Artykuł metodologiczny

Pierwotna izolacja mikrogleju z postnatalnych mózgów myszy

DOI:

10.3791/62237

⸱

25 lutego 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Shanghai Key Laboratory of Psychotic Disorders, Shanghai Mental Health Center, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 2Division of Biology and Biomedical Science, Washington University in St. Louis, 3Shenzhen Institutes of Advanced Technology, Chinese Academy of Sciences, 4Department of Neurosurgery, Huashan Hospital, Institute for Translational Brain Research, State Key Laboratory of Medical Neurobiology, MOE Frontiers Center for Brain Science, Fudan University, 5Co-innovation Center of Neuroregeneration, Nantong University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwotna hodowla komórkowa jest jednym z najczęściej używanych podejść do badania biologii mikrogleju in vitro. W tym miejscu opracowaliśmy metodę prostej i szybkiej izolacji mikrogleju od 1. dnia po urodzeniu myszy (P1) do P4.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroglej to jednojądrzaste fagocyty w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN), które odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy i regulacji procesu zapalnego w OUN. Aby zbadać biologię mikrogleju in vitro, pierwotny mikroglej wykazuje ogromne zalety w porównaniu z unieśmiertelnionymi liniami komórek mikrogleju. Jednak izolacja mikrogleju od mózgu myszy po urodzeniu jest stosunkowo mniej wydajna i czasochłonna. W tym protokole zapewniamy szybką i łatwą do naśladowania metodę izolowania pierwotnego mikrogleju z mózgu noworodka myszy. Ogólne etapy tego protokołu obejmują sekcję mózgu, pierwotną hodowlę komórek mózgowych i izolację mikrogleju. Stosując to podejście, naukowcy mogą uzyskać pierwotny mikroglej o wysokiej czystości. Ponadto zebrane pierwotne mikroglej był w stanie zareagować na wyzwanie lipopolisacharydów, co wskazuje, że zachowały swoją funkcję immunologiczną. Wspólnie opracowaliśmy uproszczone podejście do skutecznego izolowania pierwotnego mikrogleju o wysokiej czystości, co ułatwia szeroki zakres badań biologii mikrogleju in vitro.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroglej, komórki odpornościowe rezydujące w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN), odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy, która reaguje na wyzwania neuropatologiczne1. Ostatnio przeprowadzono intensywne badania mające na celu poznanie fizjologicznych funkcji mikrogleju, np. w chorobie Alzheimera2. Obecnie profil transkrypcyjny mikrogleju w rozdzielczości pojedynczej komórki uzyskany podczas rozwoju, starzenia się i choroby OUN pozwala lepiej zrozumieć funkcję mikrogleju w zdrowych i chorych mózgach3. Wcześniejsze badania zidentyfikowały podtyp mikrogleju związany z chorobą w AD i innych chorobach neurodegeneracyjnych4,5,6. Ta subpopulacja jest bliższa odkładaniu się β amyloidu (Aβ). Stwierdzono, że geny związane z fagocytozą i metabolizmem lipidów (np. Apoe, Tyrobp) są regulowane w górę w tych populacjach6,7. Jednak procesy subkomórkowe, zewnątrzkomórkowe i wewnątrzkomórkowe szlaki sygnałowe, które regulują dynamiczne zmiany profilu molekularnego w mikrogleju, nie są w pełni poznane. W szczególności mechanizm leżący u podstaw przewlekłej aktywacji mikrogleju w chorobach neurodegeneracyjnych pozostaje nieuchwytny. Dlatego tak ważne jest zrozumienie mechanizmów komórkowych związanych z mikroglejem, ponieważ reakcje mikrogleju wyraźnie przyczyniają się do rozwoju mózgu i progresji neurodegeneracji.

Chociaż istnieje kilka narzędzi in vivo i in vitro do badania mikrogleju, nadal istnieją pewne ograniczenia. Technicznie trudno jest uzyskać wystarczająco dużą liczbę komórek mikrogleju o wysokiej czystości do rutynowego przeprowadzania eksperymentów, takich jak western blot, w celu wyjaśnienia wewnątrzkomórkowych szlaków sygnałowych. Pierwotna hodowla mikrogleju stanowi alternatywny sposób badania biologii mikrogleju. Hodowany mikroglej pierwotny można zastosować do analizy zdolności fagocytarnej mikrogleju po manipulacji genami oraz oceny produkcji cytokin pro- i przeciwzapalnych w odpowiedzi na bodźce zapalne oraz innych aspektów biologicznych, aby zrozumieć ich role w mózgu8. W tym miejscu przedstawiamy nowy protokół i opisujemy krok po kroku instrukcję izolacji i hodowli pierwotnego mikrogleju z mózgu noworodka myszy, z naciskiem na kroki, które mają kluczowe znaczenie dla uzyskania zdrowych i czystych pierwotnych komórek mikrogleju.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Badań nad Zwierzętami oraz Instytucjonalny panel administracyjny ds. opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi na Uniwersytecie Jiao Tong w Szanghaju. Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować cierpienie zwierząt.

1. Przygotowanie bufora hodowlanego, kolb i szkiełek nakrywkowych

  1. Pożywka hodowlana i pożywka do hodowli mikrogleju: Uzupełnij DMEM 10% FBS, aby uzyskać pożywkę. Pożywkę do hodowli mikrogleju wytwarza się przez dodanie do DMEM 10% pożywki kondycjonowanej FBS i 20% pożywki kondycjonowanej LADMAC. Dodaj 1% penicyliny/streptomycyny do obu pożywek.
    1. Aby przygotować 20% pożywkę kondycjonowaną przez LADMAC, należy zebrać pożywkę hodowlaną z komórek LADMAC, odwirować przy 200 x g przez 10 minut, przefiltrować za pomocą sitka do komórek 0,22 μm, a następnie przechowywać podwielokrotności w temperaturze -80 °C.
  2. Bufor do wytrawiania: Przygotuj bufor do wytrawiania, dodając 8 U/ml papainy i 125 U/ml DNazy do DMEM.
    UWAGA: Aby uzyskać najlepsze wyniki, bufor do wytrawiania powinien być przygotowany na świeżo. Oblicz żądaną ilość na podstawie liczby młodych (1 ml roztworu na każde 2 młode).
  3. Kolby powlekające: Użyj kolb T25 lub T75 do wstępnego powlekania izolowanych komórek mózgowych. Przed sekcją mózgu pokryć kolby T25 2 ml (lub 4 ml w przypadku kolby T75) 0,1 mg/ml poli-D-lizyny (PDL) i inkubować w temperaturze 37 °C przez co najmniej 1 godzinę. Odessać roztwór PDL, przemyć dwukrotnie 1x PBS, a następnie pozostawić kolbę do wyschnięcia na powietrzu w kapturze do hodowli komórkowych.
    UWAGA: Wielkość i liczba kolb użytych w eksperymencie zależały od liczby młodych po urodzeniu. Aby komórki mogły w krótkim czasie dotrzeć do zlewającej się warstwy komórek astrocytów, przygotuj jedną kolbę T25 na 3-5 mózgów lub jedną kolbę T75 na 5 mózgów. Niewykorzystane kolby powlekane można przechowywać w temperaturze 4 °C przez okres do miesiąca. Aby zaoszczędzić czas, przed rozpoczęciem eksperymentu można przygotować 10 razy (1 mg/ml) roztwór podstawowy PDL i przechowywać go w temperaturze -20 °C jako podwielokrotności jednorazowego użytku. Rozcieńczyć podwielokrotności w sterylnym 1x PBS bezpośrednio przed użyciem.
  4. Przygotuj szkiełka nakrywkowe: Szkiełka nakrywkowe ze szkła komercyjnego myć 0,1 M HCl przez 1 godzinę, dwukrotnie spłukać wodą z autoklawu, a następnie przechowywać w 100% etanolu. Przed użyciem podpal szkiełka nakrywkowe za pomocą drobnych kleszczyków z lampą palnikową, aby usunąć resztki etanolu. Szkiełka nakrywkowe ze szkła o średnicy 8 mm można umieścić w płytce 48-dołkowej, a szkiełka nakrywkowe o średnicy 12 mm można umieścić w płytce 24-dołkowej.
  5. Przygotuj narzędzia do preparacji: Namocz cienkie nożyczki, kleszcze i mikrołyżki ze stali nierdzewnej w 75% etanolu przez co najmniej 20 minut. Następnie umieść te narzędzia pod promieniowaniem ultrafioletowym w kapturze do hodowli tkankowych na 30 minut.

2. Sekcja mózgu myszy

UWAGA: Aby ocenić skuteczność protokołu, tutaj użyliśmy myszy knock-in CX3CR1GFP do śledzenia mikrogleju9. Myszy CX3CR1GFP / GFP i samice C57BL / 6J typu dzikiego w wieku od 2 do 8 miesięcy skrzyżowano w celu wygenerowania myszy CX3CR1 + / GFP, oba zostały pierwotnie uzyskane ze źródeł komercyjnych. Myszy trzymano w 12-12 godzinnym cyklu jasno-ciemnym w specyficznym środowisku wolnym od patogenów (SPF) na Uniwersytecie Jiao Tong w Szanghaju. Do tego protokołu można wykorzystać młode od 1. dnia po porodzie do 4. dnia.

  1. Odetnij głowy wszystkim szczeniakom nożyczkami chirurgicznymi. Aby zminimalizować zanieczyszczenie, przepłucz wszystkie głowice 75% etanolem i szybko włóż do lodowatego 1x PBS. W międzyczasie ogrzać bufor do wytrawiania i pożywkę do kohodowli w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
    UWAGA: Odetnij głowę i wyizoluj tkankę mózgową od jednego szczeniaka na raz, aby zachować integralność strukturalną. Aby zapobiec zakażeniu, wszystkie narzędzia chirurgiczne powinny być umieszczone w 75% etanolu między dekapitacją.
  2. Użyj cienkich nożyczek preparacyjnych, aby przeciąć czaszkę wraz z rdzeniem przedłużonym. Umieść mikrołyżeczkę ze stali nierdzewnej pod tkanką mózgową od miejsca cięcia, aby wycisnąć mózg z jamy głowy. Przenieś go na nową schłodzoną 6-dołkową płytkę zawierającą 2 ml wstępnie schłodzonego 1x PBS na studzienkę.
  3. Odetnij i wyrzuć móżdżek i opuszki węchowe. Delikatnie przenieś pozostałą tkankę mózgową na schłodzoną 6-dołkową płytkę zawierającą 2 ml wstępnie zimnego 1x PBS.
    UWAGA: Umieść 4-5 tkanek mózgowych w jednym dołku.
  4. Powtórz tę samą procedurę dla pozostałych głów, aż cała tkanka zostanie zebrana.

3. Zasiej mieszane komórki pierwotne

  1. Odessać 1,5 ml 1x PBS do płytki 6-dołkowej i całkowicie zmielić tkankę mózgową na małe kawałki (około 1 mm2) za pomocą nożyczek sprężynowych.
    UWAGA: Aby zmniejszyć ilość drobnych zanieczyszczeń, nie miel nadmiernie tkanki.
  2. Dodać żądaną ilość buforu wytrawiającego do studzienki (0,5 ml buforu wytrawiającego na mózg), a następnie umieścić płytkę w inkubatorze z wilgotnością 5% CO2 i temperaturze 37 °C na 20 minut. Obracaj płytkę co 10 minut.
    UWAGA: W czasie inkubacji zwilż sitko do komórek o wielkości 70 μm pożywką hodowlaną (10% FBS w DMEM), a następnie umieść sitko do komórek na świeżej probówce zbiorczej o pojemności 50 ml.
  3. Wyjąć płytkę z inkubatora i zakończyć trawienie papainą, dodając 3 ml pożywki hodowlanej do każdej studzienki. Delikatnie pipetuj komórki w górę i w dół 10 razy za pomocą pipety o pojemności 1 ml. Przenieś mieszaninę do probówki o pojemności 15 ml i pozostaw na 1 minutę. Na dole widać mętną kulkę komórkową. Aby usunąć duże grudki i resztki komórek, ostrożnie przepuść zawiesinę komórek przez sitko do komórek o średnicy 70 μm i zbierz przepływ do probówki zbiorczej o pojemności 50 ml.
  4. Dodać 3 ml podgrzanej pożywki hodowlanej (10% FBS w DMEM) do niezdysocjowanego osadu komórkowego w probówce o pojemności 15 ml. Rozetrzeć 10 razy, jak w krokach 3.3, aby kontynuować dysocjację. Pozwól tkance osiąść na 1 minutę, a następnie przełóż zawiesinę komórek przez sitko do probówki zbiorczej o pojemności 50 ml. Powtórz ten krok i wyrzuć pozostałe resztki komórek.
  5. Przenieść zawiesinę komórek z probówki zbiorczej o pojemności 50 ml do probówek o pojemności 15 ml i odwirować komórki przy 200 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  6. Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w 5 ml pożywki hodowlanej. Wysiewać komórki pierwotne w kolbie T25 lub T75 o gęstości komórek około 5 x 106 i hodować w nawilżanym inkubatorze (5% CO2, 37 °C). To jest dzień 0 w tym harmonogramie kultur.
    UWAGA: Jeśli komórki są wysiewane w kolbie T25, wystarczająca jest końcowa objętość 5 ml pożywki na kolbę. Dodać dodatkowe 5 ml pożywki hodowlanej do każdej kolby po wysianiu w kolbie T75.

4. Zbiór pierwotnego mikrogleju

  1. Oceń zbieżność zmieszanych komórek następnego dnia (dzień 1). Ponieważ wymieszane komórki zostały wysiane w dość dużej gęstości, astrocyty potrzebują 3-4 dni, aby osiągnąć konfluencję, co pozwala na zebranie mikrogleju 1-2 dni później.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność, jeśli komórki nie są przymocowane do dna kolby następnego dnia; Może to być spowodowane zanieczyszczeniem komórek lub śmiercią komórki spowodowaną nadmiernym trawieniem lub ostrym obchodzeniem się.
  2. W dniu 2 przemyć kolby 3 ml ciepłego 1x PBS dwukrotnie i zmienić pożywkę, dodając 3-5 ml świeżej pożywki do każdej kolby T25 (7-10 ml dla kolby T75). Wyrzucona pożywka hodowlana zawiera szczątki komórkowe i różne typy komórek, w tym neurony, oligodendrocyty i mikroglej.
  3. W dniu 4 upewnij się, że astrocyty przyczepione do dna kolby są w 100% zbieżne. Tymczasem subpopulacja mikrogleju jest luźno związana z warstwą powierzchniową mieszanych komórek, która może łatwo oderwać się od powierzchni i unosić się w pożywce hodowlanej przez uścisk dłoni. Przenieś pożywkę hodowlaną na świeżą 6-dołkową płytkę, a podczas tego procesu zbiera się pierwotny mikroglej wzbogacony w pożywkę. Następnie należy zaopatrzyć komórki znajdujące się na oryginalnej 6-dołkowej płytce w świeżą pożywkę hodowlaną w celu dalszego zbierania komórek.
    UWAGA: Stuknięcie kolb na stole lub potrząsanie kolbami na wytrząsarce laboratoryjnej z prędkością 180 obr./min przez 30 minut przed przeniesieniem pożywki jest odpowiednie do uzyskania większej liczby komórek.
  4. Ostrożnie umieść 6-dołkową osadę w inkubatorze, aby umożliwić przymocowanie komórek. Około 2 godziny po inkubacji wszystkie komórki zostaną przymocowane do płytki. Po przyczepieniu komórek delikatnie umyj je dwukrotnie ciepłym 1x PBS, aby usunąć agregaty komórkowe i resztki komórek; Następnie podaj komórkom 3 ml świeżej pożywki do hodowli mikrogleju. Wyizolowane komórki mikrogleju można utrzymywać in vitro przez ponad miesiąc, odświeżając pożywkę hodowlaną mikrogleju co 2 dni.
    UWAGA: Czynnik stymulujący tworzenie kolonii 1 (CSF1) jest ważnym czynnikiem wzrostu wspierającym przeżycie mikrogleju in vitro. Wcześniejsze badania donoszą, że CSF1 może być wydzielany z linii komórkowej LADMAC, która jest przekształconą linią komórkową pochodzącą z komórek szpiku kostnego myszy. Pożywkę kondycjonowaną przez LADMAC można zebrać, odwirowując kulturę LADMAC przy 200 x g przez 10 minut; Następnie przepuścić supernatant przez sitko o wielkości 0,22 μm. Pożywkę do hodowli mikrogleju przygotowano przez dodanie do pożywki 20% kondycjonowanej LADMAC pożywki (10% FBS, DMEM).
  5. Co 2-3 dni kontynuuj pobieranie mikrogleju z pożywki do hodowli komórek mieszanych, jak w kroku 4.4. Pozostałe wymieszane komórki należy wyhodować w kolbie i wykorzystać do konsekwentnego zbierania mikrogleju co 2-3 dni przez okres do 1 miesiąca.
    UWAGA: Mikroglej można z powodzeniem zbierać, zbierając pożywkę z mieszanych komórek hodowlanych przez okres do 50 dni. Za każdym razem zebrane podłoże do kohodowli da około ~1-3 x 105 komórek mikrogleju na kolbę T75. W razie potrzeby połącz komórki mikrogleju.
  6. Użyj pierwotnych komórek mikrogleju do pożądanego testu funkcjonalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwotne mikroglej pobrane z CX3CR1+/GFP w dniu 7 i dniu 35 po wysiewie komórek zostały wykazane w Rysunek 1. Jak wykazano w barwieniu immunofluorescencyjnym markera komórkowego mikrogleju / makrofagów IBA1, wszystkie komórki dodatnie IBA1 są dodatnie dla sygnałów GFP i ujemne dla S100β (marker astrocytów) i CC1 (marker oligodendrocytów), co sugeruje, że oczyszczone komórki GFP dodatnie są rzeczywiście mikroglejem. Następnie stwierdzono, że ponad 95% izolowanych komórek to komórki GFP doda...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten opiera się na metodach opisanych wcześniej z pewnymi modyfikacjami11. Wskazówki dotyczące poprawy żywotności i czystości izolowanego mikrogleju są wymienione poniżej. Po pierwsze, należy uważać, aby uniknąć zanieczyszczenia podczas przygotowywania używanych do izolacji tkanek i hodowli komórkowych. Upewnij się, że narzędzia chirurgiczne, pojemniki i plastikowy sprzęt są sterylne. Zazwyczaj przeprowadzamy sekcję mózgu w oddzielnym kapturze do hodowli tkankowej oprócz kaptura do hodowli...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy ujawnili, że nie ma konfliktu interesów. Wszyscy autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby wyrazić swój szacunek dla bohaterów walczących z epidemią COVID-19. Autorzy dziękują Fang Lei (Uniwersytet Fudan) za doskonałe zarządzanie laboratorium, dr Zikai Zhou, dr Jing Li i dr Guiqing He (Centrum Zdrowia Psychicznego w Szanghaju) za dyskusję na temat izolacji mikrogleju. Wreszcie, co nie mniej ważne, autorzy okazują wdzięczność i szacunek wszystkim zwierzętom poświęconym w tym badaniu. Badanie to było wspierane przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (Grant nr 2017YFC0111202) (B.P.), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Grant nr 31922027) (B.P.) i (Grant nr 32000678) (Y.R.) oraz Shenzhen Science and Technology Research Program (Grant No. JCYJ20180507182033219 i JCYJ20170818163320865) (B.P.) oraz (Grant No. JCYJ20170818161734072) (S.X.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sitka do komórek, 40 i mikro; mThermoFisher Scientific22-363-547
DNaza I Sigma11284932001
Zmodyfikowana pożywka Dulbecco Eagle (DMEM)Gibco firmy Life TechnologiesC11995500BT
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem Dulbecco (DPBS)Gibco firmy Life Technologies14190-144
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Gibco firmy Life Technologies10099141
Papaina, zawiesinaSangon BiotechPapaina, Zawiesina
Penicylina-Streptomycyna 100X roztwórHyclonSV30010
Poli-D-LizynaThermoFisher ScientificA3890401

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Prinz, M., Jung, S., Priller, J. Microglia biology: one century of evolving concepts. Cell. 179 (2), 292-311 (2019).
  2. Perry, V. H., Nicoll, J. A., Holmes, C. Microglia in neurodegenerative disease. Nature Reviews. Neurology. 6 (4), 193-201 (2010).
  3. Parker, K. R., et al. Single-cell analyses identify brain mural cells expressing CD19 as potential off-tumor targets for CAR-T immunotherapies. Cell. 183 (1), 126-142 (2020).
  4. Tay, T. L., Dautzenberg, J. S., Grun, D., Prinz, M. Unique microglia recovery population revealed by single-cell RNAseq following neurodegeneration. Acta Neuropathologica Communications. 6 (1), 87(2018).
  5. Deczkowska, A., et al. Disease-associated microglia: a universal immune sensor of neurodegeneration. Cell. 173 (5), 1073-1081 (2018).
  6. Keren-Shaul, H., et al. A unique microglia type associated with restricting development of Alzheimer's disease. Cell. 169 (7), 1276-1290 (2017).
  7. Krishnaswami, S. R., et al. Using single nuclei for RNA-seq to capture the transcriptome of postmortem neurons. Nature Protocols. 11 (3), 499-524 (2016).
  8. Timmerman, R., Burm, S. M., Bajramovic, J. J. An overview of in vitro methods to study microglia. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 242(2018).
  9. Huang, Y., et al. Repopulated microglia are solely derived from the proliferation of residual microglia after acute depletion. Nature Neuroscience. 21 (4), 530-540 (2018).
  10. Garcia, J. A., Cardona, S. M., Cardona, A. E. Analyses of microglia effector function using CX3CR1-GFP knock-in mice. Methods in Molecular Biology. 1041, 307-317 (2013).
  11. Lian, H., Roy, E., Zheng, H. Protocol for primary microglial culture preparation. Bio-protocol. 6 (21), (2016).
  12. Tamashiro, T. T., Dalgard, C. L., Byrnes, K. R. Primary microglia isolation from mixed glial cell cultures of neonatal rat brain tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (66), e3814(2012).
  13. Caldeira, C., et al. Microglia change from a reactive to an age-like phenotype with the time in culture. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 152(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Primary MicrogliaMicroglia IsolationPostnatal Mouse BrainBrain DissectionBrain Cell CultureMicroglial BiologyCentral Nervous SystemImmune FunctionIn Vitro MicrogliaMicroglia Purity
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły