Method Article

Wizualizacja struktury rozwiązania na granicy faz ciało stałe-ciecz przy użyciu trójwymiarowego szybkiego mapowania siły

DOI:

10.3791/62585

August 6th, 2021

In This Article

Summary

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do korzystania z trójwymiarowego szybkiego mapowania sił - techniki mikroskopii sił atomowych - do wizualizacji struktury roztworu na granicy faz ciało stałe-ciecz z rozdzielczością subnanometrową poprzez mapowanie oddziaływań końcówka-próbka w obszarze międzyfazowym.

Abstract

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wśród wyzwań dla różnych dziedzin badawczych jest wizualizacja granic faz ciało stałe-ciecz i zrozumienie, jak wpływają na nie warunki roztworu, takie jak stężenia jonów, pH, ligandy i śladowe dodatki, a także podstawowa krystalografia i chemia. W tym kontekście, trójwymiarowe szybkie mapowanie sił (3D FFM) okazało się obiecującym narzędziem do badania struktury rozwiązania na interfejsach. Funkcja ta opiera się na mikroskopii sił atomowych (AFM) i umożliwia bezpośrednią wizualizację obszarów międzyfazowych w trzech wymiarach przestrzennych z rozdzielczością poniżej nanometra. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis eksperymentalnego protokołu pozyskiwania danych 3D FFM. Omówiono główne kwestie związane z optymalizacją parametrów pracy w zależności od próbki i zastosowania. Ponadto omówiono podstawowe metody przetwarzania i analizy danych, w tym przekształcanie mierzonych obserwabli przyrządu w mapy sił końcówka-próbka, które można powiązać z lokalną strukturą rozwiązania. Na koniec rzuciliśmy światło na niektóre z nierozstrzygniętych pytań związanych z interpretacją danych 3D FFM oraz na to, w jaki sposób ta technika może stać się centralnym narzędziem w repertuarze nauki o powierzchni.

Introduction

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele interesujących zjawisk zachodzi w promieniu kilku nanometrów od granicy faz ciało stałe-ciecz, gdzie klasyczne teorie oddziaływań koloidalnych załamują się1. Cząsteczki i jony rozpuszczalnika organizują się w nieoczekiwane wzory2 i różne procesy, takie jak kataliza3, adsorpcja jonów4,5, transfer elektronów6,7, biomolekularne złożenie8, agregacja cząstek9, attachment10,11, oraz assembly12,13, mogą wystąpić. Jednak niewiele technik może scharakteryzować strukturę rozwiązania na interfejsie, szczególnie w przypadku rozdzielczości 3D poniżej nanometra. W tym kontekście, trójwymiarowe mapowanie sił głębokich (3D FFM) - technika oparta na mikroskopii sił atomowych (AFM) - stała się użytecznym narzędziem do określania struktury rozwiązania międzyfazowego14,15 i zrozumienia jej wpływu na takie zjawiska.

Ogólnie, techniki AFM wykorzystują wspornik z nanorozmiarową końcówką do charakteryzowania powierzchni za pomocą dwóch głównych klas pomiarów: obrazowanie topograficzne, które mierzy wysokość podłoża przy każdym pikselu xy lub pomiary siły, które określają ilościowo właściwości mechaniczne, interakcje koloidalne16,17lub siły adhezyjne między funkcjonalizowaną końcówką a podłożem. Obecnie możliwości tego wszechstronnego instrumentu wykraczają daleko poza te tradycyjne zastosowania; Wykwalifikowani użytkownicy korzystający z nowoczesnych urządzeń mogą mierzyć właściwości powierzchni elektrycznej, magnetycznej i chemicznej, łącząc mikroskopię sił ze spektroskopią i innymi metodami18. Być może najbardziej fascynującym osiągnięciem jest możliwość obrazowania materiałów i procesów w ich natywnych rozwiązaniach, z nanoskalową rozdzielczością przestrzenną, w czasie rzeczywistym19,20,21. Ta ostatnia funkcja ułatwiła rozwój FFM 3D, który rozszerza pomiary AFM na trzeci wymiar przestrzenny, łącząc krzywe siły 1D z obrazowaniem topograficznym14. W szczególności końcówka uzyskuje kolejne krzywe siły na każdej współrzędnej xy, aby utworzyć mapę 3D sił wykrytych przez końcówkę na granicy faz ciało stałe-ciecz. Nowością jest to, że wystarczająco szybka i czuła końcówka może wykrywać niewielkie gradienty sił odpowiadające lokalnemu rozkładowi cząsteczek w celu odwzorowania struktury roztworu międzyfazowego.

Do tej pory, 3D FFM został opracowany tylko przez kilka grup badawczych, co naszym zdaniem nie wynika z jego ograniczeń technicznych, ale raczej z potrzeby dostosowania instrumentów we własnym zakresie do wykonywania tych pomiarów. Jednak 3D FFM został niedawno skomercjalizowany i jest teraz dostępny dla badaczy ze wszystkich odpowiednich dyscyplin. Z naukowego punktu widzenia technika ta ma szerokie i multidyscyplinarne zastosowanie. Na przykład pierwsze eksperymenty 3D FFM przeprowadzono na układach z roztworami mineralnymi15,22,23,24, gdzie ważne pytania obejmowały zrozumienie mechanizmów wzrostu i rozpuszczania kryształów, adsorpcji jonów i cząsteczek oraz roli warstw hydratacyjnych w agregacji i przyłączaniu cząstek. Udane eksperymenty zidentyfikowały atomy wapnia i magnezu w sieci krystalicznej dolomitu25, zobrazowały strukturę roztworu wokół defektów punktowych kalcytu26 oraz zobrazowały adsorpcję jonów na powierzchniach mica27,28 i fluorite24,29.

