Artykuł metodologiczny

Immunizacja donosowa i pobieranie mleka w badaniach immunizacji matek u białych królików nowozelandzkich (Oryctolagus cuniculus)

DOI:

10.3791/62317

⸱

31 lipca 2021

 ,  ,  , 
1Division of Laboratory Animal Resources, Duke University Medical Center, 2Department of Pathology, Duke University Medical Center, 3Department of Immunology, Duke University Medical Center, 4Duke Human Vaccine Institute, Duke University Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł opisuje i demonstruje podawanie szczepionek donosowych oraz pobieranie mleka od królików w okresie laktacji (Oryctolagus cuniculus) jako sposób oceny odporności błony śluzowej w translacyjnie odpowiednim modelu immunizacji matki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na podobieństwa w łożyskowaniu i przenoszeniu przeciwciał u ludzi, króliki są doskonałym modelem immunizacji matek. Dodatkowymi zaletami tego modelu badawczego są łatwość hodowli i pobierania próbek, stosunkowo krótki okres ciąży oraz duże rozmiary miotów. Powszechnie oceniane drogi szczepień obejmują szczepienie podskórne, domięśniowe, donosowe i śródskórne. Nieterminalne pobieranie próbek w celu chronologicznego wykrycia odpowiedzi immunologicznej na te szczepienia obejmuje pobieranie krwi, zarówno od matek, jak i kociąt, oraz mleka od karmiących samic. W tym artykule przedstawimy techniki wykorzystane przez nasze laboratorium w badaniach nad szczepieniami matek u królików białych z Nowej Zelandii (Oryctolagus cuniculus), w tym immunizacją donosową i zbieraniem mleka.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania nad szczepieniami matek i transferem przeciwciał są nieocenione z wielu powodów, ponieważ jest to początkowa droga transferu odporności i późniejszej ochrony przed patogenami i chorobami u noworodków i niemowląt. Szczepienia matek mogą potencjalnie pozytywnie wpłynąć zarówno na zdrowie matki, jak i niemowlęcia/dziecka na poziomie globalnym, zmniejszając zachorowalność i śmiertelność związaną z niektórymi patogenami w tym wrażliwym okresie1. Głównym celem tej strategii jest zwiększenie poziomu swoistych przeciwciał matczynych przez cały okres ciąży. Przeciwciała te mogą być następnie przenoszone do noworodka i niemowlęcia na poziomie wystarczającym do ochrony przed infekcjami, dopóki ich układ odpornościowy nie dojrzeje do odpowiedniego reagowania na wyzwania1,2,3. Wcześniejsze prace wykazały, że wyższe miana przeciwciał po urodzeniu są związane albo z pełną ochroną, albo opóźnionym początkiem i zmniejszonym nasileniem wielu różnych chorób zakaźnych u noworodków, w tym tężca, krztuśca, syncytialnego wirusa oddechowego (RSV), grypy i zakażeń paciorkowcowych grupy B1,2,3.

U ludzi przeciwciała matki są przenoszone pasywnie przez łożysko, a także są przenoszone przez mleko matki poprzez karmienie. Wcześniejsze prace wykazały, że poziomy IgA swoiste dla HIV w mleku matki zakażonej wirusem były związane ze zmniejszoną transmisją wirusa po urodzeniu, co sugeruje ochronną rolę mleka matki anty-HIV IgA4. Badania na naczelnych wykazały, że immunizacja przeciwko HIV może wywołać znaczącą odpowiedź przeciwciał w mleku matki i chociaż podobne odpowiedzi IgG w surowicy zostały wywołane po uodparnieniu ogólnoustrojowym w porównaniu z szczepieniem błony śluzowej, immunizacja błony śluzowej wywołała znacznie wyższą odpowiedź IgA w klasie milk5,6.

