Artykuł metodologiczny

Wykrywanie akumulacji β amyloidu za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego w mysim modelu choroby Alzheimera

DOI:

10.3791/62254

⸱

19 kwietnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesiology, Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesia and Analgesia Application Technology and NMPA Key Laboratory for Research and Evaluation of Narcotic and Psychotropic Drugs, Xuzhou Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W neuropatologii choroby Alzheimera, jedną z najważniejszych cech jest odkładanie β amyloidu. W tym protokole opisujemy metodę barwienia immunofluorescencyjnego u transgenicznej myszy 5×FAD w celu wykrycia akumulacji β amyloidu w blaszkach miażdżycowych. Proces perfuzji, kriosekcji, barwienia i kwantyfikacji zostanie szczegółowo opisany.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Alzheimera (AD) jest chorobą neurodegeneracyjną, która przyczynia się do 60-70% demencji na całym świecie. Jedną z cech charakterystycznych choroby Alzheimera jest niewątpliwie akumulacja β amyloidu (Aβ) w mózgu. Aβ jest wytwarzany w wyniku proteolitycznego rozszczepienia białka prekursorowego beta-amyloidu (APP) przez β-sekretazę i γ-sekretazę. W warunkach patologicznych zwiększone rozszczepienie β APP prowadzi do nadprodukcji Aβ, który agreguje się w blaszki Aβ. Ponieważ blaszki Aβ są charakterystyczne dla patologii AD, wykrywanie ilości Aβ jest bardzo ważne w badaniach nad AD. W tym protokole wprowadzamy metodę barwienia immunofluorescencyjnego w celu wizualizacji osadzania Aβ. Mysi model używany w naszych eksperymentach to 5×FAD, który niesie ze sobą pięć mutacji znalezionych w ludzkiej rodzinnej chorobie Alzheimera. Deficyty neuropatologiczne i behawioralne myszy 5xFAD są dobrze udokumentowane, co czyni go dobrym modelem zwierzęcym do badania patologii Aβ. Wprowadzimy procedurę obejmującą perfuzję przezsercową, kriosekcję, barwienie immunofluorescencyjne i kwantyfikację w celu wykrycia akumulacji Aβ u myszy 5×FAD. Dzięki temu protokołowi naukowcy mogą badać patologię Aβ w mysim modelu AD.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Alzheimera (AD) jest chorobą neurodegeneracyjną, która powoduje 60%-70% demencji na całym świecie i kosztuje dużo zasobów społecznych1. Powszechnie wiadomo, że akumulacja β amyloidu (Aβ) jest patologiczną cechą charakterystyczną choroby Alzheimera. Białko prekursorowe amyloidu (APP) jest integralnym białkiem błonowym, które występuje w wielu tkankach. Peptyd Aβ, składający się z 36-42 aminokwasów2, jest wytwarzany przez późniejsze rozszczepienie β- i γ-sekretazy w APP3,4. Zmiany w rozszczepieniu APP i mutacje w genie APP prowadzą do nadprodukcji Aβ. Cząsteczki Aβ mogą agregować, tworząc oligomery lub fibryle, które uważa się za neurotoksyczne5,6. W poprzednich badaniach wykazano, że akumulacja Aβ jest skorelowana ze śmiercią neuronów w AD7,8,9.

Transgeniczne myszy 5×FAD (C57BL/6J) zawierają 3 mutacje w APP i 2 mutacje w PSEN1. Akumulacja wewnątrzkomórkowego Aβ rozpoczyna się już w wieku 1,5 miesiąca. Zewnątrzkomórkową akumulację Aβ stwierdzono około 2 miesięcy w korze i hipokampie. Akumulacja rosła gwałtownie wraz z wiekiem10. Dobrze udokumentowana patologia Aβ sprawia, że jest to dobry model zwierzęcy dla naszego protokołu.

Celem opisanej metody barwienia jest wizualizacja i ilościowe określenie depozycji Aβ w mózgu myszy z AD. Zostanie wprowadzona procedura obejmująca przezsercową perfuzję paraformaldehydu, kriosekcję, barwienie immunofluorescencyjne i kwantyfikację w celu wykrycia akumulacji Aβ u myszy 5×FAD. Protokół ten jest niezawodną i łatwą metodą badania patologii Aβ w mysim modelu AD.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Medycznego Xuzhou oraz zgodnie z wytycznymi chińskich przepisów rządowych dotyczących opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.

1. Perfuzja myszy

UWAGA: Więcej szczegółów na temat procedury perfuzji można znaleźć w filmie z laboratorium Wiliama Shaina 11.

  1. Znieczulenie transgenicznych myszy 5×FAD (C57BL/6J) 1% pentobarbitalem sodu (50 mg/kg masy ciała) przez wstrzyknięcie dootrzewnowe12,13. Brak reakcji na szczypanie tylnej łapy wskazuje na prawidłowe znieczulenie. Nie rozpoczynaj perfuzji, zanim mysz nie zostanie odpowiednio znieczulona.
  2. Użyj czterech kołków, aby przymocować kończyny do deski z pianki. Ustaw brzuch znieczulonej myszy do góry, z odpowiednio rozciągniętymi kończynami. Użyj nożyczek do tęczówki, aby wykonać nacięcie w wyrostku mieczykowatym. Następnie membrana zostanie odsłonięta.
  3. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać nacięcie na przeponie i ostrożnie kontynuuj nacięcie przepony do górnej granicy klatki piersiowej. Przetnij żebra i mięśnie piersiowe, wypreparuj przyczepione tkanki, aby odsłonić serce.
  4. Znajdź odpowiednie atrium myszy. Rozetnij prawy przedsionek za pomocą nożyczek do tęczówki.
  5. Wstrzyknąć 20 ml PBS (0,01 M, pH 7,2-7,4) o temperaturze 37 °C z lewej komory serca w celu wypłukania krwi. Następnie powoli wstrzyknij 20 ml 4% PFA o temperaturze pokojowej z lewej komory, aby utrwalić tkanki. Szybkość wstrzykiwania PBS i 4% PFA wynosi około 5 ml/min. Drżenie fiksacji powinno być obserwowane w ciągu kilku sekund.
    UWAGA: 4% PFA może podrażniać oczy i drogi oddechowe oraz może wywoływać reakcje alergiczne. Ten krok powinien być wykonywany w przewiewnych miejscach, a operator powinien nosić okulary ochronne i maski na twarz.
  6. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby odciąć głowę i ostrożnie usuń czaszkę, użyj kleszczy preparacyjnych i wyekstrahuj mózg. Następnie zanurz mózg w 4 ml 4% PFA w plastikowej probówce o pojemności 5 ml na 12-24 godziny w temperaturze 4 °C.

2. Osadzanie i kriosekcja

  1. Po utrwaleniu w 4% PFA, przenieść mózg do 4 ml 15% sacharozy w plastikowej probówce o pojemności 5 ml w temperaturze 4 °C. Po 12-24 godzinach mózg powinien opaść na dno.
  2. Przenieś mózg do 4 ml 30% sacharozy w plastikowej probówce o pojemności 5 ml w temperaturze 4 °C przez 12-24 godziny. Wtedy mózg jest gotowy do osadzenia. Celem stopniowego namaczania 15% i 30% sacharozy jest odwodnienie mózgu, co pozwala uniknąć tworzenia się kryształków lodu wewnątrz komórek podczas osadzania i kriosekcji. Odwodniony mózg może być przechowywany w temperaturze 4°C przez tydzień.
  3. Pozostaw około 1 ml sacharozy z mózgiem w probówce. Następnie dodaj tę samą objętość związku o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) do probówki i odpowiednio wymieszaj. Pomaga to związkowi OCT w bardziej wystarczającym owinięciu mózgu.
  4. Zamontuj grubą warstwę związku OCT na powierzchni gałki i zamroź w temperaturze -21 °C przed kriosekcją. Przetnij mózg strzałkowo od środka; Użyj jednej połowy do cięcia w kriostacie.
  5. Po zestaleniu się związku OCT zamontuj pokrętło na główce próbki i przytnij je do powierzchni platformy. Połóż jedną połowę mózgu na przyciętej powierzchni środkową stroną do dołu.
  6. Umieść pierścień z folii aluminiowej wokół mózgu, aby uniknąć wycieku związku OCT, a następnie wypełnij pierścień związkiem OCT, aż mózg zostanie zanurzony. Gdy osadzanie związku OCT zestala się, jest gotowy do cięcia.
  7. Ustaw grubość przekroju na 20 μm. Ustaw temperaturę komory na -21 °C, a temperaturę głowy próbki na -19 °C. Przekrój mózg od końca rostralnego do końca ogonowego.
  8. Posmaruj szklane szkiełka odrobiną PBS. Wstępnie pokryj szkiełka polilizyną, aby zapobiec odklejaniu się sekcji. Przymocuj sekcję do szkiełka. Jeśli sekcja jest złożona, użyj miękkiej szczotki, aby rozłożyć sekcje za pomocą PBS.
  9. Skrawki suszyć przez noc w temperaturze pokojowej i przechowywać w temperaturze -20 °C. Skrawki można przechowywać w temperaturze -20 °C do jednego miesiąca przed barwieniem Aβ.

3. Procedura barwienia Aβ

  1. Rozgrzej skrawki w temperaturze pokojowej, osusz powierzchnię szkiełka i za pomocą hydrofobowego pisaka narysuj okrąg wokół sekcji do inkubacji przeciwciał.
  2. Namocz szkiełko w PBS w plastikowym pudełku do barwienia o pojemności 30 ml, aby zmyć związek OCT. Użyj co najmniej 20 ml PBS.
  3. Dodać 100 μl 1x roztworu do pobierania antygenu do zamrożonych skrawków na szkiełku. Inkubować przez 5 minut w temperaturze pokojowej.
  4. Przemyć roztwór pobierający co najmniej 20 ml PBS o temperaturze pokojowej 3 razy (po 5 minut na każdy).
  5. Dodać rozcieńczone przeciwciało pierwszorzędowe (6E10) na skrawki i inkubować w temperaturze 4 °C przez 16-24 godziny w mokrym, ciemnym pudełku (roztwór rozcieńczający przeciwciała pierwszorzędowe: 1% BSA, 0,3% Triton X-100, 0,01% azydek sodu w PBS, rozcieńczenie 1:500). BSA pełni funkcję agenta blokującego.
  6. Umyj sekcje PBS 3 razy po 5 minut za każdym razem.
    UWAGA: Wykonaj kroki 3.7, 3.8 i 3.9 w ciemnym miejscu.
  7. Inkubować skrawki w wtórnym roztworze przeciwciała (kozia anty-mysia IgG (H + L) Alexa Flour 594, rozcieńczona PBS 1:200) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej w wilgotnym, ciemnym pudełku.
  8. Przeciwciało drugorzędowe z skrawków należy zmyć co najmniej 20 ml PBS 3 razy po 5 minut za każdym razem.
    UWAGA: Nie wylewaj PBS na sekcje podczas mycia, aby zapobiec odklejaniu się skrawków. Utrzymuj sekcje mokre.
  9. Wchłonąć płyn wokół sekcji i dodać kroplę medium montażowego na każdą sekcję. Uszczelnij sekcje szkłem nakrywkowym, unikając pęcherzyków powietrza.
  10. Obserwuj poplamione skrawki za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego. Utrzymuj spójne parametry obrazowania, aby uniknąć wyprowadzania. Szkiełka należy przechowywać w temperaturze 4°C w ciemnym miejscu. Przeanalizuj sekcje w ciągu tygodnia, ponieważ plamy znikną z czasem.

4. Obrazowanie i kwantyfikacja akumulacji Aβ za pomocą ImageJ

  1. Rejestruj obrazy za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego połączonego z kamerą cyfrową i oprogramowaniem do obrazowania. Użyliśmy oprogramowania Image Pro Plus, a parametr obrazowania został ustawiony w następujący sposób: Exp Pvw: 450 ms, Exp Acq: 450 ms; Pvw: 1 × 1, Acq: 1 × 1; Rozdzielczość pvw: Szerokość 1 × Wysokość 1, Rozdzielczość ACQ: Szerokość 1 × Wysokość 1; Głębia przechwytywania: 8-bitowa monochromatyczna; Zdobycz: Pvw: 13, Acq: 13, Gamma: Pvw: 1, Acq: 1, Offse: Pvw: -700, Acq: -700.
  2. W ImageJ Fiji 2.0.0 (https://imagej.net/Fiji) wybierz Wtyczki | Szwy | MosaicJ w menu. Następnie wybierz Pliki | Otwórz Sekwencję obrazów, aby otworzyć obrazy do zszycia (Rysunek 1A).
  3. Wszystkie wybrane obrazy zostaną wyświetlone na dole. Po ręcznym zszyciu obrazów wybierz Plik | Utwórz mozaikę (Rysunek 1B, C, D).
  4. Wybierz punkt menu Obraz | Dostosuj | Jasność/Kontrast ..., a następnie dostosuj jasność i kontrast obrazu (Rysunek 3A). Następnie obraz może zostać zapisany (Rysunek 1E).
  5. Aby określić ilościowo akumulację Aβ, otwórz obraz za pomocą punktu menu Plik | Otwórz... w menu (Rysunek 2A).
  6. Wybierz punkt menu Obraz | Rodzaj | 8-bitowy, aby dostosować obraz do 8-bitowego. Następnie wybierz obszar, który ma być policzony za pomocą wyboru wielokąta (Rysunek 2B).
  7. Wybierz punkt menu Obraz | Dostosuj | Próg, aby wybrać odpowiedni próg sygnałów. Próg można regulować, przeciągając paski przewijania lub zmieniając liczby bezpośrednio w polu tekstowym (maksimum: 255, minimum: 0). Gdy wszystkie sygnały Aβ w sekcji zmienią kolor na czerwony, próg jest odpowiedni do pomiaru (Rysunek 2C). Upewnij się, że pole Ciemne tło jest zaznaczone.
  8. Wybieranie opcji Analizuj | Ustaw Pomiar... w menu, aby wybrać parametry, które będą wyświetlane w wynikach. Upewnij się, że wybrano opcje Gęstość zintegrowana i Ogranicz do progu. Gęstość zintegrowana (intensywność całkowita) jest celem pomiaru (Rysunek 2D).
  9. Wybierz pozycję Analizuj | Zmierz, aby uzyskać wyniki. Wyniki zostaną wyświetlone i gotowe do analizy statystycznej (Rysunek 2E).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Użyliśmy wyżej opisanych procedur barwienia immunofluorescencyjnego, aby zbadać depozycję akumulacji Aβ u myszy 5×FAD w różnym wieku. Rysunek 3 przedstawia typowe wyniki i nieoptymalne wyniki przy użyciu naszego protokołu. Wycinki mózgu 5-miesięcznych i 8-miesięcznych heterozygotycznych myszy transgenicznych 5×FAD oraz 4 do 6-miesięcznej grupy kontrolnej typu dzikiego wybarwiono przeciwciałem 6E10 i wykryto pod mikroskopem fluorescencyjnym. Rysunek 3A pokazuje akumulację ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Barwienie immunofluorescencyjne przy użyciu przeciwciała 6E10 może specyficznie wykryć akumulację Aβ w mózgu, co można łatwo określić ilościowo za pomocą obrazu J. Warto zauważyć, że kilka kluczowych kroków w tym protokole może mieć wpływ na wyniki.

