Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ortotopowy mysi model raka jajnika wykorzystujący ludzki zrąb do promowania przerzutów

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62382

⸱

23 marca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Division of Hematology/Oncology, Department of Medicine, Hillman Cancer Center, University of Pittsburgh, 2Division of Gynecologic Oncology, Department of Obstetrics, Gynecology, and Reproductive Sciences, Magee-Womens’ Hospital, University of Pittsburgh Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Ortotopowe wszczepienie komórek raka jajnika zmieszanych z ludzkimi komórkami zrębu dostarcza mysiego modelu, który wykazuje szybkie, rozproszone przerzuty, które są charakterystyczne dla ludzkiego raka jajnika. Model ten pozwala również na badanie interakcji komórek nowotworowych i komórek zrębu, a także ich roli w progresji guza i przerzutach.

Streszczenie

Rak jajnika charakteryzuje się wczesnymi, rozlanymi przerzutami, a 70% kobiet ma przerzuty w momencie diagnozy. Chociaż istnieją eleganckie transgeniczne mysie modele raka jajnika, myszy te są drogie i potrzebują dużo czasu, aby rozwinąć guzy. Modele ksenoprzeszczepów do iniekcji dootrzewnowej nie mają ludzkiego zrębu i nie modelują dokładnie przerzutów raka jajnika. Nawet ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX) nie oddają w pełni ludzkiego mikrośrodowiska zrębu, ponieważ seryjne pasaże PDX wykazują znaczną utratę ludzkiego zrębu. Możliwość łatwego modelowania ludzkiego raka jajnika w fizjologicznie istotnym mikrośrodowisku zrębu jest niezaspokojoną potrzebą. W tym przypadku protokół przedstawia ortotopowy mysi model raka jajnika wykorzystujący ludzkie komórki raka jajnika w połączeniu z mezenchymalnymi komórkami macierzystymi związanymi z rakiem (CA-MSC) pochodzącymi od pacjenta. CA-MSC to zrębowe komórki progenitorowe, które napędzają tworzenie mikrośrodowiska zrębu i wspierają wzrost raka jajnika i przerzuty. Model ten rozwija się wcześnie i rozlewa przerzuty, naśladując obraz kliniczny. W tym modelu komórki raka jajnika wykazujące ekspresję lucyferazy są mieszane w stosunku 1:1 z CA-MSC i wstrzykiwane do kaletki jajnika myszy NSG. Wzrost guza i przerzuty są monitorowane szeregowo w czasie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego. Powstałe guzy rosną agresywnie i tworzą przerzuty do jamy brzusznej do 14 dni po wstrzyknięciu. Myszy doświadczyły znacznego spadku masy ciała jako markera choroby ogólnoustrojowej i zwiększonego obciążenia chorobą. Do 30 dnia po wstrzyknięciu myszy spełniały kryteria punktu końcowego >10% utraty masy ciała i sekcji zwłok potwierdzone przerzutami do jamy brzusznej u 100% myszy i 60%-80% przerzutów do płuc i miąższu wątroby. Łącznie, ortotopowe wszczepienie komórek raka jajnika i komórek zrębu generuje guzy, które ściśle naśladują wczesne i rozlane przerzutowe zachowanie ludzkiego raka jajnika. Co więcej, model ten dostarcza narzędzia do badania roli interakcji komórek raka jajnika z komórkami zrębu w progresji przerzutów.

Wprowadzenie

Rak jajnika jest śmiertelną chorobą opiątym najwyższym wskaźniku śmiertelności spośród wszystkich nowotworów u kobiet1. Większość kobiet z rakiem jajnika jest diagnozowana w zaawansowanym stadium, a przerzuty występują u 70% pacjentek w momencie diagnozy. Czynniki takie jak wczesne przerzuty i zaawansowane stadium w momencie rozpoznania przyczyniają się do wysokiej śmiertelności obserwowanej w przypadku tej choroby. Co więcej, te unikalne cechy choroby stanowiły wyzwanie dla stworzenia mysich modeli raka jajnika, w tym odtworzenia szybkiej migracji choroby do jamy otrzewnej2,3,4.

Patogeneza raka jajnika, w tym rozprzestrzenianie się otrzewnej, jest ułatwiona dzięki tworzeniu wspierającego mikrośrodowiska guza (TME), które składa się z wielu elementów5. Jednym z kluczowych składników TME raka jajnika jest mezenchymalna komórka macierzysta związana z rakiem (CA-MSC). CA-MSC to zrębowe komórki progenitorowe, które zwiększają inicjację raka jajnika, wzrost, oporność na chemioterapię i przerzuty6,7. CA-MSC napędzają również powstawanie TME raka jajnika poprzez stymulację zwłóknienia związanego z nowotworem, indukowanie angiogenezy i zmianę mikrośrodowiska immunologicznego6,8,9. Biorąc pod uwagę potężne funkcje CA-MSC w TME raka jajnika, modelowanie ludzkiego raka jajnika w fizjologicznie istotnym mikrośrodowisku zrębu ma kluczowe znaczenie w badaniu progresji raka jajnika i przerzutów.

Ostatnio, transgeniczne modele myszy zyskały na atrakcyjności w badaniach nad spontanicznymi przerzutami raka jajnika. Jednak myszy transgeniczne są kosztowne i wykazują wydłużony czas rozwoju choroby przerzutowej. Podczas gdy inne dostępne modele mysie, takie jak model dootrzewnowy i ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX), mają stosunkowo krótkie odstępy czasu między przerzutami, nie odwzorowują one w pełni przerzutów raka jajnika ze względu na brak odpowiedniego mikrośrodowiska zrębu10,11,12. Próbując przezwyciężyć to wyzwanie, w badaniu przedstawiono mysi model ortotopowego raka jajnika wykorzystujący ludzkie komórki raka jajnika w połączeniu z CA-MSC pochodzącymi od pacjentki. W opisanym tutaj modelu połączenie CA-MSCs z komórkami raka jajnika generuje guzy z wczesnymi i rozlanymi przerzutami, o czym świadczy obecność przerzutów do jamy brzusznej u 100% myszy w ciągu 30 dni po wstrzyknięciu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Próbki pacjentów zostały pobrane zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez IRB (PRO17080326) Uniwersytetu w Pittsburghu. Metody eksperymentalne na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu w Pittsburghu.

1. Izolacja i walidacja mezenchymalnych komórek macierzystych związanych z rakiem (CA-MSC) pochodzących od pacjenta

UWAGA: CA-MSC pochodzą z chirurgicznie wyciętej tkanki ludzkiego raka jajnika (to badanie wykorzystuje raka surowiczego wysokiego stopnia), w tym z jajowodu, jajnika i/lub złogów przerzutowych do jajnika. Pożywka CA-MSC jest przygotowywana z MEBM (pożywki dla komórek bazowych nabłonka sutka) uzupełnionej 10% inaktywowanym termicznie FBS, 1x B27, 20 ng/ml EGF, 1 ng/ml hydrokortyzonu, 5 μg/ml insuliny, 100 μM β-merkaptoetanolu, 10 ng/ml β-FGF, 1% penicyliny/streptomycyny i 20 μg/ml gentamycyny7,13.

  1. Izolacja CA-MSC
    1. Za pomocą sterylnego skalpela i kleszczyków podziel próbkę tkanki na kawałki o wielkości około 1 mm3. Umieść trzy kawałki tkanki w każdym dołku 6-dołkowej płytki do hodowli komórek.
      UWAGA: 0,2 g tkanki nowotworowej można pokroić na 12 kawałków i rozprowadzić do czterech dołków 6-dołkowej płytki do hodowli komórek.
    2. Dodaj cienką warstwę pożywki CA-MSC, około 1 ml na każdą studzienkę. Umieścić płytkę do hodowli komórkowej w nawilżonym inkubatorze w temperaturze 37 °C w 5% CO2 .
    3. Po 24 godzinach ostrożnie usunąć podłoże, nie naruszając kawałków tkanki. Dodaj około 1 ml świeżej pożywki do każdego dołka. Pipetować pożywkę powoli, nie naruszając przyczepów tkankowych. Umieścić płytkę do hodowli komórkowej z powrotem w nawilżonym inkubatorze w temperaturze 37 °C w 5% CO2,
      UWAGA: Codziennie badaj tkankę za pomocą odwróconego mikroskopu i zmieniaj pożywkę zgodnie z opisem w kroku 1.1.3 za każdym razem, gdy martwe komórki są wizualizowane w pożywce hodowlanej.
    4. Po 7 dniach usuń kawałki tkanki, zbierając tkankę za pomocą sterylnych kleszczy i raz umyj przylegające komórki PBS (PBS bez Ca2 + / Mg2 +, 1 ml na studzienkę). Następnie dodać świeżą pożywkę CA-MSC (2 ml na studzienkę) i umieścić płytkę do hodowli komórkowych w wilgotnym inkubatorze w temperaturze 37 °C w 5% CO2 .
  2. Rozbudowa CA-MSC
    1. Kiedy CA-MSC zaczną rosnąć z tkanki wewnątrz płytki 6-dołkowej, badaj komórki za pomocą odwróconego mikroskopu co drugi dzień, aby zapewnić wzrost komórek. Gdy komórki osiągną 90% konfluencji, wykonaj następujące kroki.
    2. Odessać pożywkę z płytki do hodowli komórkowej, a następnie przemyć komórki raz 1-2 ml PBS na studzienkę (PBS bez Ca2+ / Mg2+).
    3. Dodać 300 μl na studzienkę 0,05% roztworu trypsyny/0,02% EDTA (trypsyna/EDTA). Obróć płytkę do hodowli komórkowej, aby pokryć komórki trypsyną/EDTA i włóż płytkę do hodowli komórkowej do inkubatora na 2-3 minuty lub do momentu, gdy komórki zostaną odłączone.
    4. Dodaj świeżą pożywkę CA-MSC, aby dezaktywować trypsynę (1 ml na studzienkę) i ponownie zawiesić komórki. Wirować przy 300 x g przez 5 min. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą pożywki wzrostowej. Ponownie zawieszone komórki przenieść do kolby o długości 25cm2 o całkowitej objętości 5 ml pożywki hodowlanej.
      UWAGA: Komórki pobrane z trzech dołków 6-dołkowej płytki do hodowli komórkowej można przenieśćdo kolby o średnicy 25 cm2. Komórki powinny być badane na obecność mykoplazmy (zgodnie z ustalonym protokołem wykrywania mykoplazmy, takim jak PCR), ponieważ pochodzą one z chirurgicznie wyciętej tkanki ludzkiej14,15.
    5. Gdy komórki osiągną zlewność 70%-80%, przenieś komórki z kolby o średnicy 25cm2 do kolby o średnicy 75cm2, wykonując wcześniej opisane kroki 1.2.2-1.2.4. Namnażaj komórki co 5-7 dni, aby uzyskać liczbę komórek potrzebną do walidacji CA-MSC i procedury inokulacji ortotopowej.
      UWAGA: Ponieważ CA-MSC są komórkami pochodzącymi od pacjenta, czas podwajania komórek różni się w zależności od linii komórkowych. Większość CA-MSC potrzebuje 3-4 dni, aby podwoić swoją liczbę. Jednak niektóre CA-MSC potrzebują 5-7 dni, aby podwoić swoją liczbę. CA-MSC mogą być przepuszczane 8-10 razy. Po przejściu 10 CA-MSC mogą się starzeć lub różnicować.
  3. Walidacja CA-MSC
    1. Walidacja ekspresji powierzchniowej CA-MSC: Do analizy cytometrii przepływowej należy użyć 0,5 x 106 CA-MSC (około 70% konfluencji w kolbie o średnicy 75cm2) w celu zapewnienia, że CA-MSC wyrażają odpowiednie markery powierzchniowe określone w wytycznych Międzynarodowego Towarzystwa Terapii Komórkowej, jak opisano wcześniej (CD73/CD90/CD105 dodatni; CD45/CD34/CD14 lub CD11b/CD79a lub CD19/HLA-DR ujemny)7,16. Potwierdź liczbę komórek po trypsynizacji i policz za pomocą hemocytometru z wykluczeniem martwych komórek za pomocą błękitu trypanowego.
      UWAGA: Jeśli analiza cytometrii przepływowej wykaże, że komórki mają czystość <90%, należy posortować komórki pod kątem populacji CA-MSC.
    2. Walidacja różnicowania CA-MSC: Aby zwalidować różnicowanie linii, zasiaj CA-MSC do jednego dołka 6-dołkowej płytki o gęstości komórek 5 x 104 komórek/basenik w 2 ml pożywki MSC (jeden dołek na warunek różnicowania). Po 24 godzinach zmień pożywkę na odpowiednią pożywkę różnicującą, aby wywołać różnicowanie adipocytów vs chondrocytów i osteocytów, jak opisano wcześniej7,16.
      UWAGA: Zgodnie z wytycznymi ISCT, MSCs muszą wykazywać różnicowanie in vitro na co najmniej dwie linie (adipocyty, chondrocyty lub osteocyty).
  4. W dniu planowanego zabiegu wstrzyknięcia u myszy należy pobrać komórki, wykonując czynności 1.2.2 i 1.2.4. Następnie policz komórki za pomocą hemocytometru z wykluczeniem trypan-błękitu w celu zapewnienia żywotności i ponownie zawiesić komórki w pożywce CA-MSC o gęstości 1 x 108 komórek/ml (0,5 x 106 CA-MSC na wstrzyknięcie). Umieść zawieszone komórki na lodzie.
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, co najmniej 1 x 107 CA-MSC można uzyskać z jednej próbki guza (0,2 g tkanki). Dzięki temu w większości eksperymentów na myszach można wykorzystać pojedynczą linię CA-MSC pochodzącą od pacjenta. Możliwe jest łączenie CA-MSC od różnych pacjentek, ale zalecamy, aby pochodziły one z tego samego podtypu histologicznego raka jajnika. Większość linii CA-MSCs potrzebuje 2 miesięcy i/lub 6-7 pasaży, aby osiągnąć 1 x 107 komórek. CA-MSC można zamrażać przy użyciu standardowych pożywek do zamrażania komórek i przechowywać w ciekłym azocie przez czas nieokreślony do późniejszego wykorzystania.

2. Przygotowanie komórek raka jajnika

  1. Utrzymuj komórki OVCAR3-Luc w pożywce DMEM z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i penicyliną/streptomycyną (penicylina: 100 jednostek/ml, streptomycyna: 0,1 mg/ml). Hodowla komórek w temperaturze 37 °C w inkubatorze z wilgotnością 5% CO2 .
  2. W dniu wstrzyknięcia należy pobrać komórki OVCAR3-Luc, wykonując następujące czynności.
    1. Najpierw odessać pożywkę z kolby do hodowli komórkowej i przemyć komórki raz 5-7 ml PBS na 75 cm2 kolby (PBS bez Ca2 + / Mg2+). Odessać PBS i dodać roztwór trypsyny/EDTA (2 ml na 75cm2 kolbę). Następnie należy umieścić kolbę z kulturą komórkową z powrotem w inkubatorze na 3-5 minut lub do momentu odłączenia komórek.
    2. Za pomocą mikroskopii należy upewnić się, że całkowita trypsynizacja komórek (upewnić się, że wszystkie komórki są odłączone od kolby hodowlanej). Aby zatrzymać trypsynizację, dodaj świeży DMEM zawierający surowicę do kolby (2-3 ml na 75 cm2 kolby) i ponownie zawiesić komórki. Za pomocą pipety przenieś komórki do stożkowej probówki o pojemności 15 ml.
    3. Wirować przy 300 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą pożywki wzrostowej. Następnie policz komórki i ponownie zawiesić w pożywce wzrostowej o gęstości 1 x 108 komórek/ml (0,5 x 106 komórek OVCAR3-Luc na wstrzyknięcie). Umieść zawieszone komórki na lodzie.

3. Inokulacja ortotopowa

  1. Przygotowanie zawiesiny komórek
    1. Wymieszaj ogniwa CA-MSC i OVCAR-Luc w stosunku 1:1.
    2. Rozmrozić zamrożoną matrycę błony podstawnej w łaźni lodowej. Następnie dodać zawiesinę komórkową przygotowaną w kroku 3.1.1 do matrycy błony podstawnej w stosunku 1:1 (końcowe stężenie komórek: 1 x 106/20 μl średniej macierzy błony podstawnej) i dokładnie wymieszać. Przygotowane zawiesiny komórkowe należy przechowywać w łaźni lodowej do czasu użycia.
      UWAGA: Opisany tutaj stosunek CA-MSC do OVCAR-Luc wynosi 1:1 w oparciu o wcześniejsze doświadczenia ze wspomnianym modelem. Wcześniejsze prace wykazały, że CA-MSC są na ogół w stosunku 1:10 do komórek nowotworowych, gdy są oznaczane ilościowo bezpośrednio z tkanki pacjenta. Jak omówiono poniżej, rozpoczęcie od stosunku CA-MSC do komórek nowotworowych 1:1 daje przybliżony stosunek CA-MSC do komórek nowotworowych 1:10 zarówno w miejscach pierwotnych, jak i przerzutowych w eksperymentalnych punktach końcowych przy użyciu tego modelu.
  2. Chirurgia
    UWAGA: Zabieg chirurgiczny powinien być wykonywany w sterylnych warunkach i należy używać sterylnych narzędzi chirurgicznych. Zaleca się, aby samice myszy NSG w wieku 8 tygodni były używane do tego modelu ortotopowego.
    1. Znieczulić mysz za pomocą inhalacji z izofluranem (4% do indukcji, 2% do konserwacji) i tlenem (100%, przepływomierz 0,5-1 l/min). Umieść mysz na przedoperacyjnym systemie stożków nosowych. Aby podać znieczulenie przez cały czas trwania operacji (patrz szczegółowe instrukcje poniżej), włóż głowę myszy do systemu stożka nosowego parownika izofluranowego.
    2. Podskórnie wstrzyknąć myszy 5 mg/kg karprofenu, przedoperacyjnego środka przeciwbólowego, za pomocą strzykawki insulinowej.
    3. Za pomocą maszynki do strzyżenia ogol lewą część ogonową myszy między brzegiem żebrowym a kością udową. Wysterylizuj ogolony obszar roztworem jodu powidonu i wacikami nasączonymi alkoholem. Następnie przenieś mysz do chirurgicznego systemu stożka nosowego i dostosuj izofluran do 1,5% w celu znieczulenia podtrzymującego.
    4. Wykonaj 1-2 cm poziome nacięcie skóry około 2-3 cm poniżej brzegu żebrowego. Chwyć otrzewną ciemieniową kleszczami i podnieś (otrzewna będzie wyglądać na błyszczącą i charakteryzować się złogami tkanki tłuszczowej). Wykonaj 1 cm nacięcie w otrzewnej ciemieniowej, aby otworzyć jamę brzuszną.
    5. Obserwuj nagromadzenie tkanki tłuszczowej otaczającej jajnik myszy (kaletkę jajnika) po wejściu do otrzewnej. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby chwycić i odsłonić kaletkę jajnika. Mocno chwytając jajnik kleszczami, wstrzyknąć do kaletki 20 μl zawiesiny komórkowej przygotowanej w kroku 3.1.2.
    6. Ostrożnie przywróć jajnik do jamy brzusznej. Za pomocą wchłanialnego szwu z kwasem poliglikolowym 6-0 przymocowanego do igły, ponownie przybliż krawędzie ciemieniowego nacięcia otrzewnej. Zamknij nacięcie skóry za pomocą klipsów do ran.
    7. Wyjmij mysz ze stożka nosowego i umieść ją w osobnej, czystej klatce pod ciepłym światłem, aż odzyska przytomność i utrzyma pozycję leżącą mostka. Następnie umieść mysz z powrotem w klatce.
    8. Monitoruj myszy codziennie przez 3-7 dni po zabiegu. Umieść filiżankę żelu karprofenu w klatkach dla myszy w celu kontroli bólu. Usuń klipsy do ran 7-10 dni po operacji.

4. Monitorowanie wzrostu guza i masy ciała myszy co tydzień

  1. System obrazowania in vivo (IVIS): Począwszy od pierwszego tygodnia po inokulacji ortotopowej, wykonuj obrazowanie in vivo co tydzień przez następne 3-4 tygodnie.
    1. Przygotować roztwór D-lucyferyny (substrat lucyferazy świetlika), rozpuszczając 15 mg w 1 ml PBS i filtrując przez membranę 0,22 μm w celu sterylizacji.
    2. Obsługuj IVIS zgodnie z instrukcjami producenta. Kliknij ikonę Living Image Software na pulpicie. Następnie w Panelu sterowania pozyskiwania IVIS wybierz opcję Zainicjuj. Ten krok może potrwać do 10-15 minut. W tym czasie przygotuj myszy do obrazowania.
    3. Znieczulij każdą mysz za pomocą komory izofuranowej podłączonej do IVIS (2%-4% izofluranu i przepływomierz tlenu do 0,5-1 l/min). Wstrzyknąć D-lucyferynę (100 μl/10 g masy ciała) we wstrzyknięciu dootrzewnowym za pomocą strzykawki insulinowej.
    4. Umieścić zwierzę z wstrzykniętą lucyferyną z powrotem w komorze izofluranu.
      UWAGA: Ważne jest, aby rejestrować czas wstrzyknięcia, aby utrzymać spójny czas między wstrzyknięciem lucyferyny a wydajnością obrazowania przez cały czas trwania badania.
    5. Przenieś znieczuloną mysz do komory obrazowania i ustaw system obrazowania na odpowiednie ustawienia. Następnie uzyskaj obraz w odpowiednim czasie.
    6. Po zapisaniu obrazów wyjmij myszy z komory obrazowania i umieść je z powrotem w odpowiednich klatkach.
      UWAGA: CA-MSC mogą być również znakowane znacznikiem fluorescencyjnym i migracją/koprzerzutami komórek CA-MSCs i OVCAR3-Luc monitorowanymi in vivo przy użyciu kanału fluorescencyjnego na IVIS.

5. Ocena CA-MSC: złogi przerzutowe komórek nowotworowych

  1. Po osiągnięciu wcześniej zdefiniowanego punktu końcowego (przyrost masy ciała >20% z obecnością wodobrzusza, utrata masy ciała <10%, owrzodzenie guza, wynik kondycjonowania ciała 2 lub mniej17), należy poddać myszy eutanazji zgodnie z instytucjonalnymi standardami dobrostanu zwierząt.
  2. Wykonaj sekcję zwłok na każdej myszy z osobna. Umieść sterylną igłę 18 G dootrzewnowo, aby odessać wodobrzusze. Następnie odsłoń klatkę piersiową i jamę brzuszną. Określ ilościowo dużą chorobę przerzutową poprzez oględziny zajęcia guza narządów myszy18.
  3. Usuń tkankę nowotworową za pomocą sterylnego skalpela i albo i) utrwal w paraformaldehydzie w celu ewentualnego zatopienia parafiny, ii) błyskawicznie zamroź i zanurz w pożywce do zatapiania kriostatu OTC, iii) błyskawiczne zamrożenie w celu dalszej analizy DNA, RNA lub białka, lub iv) dysocjuj na pojedyncze komórki w celu cytometrii przepływowej lub izolacji FACS.
    UWAGA: CA-MSC pozostają żywotne w tym modelu i mogą być ponownie izolowane do dalszych zastosowań. W zależności od celu badania, interakcje CA-MSC z komórkami nowotworowymi można badać za pomocą podejść immunohistochemicznych, podejść cytometrii przepływowej lub utrzymywania ponownie izolowanych komórek w hodowli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opisane podejście ściśle naśladuje wspierające mikrośrodowisko raka jajnika (w szczególności wysokiego stopnia raka surowiczego) poprzez jednoczesne wstrzyknięcie mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących od pacjenta (CA-MSCs) oraz komórek raka jajnika do kaletki jajnika. Najpierw CA-MSCs wyizolowano z pierwotnego, chirurgicznie usuniętego ludzkiego raka jajnika wysokiego stopnia z zajęciem sieci wielkopławnej (wszystkie komórki CA-MSCs użyte w tym eksperymencie pochodziły od tego samego pacjenta). Po 2 tygodnia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pomimo znacznych wysiłków klinicznych i badawczych poczyniono minimalne postępy w leczeniu i profilaktyce raka jajnika1. Chociaż do badania progresji raka jajnika i przerzutów wykorzystano różne modele mysie, modele te napotkały znaczne ograniczenia. W szczególności poprzednie modele mysie nie były w stanie w pełni podsumować naturalnej historii progresji raka jajnika, w tym charakterystycznej cechy wczesnych, rozlanych przerzutów do jamy brzusznej11,12

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Ginekologii Onkologicznej Biospecimen Program-Promark za pomoc w pobraniu tkanek. LGC jest wspierane przez Tina's Wish Rising Star Grant oraz The Mary Kay Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,05% trypsyna/0,02% EDTASigmaSLCD2568
Anti-human CD105BD Pharmingen560847
Anti-human CD73BD Pharmingen555596
Anti-human CD90BD Pharmingen561443
B27Gibco17504-044
β-FGFGibcoPHG0261
β-merkaptoetanolMP Biomedicals194834
CarprofenHenry Schein11695-6934-1
D-lucyferynaPerkinElmer122799
DMEDGibco11995-065
EGFGibcoPHG0311
GentamycynaGibco15710072
Inaktywowany termicznie FBSGibco16000069
InsulinaGibco12585014
Strzykawka insulinowaBD Pharmingen324704
System obrazowania in vivo IVISPerkinElmerIVIS Lumina X5
MatrigelCorning354230
MEBM (podłoże bazowe dla komórek nabłonka sutka)ATCC PCS-600-030
Zestaw testowy na mykoplazmęABmG238
Myszy NSGLaboratorium Jacksona5557
OVCAR3ATCCHTB-161
Penicylina / streptomycynaGibco15070063
Szew z kwasem poliglikolowymACE003-2480

Bibliografia

  1. American Cancer Society. K. S. f. O. C. American Cancer Society. , (2020).
  2. Konecny, G. E., et al. Prognostic and therapeutic relevance of molecular subtypes in high-grade serous ovarian cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (10), (2014).
  3. Verhaak, R. G., et al. Prognostically relevant gene signatures of high-grade serous ovarian carcinoma. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 517-525 (2013).
  4. Tothill, R. W., et al. Novel molecular subtypes of serous and endometrioid ovarian cancer linked to clinical outcome. Clinical Cancer Research: An Official Journal of the American Association for Cancer Research. 14 (16), 5198-5208 (2008).
  5. Ghoneum, A., Afify, H., Salih, Z., Kelly, M., Said, N. Role of tumor microenvironment in ovarian cancer pathobiology. Oncotarget. 9 (32), 22832-22849 (2018).
  6. Coffman, L. G., et al. Human carcinoma-associated mesenchymal stem cells promote ovarian cancer chemotherapy resistance via a BMP4/HH signaling loop. Oncotarget. 7 (6), 6916-6932 (2016).
  7. Coffman, L. G., et al. Ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells arise from tissue-specific normal stroma. Stem Cells. 37 (2), 257-269 (2019).
  8. Spaeth, E. L., et al. Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression. PLoS One. 4 (4), 4992(2009).
  9. Atiya, H., Frisbie, L., Pressimone, C., Coffman, L. Mesenchymal stem cells in the tumor microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1234, 31-42 (2020).
  10. Magnotti, E., Marasco, W. A. The latest animal models of ovarian cancer for novel drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 13 (3), 249-257 (2018).
  11. Connolly, D. C., Hensley, H. H. Xenograft and transgenic mouse models of epithelial ovarian cancer and non-invasive imaging modalities to monitor ovarian tumor growth in situ: applications in evaluating novel therapeutic agents. Current Protocols in Pharmacology. 45 (1), 1-26 (2009).
  12. Sherman-Baust, C. A., et al. A genetically engineered ovarian cancer mouse model based on fallopian tube transformation mimics human high-grade serous carcinoma development. The Journal of Pathology. 233 (3), 228-237 (2014).
  13. McLean, K., et al. Human ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells regulate cancer stem cells and tumorigenesis via altered BMP production. The Journal of Clinical Investigation. 121 (8), 3206-3219 (2011).
  14. Uphoff, C. C., Drexler, H. G. Comparative PCR analysis for detection of mycoplasma infections in continuous cell lines. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 38 (2), 79-85 (2002).
  15. Nikfarjam, L., Farzaneh, P. Prevention and detection of Mycoplasma contamination in cell culture. Cell Journal. 13 (4), 203-212 (2012).
  16. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  17. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  18. Fan, H., et al. Epigenomic reprogramming toward mesenchymal-epithelial transition in ovarian-cancer-associated mesenchymal stem cells drives metastasis. Cell Reports. 33 (10), 108473(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Progresja przerzutowamezenchymalne kom rki macierzyste zwi zane z rakiemmikro rodowisko zr boweksenoprzeszczep pochodz cy od pacjentaobrazowanie bioluminescencyjneprzerzuty nowotworowemyszy NSG

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.