Pomiar rzutu serca w modelu trzody chlewnej

Podsumowanie

Termorozcieńczenie, cewniki pętli ciśnieniowo-objętościowej i wentrikulografia kontrastowa są niezawodnymi i dokładnymi metodami określania fizjologii serca, takiej jak objętość wyrzutowa i pojemność minutowa serca w warunkach laboratoryjnych u świń.

Streszczenie

Świnie są często wykorzystywane w badaniach medycznych, ze względu na ich podobną fizjologię serca do ludzkiej. Pomiar parametrów serca, takich jak objętość wyrzutowa i pojemność minutowa serca, jest niezbędny w tego typu badaniach. Wentrikulografia kontrastowa, termorozcieńczanie i cewniki z pętlą ciśnieniowo-objętościową (PV-loop) mogą być używane do dokładnego uzyskiwania danych dotyczących wydajności serca w zależności od dostępnych zasobów i wiedzy. W tym badaniu pięć świń rasy Yorkshire zostało znieczulonych i zaintubowanych. Uzyskano centralny dostęp żylny i tętniczy w celu umieszczenia niezbędnych przyrządów pomiarowych. W korzeniu aorty umieszczono sondę temperatury. Do prawego przedsionka dostarczono bolus z zimną solą fizjologiczną i zarejestrowano krzywą ugięcia temperatury. Całkowanie obszaru pod krzywą pozwoliło na obliczenie aktualnego rzutu serca. Cewnik warkoczowy umieszczono przezskórnie w lewej komorze i wstrzyknięto 30 ml jodowego kontrastu w ciągu 2 sekund. Obrazy cyfrowej angiografii subtrakcyjnej zostały przesłane do oprogramowania do analizy wolumetrycznej w celu obliczenia objętości wyrzutowej i rzutu serca. Cewnik z pętlą objętościową ciśnienia został umieszczony w lewej komorze (LV) i dostarczał ciągłych danych o ciśnieniu i objętości LV, co pozwoliło na obliczenie zarówno objętości wyrzutowej, jak i rzutu serca. Wszystkie trzy metody wykazały dobrą wzajemną korelację. Cewnik z pętlą PV i termorozcieńczenie wykazały najlepszą korelację z błędem 3% i współczynnikiem Pearsona 0,99, przy 95% CI = 0,97 do 1,1 (p = 0,002). Cewnik z pętlą PV przeciwko wentrikulografii wykazał również dobrą korelację z błędem 6% i współczynnikiem Pearsona wynoszącym 0,95, 95% CI = 0,96 do 1,1 (p = 0,01). Wreszcie, termorozcieńczenie przeciwko wentrikulografii miało błąd 2% z r = 0,95, 95% CI = 0,93 do 1,11 (p = 0,01). Podsumowując, stwierdzamy, że cewnik z pętlą PV, komorografia kontrastowa i termorozcieńczanie oferują pewne korzyści w zależności od wymagań badacza. Każda metoda jest niezawodna i dokładna w pomiarze różnych parametrów serca u świń, takich jak objętość wyrzutowa i pojemność minutowa serca.

Wprowadzenie

Świnie są często wykorzystywane w badaniach nad tamowaniem krwotoków i resuscytacją ze względu na ich podobną fizjologię do ludzkiej. Integralną częścią badań nad resuscytacją jest ciągłe monitorowanie rzutu serca w celu oceny fizjologicznej odpowiedzi na interwencje. Istnieje kilka systemów klinicznych, takich jak cewniki do tętnic płucnych (PA) i systemy oparte na analizie konturu tętna¹. Ponadto echokardiografia (echo), tomografia komputerowa (CT) i rezonans magnetyczny (MRI) mogą być wykorzystywane do przechwytywania danych hemodynamicznych. Obrazy uzyskane podczas końca rozkurczu i skurczu można wykorzystać do określenia objętości krwi wyrzucanej podczas tego cyklu pracy serca. Chociaż techniki te są minimalnie inwazyjne, prezentują tylko dane uzyskane w momencie obrazowania i nie zapewniają ciągłych pomiarów². Są one również albo w dużej mierze zależne od operatora (echo), albo wymagają zaawansowanego, drogiego sprzętu (tomografia komputerowa i rezonans magnetyczny). Biorąc pod uwagę możliwości i zasoby różnych laboratoriów, istnieją różne alternatywne metody optymalnego pomiaru rzutu serca w każdym przypadku.

Termodilucja jest powszechną metodą pomiaru rzutu serca w warunkach klinicznych za pomocą cewnika Swana-Ganza³. Metodę tę można odtworzyć w warunkach laboratoryjnych u świń w celu bezpośredniego pomiaru rzutu serca. Wentrikulografia kontrastowa może być również wykorzystana, jeśli zdolność fluoroskopowa jest łatwo dostępna⁴. Wreszcie, cewniki z pętlą ciśnieniowo-objętościową oferują sposób bezpośredniego pomiaru ciśnienia i objętości komory na zasadzie uderzenie do uderzenia i mogą generować bardziej zniuansowane dane⁵. Metoda ta wykorzystuje admitancję elektryczną i równanie Wei do pomiaru objętości komory. W porównaniu ze starszymi cewnikami opartymi na konduktancji, cewniki wstępne eliminują zjawisko równoległego przewodnictwa między krwią a mięśniem sercowym, zapewniając w ten sposób dokładniejsze pomiary bez konieczności wielokrotnej kalibracji⁶.

Celem tego badania jest sprawdzenie dokładności tych trzech metod względem siebie w zakresie pomiaru objętości i wydajności wyrzutu serca w modelu zdrowych świń. Ostatecznie każdy badacz może wybrać, które podejście najlepiej odpowiada jego potrzebom, w zależności od wymagań badawczych i dostępnych dla niego zasobów.

Protokół

Procedury zostały zatwierdzone przez University of Maryland, Baltimore Institutional Animal Care and Use Committee (Zatwierdzenie #0320017) i były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi etycznych badań na zwierzętach. Do badania włączono pięć dorosłych samców świń rasy Yorkshire o wadze od 50 do 70 kg. W badaniu wykorzystano cyfrowy system gromadzenia danych i sparowane oprogramowanie do rejestrowania wszystkich danych hemodynamicznych i temperatury. Pomiar parametrów serca w modelu trzody chlewnej składał się z następujących etapów: przygotowanie, termorozcieńczenie, wentrikulografia, wprowadzenie cewnika PV-loop i wreszcie eutanazja. Wszystkie pięć zwierząt poddano każdemu z trzech protokołów pomiaru rzutu serca.

1. Selekcja zwierząt i pomieszczenia

1. Użyj młodocianych samców świń Yorkshire (Sus Scrofa) o wadze 50-70 kg.
2. Zwierzęta domowe w klatkach o powierzchni co najmniej 30 stóp kwadratowych z wysokowęglową ściółką, taką jak siano, słoma lub wióry sosnowe. Trzymaj zwierzę indywidualnie, w noc poprzedzającą zabieg.
3. Zezwalaj na okres aklimatyzacji dla nowych zwierząt zgodnie z wytycznymi instytucji.
   UWAGA: Zazwyczaj jest to 48-72 godziny dla dużych ssaków⁷.
4. Karm zwierzęta standardową dietą i zapewnij swobodny dostęp do wody do nocy poprzedzającej eksperyment.
5. Pościć zwierzęta w noc poprzedzającą zabieg, aby zminimalizować ryzyko zachłyśnięcia podczas intubacji dotchawiczej.
6. Monitoruj stan zdrowia zwierząt co tydzień, sprawdzając skórę pod kątem oznak obrażeń, takich jak strupy, zadrapania lub otarcia. Zadbaj o normalną pracę oddechową (15-30 oddechów/min) i prawidłowe, interaktywne zachowanie. Upewnij się, że błona śluzowa jamy ustnej jest różowa, wilgotna i bez wydzieliny.
   1. Regularnie waż zwierzęta, aby potwierdzić, że mają odpowiednie odżywianie. Wszelkie nieprawidłowości zgłaszaj personelowi weterynaryjnemu, a następnie wyłącz zwierzę z protokołu.