Poza wizualizacją interfejsów minerał-roztwor, FFM 3D może dostarczyć wglądu w fundamentalne pytania w fizyce powierzchni i koloidów, takie jak skalowanie oddziaływań koloidalnych krótkiego zasięgu, struktura podwójnych warstw elektrycznych na poziomie molekularnym oraz natura i pochodzenie sił solwatacji. Pomiary te mają ważne implikacje dla elektrochemii i badań nad bateriami, ponieważ 3D FFM może mapować interfejsy elektroda-elektrolit i badać ich reakcję na pola elektryczne3. Inne zastosowania w materiałoznawstwie obejmują zrozumienie zjawisk zachodzących na powierzchniach membran separacyjnych, katalizatorów heterogenicznych i powłok polimerowych. Przewidujemy, że wraz z dalszym rozwojem tej zdolności będzie ona również odgrywać ważną rolę w obrazowaniu biomolekuł i określaniu roli interakcji, jonów i cząsteczek rozpuszczalnika w ich samoorganizacji.

Jednym z kluczowych aspektów dla rozwoju interpretacji danych w 3D FFM jest porównywanie z innymi eksperymentalnymi i symulacyjnymi narzędziami, które wcześniej były używane do badania granicy faz ciało stałe-ciecz. Na przykład techniki oparte na współczynniku odbicia promieniowania rentgenowskiego lub dyfrakcji mierzą profile gęstości elektronów, które można odwzorować na rozkład jonów i cząsteczek rozpuszczalnika w funkcji wysokości od interfejsu30,31,32,33. Podejście to sprawdziło się w przypadku wielu systemów roztworów mineralnych, ale pozostaje ograniczone do dużych, atomowo gładkich powierzchni i często nie jest w stanie uzyskać danych o rozdzielczości poprzecznej. Inne techniki, takie jak spektroskopia generowania sumy częstotliwości, dostarczają dowodów na szczególne aspekty strukturyzacji rozpuszczalnika na powierzchniach mineralnych, takie jak orientacja cząsteczek rozpuszczalnika na powierzchni, ale nie bezpośrednią wizualizację struktury34,35. Co więcej, symulacje dynamiki molekularnej znacznie się rozwinęły i mogą teraz rutynowo badać profile dystrybucji rozpuszczalników na powierzchniach kryształów4,36,37,38,39. Chociaż każda z tych technik ma swoje własne wyzwania i ograniczenia, stanowią one uzupełniający się zestaw narzędzi do badania struktury rozwiązania międzyfazowego; 3D FFM jest gotowy, aby znacząco przyczynić się do tego i poszerzyć zakres układów ciało stałe-ciecz, które można badać, a także pytania badawcze, na które można odpowiedzieć.

Warunkiem wstępnym do wdrożenia FFM 3D na konkretnej próbce, jest możliwość uzyskania obrazów topograficznych o pożądanej rozdzielczości przestrzennej. Aby zapoznać się ze szczegółowym protokołem eksperymentalnym dotyczącym obrazowania AFM w wysokiej rozdzielczości, czytelnik jest odsyłany do niedawnego manuskryptu autorstwa Millera i wsp.20. W celu optymalnego działania 3D FFM zdecydowanie zaleca się najpierw opanowanie opisanej w nim techniki obrazowania w wysokiej rozdzielczości. Większość zaleceń zawartych w tym protokole ma zastosowanie i jest niezbędna dla 3D FFM. W poniższym protokole pokrótce omówiono główne etapy obrazowania w wysokiej rozdzielczości, ale skupiono się na konkretnych kwestiach dotyczących FFM 3D.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Ładowanie i kalibracja końcówki AFM

  1. Wyczyść końcówkę wspornika, zanurzając ją kolejno w wodzie i rozpuszczalnikach izopropanolowych na kilka minut, aby usunąć zanieczyszczenia i adsorbaty organiczne. Inne popularne metody czyszczenia obejmują plazmę argonową lub ultrafioletowo-ozonową obróbkę powierzchni.
    UWAGA: Zachowaj spójność w przygotowaniu próbki i wspornika podczas porównywania różnych zestawów danych. Zmiany w procesie czyszczenia mogą wpływać na właściwości końcówki, takie jak skład chemiczny powierzchni, hydrofilowość, a nawet kształt, a tym samym wpływać na mierzone siły40.
  2. Wyczyść uchwyt wspornika wodą i rozpuszczalnikami izopropanolowymi.
  3. Załaduj wspornik do uchwytu za pomocą uchwytu clamp lub śruba, jak typowe dla używanego instrumentu AFM. Podłącz uchwyt wspornika do AFM.
  4. Wyrównaj plamkę lasera na końcówce, aby zmaksymalizować sygnał odpowiedzi za pomocą oprogramowania AFM, a następnie wyzeruj sygnał odchylenia.
  5. Zmierz stałą sprężystości wspornikowej w powietrzu. W większości nowoczesnych mikroskopów etap ten jest zautomatyzowany poprzez rejestrację fluktuacji termicznych wspornika i dopasowanie pierwszego piku rezonansowego do prostego modelu oscylatora harmonicznego, wykonywanego zgodnie z protokołem producenta.
    UWAGA: Pomiar stałej sprężystości jest często pomijany w niektórych aplikacjach AFM, ale ma kluczowe znaczenie dla prawidłowej interpretacji danych 3D FFM, szczególnie do konwersji danych z obserwabli przyrządów na zmierzone siły, jak opisano w dalszej sekcji.