Aby zapobiec odklejaniu się lub pękaniu plastrów pokazanych na rysunku 3C, należy zwrócić uwagę na kilka kluczowych punktów. Perfuzja powinna przebiegać szybko po wykonaniu nacięcia na przeponie ze względu na nieodwrac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez ogólny projekt Chińskiej Fundacji Nauk Przyrodniczych (numer grantu: 81974157) od Chińskiej Fundacji Nauk Przyrodniczych, profesurę specjalną Jiangsu (dla C.L.) z Departamentu Edukacji Jiangsu, Program Zespołu Innowacyjnego i Przedsiębiorczego w prowincji Jiangsu (dla H.Z., A. L., W.W., C.L. i Y.S.), grant startowy dla doskonałych talentów (D2019025) oraz Program Szkolenia w zakresie Innowacji i Przedsiębiorczości (201910313038Z do Z.S., Y.X., M.Z. i J.D.) z Uniwersytetu Medycznego Xuzhou. Badania te były również wspierane przez National Demonstration Center for Experimental Basic Medical Science Education (Uniwersytet Medyczny Xuzhou).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Anesthetia
Strzykawka iniekcyjnaKLMEDICAL1 ml
Pentobarbitual soduSigma-AldrichP37611% w soli fizjologicznej do iniekcji i.p
. Torakotomia:
IRIS-Fine Nożyczki do prostej tęczówki (~11,5 cm)RWDS12010-11
Ostre zakrzywione nożyczki chirurgiczne(11,5 cm)RWDS14016-11
Kleszcze preparacyjne proste (~10,5 cm)RWDF12010-10
perfuzja
Rurka odśrodkowa (5 mL)iniekcyjna Biosharp
KLMEDICAL20 ml
ParaformaldehydVicmed VIH100
PBS 0,01M (PH7,2-7,4) proszekVicmedVC2001PDodaj wodę dejonizowaną, aby uzyskać roztwór
< mocny>Utrwalanie, odwadnianie i kriosekcję
adhezyjne szkiełka mikroskopoweCITOTEST18810576,2 mm i razy; 25,4 mm
Kriostat mikrotomowyLEICACM1950
Związek o optymalnej temperaturze cięcia (OCT)Sakura Finetek4583
SacharozaVETECV900116
Barwienie immunofluorescencyjne
Mikroskop fluorescencyjnyOLYMPUSIX-81
Kozioł anty-mysi IgG (H+L) Adsorbowane krzyżowo przeciwciało wtórne, Alexa Fluor 594Thermo Fisher ScientificA-11005200X
Image-Pro Plus 7.0CMedia CybernetykaNaukowe oprogramowanie do tworzenia wykresów i analizy danych
Immunohistochemiczne mokre pudełko (czarne)SinylabDostosowane300 mm i czasy; 100 mm & razy; 38 mm, głębokość rowka 27 mm, może zawierać 10 standardowych prowadnic
PipetThermo Scientific
Końcówkido pipetDobrze oferuje
plastikowe pudełko do barwieniaSinylabDostosowane30 ml, może zawierać 5 standardowych szkiełek
Podstawowy bufor do rozcieńczania przeciwciałwykonany w naszym laboratorium1% BSA 1g, 0,3% Triton X-100 300ul, 0,01% azydek sodu 10 mg w 100 ml PBS
Oczyszczony anty beta-amyloid, przeciwciało 1-16 (6E10)BiolegendSIG-39320500X
Szybki roztwór do odzyskiwania antygenu do zamrażania SekcjeKeyGEN BioTECHKGIHC0055X
Quantification
Graphpad Prism 8.0.1GraphpadOprogramowanie do mapowania medycznego
Obraz J Fidżi 2.0.0Narodowy Instytut ZdrowiaNaukowe oprogramowanie do tworzenia wykresów i analizy danych
Strzykawka

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Burns, A., Iliffe, S. Alzheimer's disease. BMJ. 338, 158(2009).
  2. Leong, Y. Q., Ng, K. Y., Chye, S. M., Ling, A. P. K., Koh, R. Y. Mechanisms of action of amyloid-beta and its precursor protein in neuronal cell death. Metabolic Brain Disease. 35 (1), 11-30 (2020).
  3. Tiwari, S., Atluri, V., Kaushik, A., Yndart, A., Nair, M. Alzheimer's disease: pathogenesis, diagnostics, and therapeutics. International Journal of Nanomedicine. 14, 5541-5554 (2019).
  4. Murphy, M. P., LeVine, H. Alzheimer's disease and the amyloid-beta peptide. Journal of Alzheimer's Disease. 19 (1), 311-323 (2010).
  5. Hardy, J. A., Higgins, G. A. Alzheimer's disease: the amyloid cascade hypothesis. Science. 256 (5054), 184-185 (1992).
  6. Reitz, C. Alzheimer's disease and the amyloid cascade hypothesis: a critical review. International Journal of Alzheimer's Disease. 2012, 369808(2012).
  7. Bozyczko-Coyne, D., et al. CEP-1347/KT-7515, an inhibitor of SAPK/JNK pathway activation, promotes survival and blocks multiple events associated with Abeta-induced cortical neuron apoptosis. Journal of Neurochemistry. 77 (3), 849-863 (2001).
  8. Canevari, L., Abramov, A. Y., Duchen, M. R. Toxicity of amyloid beta peptide: tales of calcium, mitochondria, and oxidative stress. Neurochemical Research. 29 (3), 637-650 (2004).
  9. Zhu, X., et al. Oxidative stress signalling in Alzheimer's disease. Brain Research. 1000 (1-2), 32-39 (2004).
  10. Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. Journal of Neuroscience. 26 (40), 10129-10140 (2006).
  11. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  12. An, S., et al. Medial septum glutamatergic neurons control wakefulness through a septo-hypothalamic circuit. Current Biology. , (2021).
  13. Cao, J. L., et al. Activation of peripheral ephrinBs/EphBs signaling induces hyperalgesia through a MAPKs-mediated mechanism in mice. Pain. 139 (3), 617-631 (2008).
  14. Ly, P. T., Cai, F., Song, W. Detection of neuritic plaques in Alzheimer's disease mouse model. Journal of Visualized Experiments. (53), e2831(2011).
  15. Klunk, W. E., Jacob, R. F., Mason, R. P. Quantifying amyloid beta-peptide (Abeta) aggregation using the Congo red-Abeta (CR-abeta) spectrophotometric assay. Analytical Biochemistry. 266 (1), 66-76 (1999).
  16. Hatami, A., Albay, R., Monjazeb, S., Milton, S., Glabe, C. Monoclonal antibodies against Abeta42 fibrils distinguish multiple aggregation state polymorphisms in vitro and in Alzheimer disease brain. Journal of Biological Chemistry. 289 (46), 32131-32143 (2014).
  17. Shi, X. Z., Wei, X., Sha, L. Z., Xu, Q. Comparison of beta-Amyloid Plaque Labeling Methods: Antibody Staining, Gallyas Silver Staining, and Thioflavin-S Staining. Chinese Medical Sciences Journal. 33 (3), 167-173 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

beta amyloidblaszki amyloidowebia ko prekursorowe beta amyloidumyszy 5xFADperfuzja przezsercowakriosekcjonowanieilo ciowe oznaczanie blaszek
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły