Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Niedobór środków powierzchniowo czynnych w połączeniu ze szkodliwą wentylacją skutkuje powtarzalnym modelem zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS)

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62327

⸱

7 kwietnia 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Charité – Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie Universität Berlin, Humboldt Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Campus Charité Mitte and Campus Virchow-Klinikum, 2Chair for Medical Information Technology, RWTH Aachen University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Kombinacja wymywania środka powierzchniowo czynnego za pomocą 0,9% soli fizjologicznej (35 mL/kg masy ciała, 37 °C) i wentylacji o dużej objętości oddechowej z niskim PEEP powodującym umiarkowane uszkodzenie płuc wywołane respiratorem (VILI) skutkuje eksperymentalnym zespołem ostrej niewydolności oddechowej (ARDS). Metoda ta zapewnia model uszkodzenia płuc z niską/ograniczoną zdolnością rekrutacyjną do badania wpływu różnych strategii wentylacji przez dłuższy czas.

Streszczenie

Istnieją różne modele zwierzęce do badania złożonych patomechanizmów zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS). Modele te obejmują między innymi infuzję pulmo-tętniczą kwasu oleinowego, infuzję endotoksyn lub bakterii, podwiązanie i nakłucie jelita ślepego, różne modele zapalenia płuc, modele niedokrwienia/reperfuzji płuc i oczywiście modele zubożenia środków powierzchniowo czynnych. Wyczerpanie środków powierzchniowo czynnych powoduje szybkie, powtarzalne pogorszenie wymiany gazowej w płucach i hemodynamiki i może być wywołane u znieczulonych świń za pomocą powtarzających się płukania płuc 0,9% soli fizjologicznej (35 ml/kg masy ciała, 37 °C). Model wyczerpania środków powierzchniowo czynnych wspiera badania za pomocą standardowego monitorowania oddechowego i hemodynamicznego za pomocą urządzeń stosowanych klinicznie. Ale model cierpi ze względu na stosunkowo wysoką rekrutację, a wentylacja z wysokim ciśnieniem w drogach oddechowych może natychmiast zmniejszyć nasilenie urazu poprzez ponowne otwarcie niedodmy płuc. W związku z tym model ten nie nadaje się do badań reżimów respiratorów, które wykorzystują wysokie ciśnienie w drogach oddechowych. Połączenie zubożenia środków powierzchniowo czynnych i szkodliwej wentylacji z dużą objętością oddechową/niskim dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym (wysokie Tv/niskie PEEP) w celu spowodowania uszkodzenia płuc wywołanego respiratorem (VILI) zmniejszy zdolność rekrutacji powstałego uszkodzenia płuc. Korzyści płynące z terminowej indukcji i możliwości przeprowadzenia badań eksperymentalnych w warunkach porównywalnych z oddziałem intensywnej terapii są zachowane.

Wprowadzenie

Śmiertelność zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS) utrzymuje się na wysokim poziomie powyżej 40%1 pomimo intensywnych badań od czasu jego pierwszego opisu przez Ashbougha i Petty'ego w 1967 roku2. Oczywiście badania nad nowymi podejściami terapeutycznymi są ograniczone w klinice ze względu na obawy etyczne i brak standaryzacji podstawowych patologii, warunków otoczenia i leków skojarzonych, podczas gdy modele zwierzęce umożliwiają systematyczne badania w standardowych warunkach.

Tak więc, eksperymentalny ARDS został wywołany zarówno u dużych zwierząt (np. świń), jak i małych zwierząt (np. gryzoni) przy użyciu różnych metod, takich jak płucno-tętniczy wlew kwasu oleinowego, dożylny (i.v.) wlew bakterii i endotoksyn, lub modele podwiązania i nakłucia jelita ślepego (CLP) powodujące ARDS wywołane sepsą. Ponadto stosuje się bezpośrednie urazy płuc spowodowane oparzeniami i wdychaniem dymu lub niedokrwieniem/reperfuzją płuc (I/R)3. Jednym z często stosowanych modeli bezpośredniego uszkodzenia płuc jest zubożenie środków powierzchniowo czynnych za pomocą płukania płuc, jak po raz pierwszy opisali Lachmann i wsp. w perliczkach 4.