2. Ładowanie podłoża i roztworu

  1. Odłączyć i wyjąć uchwyt wspornika ze stolika AFM i dodać ~60 μl roztworu do obrazowania na końcówkę wspornika. Upewnij się, że końcówka jest całkowicie zanurzona w roztworze. Uważaj, aby podczas tego procesu nie tworzyć pęcherzyków powietrza.
    UWAGA: Roztwór do obrazowania może być związany z dowolnym badaniem naukowym. Jako roztwór testowy użyj [KCl] = 10 mM lub nawet czystej wody.
  2. Rozszczepić próbkę (np. mikę) bezpośrednio przed pomiarami, aby uzyskać gładką i czystą powierzchnię. Przepłukać próbkę roztworem do obrazowania, a następnie dodać ~100 μl tego samego roztworu do obrazowania na powierzchnię próbki.
    1. Umieść oczyszczone podłoże na stoliku na próbkę. Wielkość podłoża różni się w zależności od eksperymentu; Może być tak duży jak płytka o wymiarach 1 x 1cm2 lub tak mały, jak nanocząstki osadzone na powierzchni.
      UWAGA: Podobnie jak w przypadku każdego innego pomiaru AFM, czysta powierzchnia jest bardzo ważna dla uzyskania wiarygodnych danych 3D, ponieważ interfejs jest szczególnie wrażliwy na zanieczyszczenie substancjami organicznymi i innymi pozostałościami27.
  3. Zwróć i zabezpiecz uchwyt wspornikowy w swoim miejscu na scenie. Ostrożnie opuść pozycję wspornika, aż roztwór zacznie kropelkować na końcówce i próbka wejdzie w kontakt. Stolik na próbki jest sterowany przez oprogramowanie przyrządu lub za pomocą fizycznego pokrętła na korpusie urządzenia.
  4. Pozwól, aby powierzchnia próbki zrównoważyła się chemicznie i wymieniaj jony z roztworem do obrazowania przez około 10 minut.
    1. Opcjonalnie należy zdjąć końcówkę wspornika, zastąpić roztwór do obrazowania nową podwielokrotnością, zwrócić uchwyt wspornika i zbliżyć się do próbki, aż końcówka zostanie ponownie zanurzona w roztworze.

3. Ustawianie parametrów przyrządu do pomiarów AFM z modulacją amplitudy

  1. Uzyskaj kolejny wykres termiczny, gdy końcówka jest zanurzona w roztworze. W tym momencie upewnij się, że stała sprężystości jest ustalona na wartość obliczoną w kroku 1.5, podczas gdy parametr przyrządu (np. parametr AmpInVOLS) jest używany do dopasowania piku termicznego. Również w przypadku większości nowoczesnych mikroskopów krok ten jest zautomatyzowany za pomocą kilku kliknięć w sekcji wykresu termicznego w oprogramowaniu przyrządu.
    UWAGA: Ten parametr kalibruje konwersję sygnału elektronicznego wykrytego przez przyrząd na odległość końcówka-próbka w wartościach nanometrowych, dzięki czemu eksperymentator może uzyskać wiarygodne dane dotyczące położenia i odchylenia końcówki.
  2. Dostrój końcówkę wspornika, ustawiając częstotliwość sterowania (νexc) na częstotliwość rezonansową (νe), a następnie wyśrodkować przesunięcie fazowe pod kątem 90° w pobliżu częstotliwości rezonansowej. Są to parametry przyrządu, które użytkownicy mogą kontrolować za pomocą protokołu producenta podczas pracy przyrządu w trybie modulacji amplitudy.
    UWAGA: Niektóre przyrządy AFM wykorzystują wzbudzenie fototermiczne, dla którego częstotliwość rezonansowa jest taka sama jak wartość uzyskana w kroku 3.1. Ta metoda wzbudzania końcówek jest bardzo korzystna dla mapowania sił 3D, ponieważ umożliwia stabilne warunki obrazowania, nawet przy bardzo niskich amplitudach napędu.
  3. Zlokalizuj przybliżoną wysokość powierzchni próbki i ostrożnie zbliż się do końcówki, aż zetknie się z powierzchnią. W tym celu należy zmienić amplitudę wartości zadanej na około ~70% swobodnej amplitudy za pomocą parametru Wartość zadana w oprogramowaniu przyrządu. Gdy końcówka zbliża się do powierzchni, amplituda spada, aż osiągnie wartość zadaną, a tym samym jest określana jako zazębiona na powierzchni.
  4. Uzyskaj pojedynczą krzywą siły zaczynającą się w odległości ~200 nm od powierzchni. Zazwyczaj odbywa się to w panelu Siła w oprogramowaniu instrumentu. Przed wyjęciem końcówki należy ponownie dostroić i wyśrodkować przesunięcie fazowe pod kątem 90°, jak w kroku 3.2. Częstotliwość rezonansowa nieznacznie się zmniejszy z powodu interakcji końcówka-powierzchnia.
    UWAGA: Ten krok zapewnia, że podczas kolejnych pomiarów FFM 3D przesunięcie fazowe wynosi około 90 stopni w pozycji schowanej końcówki.
  5. Zmień ustawioną amplitudę na ~70% swobodnej amplitudy. Nie używaj bardzo niskich wartości zadanych (duża, przyłożona siła), ponieważ może to spowodować przedwczesne uszkodzenie końcówki.
  6. Uzyskaj obraz topograficzny. W przypadku gładkich powierzchni, takich jak mika, zacznij od obrazu o wymiarach ~20 x 20 nm2. W przypadku bardziej chropowatych powierzchni należy rozpocząć od zobrazowania większych obszarów, a następnie szybko zlokalizować atomowo gładki obszar o wymiarach 20 x 20 nm2 do zobrazowania. Dokładnie przyjrzyj się uzyskanym obrazom. W tym momencie rozdzielczość obrazowania 2D powinna być co najmniej równa pożądanej rozdzielczości mapowania siły 3D.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność, aby zminimalizować uszkodzenia poniesione przez końcówkę. Na przykład nie należy wykonywać więcej zdjęć niż jest to konieczne i używać delikatnych nastaw, dużych wzmocnień obrazu i niskich szybkości skanowania podczas obrazowania dużych i szorstkich obszarów.
  7. Korzystając z oprogramowania przyrządu, zmniejsz amplitudę napędu do około 0,25 nm, a nawet niżej, jeśli to możliwe. Odpowiednio zmniejsz wartość zadaną, aby zawsze była mniejsza niż amplituda napędu i uzyskaj obrazy testowe. Przy odpowiednim doborze końcówki i warunków obrazowania, amplituda wysterowania może zostać zmniejszona do ~0,1 nm. Należy jednak zachować ostrożność podczas obrazowania z tak małą amplitudą na szorstkiej powierzchni, topografia może uszkodzić końcówkę.
    UWAGA: Aby uzyskać lepszą rozdzielczość pionową, amplituda dysku powinna być mniejsza niż cechy rozwiązania, które próbuje się rozwiązać. Najmniejsza swobodna amplituda, którą można realistycznie osiągnąć, jest ograniczona przez szum termiczny związany z konfiguracją wspornikową i instrumentalną. Można jakościowo ocenić stosunek sygnału do szumu podczas strojenia wspornika, analizując amplitudę szczytową w porównaniu z szumem bazowym.
  8. Uzyskać pojedyncze krzywe siły, zaczynając od odległości końcówka-próbka wynoszącej 200 nm. Następnie zmniejsz odległość końcówka-próbka dla krzywych siły do 50 nm, 10 nm i na końcu 5 nm.
    UWAGA: Zoptymalizuj warunki pomiaru tak, aby amplituda w pozycji schowanej końcówki była jak najniższa (< 0,25 nm); przesunięcie fazowe w pozycji wsuniętej końcówki wynosi ~90°; Częstotliwość wzbudzenia (νExc) jest równa lub bardzo zbliżona do częstotliwości rezonansowej (νE), co upraszcza konwersję obserwabli przyrządu na zmierzone siły w późniejszych etapach; A wartość zadana jest na tyle niska, że przesunięcie fazowe (i amplituda) znacznie spada (o ~40-50%) w ciągu ostatnich kilku nanometrów pomiaru siły. Przyłożoną siłę można jeszcze bardziej zwiększyć (zmniejszyć wartość zadaną). Kompromis polega na tym, że końcówka ulega w tym procesie szybszemu uszkodzeniu.
  9. Upewnij się, że wycofałeś końcówkę po zatrzymaniu narastania krzywej siły. Jeśli końcówka pozostanie zazębiona i blisko powierzchni, może dryfować w kierunku powierzchni i rozbijać się o nią.
    UWAGA: Rysunek 1 przedstawia krzywe siły 1D dla układu muskowit-woda uzyskanego w roztworze [NaCl] = 10 mM, a konkretnie odpowiedzi fazowe (φ), amplitudy (A) i ugięcia (δ). Na tym etapie profile te powinny wykazywać cechy docelowe na mapach 3D i przejawiające się jako cechy oscylacyjne, które są w większości oczywiste na krzywej fazowej. Należy pamiętać, że współrzędna wysokości dla tych nieprzetworzonych danych jest dowolna. Więcej szczegółów na temat przetwarzania i analizy danych znajduje się w dalszej części.

4. Pobieranie map sił 3D

UWAGA: Znalezienie optymalnych parametrów dla pomiarów FFM 3D będzie zależało od powierzchni próbki, końcówki wspornika i rozwiązania do obrazowania. Ogólne wytyczne stanowią punkt wyjścia, ale odpowiednie parametry dla każdej próbki będą wymagały uzyskania i przeanalizowania zestawów danych o różnych warunkach pomiaru. Poniższe kroki pokazują, jak uzyskać mapy sił 3D dla systemu wody mineralnej. Wszystkie parametry opisane w krokach 4.2 - są ustawiane za pomocą oprogramowania przyrządu.

  1. Wykonaj wszystkie czynności opisane w sekcjach 2 i 3.
  2. Ustawić odległość końcówka-próbka (z) na 2-5 nm. Odległość ta jest wystarczająca do rozróżnienia cech roztworu międzyfazowego, ponieważ końcówka znajduje się blisko powierzchni, a także pozwala końcówce zrównoważyć się z roztworem masowym, gdy cofa się do najdalszej pozycji.4.3.
  3. Ustaw obszar skanowania jako 3 x 3 nm2 lub 10 x 10 nm2, z rozdzielczością 64 x 64 pikseli2 -128 x 128 pikseli2,
    UWAGA: Inne zastosowania, takie jak obrazowanie biomolekuł, mogą wymagać większych rozmiarów skanów we wszystkich trzech wymiarach przestrzennych.
  4. Ustaw szybkość akwizycji krzywej siły na 200-800 Hz, co odpowiada 15-120 s na zestaw danych 3D. Najlepiej zmniejszyć tę liczbę tak bardzo, jak to możliwe, aby zminimalizować zniekształcenia obrazu i dryf termiczny końcówki, zachowując jednocześnie przyzwoitą rozdzielczość w kierunku z. Dla tych szybkości skanowania i wymiarów, po przetworzeniu danych uzyskuje się 50-100 pix/nm w kierunku z, co zwykle wystarcza do rozpoznania międzyfazowej struktury roztworu.
  5. Jako punkt wyjścia wybierz wartość zadaną, tak aby przesunięcie fazowe rutynowo spadało do ~50-60° na każdej krzywej siły. Wartość zadaną można zdefiniować jako zaledwie 50% amplitudy swobodnej. Zależy to jednak przede wszystkim od rodzaju mierzonej próbki i będzie wymagało prób i błędów. Na przykład użycie niskiej wartości zadanej (wysokiego ciśnienia) może uszkodzić końcówkę lub zdeformować powierzchnię w przypadku miękkich cząsteczek. Z drugiej strony, wysoka wartość zadana (niskie ciśnienie) może nie wystarczyć do penetracji i sondowania warstw hydratacyjnych.
  6. Sprawdź, czy oprogramowanie rejestruje cztery kluczowe obserwable, które są potrzebne do analizy danych AFM z modulacją amplitudy: wysokość końcówki, amplituda, faza i ugięcie. Należy pamiętać, że może istnieć wiele kanałów danych do śledzenia wysokości końcówki w zależności od instrumentu i oprogramowania. Ponieważ 3D FFM wymaga bardzo wysokiej rozdzielczości, ważne jest, aby używać najgładszych profili wysokości końcówki z najmniejszym nakładanym szumem elektronicznym z instrumentu. Oprócz rejestrowania tych kluczowych zmiennych, inne parametry operacyjne i metadane są niezbędne do analizy i rekonstrukcji sił wywieranych na końcówkę (zwykle domyślnie zapisywanych w pliku danych), jak omówiono w dalszej sekcji.
    UWAGA: 3D FFM został zademonstrowany zarówno w trybie AFM z modulacją amplitudy, jak i z modulacją częstotliwości. Jeśli chodzi o jakość i analizę danych, obie metody są równoważne. W związku z tym preferowany tryb pracy pozostawia się uznaniu i doświadczeniu eksperymentatora. Jedną z możliwych zalet trybu modulacji amplitudy jest stabilność końcówki na większych odległościach z, co pozwala użytkownikowi uzyskać dane 3D rozciągające się na >10 nm w głąb roztworu. Dla porównania, jedną z wad tego trybu jest obrazowanie miękkich cząsteczek o skalach czasu relaksacji wolniejszych niż ruch wspornikowy. To ostatnie zastosowanie stanowi dla FFM okazję do zbadania relaksacji międzyfazowej w miękkim materiale i lepkich cieczach. W takich przypadkach zmierzone profile amplitudy mogą wykazywać histerezę w cyklach podejścia i wycofywania, co stwarza niepewność co do rzeczywistej wysokości końcówki.

5. Przetwarzanie danych mapy sił 3D

UWAGA: Następujące kroki można wykonać w preferowanym oprogramowaniu do analizy danych, korzystając z kodów generowanych wewnętrznie lub alternatywnie, korzystając z plików przetwarzania danych zawartych w Informacjach Pomocniczych.

  1. Załaduj surowe dane do preferowanego oprogramowania analitycznego w celu obliczeń i wizualizacji.
    UWAGA: Wymagane obiekty obserwacyjne do analizy to amplituda (A), przesunięcie fazowe (φ) i ugięcie końcówki (δ) w funkcji przemieszczenia wysokości (z), a także właściwości końcówki, takie jak częstotliwość rezonansowa (νe), stała sprężystości (k) i współczynnik jakości (Q). Inne parametry operacyjne obejmują wymiary skanowania, szybkość skanowania, częstotliwość wzbudzenia końcówki (νexc) i amplitudę napędu (A0). Ta ostatnia wartość jest zwykle rejestrowana w jednostkach napięcia, ale można ją łatwo przeliczyć na nanometry na podstawie wartości kalibracji uzyskanej w kroku 3.1.
  2. Wyodrębnij równoważny obraz topograficzny ze zbioru danych 3D, rejestrując najdalsze przemieszczenie wysokości końcówki na każdej współrzędnej xy. Korzystając z tych danych, oblicz nachylenie próbki, dopasowując linie proste do profili średniej wysokości zarówno w kierunkach skanowania x, jak i y. Nawet jeśli powierzchnia jest atomowo gładka, taka jak mika, oczekuje się nachylenia próbki o kilka stopni, a odpowiednie nachylenie wysokości powinno być uwzględnione przed analizą danych.
    UWAGA: W większości nowoczesnych instrumentów ten krok jest zautomatyzowany w przypadku zwykłego obrazowania topograficznego, ale powinien być wykonany ręcznie w przypadku danych 3D FFM. Oczywiście ta metoda powinna zostać nieco zmodyfikowana, jeśli użytkownik mierzy bardziej złożone powierzchnie, takie jak kryształy o wielostopniowych krawędziach.
  3. Linearyzuj profile przemieszczenia wysokości. Przypomnijmy, że końcówka w 3D FFM podąża podobnymi trajektoriami sinusoidalnymi w każdym cyklu podejścia i cofania. Jednak najdalszy zasięg końcówki różni się w zależności od tego, w którym miejscu krystalograficznym ląduje, a zarejestrowane wysokości końcówki nie są oczywiście identyczne z ostatnią znaczącą cyfrą. W związku z tym wartości wysokości mierzone we wszystkich trajektoriach końcówek są dyskretyzowane, aby uzyskać pojedynczy, liniowy profil z dla wszystkich krzywych siły.
    UWAGA: Rozmiar pojemnika zależy od parametrów pomiarowych i skali długości interesujących obiektów. Dla większości zastosowań 0,2 A jest wystarczającą rozdzielczością wysokości. Wartość ta jest ponad dziesięć razy mniejsza niż wielkość cząsteczki wody; Używanie mniejszych rozmiarów pojemników nie zapewnia korzyści i w rzeczywistości mieści się w mechanicznym i elektronicznym szumie instrumentu.
  4. Oblicz średnie obserwowalne wartości odpowiadające przedziałom wysokości dla każdej pojedynczej krzywej siły. Ta metoda tworzy objętość 3D danych o fazie/amplitudzie, które można łatwo kroić i wizualizować w dowolnym kierunku.
    UWAGA: Zasadniczo profile sił od podejścia końcówki i wciągania powinny być podobne. Można by sprawdzić, czy bardziej odpowiednie jest wykorzystanie danych z jednego z nich, czy z obu, w zależności od konkretnej próby. W szczególności biomolekuły i bardziej miękkie większe cząsteczki mogą wykazywać efekty histerezy w cyklach zbliżania się / cofania. W takim przypadku zaleca się, aby użytkownik zmodyfikował warunki obrazowania zgodnie z powyższym opisem.
  5. Dostosuj profile wysokości, biorąc pod uwagę ugięcie końcówki. Ten krok jest opcjonalny i pozostawiony do uznania użytkownika. Na przykład w przypadku wsporników o dużych stałych sprężystości (>200 N/m) ugięcie końcówki w rozcieńczonym roztworze soli jest zwykle mniejsze niż <0,08 A. co nie ma znaczącego wpływu na dane.
    UWAGA: Na podstawie konkretnej próbki użytkownik może albo 1) pominąć ugięcie końcówki dla bardzo sztywnych wsporników po dwukrotnym sprawdzeniu, czy ich wpływ jest znikomy, 2) skorygować wysokość końcówki za pomocą profilu ugięcia uśrednionego z całego zestawu danych, 3) skorygować wysokość końcówki dla każdej pojedynczej krzywej siły, korzystając z odpowiednich danych ugięcia końcówki z tej krzywej siły. Ta ostatnia opcja jest intuicyjnie najbardziej "poprawna" i powinna być stosowana, gdy tylko jest to możliwe, ale takie podejście często wprowadza więcej szumu w danych, który przeważa nad wartością tej korekty.
  6. Wygładź zestaw danych za pomocą filtru mediany 3D. W większości przypadków ten opcjonalny krok zmniejsza szumy bez uszczerbku dla rozdzielczości. Przydatne jest również zachowanie wersji niefiltrowanych danych w celu sprawdzenia spójności podczas późniejszych kroków analizy. Co więcej, użytkownik może zapoznać się z bardziej zaawansowanymi metodami filtrowania, takimi jak metody oparte na analizie głównych składowych, które są łatwo dostępne w większości programów do przetwarzania danych.
  7. Zapisz przetworzone wyniki, a także przydatne metadane (parametry pomiarowe ważne dla przekształcenia obserwabli AFM w siłę końcówka-próbka) w pliku danych, który można wykorzystać do późniejszej analizy.
    UWAGA: Trzy pliki przetwarzania danych podane w Informacjach uzupełniających mogą być używane do wykonywania funkcji wymienionych w tym rozdziale. Pierwszy plik ładuje nieprzetworzone dane 3D FFM i tworzy plik hdf5, który zawiera odpowiednie dane i metadane; Jest to po prostu przeniesienie danych do bardziej przyjaznego dla użytkownika pliku, do którego można łatwiej uzyskać dostęp w celu przetworzenia. Drugi plik przetwarza dane pierwotne zgodnie z krokami opisanymi powyżej, wyodrębniając obraz o równoważnej wysokości, linearyzując profile przemieszczenia wysokości, sortując wartości danych w odpowiednich przedziałach wysokości, wygładzając zestaw danych za pomocą filtru i zapisując przetworzone wyniki w pliku danych wyjściowych. Użytkownik może również aktywować niektóre funkcje, aby wykreślić przykładowe krzywe siły (surowe i przetworzone), warstwy xz/xy oraz poprawkę na nachylenie podłoża, a także wykonać inne kontrole spójności przetwarzania końcowego. Te skrypty przetwarzania danych są przyjazne dla użytkownika i opatrzone adnotacjami, pokazując dokładne kroki, które użytkownicy muszą wykonać, aby dostosować parametry i wyodrębnić dane z surowych plików instrumentów.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 2A przedstawia schemat mapowania siły 3D. Podobnie jak w przypadku innych technik AFM działających w trybie modulacji amplitudy, oscylacyjny wspornik jest skanowany na powierzchni. Oprócz wysokości końcówki na każdej współrzędnej, dane obserwacyjne instrumentu, takie jak przesunięcie fazowe i amplituda, są zbierane, gdy końcówka zbliża się i chowa od powierzchni. Rezultatem jest zestaw danych 3D obserwabli - w szczególności amplitudy oscylacji, przesunięcia fazowego i ugięcia końcówk...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wybieranie końcówki AFM
Podobnie jak w przypadku każdej aplikacji AFM, kluczowymi cechami końcówki sondy są częstotliwość rezonansowa, rozmiar wspornika, promień końcówki, materiał końcówki i stała sprężystości. Prawie cała dotychczasowa literatura dotycząca 3D FFM donosiła o użyciu sztywnych końcówek o wysokiej częstotliwości. Najczęstszymi przykładami są końcówki na bazie krzemu (np. AC55TS, PPP-NCH, Tap300-G itp.), które można wykorzystać w ich wyższych trybach rezonansowych14

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych lub innych konfliktów interesów.

Acknowledgements

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy dr Marcie Kocun (Asylum Research), dr Takeshi Fukuma (Kanazawa), dr Ricardo Garcii (CSIC Madrid), dr Angelice Kühnle (Bielefeld), dr Ralf Bechstein (Bielefeld), Sebastienowi Seibertowi (Bielefeld) i dr Hiroshi Onishi (Kobe) za przydatne dyskusje.

