Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany model chirurgiczny niedokrwienia kończyn tylnych u myszy ApoE-/- przy użyciu miniaturowego nacięcia

3.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62402

⸱

13 maja 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 2European Center of Angioscience ECAS, Medical Faculty Manheim, Heidelberg University, 3Computer-Assisted Clinical Medicine, Mannheim Institute for Intelligent Systems in Medicine, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 4Cooperative Core Facility Animal Scanner ZI, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł demonstruje skuteczne podejście chirurgiczne do ustalenia ostrego niedokrwienia u myszy z małym nacięciem. Takie podejście może być stosowane przez większość grup badawczych bez konieczności modernizacji laboratoriów.

Streszczenie

Celem tego badania jest wprowadzenie i ocena zmodyfikowanego podejścia chirurgicznego do wywoływania ostrego niedokrwienia u myszy, które może być wdrożone w większości laboratoriów zwierzęcych. W przeciwieństwie do konwencjonalnego podejścia do podwójnego podwiązania tętnicy udowej (DLFA), wykonano mniejsze nacięcie w prawej okolicy pachwinowej, aby odsłonić bliższą tętnicę udową (FA) do wykonania DLFA. Następnie, za pomocą szwu 7-0, nacięcie przeciągnięto w okolicę kolana, aby odsłonić dystalną FA. Rezonans magnetyczny (MRI) na obustronnych kończynach tylnych zastosowano w celu wykrycia okluzji FA po operacji. Po 0, 1, 3, 5 i 7 dniach od operacji odzyskanie funkcji kończyn tylnych zostało wizualnie ocenione i ocenione za pomocą skali Tarlova. Ocenę histologiczną przeprowadzono po eutanazji zwierząt 7 dni po DLFA. Zabiegi zostały pomyślnie przeprowadzone na prawej nodze u dziesięciu myszy ApoE-/- i żadna mysz nie zmarła podczas późniejszej obserwacji. Rozmiary nacięć u wszystkich 10 myszy były mniejsze niż 5 mm (4,2 ± 0,63 mm). Wyniki rezonansu magnetycznego wykazały, że przepływ krwi w FA po stronie niedokrwiennej był wyraźnie zablokowany. Wyniki skali Tarlova wykazały, że funkcja kończyn tylnych uległa znacznemu pogorszeniu po zabiegu i powoli wracała do normy w ciągu kolejnych 7 dni. Ocena histologiczna wykazała istotną odpowiedź zapalną po stronie niedokrwiennej i zmniejszoną gęstość mikrokrążenia w niedokrwionej kończynie tylnej. Podsumowując, w badaniu tym przedstawiono zmodyfikowaną technikę wykorzystującą miniaturowe nacięcie do wykonania niedokrwienia kończyn tylnych (HLI) przy użyciu DLFA.

Wprowadzenie

Istnieje niezaspokojona potrzeba przedklinicznych modeli zwierzęcych do badań nad chorobami naczyniowymi, takimi jak choroba tętnic obwodowych (PAD). Pomimo zaawansowanych postępów w diagnostyce i leczeniu, w 2018 roku było ponad 200 milionów pacjentów z PAD1, a ich liczba stale rośnie. Chociaż opisano kilka nowatorskich podejść terapeutycznych2,3,4,5,6,7 zostały opisane, pomyślne przełożenie tych metod terapeutycznych na zastosowanie kliniczne pozostaje trudnym zadaniem. W związku z tym potrzebne są wiarygodne i odpowiednie modele eksperymentalne in vivo symulujące stan chorobowy u ludzi, aby zbadać potencjalny mechanizm i skuteczność tych nowych podejść terapeutycznych w leczeniu PAD6,7.

Hiperlipidemia i miażdżyca (AS) są głównymi czynnikami ryzyka rozwoju PAD. Myszy ApoE-/- (na diecie wysokotłuszczowej) wykazują nieprawidłowy metabolizm tłuszczów i hiperlipidemię, a następnie rozwijają blaszki miażdżycowe, co sprawia, że myszy ApoE-/- są najlepszym wyborem do symulacji klinicznie istotnego PAD. Przedkliniczne modele zwierzęce HLI są generowane poprzez podwójne podwiązanie tętnicy udowej (DLFA), które jest najczęściej stosowanym podejściem w laboratoriach na całym świecie8,9,10,11,12,13,14,15 do symulacji ostrego i przewlekłego niedokrwienia. Jednak takie podejście zwykle wymaga stosunkowo dużego i inwazyjnego nacięcia. Co więcej, nieuchronnie prowadzi to do tego, że zwierzęta (zwłaszcza myszy) cierpią z powodu zwiększonego bólu i stanu zapalnego, co również wpływa na późniejsze wyniki eksperymentów5,6,16,17. W tym artykule opisano model HLI z ostrą i przewlekłą chorobą u myszy APOE-/- przy użyciu bardzo małego nacięcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi WE 2010/63/UE i zostały zatwierdzone przez lokalne niemieckie ustawodawstwo (35-9185.81/G[1]239/18). Dziesięć samców myszy ApoE-/- z tłem C57BL/6J, o wadze 29,6-38,0 g, trzymano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność i karmiono zachodnią dietą (1,25% cholesterolu i 21% tłuszczu) i wodą ad libitum przez 12 tygodni od 8 tygodnia życia. HLI przeprowadzono na 20-tygodniowych myszach, jak opisano poniżej.

1. Indukcja HLI u myszy ApoE-/-

  1. Przygotuj wymagany sprzęt i narzędzia do operacji (patrz Tabela Materiałów i Rysunek 1). Przed użyciem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne za pomocą autoklawowania i użyj sterylizatora szklanych kulek podczas operacji.
  2. Znieczulić mysz wstrzyknięciem podskórnym (S.C.) mieszaniny midazolamu (5 mg/kg), medetomidyny (0,05 mg/ml/kg) i fentanylu (0,5 mg/kg) przed wszystkimi zabiegami chirurgicznymi.
    1. Po rozpoczęciu znieczulenia należy użyć maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu i potwierdzić brak odruchu wycofania pedału w kończynie przedniej i tylnej.
  3. Następnie umieść mysz na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie około 37 °C. Za pomocą wacików i kremu do depilacji ostrożnie usuń włosy ze skóry kończyn tylnych po prawej stronie.
    UWAGA: Krem do depilacji należy stosować w ilości wystarczającej do pokrycia kończyny tylnej, zwłaszcza okolicy pachwinowej, w której zostanie wykonane nacięcie. Krem do depilacji należy stosować krócej niż 3 minuty, a następnie usunąć go zwilżonymi wacikami 2 do 3 razy.
  4. Połóż mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej pod mikroskopem preparacyjnym. Użyj środka antyseptycznego do skóry (patrz Tabela materiałów), aby zdezynfekować skórę myszy. Następnie za pomocą spiczastych kleszczy i nożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie o długości około 3-4 mm w środku okolicy pachwinowej. Zobacz Rysunek 2 aby zobaczyć schemat procedury.
  5. Ostrożnie usuń podskórną tkankę tłuszczową za pomocą cienkich spiczastych kleszczy, aby odsłonić proksymalny pęczek nerwowo-naczyniowy kości udowej. Ostrożnie użyj cienkich spiczastych kleszczy, aby przebić błonę pochewki kości udowej. Użyj bawełnianego wacika zwilżonego solą fizjologiczną, aby ostrożnie odsunąć tętnicę udową (FA) od nerwu udowego (FN) i żyły udowej (FV).
  6. Przełóż dwa wchłanialne szwy 7-0 przez proksymalny FA i wykonaj podwójne węzły za pomocą nożyczek sprężynowych, aby przeciąć FA między dwoma wiązaniami.
  7. Aby odsłonić dystalną FA, przełóż szew wchłanialny 7-0 przez dolną krawędź nacięcia i delikatnie przeciągnij nacięcie do okolicy prawej strony kolana kończyny tylnej.
  8. Ostrożnie odsuń tkankę podskórną na bok, aby odsłonić pęczek nerwowo-naczyniowy. Użyj cienkich spiczastych kleszczy, aby przebić błonę pochewki kości udowej i wypreparować FA z FV i FN.
  9. Przełóż dwa wchłanialne szwy 7-0 przez dystalną FA i zawiąż podwójne węzły. Użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć FA między dwoma krawatami.
    UWAGA: Nie wykonano podwiązania na lewej kończynie, która służyła jako kontrola u każdej myszy.
  10. Następnie użyj wchłanialnych szwów 6-0, aby zszyć nacięcie. Umieść mysz na poduszce grzewczej w czystej klatce i kontynuuj monitorowanie jej parametrów życiowych aż do wyzdrowienia. Podać pooperacyjne leki przeciwbólowe: Buprenorphine s.c. (0,1 mg/kg masy ciała co 8 godzin przez 48 godzin). 48 godzin po operacji należy podać metamizol w wodzie do picia (24 mg/5 ml wody odpowiada dawce 200 mg/kg 4 razy na dobę).

2. Rezonans magnetyczny

UWAGA: Jeden dzień po DLFA, myszy muszą przejść skany MRI, aby ocenić blokadę FA.

  1. Umieść mysz w przezroczystej komorze indukcyjnej i znieczul mysz 1,5-2% izofluranem w otaczającym powietrzu, aż do utraty odruchu prostowania.
  2. Umieść mysz na podgrzewanym łóżku dla zwierząt wyposażonym w uchwyt na gryzienie i ustawionym w kierunku magnesu za pomocą systemu sterowanego laserowo. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37±1 °C.
  3. Podczas akwizycji obrazu utrzymuj znieczulenie 1,5-2% izofluranem w otaczającym powietrzu i monitoruj oddech za pomocą sondy ciśnieniowej.
  4. Uzyskuj obrazy w poprzecznej orientacji warstwy za pomocą trójwymiarowej (3D) sekwencji angiografii czasu przelotu (TOF) z parametrem czasu echa (TE)/czasu powtarzania (TR)/kąta odwrócenia (FA) = 2 ms/12 ms/13°, czterech średnich, macierzy akwizycji 178 x 144 zrekonstruowanej do 256 x 192 i 121 warstw, co daje rozdzielczość izotropową 0,15 mm3. Aby stłumić sygnał z żył, umieść plaster nasycenia dystalnie do kończyn tylnych.

3. Ocena kliniczna i obserwacja

  1. Oszacuj poprawę funkcjonalną w 1., 3., 5. i 7. dniu po operacji, korzystając z funkcjonalnej skali Tarlova18,19 (Tabela 1).

4. Ocena histologiczna

  1. Siedem dni po operacji należy zastosować zastrzyk z pentobarbitalu (115 mg/kg) w celu eutanazji myszy.
  2. Perfuzja soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) zawierającej 1% paraformaldehydu (PFA) przez lewą komorę serca (100 ml na mysz). Utrwalić obustronny brzuchaty łydki (Gm) myszy w 4% PFA przez noc w temperaturze 4 °C.
  3. Zanurz próbkę w parafinie zgodnie z wcześniej opisanym protokołem20.
    1. Wytnij odcinki bloku tkankowego zatopionego w parafinie o grubości 4-5 μm na mikrotomie. Za pomocą okrągłego pędzla umieść wycięte skrawki tkanek w łaźni wodnej o temperaturze 42°C.
    2. Włóż szkiełko mikroskopowe do wody pod kątem 45° i ostrożnie umieść je pod grupą skrawków, które mają zostać pobrane.
    3. Ostrożnie podnieść szkiełko z wody, pozostawić sekcje do szkiełka i wyschnąć przez noc w inkubatorze stołowym w temperaturze 37 °C.
  4. Wykonać barwienie skrawków parafiny hematoksyliną/eozyną (HE).
    1. Umieść slajdy zawierające sekcje w uchwytach na slajdy. Przygotuj 3 pojemniki ze świeżym ksylenem i umieść szkiełka w każdym pojemniku na 5 minut, aby odparafinować sekcje.
    2. Uwodnij sekcje, zanurzając plastry kolejno w 96%, 80%, 70%, 50%, 30% etanolu i wodzie dejonizowanej na 5 minut każda.
    3. Barwieć w roztworze hematoksyliny przez 10 min.
    4. Przełóż plastry do pojemnika z wodą dejonizowaną i spłucz, umieszczając pod bieżącą wodą z kranu na 5 minut.
    5. Za pomocą mikroskopu sprawdź intensywność barwienia hematoksyliną. Jeśli barwienie umożliwia wyraźną identyfikację jąder komórkowych, przejdź do następnego kroku. Jeżeli intensywność barwienia nie ułatwia identyfikacji jąder komórkowych lub jeżeli intensywność barwienia jest słaba, umieścić szkiełko w roztworze hematoksyliny na 1 minutę, powtórzyć mycie wodą (krok 4.4.4), a następnie ponownie sprawdzić.
    6. Barwienie przeciwstawne w roztworze eozyny-Y przez 5 min.
    7. Odwodnić sekcje, zanurzając plastry kolejno w pojemnikach zawierających wodę dejonizowaną i 30%, 50%, 70%, 80% i 96% etanolu kolejno przez 10 sekund każdy. Następnie umieść sekcje kolejno w trzech pojemnikach ze świeżym ksylenem na 10 s każdy.
    8. Umieść szkiełka poziomo na mikroskopijnych mapach do przechowywania szkiełek, sekcjami skierowanymi do góry. Dodaj wystarczającą ilość podłoża mocującego na szkiełko i zamontuj szkiełka nakrywkowe.
  5. Wykonać barwienie immunohistochemiczne (IHC) skrawków parafiny.
    1. Powtórzyć etapy deparafinowania i ponownego nawodnienia 4.4.1-4.4.2. Następnie zanurzyć skrawki w pojemniku z 10 mM buforem cytrynianu sodu o pH 6 i doprowadzić próbkę do wrzenia w kuchence mikrofalowej.
      UWAGA: Ponieważ przegrzanie lub niedogrzanie próbek może spowodować niespójne barwienie, należy utrzymywać temperaturę tuż poniżej temperatury wrzenia przez 10 minut.
    2. Następnie schładzaj sekcje na blacie przez 30 minut. Następnie umyj skrawki w PBS trzy razy przez 5 minut. Ostrożnie osusz obszar wokół próbki i narysuj duży okrąg wokół próbki za pomocą hydrofobowego pisaka. .
      UWAGA: Nigdy nie dotykaj sample . Znakowanie pisakiem hydrofobowym tworzy granicę hydrofobową, która ułatwia użycie mniejszej objętości roztworu przeciwciała.
    3. Stłumić aktywność endogennej peroksydazy umieszczając wycinek w 0,3% H2O2 w PBS na 10 min. Blokuj skrawki z 400 μL buforu blokowego (PBS zawierają 3% albuminy surowicy bydlęcej i 0,3% detergentu niejonowego) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej w wilgotnej komorze.
    4. Myj sekcje w PBS przez 5 minut. Następnie dodaj 100-400 μl rozcieńczonego przeciwciała anty-CD31 (1:250) wystarczającego do pokrycia sekcji. Następnie inkubować skrawki przez noc w temperaturze 4 °C w wilgotnej komorze.
      UWAGA: Upewnij się, że sekcja jest całkowicie pokryta roztworem przeciwciała.
    5. Usunąć przeciwciało pierwszorzędowe i przemyć skrawki trzykrotnie w PBS przez 5 minut każda.
    6. Przygotować mieszaninę 3,3'-diaminobenzydyny (DAB), dodając 1 kroplę koncentratu DAB do 1 ml rozcieńczalnika DAB i dobrze wymieszać. Następnie dodać 100-400 μl mieszaniny DAB do sekcji i uważnie obserwować okiem przez 2 minuty, aż do uzyskania akceptowalnej intensywności barwienia.
      UWAGA: Upewnij się, że sekcja jest całkowicie pokryta mieszanką DAB.
    7. Następnie płukać pod bieżącą wodą z kranu przez 5 minut. Wykonać barwienie hematoksyliną zgodnie z opisem w krokach 4.4.3-4.4.5.
    8. Wykonaj barwienie eozyną-Y opisane w kroku 4.4.6. Wykonaj kroki odwadniania opisane w kroku 4.4.7.
    9. Zamontowano sekcje z szkiełkami nakrywkowymi za pomocą medium montażowego. Użyj ImageJ, aby oszacować procent dodatniego obszaru CD31 (%) w 5 losowo wybranych polach (40x), które można uznać za gęstość mikronaczyniową, jak opisano wcześniej21.

5. Analiza statystyczna

  1. Użyj oprogramowania do analizy statystycznej, aby wyrazić wyniki jako średnią ± odchylenie standardowe i przeprowadzić niesparowany test t na porównaniach. Uznajmy, że P < 0,05 jest statystycznie istotne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyka myszy-/- ApoE
Operacje DLFA zostały pomyślnie przeprowadzone u 10 myszy w celu stworzenia modelu HLI, przy czym żadne z zwierząt nie padło po zabiegu. W celu monitorowania zmian masy ciała, myszy ważono przed procedurą DLFA (Pre-DLFA) oraz 7 dni po operacji DLFA (Post-DLFA). Masa ciała przed zabiegiem DLFA wynosiła od 29,6 do 38,0 g (średnia 34,74 ± 2,47 g), a masa po zabiegu DLFA od 26,5 do 34,1 g (średnia 30,77 ± 2,15 g), co było wartości...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to przedstawia zmodyfikowane, uproszczone i chirurgicznie skuteczne podejście do ustalenia modelu HLI u myszy ApoE-/- przy użyciu podwójnej ligacji w proksymalnych i dystalnych obszarach FA przez nacięcie 3-4 mm bez żadnych wymaganych ulepszeń laboratoryjnych. Główną cechą tej metody jest mniejszy rozmiar nacięcia w porównaniu z wcześniej opisywanymi badaniami opisującymi mysie modele HLI 8,9,10,11,12,15,20,22,23,24 .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że treść artykułu została skomponowana przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują Viktorii Skude, Alexandrowi Schlundowi i Felixowi Hörnerowi za doskonałe wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10x Bufor fosforanowy sól fizjologicznaRoth9143.1Stosowany do barwienia hematooksyliną i eozyną oraz barwienia immunohistochemicznego
30% H2O2Roth9681.2Stosowany do barwienia immunohistochemicznego
6-0 szwy wchłanialnePROLENE8776HSłuży do szycia skóry
6-0 szew absorpcyjnyPROLENEEP8706Stosowany w chirurgii
7-0 szwy wchłanialnePROLENEEH8021EStosowany do podwiązywania tętnicy
7-0 szew absorpalnyPROLENEEP8755Stosowany w chirurgii
Kwas octowyRoth6755.1Stosowany do barwienia hematoksyny i eozyny
Albumina Fraktion VRoth8076.2Stosowany do barwienia immunohistochemicznego
AutoklawSystec GmbHSystec VX-150Służy do sterylizacji narzędzi chirurgicznych
Mikroskop Axio vert A1Carl ZeissZEISS Axio Vert.A1Służy do przeglądania i wykonywania zdjęć z barwienia hematooksyliną i eozyną oraz barwienia immunohistochemicznego
Bruker BioSpec 94/20 AVIIIBruker Biospin MRI GmbHN/ASkan niedrożności tętnicy udowej
Buprenovet Sine 0,3mg/mlBayer AG2542 (WDT)Stosowany w leczeniu bólu pooperacyjnego. Dawka - 0,1 mg/kg masy ciała co 8 godzin przez 48 godzin po operacji
Przeciwciało CD31Abcamab28364Stosowany do barwienia immunohistochemicznego
Eozyna Y roztwór 0,5 % w wodzieRothX883.1Stosowany do barwienia hematykaliną i eozyną
Roztwór do odzyskiwania epitopów pH 6Leica Biosystems6046945Stosowany do barwienia immunohistochemicznego
Etanol ≥ 99,5 %Roth5054.1Stosowany do barwienia hematoksyliną i eozyną oraz barwienia immunohistochemicznego
FentanylCayman Chemical437-38-7Używany do znieczulenia
Kleszcze drobnopunktoweMedixplus93-4505SSłuży do oddzielania tętnicy od nerwów i żył
Sterylizator kulek szklanychSimon KellerTyp 250Służy do sterylizacji narzędzi chirurgicznych
Przysłona kosmiczną Graefe kleszcze zakrzywioneVUBU VUBU-02-72207Służy do oddzielania skóry i tkanki podskórnej
Krem do usuwania włosów, Veet (z aloesem)Reckitt Benckiser108972Usuń sierść z tylnych kończyn myszy
Płyta grzewczaSTÖ RK-TRONIC7042092Utrzymuj temperaturę otoczenia myszy
HematoxylinRothT865.2Używany do barwienia hematoksyliną i eozyną oraz barwienia immunohistochemicznego
Mikroskop chirurgiczny LeicaLeica M651Powiększ pole widzenia, aby ułatwić operację
Płynny system chromogenowy DAB+SubstrateDakoK3468Używany do barwienia
immunohistochemicznegoSamce myszy ApoE-/-River LaboratoriesN/AUżywane do ustalenia modelu myszy z chorobą tętnic obwodowych
MedetomidineCayman Chemical128366-50-7Używane do znieczulenia
Mikro uchwyt na igłyi chirurgicznyB3B-18-8Trzymanie igły
Kleszcze do wiązania mikroszwówLife Saver Surgical IndustriesPS-MSF-145Służy do pomocy w wiązaniu węzłów podczas operacji
MicrotomeBiobaseBk-MT268mSłuży do cięcia tkanek
MidazolamRatiopharm44856.01.00Używany do znieczulenia
System monitorowania i bramkowania małych zwierząt kompatybilny z MR Model 1025SA InstrumentsN/amonitorujący parametry życiowe zwierzęcia podczas badania MRI
Octeniderm farblosSchü lke & Mayr GmbH180212stosowany do dezynfekcji skóry
Maść do oczu i nosaBayer AG1578675Utrzymuj oczy mokre pod narkozą
ParaformaldehydRoth0335.1Służy do utrwalania tkanki
PentobarbitalNembutal76-74-4Używany do znieczulenia
Sól fizjologicznaDeltaSelect1299.99.99Używany do znieczulenie
Nożyczki z rękojeścią sprężynową z drobnymi, ostrymi końcówkami& chirurgicznyB66167Używany do przecinania tętnicy
Nożyczki SuperCuti chirurgicznyB55992Używany do cięcia skóry
Triton X-100Roth9002-93-1Używany do barwienia immunohistochemicznego
Dieta zachodnia, 1,25% Cholesterolssniff Spezialdiä ten GmbHE15723-34Dieta dla myszy
XyleneRoth4436.3Stosowany do barwienia hematyoksyliną i eozyną oraz barwienia immunohistochemicznego
Charles

Bibliografia

  1. Shu, J., Santulli, G. Update on peripheral artery disease: Epidemiology and evidence-based facts. Atherosclerosis. 275, 379-381 (2018).
  2. Tateishi-Yuyama, E., et al. Therapeutic angiogenesis for patients with limb ischaemia by autologous transplantation of bone-marrow cells: a pilot study and a randomised controlled trial. Lancet. 360 (9331), 427-435 (2002).
  3. Wang, Z. X., et al. Efficacy of autologous bone marrow mononuclear cell therapy in patients with peripheral arterial disease. Journal of Atherosclerosis and Thrombosis. 21 (11), 1183-1196 (2014).
  4. Botham, C. M., Bennett, W. L., Cooke, J. P. Clinical trials of adult stem cell therapy for peripheral artery disease. Methodist Debakey Cardiovascular Journal. 9 (4), 201-205 (2013).
  5. van Weel, V., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression in ischemic skeletal muscle enhances myoglobin expression in vivo. Circulation Research. 95 (1), 58-66 (2004).
  6. Olea, F. D., et al. Vascular endothelial growth factor overexpression does not enhance adipose stromal cell-induced protection on muscle damage in critical limb ischemia. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (1), 184-188 (2015).
  7. Peeters Weem, S. M. O., Teraa, M., de Borst, G. J., Verhaar, M. C., Moll, F. L. Bone marrow derived cell therapy in critical limb ischemia: a meta-analysis of randomized placebo controlled trials. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 50 (6), 775-783 (2015).
  8. Crawford, R. S., et al. Divergent systemic and local inflammatory response to hind limb demand ischemia in wild-type and ApoE-/- mice. Journal of Surgical Research. 183 (2), 952-962 (2013).
  9. Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (23), e1035(2009).
  10. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  11. Peck, M. A., et al. A functional murine model of hindlimb demand ischemia. Annals of Vascular Surgery. 24 (4), 532-537 (2010).
  12. Lejay, A., et al. A new murine model of sustainable and durable chronic critical limb ischemia fairly mimicking human pathology. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 49 (2), 205-212 (2015).
  13. Nagase, H., Yao, S., Ikeda, S. Acute and chronic effects of exercise on mRNA expression in the skeletal muscle of two mouse models of peripheral artery disease. PLoS One. 12 (8), 0182456(2017).
  14. Fu, J., et al. Hydrogen molecules (H2) improve perfusion recovery via antioxidant effects in experimental peripheral arterial disease. Molecular Medicine Reports. 18 (6), 5009-5015 (2018).
  15. Yu, J., Dardik, A. A murine model of hind limb ischemia to study angiogenesis and arteriogenesis. Methods in Molecular Biology. 1717, 135-143 (2018).
  16. Pu, L. Q., et al. Enhanced revascularization of the ischemic limb by angiogenic therapy. Circulation. 88 (1), 208-215 (1993).
  17. Takeshita, S., et al. Therapeutic angiogenesis. A single intraarterial bolus of vascular endothelial growth factor augments revascularization in a rabbit ischemic hind limb model. Journal of Clinical Investigation. 93 (2), 662-670 (1994).
  18. Tarlov, I. M. Spinal cord compression studies. III. Time limits for recovery after gradual compression in dogs. AMA Archives of Neurology and Psychiatry. 71 (5), 588-597 (1954).
  19. Westvik, T. S., et al. Limb ischemia after iliac ligation in aged mice stimulates angiogenesis without arteriogenesis. Journal of Vascular Surgery. 49 (2), 464-473 (2009).
  20. Hellingman, A. A., et al. Variations in surgical procedures for hind limb ischaemia mouse models result in differences in collateral formation. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 40 (6), 796-803 (2010).
  21. Liu, Q., et al. CRISPR/Cas9-mediated hypoxia inducible factor-1α knockout enhances the antitumor effect of transarterial embolization in hepatocellular carcinoma. Oncology Reports. 40 (5), 2547-2557 (2018).
  22. Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for acute and subacute murine hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54166(2016).
  23. Pellegrin, M., et al. Experimental peripheral arterial disease: new insights into muscle glucose uptake, macrophage, and T-cell polarization during early and late stages. Physiological Reports. 2 (2), 00234(2014).
  24. Sun, Z., et al. VEGF-loaded graphene oxide as theranostics for multi-modality imaging-monitored targeting therapeutic angiogenesis of ischemic muscle. Nanoscale. 5 (15), 6857-6866 (2013).
  25. Craige, S. M., et al. NADPH oxidase 4 promotes endothelial angiogenesis through endothelial nitric oxide synthase activation. Circulation. 124 (6), 731-740 (2011).
  26. Kant, S., et al. Neural JNK3 regulates blood flow recovery after hindlimb ischemia in mice via an Egr1/Creb1 axis. Nature Communications. 10 (1), 4223(2019).
  27. Chevalier, J., et al. Obstruction of small arterioles in patients with critical limb ischemia due to partial endothelial-to-mesenchymal transition. iScience. 23 (6), 101251(2020).
  28. Kosmac, K., et al. Correlations of calf muscle macrophage content with muscle properties and walking performance in peripheral artery disease. Journal of the American Heart Association. 9 (10), 015929(2020).
  29. Mohiuddin, M., et al. Critical limb ischemia induces remodeling of skeletal muscle motor unit, myonuclear-, and mitochondrial-domains. Scientific Reports. 9 (1), 9551(2019).
  30. Ministro, A., et al. Assessing therapeutic angiogenesis in a murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59582(2019).
  31. Kilarski, W. W., Samolov, B., Petersson, L., Kvanta, A., Gerwins, P. Biomechanical regulation of blood vessel growth during tissue vascularization. Nature Medicine. 15 (6), 657-664 (2009).
  32. Portou, M. J., et al. Hyperglycaemia and ischaemia impair wound healing via Toll-like receptor 4 pathway activation in vitro and in an experimental murine model. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 59 (1), 117-127 (2020).
  33. Dokun, A. O., et al. A quantitative trait locus (LSq-1) on mouse chromosome 7 is linked to the absence of tissue loss after surgical hindlimb ischemia. Circulation. 117 (9), 1207-1215 (2008).
  34. Hazarika, S., et al. MicroRNA-93 controls perfusion recovery after hindlimb ischemia by modulating expression of multiple genes in the cell cycle pathway. Circulation. 127 (17), 1818-1828 (2013).
  35. Fan, W., et al. mTORC1 and mTORC2 play different roles in the functional survival of transplanted adipose-derived stromal cells in hind limb ischemic mice via regulating inflammation in vivo. Stem Cells. 31 (1), 203-214 (2013).
  36. Terry, T., et al. CD34(+)/M-cadherin(+) bone marrow progenitor cells promote arteriogenesis in ischemic hindlimbs of ApoE(-)/(-) mice. PLoS One. 6 (6), 20673(2011).
  37. Kwee, B. J., et al. Treating ischemia via recruitment of antigen-specific T cells. Science Advances. 5 (7), (2019).
  38. Nakada, M. T., et al. Clot lysis in a primate model of peripheral arterial occlusive disease with use of systemic or intraarterial reteplase: addition of abciximab results in improved vessel reperfusion. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 15 (2), Pt 1 169-176 (2004).
  39. Carr, A. N., et al. Efficacy of systemic administration of SDF-1 in a model of vascular insufficiency: support for an endothelium-dependent mechanism. Cardiovascular Research. 69 (4), 925-935 (2006).
  40. Del Giudice, C., et al. Evaluation of a new model of hind limb ischemia in rabbits. Journal of Vascular Surgery. 68 (3), 849-857 (2018).
  41. Liddell, R. P., et al. Endovascular model of rabbit hindlimb ischemia: a platform to evaluate therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 16 (7), 991-998 (2005).
  42. Aboyans, V., et al. 2017 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of peripheral arterial diseases, in collaboration with the European Society for Vascular Surgery (ESVS): Document covering atherosclerotic disease of extracranial carotid and vertebral, mesenteric, renal, upper and lower extremity arteriesEndorsed by: the European Stroke Organization (ESO)The Task Force for the Diagnosis and Treatment of Peripheral Arterial Diseases of the European Society of Cardiology (ESC) and of the European Society for Vascular Surgery (ESVS). European Heart Journal. 39 (9), 763-816 (2018).
  43. Lo Sasso, G., et al. The Apoe(-/-) mouse model: a suitable model to study cardiovascular and respiratory diseases in the context of cigarette smoke exposure and harm reduction. Journal of Translational Medicine. 14 (1), 146(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Podwi zanie t tnicy udowejmyszy z knockutem ApoEoperacja z ma ymi naci ciamitechnika podw jnego podwi zaniaobrazowanie rezonansem magnetycznymocena w skali Tarlovag sto mikro naczyniowauraz niedokrwienno reperfuzyjnyocena histologiczna
Zmodyfikowany model chirurgiczny niedokrwienia kończyn tylnych u myszy ApoE-/- przy użyciu miniaturowego nacięcia
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.