Zubożenie środków powierzchniowo czynnych to wysoce powtarzalna metoda, która szybko prowadzi do zakłóceń w wymianie gazowej i hemodynamice5. Dużą zaletą jest możliwość stosowania detrupantów powierzchniowo czynnych u dużych gatunków, co umożliwia wspomaganie badań klinicznie stosowanymi respiratorami mechanicznymi, cewnikami i monitorami. Jednak główną wadą modelu zubożenia środków powierzchniowo czynnych jest natychmiastowa rekrutacja obszarów płuc niedodmy za każdym razem, gdy stosowane jest wysokie ciśnienie w drogach oddechowych lub manewry rekrutacyjne, takie jak ułożenie na brzuchu. W związku z tym model nie nadaje się do badania, np. automatycznej wentylacji z wysokim poziomem PEEP przez dłuższy czas6. Yoshida i wsp. opisali połączenie zubożenia środków powierzchniowo czynnych i wentylacji z wysokimi wdechowymi ciśnieniami w drogach oddechowych w celu wywołania eksperymentalnego ARDS7, ale ich model wymaga skomplikowanego utrzymania ciśnienia parcjalnego tlenu (PaO2) w predefiniowanym korytarzu poprzez wielokrotne pobieranie gazometrii krwi i dostosowanie ciśnienia napędowego zgodnie z przesuwaną tabelą ciśnienia wdechowego i PEEP.

Ogólnie rzecz biorąc, model z nadmiernie agresywną szkodliwą wentylacją lub pracochłonnym, powtarzającym się dostosowywaniem reżimu wentylacji może spowodować strukturalne uszkodzenie płuc, które jest zbyt poważne i prowadzi do późniejszej niewydolności wielonarządowej. W związku z tym niniejszy artykuł zawiera szczegółowy opis łatwo wykonalnego modelu wyczerpania środków powierzchniowo czynnych oraz wentylacji szkodliwej z wysokim Tv/niskim PEEP do indukcji eksperymentalnych ARDS, co wspiera badania z klinicznie stosowanymi parametrami wentylacji przez dłuższy czas.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty zostały przeprowadzone na Wydziale Medycyny Doświadczalnej Charité - Medycyny Uniwersyteckiej, Berlin, Niemcy (certyfikat zgodnie z EN DIN ISO 9001:2000) i zostały zatwierdzone przez władze federalne ds. badań na zwierzętach w Berlinie, Niemcy, przed eksperymentami (G0229/18). We wszystkich doświadczeniach zastosowano zasady opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i są one zgodne z wytycznymi Europejskiego i Niemieckiego Towarzystwa Nauk o Zwierzętach Laboratoryjnych.

1. Zwierzęta laboratoryjne i dobrostan zwierząt

  1. Wszystkie doświadczenia należy przeprowadzić na głęboko znieczulonych samcach świń (German Landrace × Large White) w wieku 3-4 miesięcy o masie ciała (m.c.) 30-40 kg.