Rozwój eksperymentalnego protokołu 3D FFM był wspierany w ramach IDREAM (Interfacial Dynamics in Radioactive Environments and Materials), Energy Frontier Research Center finansowanego przez Departament Energii Stanów Zjednoczonych (DOE), Biuro Nauki (SC), Biuro Podstawowych Nauk Energetycznych (BES). Opracowanie kodu analizy danych 3D FFM było wspierane przez Program Badawczo-Rozwojowy Kierowany przez Laboratorium (LDRD) w Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) w ramach programu Linus Pauling Distinguished Postdoctoral Fellowship, za który E.N. jest wdzięczny. Rozwój możliwości pomiarowych 3D FFM został przeprowadzony w PNNL przy wsparciu Wydziału Inżynierii Materiałowej i Programu Nauk o Syntezie i Przetwarzaniu BES. PNNL jest wieloprogramowym krajowym laboratorium prowadzonym dla DOE przez Battelle Memorial Institute na podstawie umowy nr. DEAC05-76RL0-1830.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Końcówka AFM AC55TSOlympus
Cypher VRS Mikroskop sił atomowychBadania nad azylem Końcówka
PPP-NCH AFMNanosensory
Końcówka Tap300-G AFMCzujniki
USC-F5-k30-10 Końcówka AFMNanoworld
(Uwaga: wymagana jest tylko jedna z opcji końcówki AFM)
budżetowe

