrdzeniowej
    1. Znieczulenie 6-tygodniowych szczurów Sprague-Dawley należy podać 5% izofluranu, a następnie utrzymać znieczulenie 2% izofluranem przez cały czas trwania zabiegu chirurgicznego.
      UWAGA: Zoptymalizuj warunki znieczulenia przed rozpoczęciem eksperymentu.
    2. Ogol obszar operacyjny za pomocą golarki elektrycznej dla małych zwierząt.
      UWAGA: Golarkę elektryczną można zastąpić ręczną maszynką do golenia i żelem do golenia.
    3. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą jodu powidonu. Wykonaj 3-centymetrowe nacięcie w skórze za pomocą ostrza chirurgicznego. Wyciąć pozostałą skórę i tkankę mięśniową za pomocą ostrza chirurgicznego i nożyczek. Odsłoń wyrostki kolczyste w odcinku lędźwiowym 2-3 (L2-3).
  2. Wstrzyknięcie WJ-MSC znakowanych DiD przez jamę śródrdzeniową
    1. Umieść szczura w pozycji leżącej. Zegnij odpowiednio kręgosłup szczura, aby poszerzyć odległość między sąsiednimi wyrostkami kolczystymi, używając wystarczającej ilości papierowej tkanki lub innych materiałów, które mogą pomóc w utrzymaniu odpowiedniej pozycji.
    2. Napełnij strzykawkę o pojemności 1 ml 0,2 ml WJ-MSC znakowanych DiD. Umieść strzykawkę i igłę o strzykawce 23 g pionowo między wyrostkami kolczystymi L2 i L3 i włóż igłę, aż dotknie trzonu kręgu.
    3. Gdy igła dotknie trzonu kręgu, cofnij ją o około 0,5 cm, umieszczając końcówkę igły w kanale kręgowym. Przechylić strzykawkę i umieścić końcówkę igły tak, aby była skierowana w kierunku rostralnym. Wstrzyknąć WJ-MSC do jamy rdzeniowej w ciągu 1 minuty.
      UWAGA: Szybkość wtrysku powinna być wcześniej zoptymalizowana.
    4. Po wstrzyknięciu należy całkowicie wyjąć strzykawkę z kanału kręgowego. Zszyj nacięcie, a następnie zdezynfekuj miejsce operowane za pomocą jodu powidonu.
  3. Leczenie pozabiegowe
    1. Ustabilizuj i unieruchomij szczura, aby zapobiec jakiemukolwiek ruchowi, umieszczając go do góry nogami pod kątem 45° na 15 minut, gdy jest jeszcze pod narkozą. Po 15 minutach przerwij znieczulenie i poczekaj, aż szczur się obudzi.

3. Ocena iniekcji do jamy śródrdzeniowej

  1. Eutanazja szczurów i izolacja mózgu i rdzenia kręgowego po 0, 6 i 12 godzinach od wstrzyknięcia
    1. Znieczulenie zwierząt doświadczalnych należy zastosować 5% izofluranem; utrzymać znieczulenie 2% izofluranem podczas perfuzji PBS.
    2. Wykonaj nacięcie poniżej przepony za pomocą nożyczek chirurgicznych. Otwórz nacięcie kleszczami i przetnij klatkę piersiową rostralnie, aby odsłonić serce.
    3. Zrób mały otwór w prawym przedsionku i włóż igłę motylkową do lewej komory. Wlewać 100 ml zimnego PBS do lewej komory przez 4-5 minut, aż wątroba zostanie oczyszczona z krwi.
    4. Po perfuzji wykonaj długie nacięcie na plecach od głowy do ogona za pomocą ostrza chirurgicznego wzdłuż płaszczyzny podłużnej. Odizoluj pozostały mózg i cały kręgosłup za pomocą nożyczek chirurgicznych, kleszczy i noża do kości. Usuń pozostałe żebra, połączone kości i mięso.
  2. Fluorescencyjne obrazowanie optyczne ex vivo DiD
    1. Umieść izolowane tkanki w komorze optycznego urządzenia do obrazowania.
    2. Ustaw parametry w następujący sposób: emisja 700 nm, wzbudzenie 605 nm i czas naświetlania 2 sekundy, w postaci fotonów na sekundę na centymetr kwadratowy na steradian (p/s/cm2/sr). Przechwytywanie obrazów optycznych.
      UWAGA: Wszystkie obrazy powinny być rejestrowane z identycznymi ustawieniami oświetlenia (napięcie lampy, filtry, przysłona, pole view i binning).
    3. Narysuj trzy prostokątne obszary zainteresowania (ROI) o równoważnej wielkości dla rdzenia kręgowego i jeden okrągły ROI dla mózgu za pomocą narzędzia do rysowania. Zmierz natężenie fluorescencji ROI.
  3. Ekstrakcja genomowego DNA (gDNA) z rdzenia kręgowego i tkanki mózgowej
    1. Ostrożnie usuń czaszkę i kręgosłup za pomocą kleszczy chirurgicznych, nożyczek i rongeur.
    2. Zbierz mózg i rdzeń kręgowy z czaszki i kręgosłupa. Przetnij rdzeń kręgowy na trzy części (szyjny, piersiowy i lędźwiowy).