2. Sedacja i indukcja znieczulenia ogólnego

1. Uspokoić zwierzę w pomieszczeniu przez domięśniowe wstrzyknięcie telazolu (4-5 mg/kg)/ ksylazyny (1,8-2,2 mg/kg) w poduszkę tłuszczową doogonową do ucha.
2. Poczekaj, aż zwierzę zostanie w pełni uspokojone i reakcja na stymulację będzie minimalna lub żadna, aby zapewnić bezpieczne obchodzenie się i transport zwierzęcia.
3. Przetransportuj zwierzę z pomieszczenia do sali zabiegowej i ułóż je w pozycji grzbietowej na stole operacyjnym
.
4. Umieść sondę pulsoksymetryczną na uchu zwierzęcia i rozpocznij wentylację zwierzęcia za pomocą maski pyskowej za pomocą respiratora mechanicznego o stężeniu 100%_O2. Upewnij się, że gumowa uszczelka maski jest prawidłowo uszczelniona wokół pyska. Po zapewnieniu prawidłowego uszczelnienia należy podawać 3-4% izofluranu, aż do wywołania znieczulenia ogólnego i rozluźnienia szczęki.
   UWAGA: Należy postępować zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi stosowania wziewnych środków lotnych. Ogólnie rzecz biorąc, sala zabiegowa musi być dobrze wentylowana, a w celu wyeliminowania narażenia inhalacyjnego należy zastosować odpowiedni mechanizm oczyszczania/wentylacji.
5. Umieść rurkę ustno-tchawiczą za pomocą laryngoskopu, wyłączając parownik izofluranu i zdejmując maskę pyska. Niech druga osoba przytrzyma szczęki otwarte, podczas gdy operator włoży laryngoskop i przemieści nagłośnię brzusznie z dala od podniebienia miękkiego. Po wizualizacji strun głosowych wstaw 8-0 rurka dotchawicza (ET) przez struny głosowe o co najmniej 5 cm.
6. Napompuj mankiet ET 10 ml powietrza i przymocuj rurkę ET do pyska zwierzęcia za pomocą taśmy pępowinowej. Potwierdź umieszczenie rurki przez uniesienie klatki piersiowej, końcowo-oddechowy CO₂ i/lub osłuchiwanie klatki piersiowej.
7. Podłącz rurkę ET do aparatu anestezjologicznego z wymiennikiem ciepła i wilgoci.
8. Dostosuj ustawienia respiratora mechanicznego, aby dostarczyć wdychaną frakcję O₂ na poziomie 30%, z objętością oddechową 7-10 ml / kg i częstością oddechów 10-16 oddechów / min, aby utrzymać ciśnienie CO₂ na końcu oddechu na poziomie 38-42 mmHg.
9. Zwróć i utrzymuj wziewny środek znieczulający, stosując 1,5-3% izofluranu. Monitoruj zwierzę pod kątem oznak bólu i dyskomfortu, takich jak mimowolne ruchy lub tachykardia. Regulować izofluran do momentu ustąpienia ruchów lub ustąpienia tachykardii.

3. Sterylizacja i przygotowanie miejsca operowanego

1. Przytnij włosy leżące nad i przezskórne miejsca dostępu (obustronna szyja brzuszna) za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów.
2. Przygotuj i wyszoruj wszystkie przezskórne miejsca nakłuć betadyną i alkoholem izopropylowym i pozostaw do całkowitego wyschnięcia.
3. Umieść sterylne zasłony wokół miejsc operacji, aby zachować sterylne pola operacyjne i zapobiec zanieczyszczeniu. Zabezpiecz je na miejscu za pomocą zszywek.
4. Przymocuj zwierzę do stołu operacyjnego, przytrzymując kończyny przednie i tylne do stołu za pomocą taśmy lub liny. Umieść poduszkę grzewczą pod zwierzęciem i ustaw na 37 °C.
5. Nałóż lubrykant na bazie wody na końcówkę sondy temperatury i włóż sondę do odbytnicy, aby zapewnić ciągłe dane o temperaturze ciała.
6. Umieść elektrody samoprzylepne EKG na prawej i lewej bocznej ścianie klatki piersiowej. Podłącz przewody EKG do elektrod samoprzylepnych i podłącz przewody EKG do jednostki zbierającej dane.
7. Ostrożnie przestaw zwierzę na leżącą brzuszną, upewniając się, że przewody oddechowe i przewody EKG są kontrolowane podczas przenoszenia.

4. Kaniulacja żyły szyjnej zewnętrznej

UWAGA: Dostęp do żyły szyjnej uzyskuje się do wprowadzenia prawej kaniuli żylnej przedsionkowej podczas procedury termorozcieńczania.

1. Skorzystaj ze wskazówek ultrasonograficznych (USG), aby zlokalizować żyłę szyjną zewnętrzną w bruździe szyjnej znajdującej się w bocznej okolicy szyi. Nakłuć skórę igłą 18 G umieszczoną pod kątem 45° do skóry i wsunąć końcówkę do światła żylnego pod kierunkiem USA.
2. Przełóż prowadnik Seldingera 0,035" przez igłę do światła żylnego. Wyjmij igłę, pozostawiając prowadnik na miejscu w świetle żylnym.
3. Wykonaj 5-milimetrowe nacięcie skóry przylegające do drutu za pomocą skalpela z ostrzem #11 i nawlecz 15-centymetrową osłonkę z rozszerzaczem o długości 7 Fr do żyły nad prowadnikiem. Zdejmij prowadnik i rozszerzacz. Upewnij się, że osłona pozostaje na swoim miejscu. Zszyj pochewkę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą jedwabnych szwów 3-0.
4. Powtórz kroki od 4.1 do 4.3, aby kaniulować przeciwległą żyłę szyjną zewnętrzną.

5. Kaniulacja tętnicy szyjnej

UWAGA: Kanituacja tętnicy szyjnej jest wykonywana w celu zapewnienia dostępu do lewej komory i korzenia aorty podczas termorozcieńczenia, wentrikulografii kontrastowej i wprowadzania cewnika z pętlą PV.

1. Zlokalizuj tętnicę szyjną boczną do tchawicy za pomocą sondy amerykańskiej. Zapewnij przepływ pulsacyjny za pomocą kolorowego obrazowania dopplerowskiego, jeśli jest dostępne.
2. Nakłuć skórę igłą 18 G umieszczoną pod kątem 45° do skóry i wprowadzić ją do światła tętnicy w polu widzenia USG. Przeprowadź prowadnik Seldingera 0,035" przez igłę i do światła tętnicy. Wyjmij igłę, pozostawiając prowadnik na miejscu w świetle tętnicy.
3. Wykonaj 5 mm nacięcie skóry w pobliżu drutu za pomocą skalpela z ostrzem #11 i nawlecz 20 cm osłonkę 7 Fr z rozszerzaczem do tętnicy nad prowadnikiem. Pozostaw 5-10 cm pochewki na zewnątrz skóry. Zdejmij prowadnicę i rozszerzacz i upewnij się, że osłona pozostaje na swoim miejscu. Zabezpiecz osłonę na miejscu, przyszywając ją do skóry za pomocą 3-0 jedwabnych szwów⁸.

6. Pomiar rzutu serca

UWAGA: Wszystkie poniższe metody są wykonywane sekwencyjnie na każdym z 5 zwierząt użytych w tym badaniu.

1. Termorozcieńczanie
   1. Wprowadzić sondę termopary typu T przez osłonkę tętnicy szyjnej i wprowadzić sondę do korzenia aorty za pomocą wskazówek fluoroskopowych.
   2. Podłącz sondę do systemu zbierania danych. Poczekaj kilka minut na zebranie danych, aby ustalić pewną wyjściową temperaturę aorty. Pewną temperaturę bazową osiąga się, gdy utrzymuje się w granicach 1 °C od wartości środkowej przez 2-3 minuty od zebrania danych.
   3. Następnie wprowadzić cewnik o długości 5 Fr, 110 cm przez zewnętrzną osłonkę żyły szyjnej i skierować cewnik do prawego przedsionka za pomocą fluoroskopii.
   4. Po zweryfikowaniu pozycji mocno przepłukać 20 ml soli fizjologicznej o temperaturze 12 °C do cewnika.
   5. Obserwuj krzywą ugięcia temperatury w oprogramowaniu do zbierania danych. Zaznacz ten obszar i użyj funkcji rzutu serca w oprogramowaniu do obliczenia rzutu serca (Rysunek 1).
   6. W razie potrzeby powtórz ten proces 3-5 razy, aby uzyskać średnią wartość z tych pomiarów.
2. Wentrikulografia
   1. Korzystając z przenośnego naprowadzania fluoroskopowego rentgenowskiego, wprowadź prowadnik 0,035" przez osłonkę tętnicy szyjnej do lewej komory. Przesuń osłonę tak, aby końcówka przechodziła przez zastawkę aortalną. Usuń drut doprowadzający 0,035" i wprowadź 80-centymetrowy cewnik warkoczowy markerowy przez osłonę tętnicy szyjnej tak, aby warkocz spoczywał w wierzchołku lewej linii. Wycofaj osłonę na 5 cm, pozostawiając warkocz na miejscu, tak aby osłona nie znajdowała się już w LV.
      1. Upewnij się, że cały personel w pomieszczeniu nosi odpowiedniki ołowianych fartuchów 0.5 mm. Niech każda osoba znajdująca się w promieniu 1 m od emitera nosi okulary ołowiowe.
      2. Zminimalizuj czas włączania wiązki i upewnij się, że emiter jest dobrze skolimowany, aby zmniejszyć narażenie personelu laboratoryjnego.
      3. Upewnij się, że cały personel stoi jak najdalej od emitera, a jednocześnie jest w stanie wykonać procedurę, aby zmniejszyć narażenie.
   2. Podłącz cewnik do wstrzykiwacza kontrastowego z co najmniej 30 ml jodowanego kontrastu. Zanotuj aktualne tętno zwierzęcia.
   3. Skonfiguruj wtryskiwacz mocy tak, aby dostarczał 15 mL/s kontrastu, co daje łącznie 30 ml i uzbrój urządzenie.
   4. Skonfiguruj fluoroskop do cyfrowej angiografii subtrakcyjnej (DSA) przy 30 klatkach/s przy 30° lewego nachylenia przedniego.
   5. Uruchom DSA na fluoroskopie i poczekaj, aż obraz zostanie odjęty. Rozpocznij wstrzykiwanie mocy, gdy tylko obraz odejmowania zostanie pokazany przez maszynę do fluoroskopii. Zrób to, naciskając przycisk wtryskiwacza, gdy tylko maszyna do fluoroskopii odejmie materiał nieprzezroczysty dla promieni rentgenowskich z obrazu, tak aby tylko komora niskiego napięcia była zmętniona podczas serii obrazów (Rysunek 2A).
      UWAGA: Alternatywnie, klasyczna fluoroskopia może być użyta do wentrikulografii, jeśli DSA jest niedostępne.
   6. Prześlij te obrazy do systemu archiwizacji i komunikacji obrazów (PACS).
   7. Zaimportuj obrazy brzusznika do oprogramowania do obrazowania ilościowego.
   8. Korzystając z funkcji analizy lewej komory, skalibruj oprogramowanie do obrazu, używając znaczników 1 cm na warkoczu markera jako odniesienia.
   9. Kliknij przycisk End Diastole (Zakończ rozkurcz) i wyszukaj na obrazach DSA ramkę przedstawiającą największą objętość LV wskazującą na koniec rozkurczu. Następnie śledź granicę LV za pomocą myszy w małych odstępach, aby zapewnić dokładność.
   10. Następnie kliknij przycisk Zakończ skurcz i wyszukaj ramkę przedstawiającą skurcz końcowy, w której objętość LV jest najmniejsza. Ponownie prześledź granicę LV w taki sam sposób, jak w poprzednim kroku.
   11. Kliknij przycisk Analizuj. Następnie program przeprowadza ilościową analizę objętościową przy użyciu metody długości obszaru Dodge'a-Sandlera⁹ w celu obliczenia objętości końcowoskurczowej, objętości końcoworozkurczowej, a także objętości wyrzutowej. Dane są następnie drukowane w dokumencie zestawienia LV.
   12. Określ pojemność minutową serca, mnożąc zmierzoną objętość wyrzutową przez wcześniej zarejestrowane tętno.
3. Cewnik z pętlą ciśnieniowo-objętościową
   1. Zanurz cewnik z pętlą fotowoltaiczną w zwykłej soli fizjologicznej na co najmniej 20 minut przed użyciem. Podłącz cewnik do systemu zbierania danych.
   2. Włóż końcówkę cewnika PV-loop zawierającego przetwornik ciśnienia do strzykawki z solą fizjologiczną i przytrzymaj przetwornik ciśnienia tuż pod menisku. Za pomocą przycisków zgrubnej i precyzyjnej regulacji na module cewnika wyreguluj wyjściowy sygnał ciśnienia, aż wskaże 0 mmHg w oprogramowaniu do zbierania danych.
   3. Skalibruj rezystywność krwi i objętość wyrzutową cewnika PV-loop zgodnie z instrukcjami producenta.
      UWAGA: Producent sugeruje stosowanie rezystywności krwi 1,5 mΩ i objętości wyrzutowej 60 ml dla dużych modeli zwierzęcych.
   4. Podobnie jak w kroku 6.2.1, włóż prowadnik 0,035" do pochewki tętnicy szyjnej i wsuń go do lewej komory za pomocą prowadzenia fluoroskopowego. Przesuń osłonkę, aż przejdzie przez zastawkę aortalną. Usuń prowadnicę, pozostawiając osłonę na miejscu i włóż cewnik z pętlą PV pod kierunkiem fluoroskopowym przez osłonę tętnicy szyjnej, aż część warkocza będzie spoczywać w wierzchołku lewej wysokości (Rysunek 2B). Wyciągnij osłonę ~5 cm, aby nie znajdowała się już w LV, pozostawiając warkocz na miejscu.
   5. Zgodnie z instrukcjami producenta wykonaj skanowanie linii bazowej przed zebraniem danych, przechodząc do opcji Skanowanie linii bazowej na ekranie akwizycji danych i naciśnij przycisk Enter. Skan wyjściowy jest wykonywany przy użyciu systemu cewnika PV-loop w celu potwierdzenia dokładnego pomiaru tętna. Naciśnij ponownie przycisk Enter, aby rozpocząć pobieranie danych o ciśnieniu i objętości. Segmenty głośności można przewijać, aby uzyskać najlepszy przebieg głośności.
   6. Sprawdź krzywą objętości ciśnienia wprowadzaną do oprogramowania do zbierania danych. Upewnij się, że pętla fotowoltaiczna jest odpowiednio nagrana, która powinna być prostokątna z gładkimi krawędziami. (Rysunek 2C). Jeśli nie, delikatnie zmień położenie cewnika, przekręcając go lub przesuwając w przód iw tył, aż zostanie zarejestrowana odpowiednia pętla. Oblicz objętość wyrzutową i pojemność minutową serca, mnożąc tętno przez różnicę między objętością końcoworozkurczową i końcowoskurczową.
   7. Zabezpiecz cewnik na miejscu za pomocą taśmy lub szwu, aby zapewnić odpowiednie ułożenie w całym tekście.

7. Eutanazja

1. Poddaj zwierzę eutanazji za pomocą >2 mEq/kg chlorku potasu (50-70 ml 2 mEq/ml KCl) przez osłonkę żyły szyjnej.
2. Kontynuuj znieczulenie ogólne i monitorowanie pracy serca do momentu, gdy zapis EKG nie wykaże aktywności elektrycznej serca, a ciśnienie CO₂ w końcówce oddechu osiągnie 0 mmHg.
   UWAGA: Monitorowanie hemodynamiczne było prowadzone przez cały czas trwania eksperymentu.

Wyniki

Waga świni wahała się od 51,4 kg do 61,5 kg, przy średniej wadze 56,6 ± 3,6 kg. Średnia objętość wyrzutu mierzona za pomocą cewnika z pętlą PV, wentrikulografii i termorozcieńczenia u wszystkich pięciu pacjentów wynosiła odpowiednio 58,0 ± 12,0 ml, 57,6 ± 8,5 ml i 53,0 ± 9,8 ml. Średnie pojemności minutowe serca mierzone za pomocą cewnika z pętlą PV, wentrikulografii i termorozcieńczenia u wszystkich pięciu pacjentów wynosiły odpowiednio 5,0 ± 1,1 l/min, 5,3 ± 1,2 l/min i 5,2 ± 1,0 l/min (Tabela 1).

Dyskusja

Badanie to szczegółowo opisuje standaryzowaną metodę trzech różnych sposobów dokładnego pomiaru rzutu serca u świń. Świnia ma analogiczną anatomię i fizjologię układu krążenia do ludzi i jest powszechnie stosowana jako model fizjologii serca człowieka, szczególnie do przedklinicznych ocen procesów chirurgicznych i interwencyjnych¹⁰. Pozwala to świniom służyć jako podstawowy model dla fizjologii układu sercowo-naczyniowego, patologii i pojawiającej się biotechnologii¹¹. Aby ...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań	Hospira	0409-4888-50
7 Fr Zestaw wprowadzający	Terumo	RCFW-5.0-35
Maszyna anestezjologiczna	Dräger	Fabius Tiro
Kontrastowy wtryskiwacz mocy	GEHealthcare	E8004N
Fluoroskop	GEHealthcare	OEC 9800
Ogrzewanie/chłodzenie T/pompa	Gaymar	Tp-700
Isoflurane	Baxter	10019-360-40
Cewnik Jackie	Terumo	40-5023
Omnipaque	GEHealthcare	559289
PowerChart	Oprogramowanie	ADinstruments	ML866/P
Cewnik	ADinstruments	PL3516
	Transonic		Preferuj końcówkę warkocza do prostej końcówki
Moduł pętli PV	Transonic	FFS-097-A004
Szew chirurgiczny, pleciony jedwab, 3.0	Surgical Speciaties Corp.
Sonda termopary	ADinstruments	MLT1401
Sonda ultradźwiękowa	Philips	L12-4
Strzykawki
ViewPlus	Sanders Oprogramowanie do systemów