2. Znieczulenie, intubacja i wentylacja mechaniczna

  1. Nie podawaj suchej karmy przez 12 godzin przed znieczuleniem, aby uniknąć pełnego żołądka świń. Zapewnij swobodny dostęp do wody i słomy/siana, aby zminimalizować stres.
  2. Premedykacja polegająca na domięśniowym wstrzyknięciu kombinacji azaperonu (3 mg/kg masy ciała), atropiny (0,03 mg/kg masy ciała), ketaminy (25 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (3,5 mg/kg masy ciała) do mięśni szyi świni, podczas gdy zwierzęta są nadal trzymane w pomieszczeniach inwentarskich w celu zminimalizowania stresu.
    UWAGA: Codzienny trening głaskania szyi zwierzęcia podczas karmienia kilkoma kostkami cukru przed eksperymentem i stosowania zastrzyku podczas karmienia kostkami cukru w wyszkolony sposób ułatwi płynną premedykację i jeszcze bardziej zmniejszy stres.
    1. Umieść zwierzę na noszach i zakryj oczy szmatką do transportu, gdy osiągniesz odpowiedni poziom znieczulenia.
    2. Przenieś świnię na salę operacyjną i zawsze upewnij się, że
      3. oddychanie jest wystarczające.
    3. Weź butlę z tlenem, rurkę montażową i maskę, aby zapewnić dodatkowy tlen podczas transportu świń, jeśli pomieszczenia inwentarskie nie przylegają do laboratorium.
    4. Umieść świnię w pozycji leżącej i wstępnie natlenić maską dopasowaną do pyska zwierzęcia za pomocą dużego przepływu tlenu (np. 10 l/min).
  3. Użyj cewnika do żył obwodowych (zwykle 18 lub 20 G), aby uzyskać dostęp żylny. Umieść cewnik do żył obwodowych w jednej z żył usznych po zabiegu wycierania za pomocą wymiany alkoholu.
    1. Rozpocznij infuzję od zbilansowanego roztworu krystaloidów i upewnij się, że cewnik jest prawidłowo umieszczony w celu późniejszej infuzji środków znieczulających.
    2. Wlać w infuzji 500 ml zbilansowanego roztworu krystaloidu w bolusie dożylnym, a następnie w ciągłym wlewie 4 ml/kg/h w celu wsparcia płynów.
    3. Rozpocznij monitorowanie obwodowego nasycenia tlenem (SpO2), zabezpieczając czujnik SpO2 w jednym z uszu lub ogonie.
  4. Wywołać znieczulenie przez wstrzyknięcie propofolu (około 5-10 mg/kg - dokładna dawka zależy od działania premedykacji i różni się w zależności od zwierzęcia) do intubacji ustno-tchawiczej.
    UWAGA: Wcześniejsze wstrzyknięcie opioidu ułatwi dalszą intubację, ale wymaga dużego doświadczenia, aby uniknąć przedwczesnego bezdechu zwierzęcia. Wstrzyknięcie 100 μg fentanylu (cytrynian fentanylu, 100 μg/ml) można powtarzać do momentu, gdy spontaniczna częstość oddechów zmniejszy się do około 20/min przed wstrzyknięciem propofolu.
  5. Zaintubuj zwierzę za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem (średnica wewnętrzna 7,5 - 8,0 mm) i laryngoskopu przeznaczonego dla dużych zwierząt (proste ostrze o długości około 25 cm).
    UWAGA: Intubacja jest najłatwiejsza w pozycji leżącej, jak szczegółowo opisali Theisen et al.8.
    1. Sprawdź położenie rurki dotchawiczej, obserwując typowy przebieg CO2 podczas wydechu na monitorze CO2 (kapnonografie).
    2. Użyj osłuchiwania, aby sprawdzić, czy obustronne dźwięki oddechu są równe.
      UWAGA: Świnie mogą być wentylowane mechanicznie z ręcznym uciskiem klatki piersiowej z obu stron, przy jednoczesnym dostarczaniu tlenu o dużym przepływie w przypadku nieudanej lub opóźnionej intubacji.
  6. Ustaw frakcję wdychanego tlenu (FIO2) na 1,0, częstotliwość oddechu na 15-20/min, objętość oddechową na 8-9 ml/kg masy ciała, stosunek wdechu do wydechu (I:E) na 1:1,5 i zastosuj dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe (PEEP) 5 cmH2O, aby rozpocząć wentylację mechaniczną. Dostosuj ustawienia, aby osiągnąć końcowe ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla (PiCO2) wynoszące 35-40 mmHg i SpO2 powyżej 95%.
    1. Stosować ciągły wlew dożylny tiopentonu (20 mg/kg/h) i fentanylu (7 μg/kg/h) w celu utrzymania znieczulenia.
      UWAGA: Niezbędne dawkowanie może się różnić w zależności od zwierzęcia i warunków eksperymentalnych. Niezbędne jest utrzymanie odpowiedniej głębokości znieczulenia w trakcie eksperymentu ze względu na dobrostan zwierząt i ze względów naukowych.
    2. Uważnie monitoruj zwierzę pod kątem reakcji stresowych/bólowych (takich jak wzrost częstości akcji serca, ciśnienia krwi lub częstości oddechów) podczas wykonywania oprzyrządowania.
      UWAGA: Oprzyrządowanie powinno być możliwe bez podawania środka zwiotczającego mięśnie, jeśli głębokość znieczulenia jest wystarczająca.
    3. Podać środek zwiotczający mięśnie, np. bromek pankuronium (0,15 mg/kg mc. dożylnie bolus, a następnie ciągły wlew 0,15 mg/kg mc. bw/h lub wielokrotne wstrzyknięcia w bolusie), jeśli w doświadczeniu konieczne jest rozluźnienie mięśni (np. przed wyczerpaniem środka powierzchniowo czynnego, przed pomiarami szkodliwego wpływu na płuca).
  7. Techniki instrumentacji
    1. Obróć zwierzę do pozycji leżącej.
    2. Zabezpiecz rurkę dotchawiczą i przewód dożylny podczas obracania zwierzęcia.
    3. Cofnij nogi za pomocą bandaży, aby rozciągnąć skórę powyżej planowanych miejsc nacięć.
    4. Wysterylizuj obszary operacyjne odpowiednim środkiem do dezynfekcji skóry, takim jak alkohol i 1% roztwór jodu.
  8. Kankaniulować żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą cewnika do żyły centralnej, a dodatkowo wprowadzić osłonkę wprowadzającą cewnika tętniczego płucnego (PAC) do tej samej żyły.
    1. Wykonać 10-centymetrowe nacięcie skóry na linii łączącej żuchwę z mostkiem (możliwa lewa lub prawa strona).
    2. Zawsze ponownie oceniaj głębokość znieczulenia i w razie potrzeby dostosuj dawkę.
    3. Oddziel tkankę podskórną i platysmę za pomocą kleszczy tkankowych i nożyczek chirurgicznych, aż widoczne będą mięśnie ramienno-głowowe i mostkowe.
    4. Kontynuuj procedurę cięcia, aby oddzielić powięź między mięśniami, aż zewnętrzna żyła szyjna będzie widoczna.
    5. Użyj techniki Seldingera9, aby kaniulować żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą cewnika do żyły centralnej i osłonki wprowadzającej w celu późniejszego wprowadzenia PAC.
      UWAGA: Nie rozszerzaj żyły za pomocą rozszerzacza, jak to ma miejsce w przypadku dostępu przezskórnego. To rozerwie żyłę. Zamknij standardowymi szwami. Rozmiary pochwy uzależnione są od wielkości wybranego PAC. Zwykle stosuje się osłonę wprowadzającą 6F (długość 10 cm) i PAC 5F o długości 75 cm u świń o masie ciała 30-40 kg.
  9. Kanniuluj tętnicę udową w celu inwazyjnego monitorowania ciśnienia krwi.
    1. Zidentyfikuj fałd między mięśniem gracilis a mięśniem sartorius tylnej nogi (możliwe jest lewe lub prawe), aby umieścić linię tętniczą.
      UWAGA: Pulsacja tętnicy udowej powinna być łatwo wyczuwalna.
    2. Kankaniulizuj tętnicę przezskórnie za pomocą techniki Seldingera9.
    3. Zastosuj bezpośrednie podejście, jeśli tętnica nie jest łatwo wyczuwalna.
      1. Przeciąć skórę nacięciem o długości 5 cm i oddzielić tkankę podskórną za pomocą kleszczy do tkanek i nożyczek chirurgicznych.
      2. Zastosuj procedurę cięcia oddzielającą powięź między mięśniami do poziomu tętnicy udowej.
        UWAGA :D nie uszkadzać naczyń odpiszczelowych poprzez wykonywanie procedury cięcia czaszki z nich.
      3. Zapętlić ligaturę wokół tętnicy udowej, aby naczynie można było zamknąć w przypadku krwawienia w miejscu nakłucia. Unikaj tego kroku, jeśli to możliwe, ponieważ utrudnia on przepływ krwi do tylnej nogi.
      4. Kanenumeracja tętnicy za pomocą techniki Seldingera9.
  10. Skalibruj przetworniki względem atmosfery (zero) i 200 mmHg (linia tętnicza) lub 50 mmHg (centralna linia żylna) i podłącz je do cewnika tętniczego i centralnej linii żylnej, aby rozpocząć monitorowanie.
    1. Umieść przetworniki ciśnienia około połowy wysokości klatki piersiowej w szacowanym położeniu prawego przedsionka.
  11. Wykonaj małe (4-5 cm) nacięcie przecinające skórę nad pęcherzem moczowym w celu cewnikowania pęcherza moczowego.
    1. Oddziel tkankę podskórną za pomocą narzędzi.
    2. Umieść szew ze sznurkiem torebkowym (o średnicy 1-2 cm) w ścianie pęcherza.
      UWAGA: Szwy nie powinny przenikać przez wszystkie warstwy ściany pęcherza, co skutkowałoby utratą moczu przez nakłucia.
    3. Wykonaj małe nacięcie w środku szwu i wprowadź cewnik moczowy.
    4. Natychmiast zatkaj balon 10 ml wody destylowanej i pociągnij cewnik w kierunku ściany pęcherza, aż poczujesz lekki opór.
    5. Zamknij szew sznurkowy wokół cewnika. Zamknij skórę za pomocą standardowych szwów.