      UWAGA: Pobrane tkanki muszą być przechowywane w temperaturze -80 °C, jeśli nie są natychmiast analizowane.
    3. Zmiel tkanki za pomocą wstępnie schłodzonego moździerza, tłuczka i ciekłego azotu. Ekstrahuj gDNA za pomocą produktów komercyjnych, postępując zgodnie z instrukcjami producenta.
  4. Ilościowa reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym (qPCR)
    1. Określ ilościowo ilość gDNA w każdej próbce za pomocą spektrofotometru.
    2. Wykonaj qPCR, używając 10 ng gDNA na próbkę i ludzkich starterów Arthrobacter luteus (ALU)12,21.
    3. Oblicz dokładną liczbę WJ-MSC w próbkach za pomocą metody ΔΔCT22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby ocenić skuteczność iniekcji MSC do jamy rdzeniowej, w niniejszym badaniu użyto MSCs znakowanych DiD. Przed wstrzyknięciem MSCs do jamy rdzeniowej skuteczność znakowania oceniano in vitro za pomocą obrazowania optycznego i mikroskopii fluorescencyjnej (Ryc. 1). Po zabarwieniu MSCs odczynnikiem znakującym DiD przy użyciu procedury opisanej w sekcji 3.1 protokołu, wykonano obrazy optyczne płytek hodowlanych, na których wysiewano MSCs znakowane DiD (Rysunek 1A). MSC oznaczone DiD (...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optymalna droga podania w leczeniu MSCs powinna być dobrana w zależności od choroby docelowej, stanu pacjenta i rodzaju leku, który ma być podawany. W terapiach komórkowych, w tym terapii MSC, należy rozważyć bezpośrednie wstrzyknięcie komórek macierzystych do mózgu lub dooponowo przez płyn mózgowo-rdzeniowy, ponieważ komórki nie mogą przejść przez barierę krew-mózg19. Wstrzyknięcie do jamy rdzeniowej jest stosunkowo nieinwazyjne i nie powoduje uszkodzenia neuronów w mózgu, w przeciwieństwie do in...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez granty z Programu Badań Podstawowych za pośrednictwem Narodowej Fundacji Badawczej Korei Południowej (NRF), finansowane przez Ministerstwo Edukacji (NRF-2017R1D1A1B03035940), oraz grant z Koreańskiego Projektu Badawczo-Rozwojowego Technologii Zdrowia za pośrednictwem Koreańskiego Instytutu Rozwoju Przemysłu Zdrowia (KHIDI), finansowany przez Ministerstwo Zdrowia i Opieki Społecznej, Republika Korei (numery grantów: HI14C3484 i HI18C0560). Serdecznie dziękujemy firmie Editage (www.editage.co.kr) za redakcję w języku angielskim.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,25% Trypsyna-EDTAGibco-invitrogen25200114Hodowla komórkowa
Surowica bydlęca płodubiowestS1520Pożywka
gentamycynaGibco-invitrogen15710-072Suplement pożywki
hodowlanej Gentra Puregene Tissue KitQIAGEN158689izolacja gDNA
MEM, bez glutaminy, bez czerwieni fenolowejGibco51200038WJ-MSC fomulacja do wstrzykiwań
Miminum Essential Medium alfaGibco-invitrogen12571063Pożywka hodowlana WJ-MSC
Power SYBR Green PCR Master MixApplied Biosystems4368577ilościowy odczynnik do PCR w czasie rzeczywistym
QuantStudio 6 Flex System do PCR w czasie rzeczywistymThermo fisher4485694ilościowy trypan do PCR w czasie rzeczywistym
Gibco15250061Injection
Vybrant DiD Cell-Labeling SolutioninvitrogenV22887Roztwór do znakowania komórek macierzystych
System Xenogen IVIS SpectrumPerkin Elmer124262Urządzenie do obrazowania optycznego
hodowlana suplement

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gnecchi, M., Danieli, P., Malpasso, G., Ciuffreda, M. C. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods in Molecular Biology. 1416, 123-146 (2016).
  2. Liang, X., Ding, Y., Zhang, Y., Tse, H. F., Lian, Q. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cell-based therapy: current status and perspectives. Cell Transplantation. 23 (9), 1045-1059 (2014).
  3. Kang, J. M., Yeon, B. K., Cho, S. J., Suh, Y. H. Stem cell therapy for Alzheimer's disease: a review of recent clinical trials. Journal of Alzheimer's Disease. 54 (3), 879-889 (2016).
  4. Staff, N. P., Jones, D. T., Singer, W. Mesenchymal stromal cell therapies for neurodegenerative diseases. Mayo Clinic Proceedings. 94 (5), 892-905 (2019).
  5. Kim, J., et al. Mesenchymal stem cell therapy and Alzheimer's disease: current status and future perspectives. Journal of Alzheimer's Disease. 77 (1), 1-14 (2020).
  6. Florea, V., Bagno, L., Rieger, A. C., Hare, J. M. Attenuation of frailty in older adults with mesenchymal stem cells. Mechanisms of Ageing Development. 181, 47-58 (2019).
  7. Karp, J. M., Leng Teo, G. S. Mesenchymal stem cell homing: the devil is in the details. Cell Stem Cell. 4 (3), 206-216 (2009).
  8. Regmi, S., Pathak, S., Kim, J. O., Yong, C. S., Jeong, J. H. Mesenchymal stem cell therapy for the treatment of inflammatory diseases: Challenges, opportunities, and future perspectives. European Journal of Cell Biology. 98 (5-8), 151041(2019).
  9. Kim, H. S., et al. Lowering the concentration affects the migration and viability of intracerebroventricular-delivered human mesenchymal stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (1), 751-757 (2017).
  10. Kim, D. H., et al. Effect of growth differentiation factor-15 secreted by human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells on amyloid beta levels in in vitro and in vivo models of Alzheimer's disease. Biochemical and Biophysical Research Communications. 504 (4), 933-940 (2018).
  11. Park, S. E., et al. Distribution of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells (hUCB-MSCs) in canines after intracerebroventricular injection. Neurobiology of Aging. 47, 192-200 (2016).
  12. Kim, H., et al. Intrathecal injection in a rat model: a potential route to deliver human Wharton's jelly-derived mesenchymal stem cells into the brain. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1272(2020).
  13. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives Biology. 7 (1), 020412(2015).
  14. Abbott, N. J., Patabendige, A. A., Dolman, D. E., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiology of Disease. 37 (1), 13-25 (2010).
  15. Banks, W. A. From blood-brain barrier to blood-brain interface: new opportunities for CNS drug delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 15 (4), 275-292 (2016).
  16. Pardridge, W. M. CSF, blood-brain barrier, and brain drug delivery. Expert Opinion on Drug Delivery. 13 (7), 963-975 (2016).
  17. Elia, C. A., et al. Intracerebral injection of extracellular vesicles from mesenchymal stem cells exerts reduced Aβ plaque burden in early stages of a preclinical model of Alzheimer's disease. Cells. 8 (9), 1059(2019).
  18. Kim, H. J., et al. Stereotactic brain injection of human umbilical cord blood mesenchymal stem cells in patients with Alzheimer's disease dementia: A phase 1 clinical trial. Alzheimer's & Dementia (N Y). 1 (2), 95-102 (2015).
  19. Park, S. E., Lee, N. K., Na, D. L., Chang, J. W. Optimal mesenchymal stem cell delivery routes to enhance neurogenesis for the treatment of Alzheimer's disease: optimal MSCs delivery routes for the treatment of AD. Histology & Histopathology. 33 (6), 533-541 (2018).
  20. Sandow, B. A., Donnal, J. F. Myelography complications and current practice patterns. American Journal of Roentgenology. 185 (3), 768-771 (2005).
  21. Funakoshi, K., et al. Highly sensitive and specific Alu-based quantification of human cells among rodent cells. Scientific Reports. 7 (1), 13202(2017).
  22. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  23. Glass, J. D., et al. Lumbar intraspinal injection of neural stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis: results of a phase I trial in 12 patients. Stem Cells. 30 (6), 1144-1151 (2012).
  24. Harris, V. K., et al. Clinical and pathological effects of intrathecal injection of mesenchymal stem cell-derived neural progenitors in an experimental model of multiple sclerosis. Journal of the Neurological Sciences. 313 (1-2), 167-177 (2012).
  25. Janson, C. G., Ramesh, T. M., During, M. J., Leone, P., Heywood, J. Human intrathecal transplantation of peripheral blood stem cells in amyotrophic lateral sclerosis. Journal of Hematotherapy and Stem Cell Research. 10 (6), 913-915 (2001).
  26. Chiu, C., et al. Temporal course of cerebrospinal fluid dynamics and amyloid accumulation in the aging rat brain from three to thirty months. Fluids Barriers CNS. 9 (1), 3(2012).
  27. Bull, E., et al. Stem cell tracking using iron oxide nanoparticles. International Journal of Nanomedicine. 9, 1641-1653 (2014).
  28. Chen, D., et al. Bright polymer dots tracking stem Cell engraftment and migration to injured mouse liver. Theranostics. 7 (7), 1820-1834 (2017).
  29. Lee, N. K., et al. Magnetic resonance imaging of ferumoxytol-labeled human mesenchymal stem cells in the mouse brain. Stem Cell Reviews and Reports. 13 (1), 127-138 (2017).
  30. Bradley, W. G., Haughton, V., Mardal, K. A. Cerebrospinal fluid flow in adults. Handbook Clinical Neurology. 135, 591-601 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Migracja kom rek macierzystychrdze kr gowychoroby neurodegeneracyjneobrazowanie optyczneilo ciowy PCRledzenie kom rek macierzystychiniekcja do kana u kr gowego
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły