Opisujemy mysi model raka piersi z przerzutami do mózgu generowanymi przez wstrzyknięcie do żyły ogonowej endogennej linii komórkowej zapalnego raka piersi z amplifikacją HER2.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie do żyły ogonowej komórek zapalnego raka piersi
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przerzuty do mózgu są powszechnym i niszczycielskim objawem wielu rodzajów raka. W samych Stanach Zjednoczonych każdego roku u około 200 000 pacjentów diagnozuje się przerzuty do mózgu. Poczyniono znaczne postępy w poprawie wyników przeżycia pacjentek z pierwotnym rakiem piersi i nowotworami układowymi; Jednak ponure rokowania dla pacjentów z klinicznymi przerzutami do mózgu podkreślają pilną potrzebę opracowania nowych środków terapeutycznych i strategii przeciwko tej śmiertelnej chorobie. Brak odpowiednich modeli eksperymentalnych jest jedną z głównych przeszkód utrudniających postęp w naszej wiedzy na temat biologii i leczenia przerzutów do mózgu. W tym artykule opisujemy mysi model ksenoprzeszczepu przerzutu do mózgu generowany przez wstrzyknięcie do żyły ogonowej endogennej linii komórkowej amplifikowanej przez HER2 pochodzącej z zapalnego raka piersi (IBC), rzadkiej i agresywnej postaci raka piersi. Komórki znakowano lucyferazyą świetlika i białkiem zielonej fluorescencji w celu monitorowania przerzutów do mózgu i określono ilościowo obciążenie przerzutami za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego, stereomikroskopii fluorescencyjnej i oceny histologicznej. U myszy rozwijają się silne i konsekwentne przerzuty do mózgu, co pozwala na badanie kluczowych mediatorów w procesie przerzutowym i opracowanie badań przedklinicznych nowych strategii leczenia.
Wprowadzenie
Przerzuty do mózgu są częstym i śmiertelnym powikłaniem nowotworów ogólnoustrojowych. Większość przerzutów do mózgu pochodzi z pierwotnych nowotworów płuc, piersi lub skóry, które łącznie stanowią 67-80% przypadków1,2. Szacunki częstości występowania przerzutów do mózgu wahają się od 100 000 do 240 000 przypadków, a liczby te mogą być niedoszacowane, ponieważ autopsja jest rzadkością u pacjentów, którzy zmarli na raka z przerzutami3. Pacjenci z przerzutami do mózgu mają gorsze rokowanie i niższe przeżycie całkowite w porównaniu z pacjentami bez przerzutów do mózgu4. Obecne opcje leczenia przerzutów do mózgu są w dużej mierze paliatywne i nie poprawiają wyników przeżycia większości pacjentów5. W związku z tym przerzuty do mózgu pozostają wyzwaniem, a potrzeba lepszego zrozumienia mechanizmów progresji przerzutów do mózgu w celu opracowania skuteczniejszych terapii pozostaje pilna.
Wykorzystanie modeli eksperymentalnych dostarczyło ważnych informacji na temat specyficznych mechanizmów progresji raka piersi z przerzutami do mózgu i umożliwiło ocenę skuteczności różnych podejść terapeutycznych6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. Jednak bardzo niewiele modeli może dokładnie i w pełni podsumować zawiłości rozwoju przerzutów do mózgu. Wygenerowano kilka eksperymentalnych modeli in vivo poprzez inokulację komórek rakowych u myszy różnymi drogami podawania, w tym ortotopowymi, żyłami ogonowymi, dosercowymi, tętnicami szyjnymi i domózgów. Każda technika ma swoje wady i zalety, jak omówiono w innym miejscu3. Żaden z tych mysich modeli nie jest jednak w stanie w pełni odtworzyć klinicznej progresji przerzutów do mózgu.