3. Wprowadzenie cewnika do tętnicy płucnej (PAC)

  1. Sprawdź drożność balonu PAC za pomocą 0,5-1 ml powietrza w zależności od wielkości cewnika i ponownie opróżnij balon.
  2. Podłącz PAC do układu przetwornika ciśnienia i skalibruj przetwornik względem atmosfery (zero) i 100 mmHg.
  3. Wprowadzić PAC przez osłonę wprowadzającą z opróżnionym balonem na 10-15 cm (w zależności od długości osłony).
    1. Napompuj balon po opuszczeniu osłony i przesuń PAC dalej, monitorując ciśnienie i typowe kształty fal na monitorze ciśnienia.
    2. Popchnij PAC do przodu, gdy pojawiają się przebiegi typowe dla prawego przedsionka, prawej komory i tętnicy płucnej i przestają przesuwać PAC, gdy widoczny jest przebieg ciśnienia klina kapilarnego w płucach (PCWP).
    3. Zapisz PCWP po wygaśnięciu i opróżnij balon (patrz Rysunek 1 dla odpowiednich krzywych).
      UWAGA: Po opróżnieniu balonu przebieg PCWP musi zniknąć, a przebieg ciśnienia tętniczego w płucach musi być widoczny. Jeśli nie widać przebiegu ciśnienia w tętnicy płucnej, cewnik najprawdopodobniej został wprowadzony zbyt głęboko do tętnicy płucnej i osiągnął pozycję automatycznego klina. Powoduje to trwałe zamknięcie naczynia płucnego i musi być korygowane poprzez odciągnięcie cewnika do tyłu, aż do ponownego pojawienia się fali ciśnienia w tętnicy płucnej, unikając w ten sposób powikłań, np. pęknięcia naczynia płucnego10. Cewniki PAC są często przypadkowo wprowadzane do żył wątroby przez dolną żyłę główną u świń. Tak więc, jeśli sygnał ciśnienia w prawej komorze nie zostanie osiągnięty po około 30 - 50 cm, pociągnij cewnik do tyłu i zacznij wszystko od nowa.