Identyfikacja odpowiedniego translacyjnie modelu zwierzęcego do tych badań powinna uwzględniać typ łożyska i mechanizmy pasywnego transferu przeciwciał, a także transfer przeciwciał przez mleko matki. Istnieją trzy główne typy łożyska u ssaków w zależności od typów tkanek i warstw na granicy matczyno-płodowej, w tym hemochorial (naczelne, gryzonie i króliki), śródbłonek (mięsożercy) i nabłonek (konie, świnie i przeżuwacze). Łożysko krwiokosmiczne jest najbardziej inwazyjnym typem, umożliwiającym bezpośrednią komunikację między dopływem krwi matki a kosmówką, czyli najbardziej zewnętrzną błoną płodu. W oparciu o liczbę warstw trofoblastu, istnieje kilka odmian łożyska hemochorialnego, w tym łożysko hemomonochoralne występujące u naczelnych, łożysko hemodichorialne u królików oraz łożysko hemotrichorialne obserwowane u szczurów i myszy7. Ten bezpośredni kontakt między dopływem krwi matki a kosmówką pozwala na bierne przenoszenie przeciwciał przez łożysko podczas ciąży. IgG jest jedyną klasą przeciwciał, która znacząco przekracza ludzką klasę łożyska8, podczas gdy IgA jest dominującą klasą Ig występującą w mleku matki 9. Spośród naukowo istotnych modeli tylko naczelne (w tym ludzie), króliki i świnki morskie przenoszą IgG w macicy i IgA w klasie milk10,11. Dlatego model królika obejmuje czynniki porównywalne z tymi u ludzi, które kontrolują przezłożyskowy transfer IgG i laktacyjny transfer IgA.

Oprócz tego, że służy jako wyjątkowy model dla odporności matki i opracowania szczepionki, podobieństwa między jamami nosowymi królika i człowieka czynią je odpowiednim modelem dla immunizacji donosowej. Objętość jamy nosowej królika jest bardziej zbliżona do ludzkiej niż do modeli gryzoni opartych na względnej masie ciała12. Dodatkowo, Casteleyn i in. 12 wykazali, że tkanka limfatyczna związana z nosem (NALT) jest bardziej obszerna u królików w porównaniu z gryzoniami. NALT znajduje się głównie w brzusznym i brzuszno-przyśrodkowym aspekcie brzusznego przewodu nosowego oraz w bocznym i grzbietowo-bocznym aspekcie ujścia nosowo-gardłowego u królików, podczas gdy u gryzoni tkanka limfatyczna jest obecna tylko wzdłuż brzusznego aspektu ujścia nosowo-gardłowego12. U królików struktura i lokalizacja limfocytów śródnabłonkowych i blaszki właściwej, a także izolowanych pęcherzyków limfoidalnych, są podobne do ludzkich12.

Dodatkowe zalety wykorzystania królika jako modelu odporności matczynej i śluzówkowej obejmują jego wysoką płodność i stosunkowo krótki okres ciąży. Duże naczynia krwionośne małżowiny usznej pozwalają na stosunkowo łatwy dostęp do dużych ilości krwi do seryjnych pobrań. Można pobrać różne próbki błony śluzowej do testów odpowiedzi przeciwciał swoistych dla antygenu, w tym mleko matki13 (podczas laktacji), wydzieliny śluzówkowe lub płukanie (np. oral14,15,16, płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe13,17,18,19, pochwy20,21,22) i feces20,23,24,25. Próbki mleka można łatwo pobrać w okresie laktacji, aby ocenić obecność odpowiedzi przeciwciał specyficznych dla antygenu. Chociaż nie jest ich tak dużo, jak u ludzi i myszy, dostępna jest szeroka gama odczynników eksperymentalnych do badań i testów specyficznych dla królików. W tym artykule opiszemy i zademonstrujemy immunizację donosową i pobieranie mleka u królików nowozelandzkich białych (Oryctolagus cuniculus).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone i wykonane zgodnie z polityką IACUC Uniwersytetu Duke'a.

UWAGA: Potrzebne materiały są podane w Tabeli Materiałów.

