Artykuł metodologiczny

Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila

DOI:

10.3791/62533

⸱

8 czerwca 2021

 ,  , 
1Department of Zoology and Animal Physiology, College of Biological Sciences, China Agricultural University, 2College of Life Sciences, Capital Normal University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje, jak stworzyć prostą komorę obserwacyjną zachowania dorosłego Drosophila i jak robić zdjęcia/filmy w wysokiej rozdzielczości morfologii lub zachowania różnych typów muszek owocowych w komorze obserwacyjnej za pomocą stosunkowo prostych i niedrogich metod.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila melanogaster jest bardzo potężnym modelem w badaniach biologicznych, ale kiepskim modelem do fotografii czy wideografii. W artykule opisano prostą, ale skuteczną metodę obserwacji i dokumentowania zachowania lub morfologii much. Muchy umieszczano w półprzezroczystej komorze obserwacyjnej o wymiarach ok. Ø15 x 5 mm (brak jedzenia w środku) lub Ø15 x 12 mm (z kawałkiem pokarmu o wysokości 8 mm w środku). Po pokryciu filtrem ultrafioletowym (UV) / przezroczystym o wysokiej przepuszczalności światła, komorę umieszczono pod mikroskopem stereoskopowym z 5-50-krotnym zoomem, a po obu stronach mikroskopu umieszczono mini lampy wideo z diodami elektroluminescencyjnymi (LED), aby oświetlić komorę w celu uzyskania jednolitego, miękkiego, jasnego i prawie bezcieniowego światła. Następnie kompaktowy aparat cyfrowy z 3-5-krotnym zoomem optycznym, który może nagrywać wideo w wysokiej rozdzielczości 1080 P lub wyższej rozdzielczości (z szybkością ≥30 kl./s), był podłączany do okularu mikroskopu za pomocą wspornika, a zdjęcia lub filmy były wykonywane przez okular. Regulując pokrętło zoomu mikroskopu stereoskopowego z zoomem, bardzo łatwo było śledzić muchy i w razie potrzeby robić panoramiczne lub szczegółowe zdjęcia z bliska, podczas gdy kamera rejestrowała wszystko pod mikroskopem. Ponieważ muchy mogą przebywać w dowolnej pozycji w komorze, można je obserwować i rejestrować ze wszystkich kierunków. Zrobione zdjęcia lub filmy są dobrej jakości obrazu. Metoda ta może być stosowana zarówno do badań naukowych, jak i nauczania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Drosophila melanogaster jest wybitnym modelem w badaniach biologicznych; jednak jest to zły model do fotografii lub filmowania, ponieważ jest za mały dla aparatu fotograficznego lub kamery i zbyt duży dla mikroskopu złożonego1. Pomimo doskonałych badań opisanych w literaturze, większość badań dostarczyła jedynie rozmytych, niewyraźnych obrazów, a nie wyraźnych i ostrych zdjęć z wyraźnymi szczegółami, które ilustrują opisywane zachowanie muchy. Co więcej, chociaż zachowania much były szeroko badane (np. zaloty i walki), większość z tych prac wykorzystywała ilustracje, aby wyjaśnić czytelnikom swoje badania.

Ten artykuł opisuje proste i ekonomiczne podejście. Za pomocą tej metody można nie tylko zaobserwować różne zachowania Drosophila, ale także wszystkie szczegóły, które można zaobserwować pod mikroskopem stereoskopowym, można zarejestrować wyraźnie i ostro. Oczywiście metoda ta może być również stosowana do rejestrowania morfologii much, ponieważ gdy wchodzą one w stan uśpienia lub półsnu, model stacjonarny pozwala użytkownikowi na zrobienie zdjęcia lub stosu zdjęć z różnymi płaszczyznami ogniskowymi, aby uzyskać zdjęcie o rozszerzonej głębi ostrości. Metody te można zrealizować bez skomplikowanej technologii i drogiego sprzętu, a nawet doskonałych zdolności manualnych.

Komponent wideo tego artykułu pokazuje filmy przedstawiające kilka typowych zachowań much. Cel pokazywania tych filmów jest dwojaki: po pierwsze, uświadomienie widzom, co można uchwycić i zaprezentowanie jakości obrazu uzyskanej przy użyciu tej metody; Drugim jest umożliwienie nowym studentom, którzy są zainteresowani Drosophila, ale do tej pory nie mieli okazji faktycznie obserwować zachowania much, zrozumienia zachowania much (takiego jak zaloty, walki) poprzez te wyraźne filmy, a nie ilustracje lub zamazane obrazy.