References

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Israelachvili, J. N. Intermolecular and Surface Forces. Third edition. , Academic Press. (2011).
  2. Israelachvili, J. N., Pashley, R. M. Molecular layering of water at surfaces and origin of repulsive hydration forces. Nature. 306, (1983).
  3. Bentley, C. L., Kang, M., Unwin, P. R. Nanoscale surface structure-activity in electrochemistry and electrocatalysis. Journal of American Chemical Society. 141, 2179-2193 (2019).
  4. Bourg, I. C., Lee, S. S., Fenter, P., Tournassat, C. Stern layer structure and energetics at mica-water interfaces. Journal of Physical Chemistry C. 121, 9402-9412 (2017).
  5. Lee, S. S., Fenter, P., Nagy, K. L., Sturchio, N. C. Real-time observation of cation exchange kinetics and dynamics at the muscovite-water interface. Nature Communications. 8, 15826(2017).
  6. Suo, L., et al. "Water-in-salt" electrolyte makes aqueous sodium-ion battery safe, green, and long-lasting. Advanced Energy Materials. 7, 1701189(2017).
  7. Magnussen, O. M., Gross, A. Toward an atomic-scale understanding of electrochemical interface structure and dynamics. Journal of American Chemical Society. 141, 4777-4790 (2019).
  8. Chen, J., et al. Building two-dimensional materials one row at a time: Avoiding the nucleation barrier. Science. 362, 1135-1139 (2018).
  9. Nakouzi, E., et al. Impact of solution chemistry and particle anisotropy on the collective dynamics of oriented aggregation. ACS Nano. 12, 10114-10122 (2018).
  10. De Yoreo, J. J., et al. Crystallization by particle attachment in synthetic, biogenic, and geologic environments. Science. 349, (2015).
  11. Liu, L., et al. Connecting energetics to dynamics in particle growth by oriented attachment using real-time observations. Nature Communications. 11, 1045(2020).
  12. Lee, J., et al. Mechanistic understanding of the growth kinetics and dynamics of nanoparticle superlattices by coupling interparticle forces from real-time measurements. ACS Nano. 12, 12778-12787 (2018).
  13. Lee, J., et al. Interplay between short- and long-ranged forces leading to the formation of Ag nanoparticle superlattice. Small. 15, 1901966(2019).
  14. Fukuma, T., Garcia, R. Atomic- and molecular-resolution mapping of solid-liquid interfaces by 3D atomic force microscopy. ACS Nano. 12, 11785-11797 (2018).
  15. Herruzo, E. T., Asakawa, H., Fukuma, T., Garcia, R. Three-dimensional quantitative force maps in liquid with 10 piconewton, angstrom and sub-minute resolutions. Nanoscale. 5, 2678-2685 (2013).
  16. Zhang, X., et al. Direction-specific interaction forces underlying zinc oxide crystal growth by oriented attachment. Nature Communications. 8, 835(2017).
  17. Li, D., et al. Trends in mica-mica adhesion reflect the influence of molecular details on long-range dispersion forces underlying aggregation and coalignment. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 114, 7537-7542 (2017).
  18. Eaton, P., West, P. Atomic Force Microscopy. , Oxford University Press. (2018).
  19. Fukuma, T., Kobayashi, K., Matsushige, K., Yamada, H. True atomic resolution in liquid by frequency-modulation atomic force microscopy. Applied Physics Letters. 87, 034101(2005).
  20. Miller, E. J., et al. Sub-nanometer resolution imaging with amplitude-modulation atomic force microscopy in liquid. Journal of Visualized Experiments. (118), e54924(2016).
  21. Legg, B. A., et al. Visualization of aluminum ions at the mica water interface links hydrolysis state-to-surface potential and particle adhesion. Journal of the American Chemical Society. 142, 6093-6102 (2020).
  22. Fukuma, T., Ueda, Y., Yoshioka, S., Asakawa, H. Atomic-scale distribution of water molecules at the mica-water interface visualized by three-dimensional scanning force microscopy. Physical Review Letters. 104, 016101(2010).
  23. Fukuma, T., et al. Mechanism of atomic force microscopy imaging of three-dimensional hydration structures at a solid-liquid interface. Physical Review B. 92, 155412(2015).
  24. Miyazawa, K., et al. A relationship between three-dimensional surface hydration structures and force distribution measured by atomic force microscopy. Nanoscale. 8, 7334-7342 (2016).
  25. Songen, H., et al. Chemical identification at the solid-liquid interface. Langmuir. 33, 125-129 (2017).
  26. Songen, H., et al. Resolving point defects in the hydration structure of calcite (10.4) with three-dimensional atomic force microscopy. Physical Review Letters. 120, 116101(2018).
  27. Martin-Jimenez, D., Chacon, E., Tarazona, P., Garcia, R. Atomically resolved three-dimensional structures of electrolyte aqueous solutions near a solid surface. Nature Communications. 7, 12164(2016).
  28. Martin-Jimenez, D., Garcia, R. Identification of single adsorbed cations on mica-liquid interfaces by 3D force microscopy. Journal of Physical Chemistry Letters. 8, 5707-5711 (2017).
  29. Miyazawa, K., Watkins, M., Shluger, A. L., Fukuma, T. Influence of ions on two-dimensional and three-dimensional atomic force microscopy at fluorite-water interfaces. Nanotechnology. 28, 245701(2017).
  30. Fenter, P., Kerisit, S., Raiteri, P., Gale, J. D. Is the calcite-water interface understood? Direct comparisons of molecular dynamics simulations with specular X-ray reflectivity data. Journal of Physical Chemistry C. 117, 5028-5042 (2013).
  31. Pintea, S., de Poel, W., de Jong, A. E. F., Felici, R., Vlieg, E. Solid-liquid interface structure of muscovite mica in SrCl2 and BaCl2 solutions. Langmuir. 34, 4241-4248 (2018).
  32. Garcia, N., Raiteri, P., Vlieg, E., Gale, J. Water structure, dynamics and ion adsorption at the aqueous {010} brushite surface. Minerals. 8, 334(2018).
  33. Bracco, J. N., et al. Hydration structure of the barite (001)-water Interface: Comparison of X-ray reflectivity with molecular dynamics simulations. Journal of Physical Chemistry C. 121, 12236-12248 (2017).
  34. Tuladhar, A., Piontek, S. M., Borguet, E. Insights on interfacial structure, dynamics, and proton transfer from ultrafast vibrational sum frequency generation spectroscopy of the alumina(0001)/water interface. Journal of Physical Chemistry C. 121, 5168-5177 (2017).
  35. Dewan, S., Yeganeh, M. S., Borguet, E. Experimental correlation between interfacial water structure and mineral reactivity. Journal of Physical Chemistry Letters. 4, 1977-1982 (2013).
  36. Spijker, P., et al. Understanding the interface of liquids with an organic crystal surface from atomistic simulations and AFM experiments. Journal of Physical Chemistry C. 118, 2058-2066 (2014).
  37. Kerisit, S., Okumura, M., Rosso, K., Machida, M. Molecular simulation of cesium adsorption at the basal surface of phyllosilicate minerals. Clays and Clay Minerals. 64, 389-400 (2016).
  38. Kerisit, S. N., De Yoreo, J. J. Effect of hydrophilicity and interfacial water structure on particle attachment. Journal of Physical Chemistry C. 124, 5480-5488 (2020).
  39. Willemsen, J. A. R., Myneni, S. C. B., Bourg, I. C. Molecular dynamics simulations of the adsorption of phthalate esters on smectite clay surfaces. Journal of Physical Chemistry C. 123, 13624-13636 (2019).
  40. Voïtchovsky, K. High-resolution AFM in liquid: What about the tip. Nanotechnology. 26, 100501(2015).
  41. Fukuma, T., Onishi, K., Kobayashi, N., Matsuki, A., Asakawa, H. Atomic-resolution imaging in liquid by frequency modulation atomic force microscopy using small cantilevers with megahertz-order resonance frequencies. Nanotechnology. 23, 135706(2012).
  42. Seibert, S., Klassen, S., Latus, A., Bechstein, R., Kuhnle, A. Origin of ubiquitous stripes at the graphite-water interface. Langmuir. 36, 7789-7794 (2020).
  43. Songen, H., Bechstein, R., Kuhnle, A. Quantitative atomic force microscopy. Journal of Physics: Condensed Matter. 29, 274001(2017).
  44. Payam, A. F., Martin-Jimenez, D., Garcia, R. Force reconstruction from tapping mode force microscopy experiments. Nanotechnology. 26, 185706(2015).
  45. Araki, Y., Sekine, T., Chang, R., Hayashi, T., Onishi, H. Molecular-scale structures of the surface and hydration shell of bioinert mixed-charged self-assembled monolayers investigated by frequency modulation atomic force microscopy. RSC Advances. 8, 24660-24664 (2018).
  46. Asakawa, H., Yoshioka, S., Nishimura, K. -i, Fukuma, T. Spatial distribution of lipid headgroups and water molecules at membrane water interfaces visualized by three-dimensional scanning force microscopy. ACS Nano. 10, 9013-9020 (2012).
  47. Nakouzi, E., et al. Moving beyond the solvent-tip approximation to determine site-specific variations of interfacial water structure through 3D force microscopy. Journal of Physical Chemistry C. 125, 1282-1291 (2020).
  48. Watkins, M., Reischl, B. A simple approximation for forces exerted on an AFM tip in liquid. Journal of Chemical Physics. 138, 154703(2013).
  49. Kaggwa, G. B., Nalam, C. P., Kilpatrick, J. I., Spencer, N. D., Jarvis, S. P. Impact of hydrophilic/hydrophobic surface chemistry on hydration forces in the absence of confinement. Langmuir. 28, 6589-6594 (2012).
  50. Miyazawa, K., et al. Tip dependence of three-dimensional scanning force microscopy images of calcite-water interfaces investigated by simulation and experiments. Nanoscale. 12, 12856-12868 (2020).
  51. Umeda, K., et al. Atomic-resolution three-dimensional hydration structures on a heterogeneously charged surface. Nature Communications. 8, 2111(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Solid Liquid InterfacesSolution StructureThree Dimensional MappingFast Force MappingAtomic Force MicroscopyInterfacial VisualizationTip Sample Force MapsSurface ScienceData ProcessingCrystallography Chemistry
Video Coming Soon

Related Articles