1. Uspokojenie i znieczulenie królika

  1. Uspokoić samicę królika (dojrzałą płciowo; w wieku około 5-30 miesięcy), podając acepromazynę domięśniowo (IM) w dawce 1 mg/kg. W zależności od wielkości zwierzęcia należy użyć strzykawki o pojemności 1 lub 3 ml z igłą o masie 25 g. Mięśnie osiowe są preferowanym miejscem wstrzyknięcia domięśniowego.
    UWAGA: Acepromazyna może być również podawana podskórnie, ale IM jest preferowany przez laboratorium, ponieważ działa szybciej i zmniejsza częstość występowania zmian skórnych.
  2. Odczekaj 10-15 minut, aby acepromazyna zaczęła działać.
  3. Znieczulij królika izofluranem, umieszczając połączony stożek nosowy na nosie zwierzęcia. Dostosuj waporyzator do 4% izofluranu w połączeniu z tlenem do 4 litrów/minutę. Króliki mają dużą awersję do izofluranu, dlatego podczas maskowania zwierzęcia konieczna jest odpowiednia powściągliwość.
  4. Po całkowitym znieczuleniu, zgodnie z oceną za pomocą małżowiny usznej, pedału i/lub odruchu powiekowego, nałóż lubrykant okulistyczny na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu oczu i późniejszemu owrzodzeniu rogówki.
  5. Stale monitoruj odruchy i oddech podczas znieczulenia i zmniejsz dawkę izofluranu do 1-2% po osiągnięciu odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia.

2. Szczepienia donosowe

  1. Przygotować roztwór uodparniający przed przystąpieniem do kontaktu ze zwierzętami.
  2. Uspokój królika, jak opisano powyżej.
  3. Gdy pracownik laboratorium jest gotowy do podania szczepionki, a królik znajduje się w odpowiedniej płaszczyźnie znieczulenia, wyłącz izofluran i tlen oraz usuń stożek nosowy.
  4. Umieść królika w pozycji leżącej grzbietowej i podeprzyj szyję i głowę pod kątem około 45°, który umożliwia łatwy dostęp i wizualizację obu nozdrzy przez członka laboratorium podającego szczepionkę.
  5. Załadować do pipety nie więcej niż 100 μl roztworu szczepionki i szybko podać roztwór do każdego nozdrza. Pipetę należy trzymać pod kątem około 45°, pod kątem w kierunku przyśrodkowej części przewodu nosowego.
    UWAGA: Celem immunizacji jest kontakt roztworu z błoną śluzową nozdrzy, dlatego końcówki nie należy umieszczać w nozdrzach, ponieważ może to spowodować otarcie lub podrażnienie tkanek błony śluzowej i potencjalnie wpłynąć na immunogenność szczepionki podawanej donosowo. Szczepionkę należy podać szybko i w ten sam sposób w drugi środek.
  6. Po podaniu w oba kanały nosowe należy utrzymywać królika w pozycji leżącej grzbietowej przez 30 sekund, aby zminimalizować wyciek roztworu szczepionki.
    UWAGA: Laboratorium zazwyczaj podaje jednorazowo nie więcej niż 100 μl na nozdrze. Jeżeli ma być podana większa objętość, maksymalnie 500 μl, szczepionka może być podawana w podwielokrotnościach 100 μl z 30-sekundowym okresem odpoczynku między szczepieniami i powtarzaniem dodatkowych podań szczepionki, z 30-sekundowym odpoczynkiem między każdym podaniem, aż do podania całkowitej objętości szczepionki.
  7. Po szczepieniu umieść królika na brzuszku w celu wyzdrowienia i ściśle monitoruj zwierzę, aż będzie w stanie utrzymać pozycję leżącą mostka.

3. Odbiór mleka

  1. Uspokój królika w okresie laktacji, jak opisano powyżej.
  2. Oczyść skórę nad żyłą brzeżną ucha wacikiem/chusteczką nasączoną alkoholem.
  3. Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml i igły 25 g podać dożylnie około 1-2 j.m. oksytocyny przez żyłę ucha brzeżnego w celu wywołania upływu mleka.
    UWAGA: Ze względu na rozluźnienie mięśni gładkich często królik oddaje mocz lub kał po podaniu oksytocyny.
  4. Po podaniu oksytocyny należy uciskać miejsce wstrzyknięcia kawałkiem gazy.
  5. Trzymając maskę anestezjologiczną na nosie królika, podeprzyj królika na jego tylnych kończynach.
    UWAGA: Pobieranie mleka można również przeprowadzić ze zwierzęciem w pozycji bocznej, ale laboratorium stwierdza, że pobieranie mleka jest łatwiejsze, gdy królik jest podparty na zadzie z asystentem trzymającym królika w pozycji pionowej za pomocą maski anestezjologicznej.
  6. Otwórz sterylną rurkę, aby przygotować się do pobrania mleka i zlokalizuj tkankę sutkową i związane z nią smoczki. Strzyki są zazwyczaj otoczone mokrym futrem po niedawnym karmieniu, a tkanka sutka jest łatwo wyczuwalna, gdy jest pełna mleka.
  7. Chwyć tkankę sutkową związaną ze smoczkiem między kciukiem a palcem wskazującym i delikatnie uciskaj tkankę gruczołową w kierunku smoczka. Umieścić probówkę zbiorczą nad smoczkiem, aby zebrać odciągnięte mleko.
    UWAGA: Czasami może minąć kilka minut, zanim oksytocyna zacznie działać, a produkcja mleka wydaje się różnić w zależności od gruczołów sutkowych. Jeśli odciąganie pokarmu nie powiedzie się, odczekaj kilka minut lub obróć do dodatkowych gruczołów mlecznych. Mleko ze wszystkich strzyków można zebrać do tej samej fiolki. Zazwyczaj kilka mililitrów mleka można łatwo zebrać od karmiącej łani.
  8. Po pobraniu mleka należy wyłączyć izofluran i tlen i pozwolić królikowi dojść do siebie, będąc pod ścisłym nadzorem, dopóki zwierzę nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przegląd typowego projektu badania szczepienia donosowego u matki jest przedstawiony w Rysunek 1, obejmujący szczepienia, hodowlę, rozpalanie, laktację i transfer przeciwciał. Chociaż nie jest to zilustrowane, krew powinna być pobierana przed początkową immunizacją w celu wykonania pomiarów wyjściowych i przez pozostałą część badania w regularnych odstępach czasu. Krew można łatwo uzyskać przez centralną tętnicę ucha za pomocą łagodnego uspokojenia i miejscowego środka przeciwbólowego (np. l...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż nie zostało to opisane w powyższym protokole, udana hodowla królików jest niezbędna dla tego modelu matczynego i umożliwienia odbioru mleka. Króliki są łatwo hodowane przez żywe osłony w warunkach badawczych. Zaleca się, aby kozły były przenoszone do klatki w celu rozmnażania, ponieważ mogą być terytorialne i agresywne, jeśli są trzymane we własnej klatce z kozłem. Jeśli samice nie są otwarte po 15 minutach (na co wskazuje ucieczka, gryzienie lub wokalizowanie), łania powinna zostać umieszczona z powrotem w jej w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Wydziałowi Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych na Uniwersytecie Duke'a i ich zespołowi hodowlanemu za pomoc i wspaniałą opiekę nad zwierzętami. Ponadto autorzy chcieliby podziękować zespołowi PhotoPath z Zakładu Patologii za pomoc w przygotowaniu części audio i wideo manuskryptu. Prace te były wspierane przez uznaniowe fundusze badawcze z laboratorium Staats.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Immunizacja donosowa
Anesthesia Machine/VaporizerVet Equip901807
Igła podskórna (25 g)Terumo07-806-7584
Isofluran (butelka 250 ml)Patterson Veterinary07-893-13892-4%
Strzykawka Luer Lock (1 mL)Air-Tite07-892-7410
Szczepionka błony śluzowejN/AN/AEksperymentalna szczepionka
stożek nosowyMcCulloch Medical07891-1097
Końcówki do pipetVWR53503-290
PiperVWR89079-962
PromAce (maleinian acepromazyny)Boehringer Ingelheim07-893-57341mg/kg IM
Puralube Sterylny Maść okulistycznaDechra07-888-2572
Milk Collection
Alcohol Prep 2-warstwowyCovidien07-839-8871
Maszyna anestezjologiczna/parownikVet Equip901807
Igły podskórne (25 g)Terumo07-806-7584
Isofluran (butelka 250 ml)Patterson Veterinary07-893-13892-4%
Strzykawka Luer Lock (1 ml)Air-Tite07-892-7410
Gąbka włókninowa (4x4)Covidien07-891-5815
Stożek nosowyMcCulloch Medical07891-1097
PromAce (maleinian acepromazyny)Boehringer Ingelheim07-893-57341 mg / kg IM
Puralube Sterylny Maść oftalmicznaDechra07-888-2572
Sterylna fiolka stożkowa (15 ml)Falcon14-959-49B

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Munoz, F. M. Current Challenges and Achievements in Maternal Immunization Research. Frontiers in Immunology. 9, 436(2018).
  2. Kachikis, A., Englund, J. A. Maternal immunization: Optimizing protection for the mother and infant. The Journal of Infection. 72, Suppl 83-90 (2016).
  3. Omer, S. B. Maternal Immunization. The New England Journal of Medicine. 376 (13), 1256-1267 (2017).
  4. Pollara, J., et al. Association of HIV-1 Envelope-Specific Breast Milk IgA Responses with Reduced Risk of Postnatal Mother-to-Child Transmission of HIV-1. Journal of Virology. , 01560(2015).
  5. Fouda, G. G. A., et al. Mucosal Immunization of Lactating Female Rhesus Monkeys with a Transmitted/Founder HIV-1 Envelope Induces Strong Env-Specific IgA Antibody Responses in Breast Milk. Journal of Virology. 87 (12), 6986-6999 (2013).
  6. Nelson, C. S., et al. Combined HIV-1 Envelope Systemic and Mucosal Immunization of Lactating Rhesus Monkeys Induces Robust IgA-Isotype B Cell Response in Breast Milk. Journal of Virology. 90 (10), 4951-4965 (2016).
  7. Furukawa, S., Kuroda, Y., Sugiyama, A. A comparison of the histological structure of the placenta in experimental animals. Journal of Toxicologic Pathology. 27 (1), 11-18 (2014).
  8. Palmeira, P., Quinello, C., Silveira-Lessa, A. L., Zago, C. A., Carneiro-Sampaio, M. IgG placental transfer in healthy and pathological pregnancies. Clinical & Developmental Immunology. 2012, 985646(2012).
  9. Macchiaverni, P., et al. Mother to child transfer of IgG and IgA antibodies against Dermatophagoides pteronyssinus. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (6), 619-627 (2011).
  10. Pentsuk, N., vander Laan, J. W. An interspecies comparison of placental antibody transfer: new insights into developmental toxicity testing of monoclonal antibodies. Birth Defects Research Part B Developmental and Reproductive Toxicology. 86 (4), 328-344 (2009).
  11. Butler, J. E., Rainard, P., Lippolis, J., Salmon, H., Kacskovics, I., et al. Mucosal Immunology. Mestecky, J., et al. , Academic Press. Ch. 116 2269-2306 (2015).
  12. Casteleyn, C., Broos, A. M., Simoens, P., Vanden Broeck, W. NALT (nasal cavity-associated lymphoid tissue) in the rabbit. Veterinary Immunology Immunopathology. 133 (2-4), 212-218 (2010).
  13. Peri, B. A., et al. Antibody content of rabbit milk and serum following inhalation or ingestion of respiratory syncytial virus and bovine serum albumin. Clinical and Experimental Immunology. 48 (1), 91-101 (1982).
  14. Fukuizumi, T., Inoue, H., Tsujisawa, T., Uchiyama, C. Tonsillar application of killed Streptococcus mutans induces specific antibodies in rabbit saliva and blood plasma without inducing a cross-reacting antibody to human cardiac muscle. Infection and Immunity. 65 (11), 4558-4563 (1997).
  15. Saeed, M. I., Omar, A. R., Hussein, M. Z., Elkhidir, I. M., Sekawi, Z. Development of enhanced antibody response toward dual delivery of nano-adjuvant adsorbed human Enterovirus-71 vaccine encapsulated carrier. Human Vaccines & Immunotherapeutics. 11 (10), 2414-2424 (2015).
  16. Ma, Y., et al. Vaccine delivery to the oral cavity using coated microneedles induces systemic and mucosal immunity. Pharmaceutical Research. 31 (9), 2393-2403 (2014).
  17. Jarvinen, L. Z., Hogenesch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Induction of protective immunity in rabbits by coadministration of inactivated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Infection and Immunity. 66 (8), 3788-3795 (1998).
  18. Suckow, M. A., Bowersock, T. L., Nielsen, K., Grigdesby, C. F. Enhancement of respiratory immunity to Pasteurella multocida by cholera toxin in rabbits. Laboratory Animals. 30 (2), 120-126 (1996).
  19. Jarvinen, L. Z., HogenEsch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Intranasal vaccination of New Zealand white rabbits against pasteurellosis, using alginate-encapsulated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Comparative Medicine. 50 (3), 263-269 (2000).
  20. Winchell, J. M., Routray, S., Betts, P. W., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal and systemic antibody responses to a C4/V3 construct following DNA vaccination of rabbits via the Peyer's patch. The Journal of Infectious Diseases. 178 (3), 850-853 (1998).
  21. Wegmann, F., et al. A novel strategy for inducing enhanced mucosal HIV-1 antibody responses in an anti-inflammatory environment. PLoS One. 6 (1), 15861(2011).
  22. Winchell, J. M., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal immune response to an HIV C4/V3 peptide following nasal or intestinal immunization of rabbits. AIDS Research and Human Retroviruses. 13 (10), 881-889 (1997).
  23. Knudsen, C., et al. Quantitative feed restriction rather than caloric restriction modulates the immune response of growing rabbits. The Journal of Nutrition. 145 (3), 483-489 (2015).
  24. Ciarlet, M., et al. Subunit rotavirus vaccine administered parenterally to rabbits induces active protective immunity. Journal of Virology. 72 (11), 9233-9246 (1998).
  25. Denchev, V., Mitov, I., Marinova, S., Linde, K. Local and systemic immune response in rabbits after intraintestinal immunization with a double-marker attenuated strain of Salmonella typhimurium. Journal of Hygiene, Epidemiology, Microbiology, and Immunology. 32 (4), 457-465 (1988).
  26. Watson, D. L. Immunological functions of the mammary gland and its secretion--comparative review. Australian Journal of Biological Sciences. 33 (4), 403-422 (1980).
  27. Lascelles, A. K., McDowell, G. H. Localized humoral immunity with particular reference to ruminants. Transplantation Reviews. 19, 170-208 (1974).
  28. Jones, D. I., et al. Optimized Mucosal Modified Vaccinia Virus Ankara Prime/Soluble gp120 Boost HIV Vaccination Regimen Induces Antibody Responses Similar to Those of an Intramuscular Regimen. Journal of Virology. 93 (14), (2019).
  29. Rabbit Tracks: Breeding Techniques and Management. Michigan State University. , Available from: https://www.canr.msu.edu/resources/rabit tracks breeding techniques and management (2020).
  30. Patton, N. M. The Biology of the Laboratory Rabbit. Manning, P. J., Ringler, D. H., Newcomer, C. E. , Academic Press. Ch. 2 27-45 (1994).
  31. Nowland, M. H., Brammer, D. W., Garcia, A., Rush, H. G. Laboratory Animal Medicine. Fox, J. G., et al. , Academic Press. Ch. 10 411-461 (2015).
  32. Attia, Y. A., Al-Hanoun, A., El-Din, A. E., Bovera, F., Shewika, Y. E. Effect of bee pollen levels on productive, reproductive and blood traits of NZW rabbits. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition. 95 (3), 294-303 (2011).
  33. Feussner, E. L., Lightkep, G. E., Hennesy, R. A., Hoberman, A. M., Christian, M. S. A decade of rabbit fertility data: study of historical control animals. Teratology. 46 (4), 349-365 (1992).
  34. Manal, A. F., Tony, M. A., Ezzo, O. H. Feed restriction of pregnant nulliparous rabbit does: consequences on reproductive performance and maternal behaviour. Animal Reproduction Science. 120 (1-4), 179-186 (2010).
  35. Marai, I. F., Ayyat, M. S., Abd el-Monem, U. M. Growth performance and reproductive traits at first parity of New Zealand white female rabbits as affected by heat stress and its alleviation under Egyptian conditions. Tropical Animal Health and Production. 33 (6), 451-462 (2001).
  36. Rodríguez, M., et al. A diet supplemented with n-3 polyunsaturated fatty acids influences the metabomscic and endocrine response of rabbit does and their offspring. Journal of Animal Science. 95 (6), 2690-2700 (2017).
  37. Salem, A. A., El-Shahawy, N. A., Shabaan, H. M., Kobeisy, M. Effect of punicalagin and human chorionic gonadotropin on body weight and reproductive traits in maiden rabbit does. Veterinary and Animal Science. 10, 100140(2020).
  38. Sirotkin, A. V., Parkanyi, V., Pivko, J. High temperature impairs rabbit viability, feed consumption, growth and fecundity: examination of endocrine mechanisms. Domestic Animal Endocrinology. 74, 106478(2020).
  39. Sun, L., et al. Effect of light intensity on ovarian gene expression, reproductive performance and body weight of rabbit does. Animal Reproduction Science. 183, 118-125 (2017).
  40. El-Gayar, M., et al. Pregnancy detectuib ub rabbits by ultrasonography as compared to manual palpation. Egyptian Journal of Animal Production. 51 (3), 196-199 (2014).
  41. Nason, K. S., Binder, N. D., Labarta, J. I., Rosenfeld, R. G., Gargosky, S. E. IGF-II and IGF-binding proteins increase dramatically during rabbit pregnancy. The Journal of Endocrinology. 148 (1), 121-130 (1996).
  42. Haneda, R., et al. Changes in blood parameters in pregnant Japanese White rabbits. The Journal Toxicological Sciences. 35 (5), 773-778 (2010).
  43. Mizoguchi, Y., et al. Changes in blood parameters in New Zealand White rabbits during pregnancy. Laboratory Animals. 44 (1), 33-39 (2010).
  44. Salem, A. A., Gomaa, Y. A. Effect of combination vitamin E and single long-acting progesterone dose on enhancing pregnancy outcomes in the first two parities of young rabbit does. Animal Reproduction Science. 150 (1-2), 35-43 (2014).
  45. Maertens, L., Lebas, F., Szendro, Z. Rabbit milk: A review of quantity, quality and non-dietary affecting factors. World Rabbit Science. 14 (4), 205-230 (2006).
  46. Pekow, C. A. The Laboratory Rabbit, Guinea Pig, Hamster, and Other Rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press. 243-258 (2012).
  47. Jenness, R. Lactational Performance of Various Mammalian-Species. Journal of Dairy Science. 69 (3), 869-885 (1986).
  48. Yoshiyama, Y., Brown, W. R. Specific antibodies to cholera toxin in rabbit milk are protective against Vibrio cholerae-induced intestinal secretion. Immunology. 61 (4), 543-547 (1987).
  49. Gwinn, W. M., et al. Effective induction of protective systemic immunity with nasally administered vaccines adjuvanted with IL-1. Vaccine. 28 (42), 6901-6914 (2010).
  50. Sloat, B. R., Cui, Z. Evaluation of the immune response induced by a nasal anthrax vaccine based on the protective antigen protein in anaesthetized and non-anaesthetized mice. Journal of Pharmcy and Pharmacology. 58 (4), 439-447 (2006).
  51. Janakova, L., et al. Influence of intravenous anesthesia on mucosal and systemic antibody responses to nasal vaccines. Infection and Immunity. 70 (10), 5479-5484 (2002).
  52. Fuentes, J. M., et al. General anesthesia delays the inflammatory response and increases survival for mice with endotoxic shock. Clinical and Vaccine Immunology. 13 (2), 281-288 (2006).
  53. Lee, Y. -M., Song, B. C., Yeum, K. -J. Impact of Volatile Anesthetics on Oxidative Stress and Inflammation. BioMed Research International. 2015, 242709(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Transfer przeciwciaodporno luz wkowapobieranie krwipomiar IgGdetekcja IgAodporno pasywna

Powiązane artykuły