Dodatkowe wideo: Zachowanie muszki owocowej: Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Budowa systemu obserwacyjno-dokumentującego

UWAGA: Materiały potrzebne do skonstruowania systemu obserwacji/dokumentowania zachowania muchy są pokazane w Rysunek 1, a ukończony system jest pokazany w Rysunek 2. Protokół budowy systemu i sposób jego użycia są opisane poniżej.

  1. Spraw, aby fly behavior observation chamber (FBOC).
    1. Zaopatrz się w mały, półprzezroczysty (nieprzezroczysty) pojemnik, aby wykonać FBOC o średnicy (Ø) 15 mm x 20 mm. Użyj półprzezroczystej plastikowej nakrętki do butelki o wymiarach ~Ø17 mm x 22 mm, aby wykonać FBOC, lub wytnij odcinek ~17 mm od grubego końca końcówki pipety 5 ml, aby uzyskać FBOC.
    2. Wlej 1% agaru do FBOC, aby dostosować jego głębokość. Jeśli żywność musi zostać umieszczona w FBOC (patrz metoda przygotowania żywności), wlej agar do uzyskania głębokości 12 mm. Jeśli jedzenie nie musi być umieszczane w FBOC, wlej agar na głębokość 5 mm, aby łatwiej śledzić miejsce pobytu muszek owocowych.
    3. Jeśli do wykonania FBOC używana jest końcówka do pipety, należy umieścić odciętą końcówkę pipety na szalce Petriego o średnicy Ø35 mm lub Ø60 mm. Wlej 1% żel agarowy na szalkę Petriego o grubości ~5 mm, poczekaj, aż agar zastygnie i uszczelnij spód FBOC. Następnie wlej żel agarowy do FBOC do żądanej grubości.
  2. Wykonaj podstawę FBOC, wiercąc otwór o głębokości ~10 mm w środku kawałka arkusza pianki etyloaminowej o wymiarach 60 mm x 60 mm x 15 mm o tej samej średnicy co FBOC. Włóż FBOC do otworu.
    UWAGA: Baza FBOC utrzymuje FBOC stabilnie i zapobiega jego przewróceniu się oraz ułatwia ruch FBOC w celu śledzenia much podczas obserwacji i filmowania.
  3. Przygotuj pokarm dla much, jeśli to konieczne, z pożywką dla drożdży2, sztuczną dietą3, lub czystą sacharozą/glukozą (użyj 1% agaru jako środka żelującego), w zależności od celu obserwacji.
    1. Aby wizualnie określić, czy muchy żerują i zwiększyć kontrast między muchami a ich otoczeniem, dodaj barwniki spożywcze (patrz Tabela materiałów) do żywności do końcowego stężenia 12,5 mg/100 ml.
      UWAGA: Odwłoki much zmieniają kolor natychmiast po karmieniu.
    2. Wlej przygotowane jedzenie na szalkę Petriego na wysokość 8 mm. Po zestaleniu użyj żyletki, aby wyciąć kawałek jedzenia o wymiarach 8 mm x 4 mm x 8 mm i połóż go na kawałku plastiku (takim jak opakowanie po cukierkach).
    3. Pokrój jedzenie w czworokątną piramidę lub czworokątną piramidę frustum, jak pokazano na Rysunek 3, aby umożliwić obserwację i rejestrację zachowania much pod różnymi kątami, gdy muchy losowo lądują na jedzeniu. Użyj plastiku pod żywnością, aby zapobiec dyfuzji barwnika zawartego w żywności do agaru w FBOC. Użyj pęsety, aby umieścić żywność na środku FBOC.
  4. W niektórych obserwacjach behawioralnych upewnij się, że muchy są wcześniej zagłodzone. Wlej 1% żel agarowy (1 g agaru/100 ml wody, 600 μl kwasu propionowego) do czystej pustej butelki na grubość 1-2 cm i umieść w temperaturze pokojowej na 1-2 godziny. Przenieść muchy do butelki i umieścić w temperaturze 25 °C na ≥36 h.
    UWAGA: Muchy mogą wchłaniać wodę z żelu agarowego, więc nie ma potrzeby dodawania wody od czasu do czasu4,5.
  5. Przenieś jedną lub więcej much do FBOC za pomocą aspiratora. Jeśli korzystanie z aspiratora jest trudne, schłodź i dezaktywuj muchy w kruszonym lodzie, posortuj je na opakowaniu z lodem i przenieś do FBOC zgodnie z wcześniejszym opisem6.
    UWAGA: Zastosowanie zamrażania znacznie ułatwia przenoszenie much; schłodzone muchy mogą odzyskać przytomność w ciągu 1 minuty, znacznie szybciej niż te znieczuloneCO2. Chociaż chłodzenie może mieć szkodliwy wpływ na zachowanie much, np. zwiększone opóźnienie kopulacji much z 5 min7 do 40 min8, nie zmienia zachowania muchy (takiego jak zachowanie godowe). W związku z tym metoda schładzania może być stosowana do przenoszenia much w celu ogólnej obserwacji (np. eksperymentów dydaktycznych) i filmowania. Jeśli jednak obserwacje mają być wykorzystane w raporcie naukowym, zdecydowanie zaleca się, aby nie wystawiać much na działanie jakiegokolwiek znieczulenia.
  6. Po przeniesieniu much do FBOC, przykryj je filtrem UV/przezroczystym 30-40 mm, aby kamera utworzyła kompleks FBOC (Rysunek 4). Umieść kompleks FBOC pod mikroskopem stereoskopowym w celu obserwacji.
    UWAGA: Aby uzyskać wyraźne i ostre obrazy, zdecydowanie zaleca się stosowanie wysokiej jakości filtra UV/przezroczystego o wysokiej przepuszczalności światła (>98%) i zredukowanych odblaskach. Zapoznaj się z kilkoma sugestiami opisanymi wcześniej9,10; chociaż nie ma potrzeby kupowania drogich filtrów, unikaj przykrywania FBOC szkłem, takim jak pokrywka szalki Petriego.
  7. Oświetl FBOC. Zamontuj lampy wideo mini LED, aby migać stojakami do montażu gorącej stopki i umieść je po lewej i prawej stronie FBOC (Rysunek 2). Włącz diody LED i ustaw jasność na 100%, a temperaturę barwową na 5000-5600 K.
    UWAGA: Lampy wideo mini LED ze ściemnialnym światłem, temperaturą barwową 5600 K mogą zapewnić jednolite, jasne, prawie bezcieniowe oświetlenie. Korzystanie z górnego źródła światła, które jest dostarczane z mikroskopem stereoskopowym, oświetlacza LED Ring Light lub oświetlacza światłowodowego nie przyniosło zadowalających rezultatów. Do lamp wideo LED najlepiej stosować zasilacze ciągłe (transformatory).
  8. Obserwacja i filmowanie zachowania much
    1. Włącz lampy wideo LED i wyreguluj mikroskop stereo z zoomem, aż krawędź FBOC będzie wyraźnie widoczna gołym okiem. Przesuń FBOC na środek pola widzenia.
    2. Przymocuj zacisk adaptera uniwersalnego teleskopu cyfrowego do okularu mikroskopu stereoskopowego, a następnie bezpiecznie przymocuj kompaktowy aparat cyfrowy do adaptera, naprzemiennie obracając mocującą kamerę i mocującą kamerę (Rysunek 2).
    3. Włącz aparat cyfrowy i obracaj pokrętłami dostrajania w poziomie/pionie, aż krawędź FBOC wyraźnie pojawi się na środku jasnego okrągłego pola widzenia na ekranie LCD aparatu. Obróć pokrętło trybu pracy do pozycji Tryb automatyczny z preselekcją przysłony, naciśnij przycisk ostrości na wybieraku wielofunkcyjnym, wybierz opcję Makro zbliżenie, a następnie naciśnij przycisk OK. Przesuń przełącznik zoomu od końca szerokokątnego do końca teleobiektywu i powiększ okrągły obraz, aż jego środkowa część wypełni cały ekran LCD. Naciśnij przycisk nagrywania filmu, aby rozpocząć nagrywanie (naciśnij przycisk ponownie, aby zakończyć nagrywanie).
      UWAGA: Jeśli obraz jest zbyt ciemny lub zbyt jasny, naciśnij bok pokrętła sterującego blisko ikony kompensacji ekspozycji (Rysunek 1) i obróć pokrętło, aby zmienić wartość ekspozycji (EV) sugerowaną przez aparat, aby uzyskać pożądany efekt. Dodatnie wartości elektryczne sprawiają, że obraz jest jaśniejszy, a ujemne wartości elektryczne sprawiają, że obraz jest ciemniejszy. Obraz musi być jednolity, jasny, bez winietowania.
    4. Przekręć pokrętło ostrości mikroskopu, aż muchy w FBOC będą wyraźnie widoczne. Wybierz interesujące Cię zachowanie muchy do obserwacji lub nagrywania wideo. Obróć pokrętło zoomu, aby przybliżyć lub pomniejszyć, aby uzyskać żądane powiększenie do obserwacji lub nagrywania wideo.
      UWAGA: Ta metoda wykonywania zdjęć pod mikroskopem przez okulary ma zastosowanie do każdego mikroskopu z okularami. Aby zrobić zdjęcia wyników eksperymentu, użyj aparatu, który może robić zdjęcia w formacie RAW, ponieważ pliki obrazów RAW są lepsze niż JPEG. Użyj ekranu LCD aparatu jako wyświetlacza, aby obserwować zachowanie muszek owocowych i upewnij się, że mikroskop stereoskopowy z zoomem ma co najmniej 5-50-krotny zoom.

2. Protokoły obserwacji i filmowania zachowania much

  1. Przygotowanie much
    1. Hodować muchy na pożywce z mąki kukurydzianej w temperaturze 25 °C przy wilgotności 60% i 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Zbieraj muchy w ciągu 6 dni od wyklucia w celu obserwacji (z wyjątkiem zalotów i zachowań bojowych).
      UWAGA: Tutaj podłoże składało się z 1000 ml wody, 105 g mąki kukurydzianej, 75 g sacharozy, 15 g agaru, 40 g drożdży w proszku, 28 ml 10% metyloparabenu (w/v w 95% etanolu) i 6,25 ml kwasu propionowego.
  2. Odzyskanie przytomności po znieczuleniu poprzez schładzanie
    1. Schłodź muchy zgodnie z wcześniejszym opisem. 6 Przenieś Drosophila z pojemnika na lód do FBOC za pomocą pęsety. Nagraj na wideo proces muchy od bezczynności do normalnej postawy.
  3. Latanie spać, karmienie, wydalanie i zachowania społeczne
    1. Głodzić muchy przez 36 godzin. Przenieś 4-6 muszek owocowych do FBOC z poplamionym pokarmem. Obserwuj i nagrywaj zachowanie muchy na video.
      UWAGA: Muchy, które pozostają w bezruchu przez ponad 5 minut, wykazują zachowanie podczas snu11. Drosophila może spać na pożywieniu lub na pionowej ścianie FBOC (ciało jest prostopadłe do ściany komory obserwacyjnej). Chociaż ciało nie porusza się podczas snu, można zauważyć, że brzuch jest pofałdowany. Zachowania żywieniowe objawiają się, gdy mucha rozciąga trąbkę, porusza się po pokarmie podczas ciągłego ssania, a jej brzuch zmienia kolor na niebieski. Podczas karmienia grupowego lub innych czynności muszki owocowe rozciągają stopy, aby w przyjazny sposób dotknąć ciał innych muszek owocowych. Jest to zachowanie społeczne.
  4. Zachowanie związane z pielęgnacją much
    1. Schłodź muchy zgodnie z opisem6. Wrzuć zamrożone muchy do proszku agarowego i zwiń, aby pokryć je proszkiem agarowym. Przenieś muchy do FBOC. Obserwuj i rejestruj zachowania związane z pielęgnacją.
      UWAGA: Kiedy muszka owocowa odzyska przytomność po zamrożeniu, szybko strząśnie proszek agarowy ze swojego ciała i oczyści każdą część swojego ciała nogami12,13. Zachowania pielęgnacyjne można również zaobserwować podczas karmienia, zalotów i innych zachowań.
  5. Lataj zaloty i zachowania bojowe
    1. Zbieraj samice i samce much, jak opisano wcześniej7. Aby zaobserwować zachowanie much, umieść samicę muchy i samca muchy w FBOC, aby obserwować i rejestrować 6 zachowań związanych z zalotami (udanych i nieudanych).
    2. Aby obserwować zachowanie bojowe much, umieść dwa samce w FBOC. Obserwuj i nagrywaj ich zachowanie polegające na popychaniu i popychaniu się nawzajem.
  6. Zachowanie muchy podczas składania jaj
    1. Przygotuj samice muchy zgodnie z wcześniejszym opisem5. Przenieś 4 samice much do FBOC z jedzeniem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Strzelaj przez filtr UV, aby uzyskać wyraźne i ostre obrazy
Wykonaj prosty eksperyment, aby zaobserwować różnicę między filtrem UV a zwykłym szkłem w laboratorium. Weź fiolkę z hodowlą much, wyjmij korek, umieść ją pod stereoskopowym mikroskopem preparacyjnym i przykryj (naprzemiennie) filtrem UV i pokrywką na szalkę Petriego. Fotografie wykonane w tych dwóch przypadkach są pokazane na Rysunek 5. Zdjęcie wykonane przez filtr UV jest wyraźne i ostre, bardzo podobne do zdj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Światło jest sercem fotografii i wideografii i jest czynnikiem decydującym o uzyskiwaniu wysokiej jakości obrazów16. W tym przypadku jako oświetlacze użyto dwóch lamp wideo LED o regulowanej jasności i temperaturze barwowej, a do wykonania FBOC wybrano półprzezroczysty materiał. Panele świetlne LED po obu stronach zapewniały wystarczającą jasność, a półprzezroczysty materiał zmiękczał i rozpraszał światło, ostatecznie wytwarzając jednolite, miękkie i jasne światło, aby oświetlić muchy w FBOC, bez ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy profesorowi Li Xiangdongowi i fotografowi panu Cheng Jingowi za pomocne dyskusje i sugestie. Prace te były wspierane przez Projekt Eksploracyjny (20200101) Centrum Demonstracyjnego Nauczania Eksperymentalnego Nauk Przyrodniczych Chińskiego Uniwersytetu Rolniczego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
aparat kompaktowy, Nikon P310Nikon3-5-krotny zoom optyczny, nagrywanie kamery 1080 P HD wideo
pianka60 mm x 60 mm x 15 mm
Food Blue No 1CAS 3844-45-9
mini lampy LED i transformatorGODOXLED-P120mają mały pojemnik o temperaturze barwowej 5000-5600 K
(np. nakrętka do butelki)o firmie Ø Filtr UV / Clear 15 mm x 20 mm
wysokiej jakości filtr UV/Clear o wysokiej przepuszczalności,
etyloaminowa mikroskop stereoskopowy z zoomem 30-40 mm Zoom 5-50x