Przerzuty do mózgu są szczególnie częste u pacjentów z zapalnym rakiem piersi (IBC), rzadkim, ale agresywnym wariantem pierwotnego raka piersi. IBC odpowiada za 1% do 4% przypadków raka piersi, ale jest odpowiedzialny za nieproporcjonalnie 10% zgonów związanych z rakiem piersi w Stanach Zjednoczonych17,18. Wiadomo, że IBC szybko daje przerzuty; Rzeczywiście, jedna trzecia pacjentów z IBC ma odległe przerzuty w momencie diagnozy19,20. Specyficzne dla przerzutów do mózgu, pacjenci z IBC mają większą częstość występowania przerzutów do mózgu niż pacjenci z przerzutami bez IBC21. Niedawno wykazaliśmy, że linia komórkowa MDA-IBC3, pochodząca ze złośliwego płynu wysiękowego opłucnowego pacjenta z IBC ER-/PR-/HER2+, która rekapituluje charakterystykę IBC w ksenoprzeszczepach myszy, ma zwiększoną skłonność do rozwoju przerzutów do mózgu, a nie przerzutów do płuc u myszy po wstrzyknięciu przez żyłę ogonową, co czyni tę linię komórkową dobrym modelem do badania rozwoju przerzutów do mózgu16.
Tutaj opisujemy procedury generowania przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek MDA-IBC3 do żyły ogonowej oraz ocenę obciążenia przerzutami za pomocą mikroskopii stereofluorescencyjnej i obrazowania lucyferazy. Metoda ta została wykorzystana do odkrycia kluczowych mediatorów przerzutów raka piersi do mózgu oraz do zbadania skuteczności interwencji terapeutycznych16,22,23. Wadą tej techniki jest to, że nie podsumowuje ona wszystkich etapów procesu przerzutowego do mózgu. Niemniej jednak do jego głównych zalet należy wytrzymałość i odtwarzalność, udział odpowiedniej biologii przerzutów wewnątrznaczyniowych, przechodzenia przez płuca i wynaczynienia do mózgu oraz jego względna prostota pod względem techniki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Opisana tutaj metoda została zatwierdzona przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) z MD Anderson Cancer Center i jest zgodna z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Schematyczny przebieg pracy, ze wszystkimi zawartymi krokami, jest przedstawiony jako Rysunek 1.
1. Przygotowanie komórek
UWAGA: Linia komórkowa MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+), wygenerowana w lab24, została stabilnie transdukowana plazmidem z zielonym białkiem fluorescencyjnym lucyferazy (Luc-GFP).
- Hodowla transdukowanych komórek w pożywce F-12 Hama uzupełniona 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 1 μg / ml hydrokortyzonu, 5 μg / ml insuliny i 1% antybiotyku antymitotycznego.
- Płytki MDA-IBC3-Luc-GFP w temperaturze 37 °C i 5% CO2 w kolbie T-75 aż do zlewania się. Zmieniaj pożywkę co 3 dni, zanim komórki zlewają się na tyle, aby przejść.
- Zbierz komórki, usuwając pożywkę, przemywając każdą kolbę 10 ml 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (DPBS) Dulbecco (tj. bez wapnia i magnezu) i dodając 2 ml 0,25% kwasu trypsynowo-etylenodiaminotetraoctowego (EDTA). Inkubować przez 3-5 minut w temperaturze 37 °C, aż komórki się oderwą.
- Dodać 5 ml kompletnej pożywki do kolby, aby zebrać komórki i przenieść całą zawartość do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml (zoptymalizowanej do 50 ml probówki wirówkowej w zależności od całkowitej liczby potrzebnych komórek). Wirować przy 290 x g przez 5 minut do osadzania komórek.
UWAGA: Kompletna pożywka to pożywka F-12 firmy Ham's uzupełniona 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 1 μg/ml hydrokortyzonu, 5 μg/ml insuliny i 1% antybiotyko-antymitotyczna. - Odrzucić supernatant. Następnie umyj komórki 10 ml 1x DPBS. Wirować przy 290 x g przez 5 minut, aby osadzać komórki i ostrożnie wyrzucić supernatant. Ponownie zawiesić komórki w 1 ml świeżego 1x DPBS i dobrze wymieszać, pipetując w górę iw dół.
- Aby uzyskać zawiesiny jednokomórkowe, przefiltruj komórki przez sterylne sitka o wielkości 40 μm.
- Obliczanie gęstości komórek przy użyciu automatycznego licznika komórek.
UWAGA: Aby zmniejszyć błędy w liczeniu, utwórz różne rozcieńczenia komórek i policz je osobno, a następnie oblicz średnią wartość w celu określenia stężenia komórek (liczba komórek/ml).- Zebrać 2 μl zawiesiny komórek + 8 μl 1x DPBS, aby uzyskać próbkę o rozcieńczeniu 1:5.
- Zebrać 1 μl zawiesiny komórek + 9 μl 1x DPBS, aby uzyskać próbkę o rozcieńczeniu 1:10.
- Dodać 10 μl 0,4% błękitu trypanowego. Dobrze wymieszać mieszaninę próbki, pipetując ją kilka razy w górę i w dół.
- Delikatnie odpipetować 10 μl próbki do obszaru ładowania próbki w kształcie półksiężyca na szkiełkach komory liczenia. Upewnij się, że w środku nie ma pęcherzyków; Odczekaj 30 sekund, aby komórki osiadły w komorze przed liczeniem.
- Rozcieńczyć komórki 1x DPBS do gęstości 5 x 105 lub 1 x 106 komórek na 100 μl. Przenieść zawiesinę komórek do 1,7 ml probówek mikrowirówkowych do wstrzykiwania żyły ogonowej. Umieść komórki na lodzie do momentu wstrzyknięcia, aby zachować żywotność.
2. Iniekcja żyły ogonowej
- Użyj 4- do 6-tygodniowych samic atymicznych myszy SCID/Beżowych.
- Przygotować strzykawkę 30 G, aby pobrać 100 μl zawiesiny komórek. Usuń wszystkie pęcherzyki powietrza.
- Umieść mysz w unieruchomieniu gryzoni (średnica około 1 cala), aby ułatwić wstrzyknięcie żyły ogonowej i zapobiec urazom spowodowanym ruchem podczas procesu wstrzykiwania.
- Użyj wacików nasączonych alkoholem (wykonanych w 70% z etanolu), aby delikatnie przetrzeć ogon myszy 3-4 razy i przytrzymaj przez 5-10 sekund, aby żyła ogonowa była wyraźniej widoczna.
- Włożyć strzykawkę do końcówki myszy pod kątem 15-30°. Powoli wepchnij zawiesinę komórkową do żyły ogonowej.
- Delikatnie wyjmij strzykawkę i użyj wacika, aby przytrzymać ogonek przez kilka sekund, aby zatamować krwawienie.
- Umieść myszy z powrotem w klatkach i sprawdź je 2-4 godziny po wstrzyknięciu, aby upewnić się, że nie wystąpią żadne działania niepożądane.
3. Ocena obciążenia przerzutami do mózgu
- Przygotować rozcieńczony roztwór D-lucyferyny.
UWAGA: Stężenie zapasowe wynosi 47,6 mM (15,15 mg/ml), a stężenie do stosowania wynosi 1,515 mg/mL.- Dodaj 5 ml 1x DPBS do butelki D-lucyferyny.
- Umieścić 2,5 ml roztworu w każdej z dwóch stożkowych probówek o pojemności 50 ml.
- Dodaj kolejne 5 ml 1x DPBS do butelki D-lucyferyny, aby ją wypłukać. Wlej 2,5 ml do każdej stożkowej probówki o pojemności 50 ml.
- Umieść kolejne 5 ml 1x DPBS w butelce i ponownie ją wypłucz. Powtórz proces płukania dwukrotnie.
- Dodaj 1x DPBS do każdej probówki o pojemności 50 ml, co daje w sumie 66 ml (około 33 ml na probówkę). W każdej probówce powinno znajdować się około 33 ml roztworu.
- Dobrze wymieszaj probówki, a następnie połącz je w sterylną jednostkę filtracyjną (150 ml filtra PES 0,45 μm).
- Przefiltrować roztwór, a następnie przefiltrowany roztwór podzielić na porcje do sterylnych bursztynowych mikroprobówek o pojemności 1,7 ml.
- Wykrywanie przerzutów do mózgu za pomocą obrazowania lucyferazy.
- Rozmrozić D-lucyferynę, trzymając na lodzie i wirować przed wstrzyknięciem myszom.
- Oczyść miejsce wstrzyknięcia wacikami nasączonymi alkoholem i wstrzyknij 100 μl D-lucyferyny na mysz dootrzewnowo za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml, po jednej strzykawce na każdą klatkę.
- Po 10 minutach znieczulać myszy izofluranem (2% O,2- 2,5% izofluranu) przez 5 minut za pomocą waporyzatora weterynaryjnego podłączonego do komory indukcyjnej dla małych zwierząt.
- Włącz system obrazowania in vivo. Podczas gdy myszy z pierwszej klatki są pod narkozą, wstrzyknij D-lucyferynę myszom w następnej klatce.
- Umieść myszy w maszynie do systemu obrazowania in vivo i uzyskaj obrazy brzuszne i grzbietowe. Wybierz czas naświetlania 2 min, a w widoku pola wybierz opcję E (całe ciało). Naciśnij przycisk Pobierz. Następnie zapisz obraz (Rysunek 2).
UWAGA: Jeśli na obrazie widoczne jest nasycenie luminescencji, skróć czas ekspozycji.
- Wykrywanie przerzutów do mózgu za pomocą obrazowania GFP.
- Preparatyka tkanki mózgowej.
- Około 8-10 tygodni po wstrzyknięciu komórek lub gdy myszy są w stanie agonalnym z powodu obciążenia przerzutami do mózgu, należy poddać myszy eutanazji przez wdychanie przedawkowania izofluranu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy, zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez IACUC.
- Po eutanazji izofluranem, a następnie zwichnięciu szyjki macicy, spryskaj myszy 70% roztworem etanolu i usuń sierść z okolicy głowy i uszu nożyczkami. Następnie wykonaj nacięcie w okolicy szyi szyi (uważając, aby nie odciąć głowy myszy). Wytnij czaszkę i wyciągnij ją. Następnie ostrożnie usuń mózg.
- Umieść zebrane mózgi w kasetach z tkankami.
- Przenieś kasety do pojemnika z zimnym 1x DPBS.
UWAGA: Próbki mózgu nie powinny być przechowywane w 1x DPBS dłużej niż 1 godzinę. Jeśli w tym samym czasie ma zostać pobranych kilka próbek mózgu, należy poddać eutanazji tylko kilka myszy na raz (10 na rundę).
- Obrazowanie stereomikroskopowe.
- Przenieś cały mózg na 100-centymetrową pokrywkę naczynia na chusteczki.
- Włącz mikroskop stereoskopowy i światło UV w pozycji 3 z soczewką 0,5x, aby umożliwić wizualizację całego mózgu, jak pokazano na Rysunek 3A (czerwony kwadrat).
- Naciśnij Podgląd na żywo (Rysunek 3A, zielony kwadrat).
- Skoncentruj się na widoku, gdy mózg znajduje się w pozycji brzusznej.
- Wybierz GFP (jeśli komórki są oznaczone GFP) lub TXRED (jeśli komórki są oznaczone znakiem RFP) (Rysunek 3A, żółty kwadrat) w oprogramowaniu, wybierz odpowiedni filtr na mikroskopie i zrób zdjęcie.
UWAGA: Utrzymuj ustawienie źródła światła SOLA na poziomie około 30%; jeśli GFP jest zbyt jasny, zmniejsz go, aż zostanie zaobserwowany odpowiedni sygnał. - Nie przesuwając próbki, włącz jasne światło i wybierz BF (Rysunek 3A, żółty kwadrat). Zrób zdjęcie.
- Powtórz poprzednie kroki z mózgiem w pozycji grzbietowej.
UWAGA: W zależności od wielkości, ta sama zmiana przerzutowa do mózgu GFP dodatnia może pojawić się zarówno w pozycji brzusznej, jak i grzbietowej. W takim przypadku należy unikać podwójnej kwantyfikacji tej samej zmiany. Zapisz obrazy z rozszerzeniem TIFF (które zachowuje wszystkie informacje w pliku obrazu). - Zapisz obrazy z rozszerzeniem TIFF (które zachowuje wszystkie informacje w pliku obrazu).
- Powtórz kroki dla wszystkich próbek.
- Przekonwertuj obrazy TIFF na format JPEG, aby można było otwierać pliki na dowolnym komputerze, na którym nie ma zainstalowanego powiązanego oprogramowania (punkt menu Plik | Import/Eksport | konwertować pliki).
- Aby scalić obraz fluorescencyjny z obrazem jasnego pola, otwórz oba obrazy i przejdź do menu Plik | Scalanie kanałów. Wybierz odpowiednie komponenty, zielone dla GFP i jasne pole dla BF, a następnie naciśnij OK. Zapisz scalony obraz.
- Aby określić ilościowo obszar guza mózgu, użyj obrazu fluorescencyjnego. Wybierz punkt menu Measure | Pomiar ręczny | Powierzchnia. Wybierz wybór automatyczny (Rysunek 3B, zielony kwadrat), przesuń strzałkę do obszaru GFP-dodatniego i kliknij, aby automatycznie utworzyć wybór. Kliknij ponownie, aby potwierdzić wybór, a następnie wszystkie pomiary pokażą (Rysunek 3B, czerwony kwadrat). Jeśli występuje więcej niż jeden obszar z dodatnim wynikiem GFP, powtórz procedurę.
- Po uzyskaniu obrazów mózgu przejdź do rutynowych protokołów utrwalania tkanek przy użyciu 10% neutralnej buforowanej formaliny.
- Po unieruchomieniu mózgu przejdź do standardowego cięcia histologicznego, a następnie barwienia hematoksyliną i eozyną, aby potwierdzić obecność przerzutów do mózgu i barwienia immunohistochemicznego w celu wykrycia wybranych markerów.
UWAGA: Immunocytochemię przeprowadzono w Laboratorium Patologii Podstawowej w UT MD Anderson Cancer Center, które ma ustandaryzowany protokół barwienia immunohistochemicznego znanych markerów.
- Po unieruchomieniu mózgu przejdź do standardowego cięcia histologicznego, a następnie barwienia hematoksyliną i eozyną, aby potwierdzić obecność przerzutów do mózgu i barwienia immunohistochemicznego w celu wykrycia wybranych markerów.
- Preparatyka tkanki mózgowej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opierając się na założeniu, że znakowane komórki ułatwiają monitorowanie i wizualizację przerzutów do mózgu w przedklinicznych modelach mysich, oznakowaliśmy komórki MDA-IBC3 za pomocą Luc oraz GFP, aby monitorować przerzuty do mózgu i ilościowo ocenić obciążenie przerzutowe, wykorzystując obrazowanie bioluminescencyjne i fluorescencyjną stereomikroskopię. Wstrzyknięcie znakowanych komórek MDA-IBC3 do żył ogonowych myszy z niedoborem odporności SCID/Beige doprowadziło do rozwoju przerzutów do mózgu u wysokiego odsetka zw...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół obejmuje kilka krytycznych kroków. Komórki należy trzymać na lodzie nie dłużej niż 1 godzinę, aby zachować żywotność. Do wycierania ogonów myszy przed wstrzyknięciem należy używać wacików nasączonych alkoholem, uważając, aby nie wycierać zbyt mocno ani zbyt często, aby uniknąć uszkodzenia skóry ogona. Upewnij się, że w zawiesinie komórek nie ma pęcherzyków powietrza, aby zapobiec śmierci myszy z powodu zatoru naczyń krwionośnych. Utrzymuj kąt wstrzyknięcia na poziomie 45° lub mniejszym, aby uniknąć przebicia nac...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Dziękujemy Christine F. Wogan, MS, ELS, z MD Anderson's Division of Radiation Oncology za naukową redakcję manuskryptu, oraz Carol M. Johnston z MD Anderson's Division of Surgery Histology Core za pomoc w barwieniu hematoksyliny i eozyny. Jesteśmy wdzięczni Instytutowi Medycyny Weterynaryjnej i Chirurgii w MD Anderson za wsparcie dla badań na zwierzętach. Prace te były wspierane przez następujące granty: Susan G. Komen Career Catalyst Research grant (CCR16377813 dla BGD), grant American Cancer Society Research Scholar (RSG-19-126-01 dla BGD) oraz State of Texas Rare and Aggressive Breast Cancer Research Program. Wspierany również częściowo przez Cancer Center Support (Core) Grant P30 CA016672 z National Cancer Institute, National Institutes of Health, dla The University of Texas MD Anderson Cancer Center.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Cell Culture | |||
| 1000 µ L końcówka pipety filtrowana | Genesee Scientific | 23430 | |
| 10 ml Pipety serologiczne | Genesee Scientific | 12-112 | |
| Antybiotyk-antybiotyk | Thermo Fisher Scientific | 15240062 | 1% |
| Probówki wirówkowe 15 ml luzem | Genesee Scientific | 28103 | |
| Corning 500 ml Szynki F-12 Medium [+] L-glutamina | GIBICO Inc. USA | MT10080CV | |
| Hrabina II Automatyczny licznik komórek (Invitrogen) | Thermo Fisher Scientific | AMQAX1000 | |
| 1x DPBS | Thermo Fisher Scientific | 21-031-CV | |
| Eppendorf centufuge 5810R | Eppendorf | ||
| Płodowa surowica bydlęca (FBS) | GIBICO Inc. USA | 16000044 | 10% |
| Fisherbrand Sterylne sitka do komórek (40 μ m) | Thermo Fisher Scientific | 22-363-547 | |
| Hydrokortyzon | Sigma-Aldrich | H0888 | 1 &mikro; g/ml |
| insuliny | Thermo Fisher Scientific | 12585014 | 5 & mikro; g/ml |
| Invitrogen Szkiełka komory do liczenia komórek Countess | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| Linie komórkowe MDA-IBC3 | MD Anderson Cancer Center | Wygenerowane przez laboratorium dr Woodwarda24 | |
| Lucyferasa– białko zielonej fluorescencji (Luc– GFP) plazmid | System Biosciences | BLIV713PA-1 | |
| mikroprobówki przezroczyste sterylne 1,7 ml | Genesee Scientific | 24282S | |
| Olympus 10 µ L Reach Końcówka barierowa, słabo wiążąca, zębata, sterylna | Genesee Scientific | 23-401C | |
| Kolby z powłoką TC (T75), 250 ml, odpowietrznik | Genesee Scientific | 25-209 | |
| Trypan Blue Stain (0,4%) do stosowania z automatycznym licznikiem komórek Countess | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Trypsin-EDTA (0,25%), czerwień fenolowa | Thermo Fisher Scientific | 25200114 | |
| Iniekcja do żył ogonowych | |||
| C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/Beżowa | Envigo | SCID/beżowa myszy | |
| z ultracienką igłą BD 0,5 ml 30Gx1/2" (12,7 mm) | BD | 328466 | |
| Plas Labs Środki ograniczające gryzonie w stylu miotły | Plas Labs 551BSRR | 01-288-32A | Zamówienie odThermo Fisher Scientific |
| Volu SolSupplier Diversity Partner Etanol 95% SDA (190 Proof) | Thermo Fisher Scientific | 50420872 | 70 % używany |
| Obrazowanie | |||
| BD Mała dawka Strzykawki insulinowe U-100 | BD | 329461 | |
| Jednorazowe jednostki filtrujące PES 0,45 i mikro; m | FB12566501 Fisherbrand | do sterylizacji D-lucyferyny D-Luciferin | |
| Biosynth | L8220-1g | stężenie zapasowe = 47,6 mM (15,15 mg / ml); stężenie użytkowe = 1,515 mg / ml | |
| 1,7 ml mikroprobówki bursztynowe | Genesee Scientific | 24-282AM | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | NDC-14043-704-06 | Płynny środek znieczulający do stosowania w parowniku anestezjologicznym |
| IVIS 200 | Maszyna PerkinElmer | do obrazowania lucyferazy, do 5 myszy w tym samym czasie, z maszyną do znieczulenia | |
| Plastikowe pojemniki z pokrywkami | Fisherbrand | 02-544-127 | |
| Kasety na chusteczki | Thermo Scientific 1000957 | ||
| Webcol Alcohol Prep | Covidien | 6818 | |
| Stereomikroskop Obrazowanie | |||
| Stereomikroskop AZ100 | Nikon | model AZ-STGE | oprogramowanie NIS-ELEMENT |
| Formalina 10% | Fisher Chemical | SF100-4 | |
| TC naczynia poddane obróbce 100x20 mm | Genesee Scientific | 25202 |
Bibliografia
- Achrol, A. S., et al. Brain metastases. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 5(2019).
- Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Report. 14 (1), 48-54 (2012).
- Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
- Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
- Valiente, M., et al. The evolving landscape of brain metastasis. Trends in Cancer. 4 (3), 176-196 (2018).
- Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
- Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
- Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
- Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
- Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
- Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
- Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
- Gril, B., et al. Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis. Clinical Cancer Research. 17 (1), 142-153 (2011).
- Palmieri, D., et al. Profound prevention of experimental brain metastases of breast cancer by temozolomide in an MGMT-dependent manner. Clinical Cancer Research. 20 (10), 2727-2739 (2014).
- Priego, N., et al. STAT3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Nature Medicine. 24 (7), 1024-1035 (2018).
- Debeb, B. G., et al. miR-141-mediated regulation of brain metastasis from breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 108 (8), (2016).
- Chang, S., Parker, S. L., Pham, T., Buzdar, A. U., Hursting, S. D. Inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program of the National Cancer Institute, 1975-1992. Cancer. 82 (12), 2366-2372 (1998).
- Hance, K. W., Anderson, W. F., Devesa, S. S., Young, H. A., Levine, P. H. Trends in inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program at the National Cancer Institute. Journal of National Cancer Institute. 97 (13), 966-975 (2005).
- Dirix, L. Y., Van Dam, P., Prove, A., Vermeulen, P. B. Inflammatory breast cancer: Current understanding. Current Opinion in Oncology. 18 (6), 563-571 (2006).
- Wang, Z., et al. Pattern of distant metastases in inflammatory breast cancer - A large-cohort retrospective study. Journal of Cancer. 11 (2), 292-300 (2020).
- Uemura, M. I., et al. Development of CNS metastases and survival in patients with inflammatory breast cancer. Cancer. 124 (11), 2299-2305 (2018).
- Smith, D. L., Debeb, B. G., Thames, H. D., Woodward, W. A. Computational modeling of micrometastatic breast cancer radiation dose response. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 96 (1), 179-187 (2016).
- Fukumura, K., et al. Multi-omic molecular profiling reveals potentially targetable abnormalities shared across multiple histologies of brain metastasis. Acta Neuropathol. , (2021).
- Klopp, A. H., et al. Mesenchymal stem cells promote mammosphere formation and decrease E-cadherin in normal and malignant breast cells. PLoS One. 5 (8), 12180(2010).
- Villodre, E. S., et al. Abstract P3-01-10: Ndrg1-egfr axis in inflammatory breast cancer tumorigenesis and brain metastasis. Cancer Research. 80 (4), 10(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