4. Technika termorozcieńczania tętnicy płucnej do pomiarów hemodynamicznych

  1. Zmierz rzut serca (CO) techniką termorozcieńczania11.
    1. Podłącz termistor i obudowę przepływową do odpowiedniego strumienia świetlnego PAC.
    2. Następnie podłącz monitor hemodynamiczny do dystalnego portu temperatury PAC (czerwona nasadka).
    3. Ustaw monitor hemodynamiczny w wymaganym trybie, kompensując rozmiar cewnika, długość cewnika, wstrzykniętą objętość i temperaturę wstrzykniętego roztworu soli fizjologicznej.
    4. Należy wstrzyknąć odpowiednią objętość 0,9% soli fizjologicznej tak szybko, jak to możliwe (zwykle 5 lub 10 ml 0,9% soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C).
    5. Poczekaj, aż pomiar zostanie zakończony.
  2. Losowo wybierz pięć pomiarów w krótkim odstępie czasu w cyklu oddechowym respiratora.
    1. Usuń najwyższą i najniższą wartość, a pozostałe trzy wartości użyj do obliczenia średniej.
    2. Zanotuj tę średnią wartość jako pojemność minutową serca.
    3. Następnie zmierz PCWP, napompowując balon cewnika i opróżnij go po pomiarze.
    4. Do wszystkich dalszych obliczeń hemodynamicznych należy używać średniego ciśnienia tętniczego (MAP), ciśnienia tętniczego płuc (PAP), centralnego ciśnienia żylnego (CVP), PCWP i CO.
      UWAGA: Objętość soli fizjologicznej oraz temperaturę należy wprowadzić do monitora przed pomiarami. Normalna sól fizjologiczna musi być przechowywana w tej samej temperaturze (zwykle <5 °C) w celu uzyskania prawidłowych pomiarów. Należy również wprowadzić rozmiar i długość cewnika. Niektóre monitory wymagają wprowadzenia współczynnika korygującego.
    5. W przypadku badań obejmujących dokładne pomiary równowagi elektrolitowej należy użyć 5% roztworu glukozy zamiast 0,9% soli fizjologicznej.
  3. Upewnij się, że zapisałeś wszystkie parametry. Pobieraj jednocześnie próbki krwi tętniczej i mieszanej krwi żylnej na krótko przed lub po pomiarach CO, aby umożliwić obliczenie wewnątrzpłucnej zastawki od prawej do lewej.
    1. Zapisz wszystkie potrzebne ustawienia oddechowe i pomiary, aby uzupełnić zestaw danych, np. ciśnienie szczytowe, plateau i końcowe ciśnienie wydechowe.
      UWAGA: Indukcja znieczulenia, intubacja i pełne oprzyrządowanie mogą wymagać 1,5 godziny w zależności od doświadczenia i liczby badaczy.

5. Wyczerpanie surfaktantu

  1. Przewietrzyć zwierzę za pomocą FIO2 1,0.
    1. Odłącz zwierzę od respiratora.
  2. Napełnij płuca wstępnie podgrzanym 0,9% roztworem soli fizjologicznej (37 °C, 35 ml/kg) za pomocą lejka podłączonego do rurki dotchawiczej.
    1. W tym celu podnieś lejek około 1 m nad zwierzę.
      UWAGA: Ciśnienie hydrostatyczne przydzieli sól fizjologiczną do wszystkich odcinków płuc.
    2. Natychmiast przerwij napełnianie, gdy MAP spadnie poniżej <50 mmHg.
  3. Opuść lejek do poziomu gruntu, aby spuścić płyn z płukania. Podłącz zwierzę do respiratora w celu natlenienia.
  4. Poczekaj, aż zwierzę dojdzie do siebie i powtórz płukanie tak szybko, jak to możliwe, jeśli to konieczne.
    UWAGA: Konieczność dalszego płukania jest określona przez stosunek PaO2/FIO2.
    1. Próbkę gazometrii krwi tętniczej należy pobrać po 5 minutach po każdym płukaniu.
    2. Powtarzaj płukanie, aż stosunek PaO2/FIO2 (wskaźnik Horowitza) spadnie poniżej 100 mmHg przez co najmniej 5 minut przy FIO2 1,0 i PEEP > 5 cmH2O.
      UWAGA: Częstość oddechów musi być dostosowana w okresie płukania, aby utrzymać pH tętnic powyżej 7,25, aby zapobiec dekompensacji hemodynamicznej.
  5. Należy pamiętać, że ten model zwierzęcy opiera się na połączeniu zubożenia środków powierzchniowo czynnych i VILI.
    UWAGA: Płukanie zostanie zatrzymane, gdy stosunek PaO2/FIO2 pozostanie poniżej 100 przez 5 minut, a NIE po 60 minutach, jak opublikowano wcześniej dla modelu wymywania środka powierzchniowo czynnego bez VILI5.
    1. Rozpocznij od wentylacji o wysokim Tv/niskim PEEP po osiągnięciu docelowego PaO2/FIO2.
      UWAGA: W przeciwnym razie zbyt agresywne zubożenie środków powierzchniowo czynnych w połączeniu z VILI spowoduje niewydolność wielonarządową i zagrozi eksperymentowi. Czas wyczerpywania się środków powierzchniowo czynnych różni się w zależności od zwierzęcia, ponieważ celem jest zdefiniowany PaO2 / FIO2 . Może to potrwać od 45 minut do 1,5 godziny.

6. Szkodliwa wentylacja z dużą objętością pływów/niskim PEEP (wysokie Tv/niskie PEEP)

  1. Zachowaj fio2 z 1.0.
  2. Ustaw wentylator na gwarantowany objętość, tryb wentylacji sterowanej ciśnieniem.
  3. Zwiększ próg alarmowy dla szczytowego ciśnienia wdechowego do 60 mbar.
    UWAGA: Wentylator powinien wywierać ciśnienie wdechowe do 60 mbar, ale nie wyższe.
  4. Zmniejsz częstość oddechów do 12/min i ustaw stosunek wdechu do wydechu (I:E) na 1:1,5 (co daje czas wdechu 2 s i czas wydechu 3 s).
  5. Powoli zwiększaj objętość oddechową do 17 ml/kg masy ciała przez co najmniej 2 minuty.
    1. Nie zwiększaj dalej objętości oddechowej, jeśli zostanie osiągnięte ciśnienie wdechowe 60 mbar.
      UWAGA: Ograniczone ciśnienie wdechowe może skutkować objętością oddechową poniżej 17 ml/kg masy ciała, w zależności od uszkodzenia płuc po wypłukaniu środka powierzchniowo czynnego. Nagły wzrost objętości oddechowej może spowodować barotraumę lub dekompensację hemodynamiczną. Dlatego niezwykle ważne jest, aby powoli zwiększać objętość pływów przez kilka minut.
  6. Zmniejsz PEEP do 2 mbar.
  7. Wietrzyć zwierzę przez maksymalnie 2 godziny (patrz Rysunek 2 dla ustawień wentylatora i krzywej przepływu).
    UWAGA: Wentylacja z dużą objętością oddechową spowoduje dobre natlenienie zwierzęcia, ale cykliczne prawie całkowite napompowanie i opróżnienie powoduje uszkodzenie strukturalne płuc. Uszkodzeń strukturalnych nie można odwrócić za pomocą manewrów rekrutacyjnych, pozycji na brzuchu, wysokiego PEEP itp. Wynikająca z tego szkoda musi być tolerowana przez cały czas trwania dochodzenia. W zależności od następującego eksperymentu i czasu trwania badania może być wymagany krótszy czas wentylacji przy wysokim Tv/niskim PEEP
    8. .

7. Koniec eksperymentu i eutanazja

  1. Upewnij się, że wszystkie pomiary protokołu eksperymentalnego, które nastąpią po indukcji uszkodzenia płuc, zostały wykonane.
  2. Wstrzyknąć fentanyl (co najmniej 0,5 mg) dodatkowo do znieczulenia ciągłego i odczekać co najmniej 5 minut. Szybko wstrzyknąć tiopental (co najmniej 1000 mg), a następnie co najmniej 60 mmol potasu za pomocą linii centralnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosunek PaO2/FIO2 spadł podczas wypłukiwania surfaktantu u wszystkich zwierząt (Rycina 3). Wynikająca z tego hipoksemia, hiperkapnia i atelektoza spowodowały wzrost ciśnienia w tętnicy płucnej. Szczegóły dotyczące płukania płuc zostały opisane w innej publikacji6.

Wypłukiwanie surfaktantu powtarzano do momentu, aż stosunek PaO2/FIO2 pozostał poniżej 100...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule opisano indukcję eksperymentalnego ARDS u świń łączącego wyczerpanie środków powierzchniowo czynnych przez powtarzające się płukanie płuc i wentylację z dużą objętością oddechową, niskim PEEP i całkowitym nadmuchaniem/opróżnieniem płuc. Ta kombinacja powoduje powtarzalne i porównywalne pogorszenie wymiany gazowej i wynikające z tego upośledzenie hemodynamiczne, ale ogranicza zdolność rekrutacji płuc. W ten sposób model ten naśladuje kliniczny ARDS z niską zdolnością rekrutacyjną i umożliwia badanie nowych reżi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Wszyscy autorzy nie ujawniają żadnego finansowego ani żadnego innego konfliktu interesów.

Podziękowania

Z wdzięcznością dziękujemy za doskonałą pomoc techniczną Birgit Brandt. Badanie to zostało sfinansowane z grantu niemieckiego Federalnego Ministerstwa Edukacji i Badań Naukowych (FKZ 13GW0240A-D).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
EveFritz Stephan GmbHrespirator awaryjny
Termistor przepływowy komorowyBaxter93-505do pomiaru rzutu serca
Zestaw cewników liderskichVygon1,15,805cewnik tętniczy
Mallinckrodt rurka tchawicy z mankietemCovidien107-80  8,0 mm ID
MultiCath3Vygon1,57,3003-przenikowy cewnik do żyły centralnej, długość 20 cm
Zestaw wprowadzający osłonki przezskórnejArrowSI-09600osłona wprowadzająca do cewnika do tętnicy płucnej 4-6 Fr., długość 10 cm
Cewnik termorozcieńczalny Swan-Ganz True SizeCewnik do tętnicy płucnejEdwards132F5
cewnikmoczowy o długości 75 cmżaden konkretny model nie wymagał
Vasofix Braunü le 20GB Braun4268113Bcewnik do żył obwodowych
Czujność I MonitorEdwardsa
,

Bibliografia

  1. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  2. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  3. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  4. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 24 (3), 231-236 (1980).
  5. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e53610(2016).
  6. Pomprapa, A., et al. Artificial intelligence for closed-loop ventilation therapy with hemodynamic control using the open lung concept. International Journal of Intelligent Computing and Cybernetics. 8 (1), 50-68 (2015).
  7. Yoshida, T., et al. Continuous negative abdominal pressure reduces ventilator-induced lung Injury in a porcine model. Anesthesiology. 129 (1), 163-172 (2018).
  8. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  9. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
  10. Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. The New England Journal of Medicine. 369 (25), 35(2013).
  11. Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. American Heart Journal. 83 (3), 306-311 (1972).
  12. Dos Santos Rocha, A., et al. Physiologically variable ventilation reduces regional lung inflammation in a pediatric model of acute respiratory distress syndrome. Respiratory Research. 21 (1), 288(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Modele zwierzęceuszkodzenie płuc wywołane respiratoremwymiana gazowa w płucachwentylacja mechanicznapłukanie płucdodatnie ciśnienie końcowowydechowecewnik tętnicy płucnej
Niedobór środków powierzchniowo czynnych w połączeniu ze szkodliwą wentylacją skutkuje powtarzalnym modelem zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS)
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.