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chyb, S., Gompel, N. Atlas of Drosophila morphology: Wild-type and classical mutants. , Academic Press. (2013).
  2. Yang, D. Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species. Scientific Reports. 8, 15484(2018).
  3. Piper, M. D., et al. A holidic medium for Drosophila melanogaster. Nature Methods. 11, 100-105 (2014).
  4. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of visualized experiments : JoVE. (3), e193(2007).
  5. Yang, C. -H., Belawat, P., Hafen, E., Jan, L. Y., Jan, Y. -N. Drosophila egg-laying site selection as a system to study simple decision-making processes. Science. 319 (5870), 1679-1683 (2008).
  6. Yang, D. Simple homemade tools to handle fruit flies-Drosophila melanogaster. Journal Of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59613(2019).
  7. Nichols, C. D., Becnel, J., Pandey, U. B. Methods to assay Drosophila behavior. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (61), e3795(2012).
  8. Barron, A. B. Anesthetizing Drosophila for behavioural studies. Journal of Insect Physiology. 46 (4), 439-442 (2000).
  9. Cicala, R. My not quite complete protective filter article. , Available from: https://www.lensrentals.com/blog/2017/06/the-comprehensive-ranking-of-the-major-uv-filters-on-the-market (2017).
  10. Carnathan, B. UV and clear lens protection filters review. , Available from: https://www.the-digital-picture.com/Reviews/UV-and-Clear-Lens-Protection-Filters.aspx (2013).
  11. Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster. Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).
  12. Barradale, F., Sinha, K., Lebestky, T. Quantification of Drosophila grooming behavior. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (125), e55231(2017).
  13. Szebenyi, A. L. Cleaning behaviour in Drosophila melanogaster. Animal Behaviour. 17 (4), 641-651 (1969).
  14. Arkema Inc. Plexiglas : optical and transmission characteristics. , Available from: https://www.plexiglas.com/export/sites/plexiglas/.content/medias/downloads/sheet-docs/plexiglas-optical-and-transmission-characteristics.pdf (2000).
  15. Fluegel, A. Calculation of the light reflection and transmission. , Available from: https://www.glassproperties.com/reflection/ (2007).
  16. Hunter, F., Biver, S., Fuqua, P. Light science & magic: an introduction to photographic Lighting. , Routledge. (2015).
  17. Hendricks, J. C., et al. Rest in Drosophila is a sleep-like state. Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).
  18. Rieger, D., et al. The fruit fly Drosophila melangaster favors dim light and times its activity peaks to early dawn and late dusk. Journal of Biological Rhythms. 22 (5), 387-399 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Drosophila BehaviorHigh Definition ImagingStereo MicroscopeFly Observation ChamberBehavioral RecordingFly MorphologyLED Video LightsDigital Camera AdapterMacro Close UpPanoramic Imaging

Powiązane artykuły